Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
JoVE Journal Engineering
Click here for the English version

Engineering

Sub-nanometer Resolution Imaging med Amplitude-modulasjon Atomic Force Microscopy i væske

Published: December 20, 2016 doi: 10.3791/54924
Automatic Translation
*1, *1, 1, 1, 1, 1
1Physics Department, Durham University
* These authors contributed equally

Summary

Vi presenterer en metode for å oppnå sub-nanometer oppløsning med amplitude-modulasjon (tappe modus) atomic force mikroskopi i væske. Metoden er vist på kommersielle atomkraftmikroskop. Vi forklare begrunnelsen bak våre valg av parametere og foreslå strategier for oppløsning optimalisering.

Introduction

Siden oppfinnelsen sin, tre tiår siden, har atomic force mikroskopi (AFM) en etablert seg som en teknikk av valget for å undersøke prøvene på nanonivå, spesielt der gjennomsnitt over makroskopiske flater er ikke mulig og lokal informasjon er nødvendig. I en typisk AFM måling, er nedbøyningen av en fleksibel cantilever benyttes for å kvantifisere interaksjonen kraften mellom et lite antall molekyler og en Ultra spiss montert på enden av braket. Avhengig av typen av interaksjoner og tidsrammene i betraktning, kan et bredt spekter av informasjon utledes, herunder de viskoelastiske egenskapene til myke biologiske membraner 2,3, styrken av et enkelt kjemisk eller molekylær binding 4,5, de atomiske detaljer om en flate 6 - 8, den magnetiske 9, kapasitive 10, gjennomfører 11, termisk 12,13 og kjemiske 14 egenskaper av prøvene 16 og i flere miljøer som vakuum 17, gass 11,18 eller væske 19,20, fordi det ikke er avhengig av en bestemt kraft mellom sonde og prøve .

I praksis vil imidlertid, som opererer AFM til annet enn omgivelsesforhold kan være utfordrende og mange publiserte resultater fremdeles oppnås i luft. En ytterligere vanskelighet kommer fra det faktum at det vanligvis er nødvendig å operere AFM i dynamisk modus (vibrerende spiss) for å bevare både spissen og prøven ved å unngå store friksjonskrefter. Selv om mer utfordrende, kan dynamisk drift i prinsippet gi mer informasjon om prøven analysert, og uten tap av romlig oppløsning. I løpet av det siste tiåret, har feltet dynamisk AFM i flytende sett viktige utviklingstrekk, fra bruk av video-rate AFM 21 - 23, til flerfrekvensmålinger 26 - 31. AFM drift mens nedsenket i væske er nå rutinemessig brukt i biologi og biofysikk 32-36, polymer forskning 37, elektrokjemi 38-40 og solid væske grensesnitt karakterisering 41-44. Tilstedeværelsen av væske rundt den vibrerende cantilever endrer betydelig dens dynamikk 45 samt samspillet mellom spissen og prøven 29,42. Når den brukes på riktig måte, kan væsken utnyttes for å forbedre bildeoppløsningen 26,29, med en typisk forbedring av nesten en størrelsesorden i forhold til den beste oppløsningen oppnådd i omgivelsesbetingelser 46.

I AFM, den høyeste romlig oppløsning oppnåelig for en bestemt måling avhenger både av kvaliteten av AFM selv og arten av than interaksjon analysert 20,47,48. På det nåværende tidspunkt, mest high-end, kommersielt tilgjengelige AFMs dagens støynivå som er nær det av termisk grense 12 så den avgjørende faktor for oppløsning er vanligvis tip-prøven interaksjon. Det er effektivt den romlige gradient av dette samspillet som bestemmer vedtak: målinger basert på korte avstander, raskt råtnende samhandling produsere høyere oppløsning resultater enn når lengre rekkevidde interaksjoner er på spill. I væske, kan solvatisering krefter forbedre avbildning oppløsning fordi de har en tendens til å forsvinne i løpet av bare noen få molekylære diametere på væsken (typisk <1 nm) når det beveger seg bort fra overflaten av prøven 49. Disse krefter stammer fra interaksjonen mellom væskemolekylene og overflaten av prøven. En væske med en sterk affinitet for overflaten vil ha en tendens til å være mer ordnet og mindre mobile enn væskemassen ved grenseflaten med prøven 29,42,50. Som et resultat,det vil ta mer energi for en vibrerende AFM spissen for å fortrenge grenseflate flytende molekyler enn bulk væske 42, rende målingen svært følsom for lokale variasjoner i grenseflate flytende egenskaper på nanonivå -the desolvatiserende landskapet.

For å kunne utnytte solvatisering styrker, flere praktiske aspekter må tas i betraktning. Først oscillasjonen amplituden av spissen må være sammenlignbare med området for de solvatisering krefter, typisk <1 nm. For det andre, den væske som anvendes må danne en veldefinert oppløsnings landskap ved overflaten av prøven. Makroskopisk, er dette ekvivalent med å kreve en "fukting" væske for prøven vurderes. For eksempel, i vann, er det lettere å oppnå molekylært nivå oppløsning av hydrofil glimmer enn på hydrofob grafitt 42,51. Endelig må fjærkonstanten av braketstøtte spissen velges hensiktsmessig 52,53. Når du arbeider i disse condene, ikke AFM ikke bare gi molekylnivå av grenseflaten, men det utledes informasjon om de lokale prøve-væske affinitet som kan brukes for å få kjemisk informasjon om prøvens overflate 54.

De mest vanlige dynamiske driftsformer for AFM i væske er amplitude-modulasjon (AM, også "tappe mode ') AFM og frekvens-modulasjon (FM) AFM. I det første tilfellet 55, spissen raster-avsøker prøven mens dens vibrasjon amplitude holdes konstant ved hjelp av en tilbakekoblingssløyfe som kontinuerlig re-justerer tip-prøven avstand. Et topografisk bilde av prøven er hentet fra den korreksjon som utøves av tilbakekoblingssløyfen. I FM-AFM 28,41,56, er det oscillasjonsfrekvensen av braket / spiss som holdes konstant, mens spissen avsøker prøven. Begge teknikkene gir sammenlign topografisk oppløsning i flytende 36,57. Kvantifisering av tuppen-prøven interaksjon har en tendens til å være mer Straightforward og nøyaktig i FM-AFM, men AM-AFM er enklere å implementere, mer robust, og gjør det mulig å arbeide med mykere bommer, noe nyttig for å studere lett deformerbare eller ømfintlige prøver. Betydelig, er AM-AFM mer utbredt blant AFM brukere, blant annet av historiske årsaker, men også på grunn av det faktum at det er teknisk enklere å kontrollere.

Selv om amplitude holdes konstant ved hjelp av tilbakekoblingssløyfen i løpet av AM-AFM avbildning, blir faseforsinkelse mellom spissen oscillasjon og den drivende svingning tillates å forandre seg fritt. Fase-lag kan gi nyttig informasjon om tip-prøven interaksjoner, er relatert til energi utsvevende under svinging av tuppen på grensesnittet med prøven 58. Derfor fase-avbildning kan bli kjøpt samtidig for å topografisk bildebehandling, og er ofte komplementære i å synliggjøre mangfoldet i en prøveflate. Fase avbildning har vært benyttet for forskjellige kartlegging av interaksjoner, inkludert direct kartlegging av vedheft energi 42, viskoelastiske egenskaper 58 og hydrering landskapet i et grensesnitt 44.

I praksis å oppnå bilder med høy oppløsning i flytende forblir ikke-triviell på grunn av det store antall parametere for å kontrollere, og fraværet av en enkel, systematisk protokoll som virker i enhver situasjon. Bildekvaliteten avhenger typisk av størrelses cantilever geometri og elastisitet, spissen kjemi, oscillasjonen amplitude, og prøven stivhet, blant andre 55. AFM-målinger er også, ved definisjon, perturbative til systemet. Som et resultat, kan endring av avbildnings variabler og miljømessige forhold uten egnede hensyn føre til vanskeligheter i reproduserbarhet og / eller misrepresentative observasjoner og falske resultater.

Her presenterer vi vår protokoll for å oppnå høyoppløselige bilder av harde og myke prøver i løsningen, ved hjelp av kommersielle instrumenter som brukes i amplitude-modulasjon. Vårt mål er å tilby en praktisk fremgangsmåte for å optimalisere de viktigste parametrene egnet til å påvirke oppløsningen over forskjellige prøver, forklarer i hvert fall begrunnelsen for våre valg fra de fysiske prinsipper som ligger til grunn bildeprosessen. Vi detalj en steg-for-steg tilnærming, fra underlaget rengjøring og klargjøring, til valg av cantilever, justering av bildeparametere og feilsøking vanlige problemer. Å forklare den vitenskapelige begrunnelsen bak våre valg og prosedyrer for høy oppløsning bør bidra til å gjøre rasjonelle valg når tilpasse metodikk, og fungere som et utgangspunkt for bildebehandling nye systemer.

I denne teksten bruker vi AM å referere til amplitude-modulasjon drift som en AFM. Vi viser til tilbakemeldinger parameter holdt konstant under enten cantilever nedbøyning (kontaktmodus) eller oscillasjon amplitude (AM-modus) som børverdien. I AM modus er cantilever eksternt drevneenten ved hjelp av en akustisk oscillasjon eller av en pulset laser fokusert på undersiden av braket. Stasjonen amplitude er intensiteten av det ytre oscillerende signal. Den absolutte verdi av driv amplitude som kreves for å oppnå en gitt amplitude svingning av braket avhenger av mange parametere så som metoden for kjøring (akustiske, fototermiske eller magnetisk), cantilever fiksering og parametre (stivhet, geometri) og laser justering. Den nøyaktige verdi av driv amplituden er derfor ikke relevant, men det er tilpasset i hvert forsøk, slik som å tilveiebringe en passende (og kvantifiserbare) oscillasjon amplituden av braket. Når den drevne cantilever er langt borte fra prøven, og ingen dempning av dens vibrasjon foregår gjennom tipp-prøvevekselvirkninger, er dens svingn amplitude kalles den frie svingning amplitude. Som den vibrerende spiss nærmer seg overflaten av prøven, starter sin amplitude for å minke. Hvis tilbakemeldingene er aktivert, vil z-piezo Constantly re-justere sin utvidelse, slik at til kjølen valgt nominell verdi amplitude, konstant. Børverdien er normalt alltid mindre enn den frie amplitude. Det er vanlig å referere til børverdien forhold, forholdet mellom innstillingsverdien amplitude (avbildning amplitude) over den frie amplitude. Jo mindre nominell verdi ratio, strengere imaging forholdene er.

Protocol

1. Rengjøring av verktøy og andre overflater

MERK: Når du sikter til høy oppløsning, kan enhver form for forurensning ha uheldige konsekvenser. Det er derfor nødvendig å sikre at alle de verktøyene som brukes til å manipulere prøven, substrat eller AFM tips er grundig rengjort. Det følgende gjelder for enhver overflate eller instrument (f.eks pinsett) som kan komme i kontakt med prøven, konsoll eller AFM celle, inkludert prøven fasen selv.

  1. Bad-sonikere instrumentene i ultrarent vann (18,2 Megohm, <5 ppm Organics), etterfulgt av isopropanol (99,7% renhet), etterfulgt av igjen ultrarent vann, hver på 10 min. Når det er mulig, bruke isopropanol under en avtrekkshette for å redusere innånding av damp.
  2. Til tørrhet under en nitrogenstrøm.
  3. Hvis full neddykking ikke er mulig (for eksempel for cantilever holder / elektronikk), fysisk ren overflaten ved å tørke med ett lag, lav-lo vev (light-duty vev vindusviskere) dynket i ultrapure vann, isopropanol og ultrarent vann, sekvensielt. La overflaten tørke i luft (vanligvis innen 15 til 30 minutter).

2. Forbehandling

MERK: Underlaget betegner den faste overflate direkte støtte for prøvene, typisk i fysisk kontakt med både de AFM skanneren og prøven. De fleste AFMs har en magnetisk montering og stål-plater kan anvendes, men den samme protokollen er også velegnet for substrater som for eksempel glassplater. Her forutsetter vi en ståldisken som en glimmer disk er festet. Målet med denne prosedyren er å begrense så mye som mulige eksterne kilder til forurensning som kan påvirke bilde. Hansker skal brukes til enhver tid.

  1. Bad-sonikere stålprøveskiven i ultrarent vann (18,2 Megohm), etterfulgt av isopropanol, og til slutt ved ultrarent vann igjen, hver i 10 min.
  2. Tørk platene under nitrogenstrømning.
  3. Forbered en liten mengde epoxy lim med reagenser blandet grundig og sted ~ 1081; l på stålplaten.
  4. Påføre substratet (muskovitt glimmer, SiO 2 krystall, glass, etc.) til stålskiven ved påføring av trykk på substratet. La epoksyen herde i flere timer ved forhøyet temperatur (se produsentens spesifikasjoner).
  5. Sikre at ingen epoksy er direkte utsatt for luft, rundt kantene av substratet. Dette vil skje hvis overdreven bruk av epoxy er brukt og kan bli en kilde til forurensning.
    1. For en glimmer substrat, trykker du bestemt på ~ 2,5 cm bred teip på underlaget, slik at hele ansiktet er dekket, og jevnt skrelle den av. Bruk mildt teip, og skall av glimmer ved å trekke parallelt med overflaten. Den fjernes materialet er synlig på båndet. Gjenta denne prosessen 2-3 ganger, inntil glimmer er speilglatt for øyet.
    2. For glass / SiO 2, dersom ytterligere kjemiske overflate modifikasjon er nødvendig, gjenta bad-ultralyd rutine trinn 2,1-2,2. Alternativt kan du bruke UV eksponering enheten (18 W UV-C bakteriedrepende lamper) for 30-60 min, avhengig av strøm) for å pyrolysere eventuelle organiske som kan være igjen på overflaten. Denne fremgangsmåten gjør også overflaten mer hydrofil, uten vesentlig økning ruhet.

3. Utarbeidelse av Cantilever og tips

  1. Dyppes cantilever-brikken i et bad av isopropanol, fulgt av ultrarent vann, hver på 60 min.
  2. Hvis cantilever / tips krever omfattende rengjøring (f.eks etter langvarig lagring i gel boks), legge til en 30 min soaking i aceton (> 99,5% renhet) før trinn 1 (se også avsnittet adressering forurensning). Lagring av tips i gel bokser er, i vår erfaring, en av de primære kilde til forurensning som kan oppstå svært raskt 59.
  3. Expose spissen for UV-lys kort (<5 min) for å favorisere dannelsen av stabile hydration steder 60. Unngå lengre overeksponering ganger som det kan skade spissen eller økesrease sin kurveradius.
  4. Sett cantilever inn i AFM s cantilever holderen og pipette ~ 50 ul tenkelig løsning (arten av oppløsningen vil avhenge av prøven som undersøkes, men i dette tilfelle å bruke en 10 mM løsning av rubidium-klorid i ultrarent vann) inn på cantilever og tips til pre-våt den; Dette vil begrense forekomsten av luftbobler når du nærmer prøven.

4. Sett opp av AFM Cell

  1. Monter prøveskiven og underlaget på prøven scenen og legge en dråpe med bilde væske (flytende vanligvis 2-3 mm tykt på sitt høyeste punkt).
  2. Koble cantilever holder til AFM.
  3. Bringe cantilever og prøven i umiddelbar nærhet slik at det dannes et kapillært bro mellom fluidene på cantilever / spissen og prøven.

5. Initialiserer Måling og kalibrering av Cantilever

  1. Juster måle laser (vanligvis rød) nær spissen-end av cantilever. Avhengig av AFM modell, gjør det enten via programvarekontroller eller manuell justering av laser posisjon. Skaff cantilever termiske spektrum i væske (se figur 1A). Fremgangsmåten registrerer de termiske svingninger av cantilever ved hjelp av laseren, for å finne frekvensen av brakethoved resonans (fundamental eigenmode). I de fleste moderne AFM, er dette gjort gjennom automatiserte prosedyrer i programvareinnstillingene, men detaljene kan variere fra AFM til AFM.

Figur 1
Figur 1: Tuning og kalibrering av cantilever. A: Termisk støyspektrum av braket vertikale avbøyning (black) med en enkel harmonisk oscillator (SHO) i form av den grunnleggende eigenmode (rød). Her resonans er 18,7 kHz i vann. De første tre resonansfrekvenser som svarer til de tre første bøye eigenmodes er highlighted med blå piler. B: Kalibrering av cantilever er Inverse Optical Lever sensitivitet. Den lineære avbøyning av cantilever presses mot et stivt (ikke-deformerbar) overflate blir brukt til å måle den omregningsfaktor (InvOLS) mellom nedbøyningen målt i volt, og den tilsvarende verdi i nanometer. Klikk her for å se en større versjon av dette tallet.

  1. Spill en nedbøyning vs. avstand kurve med cantilever på en stiv substrat (f.eks glimmer eller glass) og kalibrere nedbøyning ved å pålegge at helningen på kurven i den lineære nedbøyning regionen (som i figur 1B) er enhet 61-63.
    MERK: Denne prosessen finner omregningsfaktor mellom den målte utslag på fotodetektoren (i volt) og den virkelige utslag av cantilever (i nanometer) - known som Inverse Optical Lever Sensitivity (InvOLS). Kalibreringen kan skade tuppen, så det er bedre å gjennomføre det etter at alle målinger er utført. Bruk InvOLS verdien utledet for en annen cantilever av samme type under et tidligere eksperiment for å få et anslag (typisk> 90% nøyaktig) av den sanne amplitude før kalibrering.
  2. Sett på resonanstoppen i den termiske spektrum med en enkel harmonisk oscillator modell 64-66 for å tilveiebringe fjærkonstant av braket. Denne fremgangsmåten er automatisert i de fleste AFM programvare og vanligvis ikke krever spesialisert kunnskap om den aktuelle modellen.
  3. Tune cantilever. Finn den amplitude reaksjon av braket når eksternt drevet (for eksempel akustisk eller ved fototermiske eksitasjon) over et område av frekvenser i nærheten av sin nominelle resonansfrekvens. Angi den drivende frekvens til nær maksimum i dette spekteret, litt til venstre. Hvis cantilever er acoustically drevet, mange falske maxima kan vises når tuning.
    1. Velge en resonanstoppen så nær som mulig (og i konvolutten av) resonansen identifisert i termisk spektrumet ved hjelp av kontrollprogramvaren av AFM, men detaljene kan avhenge av typen programvareversjon, og som styrer AFM.

6. Approach og Initial Check av Sample

  1. Sett den drivende amplitude slik at den frie oscillasjon amplitude er ca 5 nm. Dette tilsvarer vanligvis til 0,2-0,8 V på de fleste AFMs (i tilfelle InvOLS er ikke kalibrert). Juster amplitude nominell verdi til ~ 80% av den frie amplitude.
  2. Sett tilbakemeldinger gevinster relativt høy (absoluttverdien avhenger av AFM), men sørge for at ingen ustabilitet eller ringing oppstår.
  3. Sett den første scan rate og skannestørrelsen til små verdier (f.eks, til ~ 1 Hz og 10 nm henholdsvis). Dette bidrar til å bevare spissen i tilfelle noen tilbakemeldinger parametre er dårlig justertved å unngå å skanne over store avstander. Skannestørrelsen kan senere økes til en større verdi (f.eks 100 nm) hvis vilkårene for skanning vises egnet.
  4. Bestemme den omtrentlige høyde av overflaten (i noen tilfeller må gjøres optisk) før tilnærming.
  5. Initiere spissen tilnærming til overflaten ved hjelp av AFM kontroll programvare. De fine detaljene i denne fremgangsmåten vil være avhengig av modellen av AFM og programvare som brukes.
    1. Hvis det er problemer med den tilnærmingen når du bruker en myk cantilever, gjennomføre tilnærming i kontakt modus. I dette tilfellet sikre at gevinstene er lavere enn i AM-modus, og sette innstillingen som en relativt lav verdi (0,1-0,2 V etter sentre laseren på fotodetektoren) for å bevare spissen.
    2. Vurdere om spissen har nådd overflaten uten å starte til bildet ved å endre litt børverdien (økning i kontakt modus eller reduksjon i AM-modus). Dersom spissen er på overflaten, virkningen på than forlengelse av Z-piezo bør være ubetydelig. Det levende bevegelser av Z-piezo er vanligvis vises grafisk i styreprogramvaren av de AFM. Hvis endring av nominell verdi utløser en synlig bevegelse av piezo, indikerer dette en falsk engasjere. I det sistnevnte tilfelle innkobling tilnærming fra det aktuelle spissposisjonen, ved anvendelse av en noe høyere (kontakt) eller lavere (AM) settpunkt.
  6. Når spissen har nådd overflaten, trekke Z-piezo (vanligvis ved å trykke på "Stopp") og innstille cantilever (gjenta trinn 5.4.); resonansfrekvensen vil trolig ha skiftet til en lavere verdi på grunn av tip-prøven interaksjoner.
  7. Endre settpunktet til ~ 80% av den nylig innstilt gratis amplitude (på dette tip-prøven avstand).
  8. Engasjere cantilever og gjennomføre en 10 × 10 nm 2 skanning av overflaten i AM-modus for å kontrollere at bildeparametre er egnet.
    1. Kontroller at trace (skanning venstre til høyre) og spore (skanning høyre mot venstre)profiler innkopierer. Hvis ikke ytterligere redusere nominell verdi og prøve å øke gevinsten.
    2. Senk gevinster hvis bildet blir bråkete.
  9. Gjenta operasjonen med en stor - 1 x 1 mikrometer 2-5 x 5 mikrometer 2 - skanning av prøven dersom dette er mulig. På myke eller biologiske prøver, kan dette føre til en forurensning av spissen.

7. Høy oppløsning Imaging

  1. Redusere skannestørrelsen til en verdi egnet for visualisering av funksjonene (f.eks, 100 x 100 nm 2 for proteinkrystaller eller 20 x 20 nm 2 for glimmer eller kalsitt).
  2. Redusere driv amplituden av braket nok til at tilbakekoblingssløyfe for automatisk å trekke tilbake den Z-piezo og dermed spissen fra overflaten. Mens bommene er vekk fra overflaten, justere driv amplitude, slik at bommene ikke amplituden er ~ 1-2 nm (topp-til-topp).
  3. Bruke AFM kontroll programvare, Progreskende redusere settpunktet noen få titalls mV om gangen til Z-piezo utvider igjen mot overflaten og originalbildet er gjenopprettet. Hold nominell verdi amplitude mellom 75% og 95% av den nye gratis amplitude.
  4. Juster gevinster ved bruk av AFM kontroll programvare; høyere gevinster kan brukes ved lavere amplituder uten å innføre betydelig støy.
    1. Gjenta trinn 07.02 til 07.04, slik som å finne den beste kombinasjonen av fri amplitude, nominell verdi og få for høy oppløsning. De optimale betingelser avhenger av prøven (oppløsnings landskap og fukteegenskapene til væske), men også den cantilever (fjærkonstant, stivhet).
    2. Utforske ulike kombinasjoner av amplituder for å optimalisere bildeforhold. Det kan være nødvendig å øke igjen den frie amplitude 42. I et slikt tilfelle må du justere første settpunktet til en høyere verdi og deretter øke stasjonen (dvs. motsatt prosedyre enn brukes til å redusere amplitude).
    3. Hold setpoint amplitude i området på 0,5 nm - 1,5 nm (topp til topp) med skalforhold holdes over 0,7 (typisk 0,75 til 0,95). For solvophilic grensesnitt, bruke bom med en fjærkonstant 0,5 til 2 N / m. Dette er tilstrekkelig til at spissen for å fjerne mesteparten av grenseflate væske uten å treffe overflaten. En tommelfingerregel er foreslått i ekv. 4 av referansen 29.

Representative Results

Protokollen er beskrevet i forrige avsnitt har blitt brukt med flere kommersielle AFMs å oppnå molekylær eller atom-nivå bilder. Alle bildene ble tatt med arbeider amplitude mellom 0,5 nm og 1,5 nm justeres individuelt følge prosedyren trinn 7,1-7,4. Resultater kan oppnås over et bredt område av myk (figur 2) og stive (figur 3) prøver. I hvert fall er funksjoner av interesse uthevet. En av de store fordelene med teknikken er at små svingnings amplituder og høye settpunkter minske kraften som utøves av spissen på prøven, slik at sårbare selv-sammenstillinger av lipider (figur 2A), proteiner (figur 2B og D), og amfifile molekyler (figur 2C) som skal bli avbildet uten skade i oppløsning. Hardere krystallinske materialer såsom mineraler (figurene 3A, B, D) ogenkle metallioner adsorbert på en overflate (figur 3C) kan avbildes ved hjelp av tilnærming fordi i alle tilfeller, er det grenseflate væske som er effektivt avbildes med protokollen beskrevet. Oppløsnings krefter er sammenlignbare på prøvene er vist figurene 2 og 3: alle eksempler er hydrofile (mer generelt, "solvophilic" i tilfelle av figurene 2C, 3B, 3D) i forhold til det tenkelig løsning. Konsekvent, utkraginger med sammenlign stivhet - ble (0,2 0,8 N / m) brukes i alle tilfeller. Både prøven og spissen skal være solvophilic for å sikre at væskemolekylene danner en veldefinert oppløsnings struktur som kan avbildes. Dette er ikke alltid en tilstrekkelig betingelse, men i de fleste tilfeller, og for forholdsvis små væske molekyler, de flytende re-konstruksjoners på en måte som etterligner prøve symmetri. Den viktigste driveren av høy oppløsning er den lokale variasjonen i affinitet av de adsorberte løsemiddelmolekylerfor flatene (Ångström-skala, i tilfellet med figurene 2A, 3A, 3C). Teknikken er derfor best egnet til å materialer hvor løsningsmidlet strukturen varierer i stor grad over overflaten.

Figur 2
Figur 2: Myke grensesnitt fotografert av AM-AFM i vandige løsninger. A: Dipalmitoyl-fosfatidylkolin (DPPC) lipid bilaget i gel fase avbildet i på 150 mM KCl. De hexagonally pakket lipid hodegruppene er gjenkjennelig i både topografi og fase, sammen med lokale kontrasten indikerer stedsspesifikke variasjoner i fuktighet. B: Purple membraner av Halobacterium salinarum avbildes i 150 mM KCl, 10 mM Tris, pH 7,4. Flere bakteriorodopsinets protein trimers er uthevet. Fasen viser en kontrast forskjellig fra topografi på grunn av lokale hydrering nettstedene på proteiner. Individuelle protein trimers kan være laget (stiplede linjer). C: amfifile fargestoff (Z907) molekyler adsorberes på overflaten av et TiO 2 nanopartikkel i et farvestoff-sensibilisert solcelle. Bildet ble kjøpt i etyl-isopropyl sulfone. Det svampliknende utseende som er opprettet av adsorbert fargestoffmolekylene. D: aquaporin krystall i native storfe linse membraner fotografert i samme buffer som B. En aquaporin tetramer er uthevet. Sub-struktur som tilsvarer mellom spiralformede løkker er synlige i topografi mens fase viser en påfallende forskjellig kontrast på grunn av den uvanlige vann atferd nær protein. Bildene er tilpasset fra refs 36 (B), ref 38 (C) og ref 67 (D). Målestokken er 5 nm (A), 10 nm (B), 3 nm i (C), og 15 nm (D) fargeskala angir henholdsvis en høyde og fasevariasjon på 200 pm og 15 ° (A), 600 pm og 4 ° (B), 2,5 nm og 2,5 ° (C), og 1,6 nm og 9,5 ° C (D).belastning / 54924 / 54924fig2large.jpg "target =" _ blank "> Klikk her for å se en større versjon av dette tallet.

Figur 3
Figur 3: Representant AM-AFM bilder av hard prøver i væskeløsninger. A: Kalsitt krystall [ Equation2 ] Overflate avbildes på en ekvilibrert ultrarent vann. B: Strontium titanat avbildes erholdt i dimetylsulfoksid (DMSO). Høy oppløsning var ikke mulig i vann. C: Muskovitt glimmer avbildes i tre mM RbCl - enkelt absorberte Rb + ioner er synlige på glimmer er gitter områder i både fase og høyde skanninger. D: Silisiumkarbid i avbildes i DMSO. De forventede krystallografiske ordninger er vist i bilder B og D. Bildene er tilpasset fra ref 68 (A), ref 42 (B og D),og ref 44 (C). Målestokken er 3 nm (A, B, D) og 5 nm (C). Fargeskalaen indikerer henholdsvis en høyde og fasevariasjon på 250 pm og 14 ° (A), 600 pm og 5,5 ° (B), 800 pm og 15 ° (C), og 500 pm og 3,5 ° C (D). Klikk her for å se en større versjon av dette tallet.

Discussion

Forutsatt at bilde væske og cantilever stivhet har valgt riktig, de mest kritiske trinnene for å oppnå vellykket med høy oppløsning er justering av bilde amplitude, og den generelle renslighet av undersøkte systemet.

Amplituder kan sammenlignes med tykkelsen av grenseflate flytende område (typisk mindre enn 2 nm) sonder hovedsakelig variasjoner i egenskapene til grenseflate-oppløsningsmiddel 42. Dersom oscillasjonen amplituden er for stor, vil den vibrerende spiss traversere langtrekkende, ikke-lineære kraftfeltene 52 som utelukker stabiliteten av cantilever bevegelse, og uunngåelig treffer prøven uavhengig av de bildedannende betingelser 29, noe som resulterer i forringelse av oppløsningen. Bortsett fra tapet i oppløsning, høyere harmoniske begynner å vises i spissen bevegelse og systemet blir mer komplisert å modellere 55. Alternativt, dersom avbildnings amplituden er for liten oare del av grenseflaten blir analysert (typisk spesifikk lag av grenseflate-væske) og stabil avbildning kan bare oppnås med stive bommer (> 10 N / m i vann 53) for et tilfredsstillende signal-til-støy-forhold, med risiko for skadelige myke prøvene enn store høydevariasjoner. Behovet for stive bommer er å overvinne den termiske støyen som kan bli mer betydningsfullt at signalet målt Når du arbeider med små amplituder, de langtrekkende interaksjoner mellom spissen og prøven er fortsatt til stede, men er stort sett konstant og påvirker ikke høy oppløsning og kontrast i bildene innhentet.

Renslighet av bildebehandlingsmiljøet er av avgjørende betydning når det gjelder høy oppløsning AFM. Uønskede stoffer i systemet kan interferere med både avbildning og kraften spektroskopi. Det er to hovedkategorier av forurensninger som har en tendens til å påvirke forsøkene: (i) forurensninger direkte synlig når avbildning ( (Figur 4A). Før du endrer spissen og prøven, er det verdt å anskaffe spektroskopiske kurver med et stort utslag, effektivt trykke hardt tuppen mot prøven gjentatte ganger. Dette vil normalt ødelegge en ny spiss, men kan av og til rense en skitten tips eller indusere stabile hydration områder egnet for bildebehandling. Denne spiss vil imidlertid uunngåelig bli avstumpet og følgelig bare være egnet for flat prøve, selv om den forbedrer bilde. I tilfelle av mistanke om forurensning i løpet av stive prøver, kan det være verdt å prøve å bilde med den andre eigenmode av braket før forsøker den noe destruktive fremgangsmåten beskrevet ovenfor. Dette krever bare swkløe kjøre frekvens til andre eigenmode og omstille amplitude / nominell verdi (se feilsøking omtale nedenfor). Den effektive stivhet i cantilever øker betraktelig når opererte på andre eigenmode og noen svakt adsorbert forurensninger kan skyves vekk av tuppen mens bildebehandling. Denne strategien erstatter ikke behovet for en ren prøve og tips, men har noen flere veier for å skaffe tilfredsstillbilder når en spiss / prøven er helt klart ikke ideelt.

Figur 4
Figur 4: Eksempler på forurensning følges ved avbildning muskovitt glimmer som hemmer høy oppløsning imaging. A: Mica avbildes i 5 mM RbCl - ingen forurensende partikler er synlige. B: Forurensning tar form av aggregater i størrelsesorden titalls nm over mens bildebehandling i nominelt ultrarent vann. C: Selv montert strukturer dannet av contamiNant partikler antagelig amfifile i naturen. Imaging ble igjen gjennomført i nominelt ultrarent vann. D: vertikalt forskjøvet seksjoner svarende til de stiplede linjer i A, B og C som viser avviket fra glimmer s atomisk flat overflate. Skala barer i A, B og C tilsvarer 300 nm. Klikk her for å se en større versjon av dette tallet.

Sak (ii) er mer vanlig og kjennetegnes hovedsakelig ved frustrerende faktum at sub-nanometer funksjoner rett og slett ikke kan løses uavhengig av imaging forhold. Undertegning av denne typen situasjon er vanligvis synlig i kraft spektroskopi måling som har en tendens til å vise noen uoverensstemmelser. Disse kan omfatte dårlig reproduserbare kurver og amplitude vs avstand kurver som avviker vesentlig fra et typisk sigmoidal form 42. Hvis forurensninger, ioniske eller på annen måte, er dispersed homogent gjennom væsken, kan de ikke vises i topografisk bildebehandling, men kan forstyrre hydrering strukturen av prøven 69, noe som er avgjørende for å opprettholde en vanlig tip-prøve interaksjon 29 og oppnå høy oppløsning 70. Det kan også være direkte effekter av forurensninger på prøven, spesielt i myk, biologiske eksperimenter. For eksempel er det vel kjent at nærvær av alkoholer (fra renseprosedyre) kan fluidify gel-fase lipidbilag 71 - 73, slik at sub-nanonivå oppløsning umulig. Hvis høy oppløsning ikke er mulig, bør man være først tatt i renseprosessen, med fokus spesielt på alt utstyr som kommer i kontakt med bildeoppløsning. Selv tilsynelatende stabile forbindelser slik som epoksyharpiks, kan solvatisere i væsken til en viss grad om ikke fullstendig herdet.

Høyoppløselig avbildning med AM-AFM er krevende, krever tålmodighet ogofte flere forsøk før de når best mulig bilde forhold. Små eksperimentelle problemer kan lett bli viktig nok til å hindre høy oppløsning og feilsøking ferdigheter er avgjørende. Heretter vil vi liste noen av de vanligste problemene vi med vårt forslag til løsning.

cantilever tuning

De fleste kommersielle AFMs bruke akustisk eksitasjon å drive cantilever. I et slikt tilfelle innstiller cantilever, som beskrevet i trinn 5.4, i nærheten av dens resonansfrekvens gir ofte tilstrekkelig ytelse for drift i luft. I flytende miljøer, har en tendens til væsken for å indusere noen kopling mellom de forskjellige mekaniske deler av AFM som cantilever-brikken og holderen. Dette kan påvirke den tilsynelatende resonans av braket, ofte illustrert ved hjelp av et cantilever frekvensspektrum som oppviser mange skarpe topper og daler som vanligvis beskrives som en "skog av topper". Som et resultat, er det ofte vanskelig å finne den tilsvarct kjøretur frekvens. Disse topper eksisterer også i gassmiljøer, men på grunn av den høye verdien av kvalitetsfaktoren av cantilever er amplituden ved resonans er betydelig større 74,75. I flytende velge den riktige topp for å drive cantilever kan være ikke lett, og kan kreve prøving og feiling. I praksis er det frekvenstopp med bratteste variasjon i amplitude i "skog av toppene" rundt resonansfrekvensen er vanligvis det beste alternativet tross for at det ikke nødvendigvis er nøyaktig på resonans og ofte gir en drivende frekvens tilstrekkelig for å oppnå høy oppløsning avbildning.

bildeforvrengning

Imaging drift er ofte et problem når du søker med høy oppløsning og gjør at bildene ser forvrengt (typisk strukket). Dens opprinnelse er vanligvis termisk, enten fordi skanner / AFM ikke har nådd likevekt driftstemperatur, eller fordi en del av prøven væsken fordamper raskt (for eksempel bildebehandling i alkoholer ). I alle tilfeller, blir driften ubetydelig ved termisk likevekt. Det er derfor nyttig for å fastsette temperaturen i prøven hvis det er mulig. Ellers er det verdt å forlate AFM til å skanne en blindprøve (stor størrelse scan på slow scan rate) i flere timer før du utfører forsøket. Hvis fordampning er ikke et problem, er denne prosedyren gjøres best etter trinn 6 i prosedyren, ta vare å først trekke spissen kort avstand (for eksempel 20 mikrometer) fra overflaten. Noen ganger vil de strømningene forbli selv etter omfattende termalise. Dette betyr vanligvis at cantilever eller sin chip er delvis dra prøven mens imaging, noe som kan skje på myke sammenhengende prøver slik som tynne filmer eller hvis spissen / cantilever / chip er ikke hensiktsmessig plassert. På chips som er vert for mer enn en cantilever / tips, er det ofte nyttig å bryte cantilever som ikke er i bruk i stedet for å la dem dra over overflaten.

ionestyrke

ntent "> Siden bildebehandling er dominert av grenseflate væske, er det noen ganger nyttig å legge litt salt for høyoppløselig avbildning av ladet overflate i vann. Rollen til salt er todelt. For det første, endrer det hydrering landskapet i overflate avbildes ved adsorpsjon, noe som ofte øker kontrasten. for det andre hjelper det skjerm sterke elektrostatiske vekselvirkninger mellom spissen og prøven (for eksempel på glimmer). Generelt større ioner, kalium, rubidium og cesium tillate bedre bilder på grunn av deres spesifikke hydrering egenskaper 76, og det faktum at de ofte adsorberes i hovedsak i et unikt hydrering tilstand 77.

Bad cantilever / tips

Hvis det er mistanke om at cantilever er en kilde til forurensning (se symptomer som beskrevet ovenfor), må det først kontrolleres under et optisk mikroskop. Hvis lagret i en gel-boksen, kan cantilever plukke opp spor av gel polymerer eller silikonolje 59 som kan vises, I ekstreme tilfeller, som mørkere flekker, på baksiden av braket (som i figur 5A). Photothermal svinging av cantilever kan indusere lignende flekker, men de er på grunn av nedbrytning / overoppheting av cantilever belegget ved kjøring laser. Forurensning tendens til å vises tilfeldig på cantilever. En lengre (12 timer) rensing med isopropanol og, deretter, med ultrarent vann kan fjerne eventuelle uønskede partikler fra cantilever.

Figur 5
Figur 5: Sammenligning mellom en ny cantilever og en identisk en som har vært i utstrakt bruk på harde flater, og igjen i en gel boks for en lengre periode. A: Top; optisk bilde av splitter nye cantilever som har blitt renset (se prosedyre). Bunn; optisk bilde som viser utseendet på synlig forurensning (blå pil) fra gel-boksen. B: Sammenligning av bommene respektive termisk spektra.Utvidelse av den gamle cantilever første resonanstoppen er klar (grønn pil) og noen høyere orden moduser er forbedret (blå pil). Spectra er vertikalt forskjøvet og presentert på en log-log skala for klarhet. Klikk her for å se en større versjon av dette tallet.

Hvis nødvendig sub-nanometer oppløsning ikke er oppnådd, til tross for akseptable bilder med lavere oppløsning, er det mulig at AFM spissen har blitt kjemisk modifisert i løpet av sin lagringsmiljøet. Dette kan behandles ved eksponering av cantilever-brikke med et ultrafiolett oksydasjonsmiddel for 120 sekunder, som hjelpemidler etablering av hydrofile overflategrupper på spissen 60. Forsiktighet bør utvises men som den eksakte tiden som er nødvendig kan variere avhengig av tips geometri og UV makt, og overeksponering kan føre til blunting av tuppen og redusert oppløsning.

Termisk støy </ P>

Høyoppløselig avbildning krever stor følsomhet for variasjoner i kraft og avstander (typisk sub-PN krefter og sub-Ångström distanserer 78). For mykere utkraginger, kan den termomekaniske bevegelse av braket på grunn av sin iboende Brownske bevegelser (termiske vibrasjon) være et problem. I første tilnærmelse, med en utligger av stivhet k, er det ikke mulig å måle inneholder mindre enn Equation1 Er amplituden av den termiske støy, hvor k B er Boltzmanns konstant og T er temperaturen. I praksis, ved hjelp av cantilever med høyere resonansfrekvenser sprer støy over et større frekvensområde, og reduserer den totale støynivået i målebåndbredden 79.

Høyere eigenmode bildebehandling

Det kan noen ganger være nyttig å operere den frittbærende ved sin andre eigenmodepå grunn av økningen effektive stivhet (se diskusjon av forurensning). I praksis gjøres dette ganske enkelt ved å kjøre den cantilever ved sin andre eigenmode (den andre resonanstopp ved høyere frekvens, se figur 1A). Når tuning cantilever, velger du bare andre eigenmode i stedet for hoved resonans og fortsett til trinn 5.4. Legg merke til at InvOLS vil være forskjellig når braket drives med den andre eigenmode; vanligvis ~ 1/3 av de InvOLS målt i trinn 5.2 for en rektangulær cantilever.

Den viktigste begrensning av teknikken er at det krever en stabil oppløsnings landskap ved overflaten av prøven. Prøven bør være robuste nok til å tillate å perturbere den grenseflate-væske uten å indusere vesentlig deformasjon av prøven i seg selv. Dette kan være utfordrende på veldig myke og ustabile prøver så store biomolekyler. I tillegg, liten amplitude AFM som beskrevet her kan ikke få mekanisk informasjon om pEGENSKAPER av en prøve, som cantilever spissen tilbringer mesteparten av sin tid i grense væske. For dette, kan det være fordelaktig å bruke andre tilnærminger som Kvantitativ Nanomechanical Mapping 80 eller gjøre bruk av høyere harmoniske av cantilever bevegelse. Høyere munnspill blir generelt forbedret ved avbildning i væsken (med lav kvalitetsfaktorer) 29,81 - 83, og kan gi samtidig topografi og stivhet av prøver 25,81 - 84, men de er generelt skadelige for høy oppløsning. Andre begrensninger som finnes i alle scanning probe mikroskopi teknikker er fortsatt gyldige her, spesielt det faktum at resultatene nødvendigvis inneholde informasjon om målespissen. Bruken av små amplituder er heller ikke ideelt for prøver med store høydevariasjoner; tilbakekoblingssløyfen vil uunngåelig reagerer mer langsomt når høyde variasjonene er større enn det bilde amplitude, således risikere prøven og spiss skade. Bruken of mykere cantilever begrenser dette problemet til en viss grad.

Hovedfordelen ved fremgangsmåten som presenteres her er det faktum at det gir den høyeste bildeoppløsningen mulig med AFM i væske, men kan implementeres på en hvilken som helst kommersiell AFM, forutsatt at støynivået til maskinen er lav nok. Sammenlign oppløsning på kommersielle instrumenter oppnås vanligvis i kontakt modus, eller av og til i FM-AFM med stiv bom. Arbeid i AM-modus og med relativt myke bom åpner for et bredere utvalg av prøver, og er enklere å implementere enn FM-AFM på de fleste systemer. Fremgangsmåten baserer seg på å utnytte solvatisering kreftene som eksisterer ved grenseflaten mellom en hvilken som helst faststoff og væske for å forbedre oppløsningen og få lokal kjemisk informasjon. Det kan i prinsippet brukes i omgivelsesbetingelser, stole bare på de vannlag (vanligvis flere nanometer tykke) bygger opp på de fleste overflater på grunn av luftens fuktighet. Prinsippene som ligger til grunnhøyoppløselig strategi ligger fast, men de fleste av spissen er i luft, med bare en kapillær bro mellom spissen apex og prøven 85. Høy oppløsning er vist på stive prøver i disse forholdene 86,87. De bildedannende betingelser er imidlertid annerledes enn i de nedsenket flytende på grunn av en høyere Q-faktor av braket sin oscillation. Praktisk talt, fant vi det vanskelig å oppnå stabil drift i løpet av myke eller uregelmessige prøver, antagelig på grunn av tidsmessige endringer av kapillær broen og økt Q-faktorer for et gitt cantilever stivhet.

Protokollen er beskrevet her har en metodikk for å oppnå molekylær nivå oppløsning av prøver i flytende med de fleste moderne kommersielle AM-AFMs. Vi gir den vitenskapelige begrunnelsen bak vårt valg av bildeparametere og legger vekt på solvatisering krefter. Vi har også diskutere felles problemstillinger og spesielt forurensning. De spesifikke tip-prøven interaksjoner can varierer betydelig avhengig av innholdet av det tenkelig løsning, cantilever geometri og materiale, og prøven kjemi. En praktisk forståelse av naturen av de dominerende kreftene tilstede under skanning er derfor viktig å tilpasse denne protokollen til nye systemer og sikre pålitelige resultater. Når optimalisert, er den eksperimentelle tilnærming kraftig for å få in-situ lokale molekylært nivå innsikt av prøver i løsningen.

Acknowledgments

Finansiering fra Engineering og Fysisk Sciences Research Council (tilskudd 1.452.230 og EP / M023915 / 1), bioteknologi og Biological Science Research Council (gi BB / M024830 / 1) og Det europeiske råd (FP7 CIG 631 186) er takknemlig anerkjent.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Multimode IIIA AFM Brucker NA One of the machine used
Cypher ES AFM Asylum Resarch NA One of the machine used
AFM cantilever/tip Nanoworld Arrow UHF-AUD best for high frequency
AFM cantilever/tip Olympus RC800-PSA versatile and cheap
ultrapure water Milipore NA lab filtering systems can induce contamination
Dimethyl sulfoxide Sigma-Aaldrich 200-664-3  standard chemical, no further purification
Monovalent salts Sigma-Aaldrich standard chemical, no further purification
Lipids Avanti Polar Lipids lipid bilayers formed using stadard protocols
Crystals MTI polished crystals
Scotch tape 3M Scotch Magic Tape Translucent tape works best. Transparent sticks too strongly

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Binnig, G., Quate, C. F. Atomic Force Microscope. Phys. Rev. Lett. 56 (9), 930-933 (1986).
  2. Rico, F., Su, C., Scheuring, S. Mechanical mapping of single membrane proteins at submolecular resolution. Nano Lett. 11 (9), 3983-3986 (2011).
  3. Payam, A. F., Ramos, J. R., Garcia, R. Molecular and nanoscale compositional contrast of soft matter in liquid: interplay between elastic and dissipative interactions. ACS Nano. 6 (6), 4663-4670 (2012).
  4. Grandbois, M. How Strong Is a Covalent Bond. Science. 283 (5408), 1727-1730 (1999).
  5. Oesterhelt, F. Unfolding Pathways of Individual Bacteriorhodopsins. Science. 288 (5463), 143-146 (2000).
  6. McLean, R. S., Doyle, M., Sauer, B. B. High-Resolution Imaging of Ionic Domains and Crystal Morphology in Ionomers Using AFM Techniques. Macromolecules. 33 (17), 6541-6550 (2000).
  7. Scheuring, S., Reiss-Husson, F., Engel, A., Rigaud, J. L., Ranck, J. L. High-resolution AFM topographs of Rubrivivax gelatinosus light-harvesting complex LH2. EMBO J. 20 (12), 3029-3035 (2001).
  8. Novoselov, K. S., et al. Two-dimensional atomic crystals. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 102 (30), 10451-10453 (2005).
  9. Freeman, M. R., Choi, B. C. Advances in magnetic microscopy. Science. 294 (5546), 1484-1488 (2001).
  10. Bockrath, M., et al. Scanned Conductance Microscopy of Carbon Nanotubes and λ-DNA. Nano Lett. 2 (3), 187-190 (2002).
  11. Oliver, R. A. Advances in AFM for the electrical characterization of semiconductors. Reports Prog. Phys. 71 (7), 076501 (2008).
  12. Butt, H. -J., Jaschke, M. Calculation of thermal noise in atomic force microscopy. Nanotechnology. 6 (1), 1-7 (1995).
  13. Majumdar, A., Carrejo, J. P., Lai, J. Thermal imaging using the atomic force microscope. Appl. Phys. Lett. 62 (20), 2501 (1993).
  14. Vezenov, D. V., Noy, A., Ashby, P. Chemical force microscopy: probing chemical origin of interfacial forces and adhesion. J. Adhes. Sci. Technol. 19 (3-5), 313-364 (2005).
  15. Gerber, C., Lang, H. P. How the doors to the nanoworld were opened. Nat. Nanotechnol. 1 (1), 3-5 (2006).
  16. Bharat, B. Encyclopedia of Nanotechnology. , Springer Netherlands. Dordrecht. (2012).
  17. Giessibl, F. J. Subatomic Features on the Silicon (111)-(7x7) Surface Observed by Atomic Force Microscopy. Science. 289 (5478), 422-425 (2000).
  18. Haugstad, G. Atomic Force Microscopy. , John Wiley & Sons, Inc. Hoboken. (2012).
  19. Moreno-Herrero, F., Colchero, J., Gòmez-Herrero, J., Barò, A. M. Atomic force microscopy contact, tapping, and jumping modes for imaging biological samples in liquids. Phys. Rev. E. Stat. Nonlin. Soft Matter Phys. 69 (3), Pt 1 031915 (2004).
  20. Gan, Y. Atomic and subnanometer resolution in ambient conditions by atomic force microscopy. Surf. Sci. Rep. 64 (3), 99-121 (2009).
  21. Kodera, N., Yamamoto, D., Ishikawa, R., Ando, T. Video imaging of walking myosin V by high-speed atomic force microscopy. Nature. 468 (7320), 72-76 (2010).
  22. Picco, L. M., et al. High-speed AFM of human chromosomes in liquid. Nanotechnology. 19 (38), 384018 (2008).
  23. Fantner, G. E., et al. Components for high speed atomic force microscopy. Ultramicroscopy. 106 (8-9), 881-887 (2006).
  24. Garcia, R., Herruzo, E. T. The emergence of multifrequency force microscopy. Nat. Nanotechnol. 7 (4), 217-226 (2012).
  25. Raman, A., et al. Mapping nanomechanical properties of live cells using multi-harmonic atomic force microscopy. Nat. Nanotechnol. 6 (12), 809-814 (2011).
  26. Fukuma, T., Higgins, M. J., Jarvis, S. P. Direct imaging of individual intrinsic hydration layers on lipid bilayers at Angstrom resolution. Biophys. J. 92 (10), 3603-3609 (2007).
  27. Higgins, M. J., et al. Structured water layers adjacent to biological membranes. Biophys. J. 91 (7), 2532-2542 (2006).
  28. Kobayashi, K., Oyabu, N., et al. Visualization of hydration layers on muscovite mica in aqueous solution by frequency-modulation atomic force microscopy. J. Chem. Phys. 138 (18), 184704 (2013).
  29. Voïtchovsky, K. Anharmonicity, solvation forces, and resolution in atomic force microscopy at the solid-liquid interface. Phys. Rev. E. Stat. Nonlin. Soft Matter Phys. 88 (2), 022407 (2013).
  30. Müller, D. J., Dufrêne, Y. F. Atomic force microscopy as a multifunctional molecular toolbox in nanobiotechnology. Nat. Nanotechnol. 3 (5), 261-269 (2008).
  31. Alessandrini, A., Seeger, H. M., Di Cerbo, A., Caramaschi, T., Facci, P. What do we really measure in AFM punch-through experiments on supported lipid bilayers. Soft Matter. 7 (15), 7054 (2011).
  32. Schmidt, S., Biegel, E., Müller, V. The ins and outs of Na(+) bioenergetics in Acetobacterium woodii. Biochim. Biophys. Acta. 1787 (6), 691-696 (2009).
  33. Bippes, C. A., Muller, D. J. High-resolution atomic force microscopy and spectroscopy of native membrane proteins. Reports Prog. Phys. 74 (8), 086601 (2011).
  34. Chada, N., et al. Glass is a Viable Substrate for Precision Force Microscopy of Membrane Proteins. Sci. Rep. 5, 12550 (2015).
  35. Möller, C., Allen, M., Elings, V., Engel, A., Müller, D. J. Tapping-mode atomic force microscopy produces faithful high-resolution images of protein surfaces. Biophys. J. 77 (2), 1150-1158 (1999).
  36. Antoranz Contera, S., Voïtchovsky, K., Ryan, J. F. Controlled ionic condensation at the surface of a native extremophile membrane. Nanoscale. 2 (2), 222-229 (2010).
  37. Kumaki, J. Observation of polymer chain structures in two-dimensional films by atomic force microscopy. Polym. J. 48 (1), 3-14 (2015).
  38. Voïtchovsky, K., et al. In Situ Mapping of the Molecular Arrangement of Amphiphilic Dye Molecules at the TiO Surface of Dye-Sensitized Solar Cells. ACS Appl. Mater. Interfaces. 7 (20), 10834-10842 (2015).
  39. Segura, J. J., et al. Adsorbed and near surface structure of ionic liquids at a solid interface. Phys. Chem. Chem. Phys. 15 (9), 3320-3328 (2013).
  40. Hayes, R., Warr, G. G., Atkin, R. Structure and Nanostructure in Ionic Liquids. Chem. Rev. 115 (13), 150601082109009 (2015).
  41. Fukuma, T., Kobayashi, K., Matsushige, K., Yamada, H. True atomic resolution in liquid by frequency-modulation atomic force microscopy. Appl. Phys. Lett. 87 (3), 034101 (2005).
  42. Voïtchovsky, K., Kuna, J. J., Contera, S. A., Tosatti, E., Stellacci, F. Direct mapping of the solid-liquid adhesion energy with subnanometre resolution. Nat. Nanotechnol. 5 (6), 401-405 (2010).
  43. Siretanu, I., et al. Direct observation of ionic structure at solid-liquid interfaces: a deep look into the Stern Layer. Sci. Rep. 4, 4956 (2014).
  44. Ricci, M., Spijker, P., Voïtchovsky, K. Water-induced correlation between single ions imaged at the solid-liquid interface. Nat. Commun. 5, 4400 (2014).
  45. Kiracofe, D., Raman, A. On eigenmodes, stiffness, and sensitivity of atomic force microscope cantilevers in air versus liquids. J. Appl. Phys. 107 (3), 033506 (2010).
  46. San Paulo, A., Garcìa, R. High-resolution imaging of antibodies by tapping-mode atomic force microscopy: attractive and repulsive tip-sample interaction regimes. Biophys. J. 78 (3), 1599-1605 (2000).
  47. Garcìa, R., San Paulo, A. Attractive and repulsive tip-sample interaction regimes in tapping-mode atomic force microscopy. Phys. Rev. B. 60 (7), 4961-4967 (1999).
  48. Butt, H. J. Electrostatic interaction in atomic force microscopy. Biophys. J. 60 (4), 777-785 (1991).
  49. Israelachvili, J. N. Intermolecular and Surface Forces. Intermol. Surf. Forces. , (2011).
  50. Yu, C. -J., et al. Order in molecular liquids near solid-liquid interfaces. Appl. Surf. Sci. 182 (3-4), 231-235 (2001).
  51. Ortiz-Young, D., Chiu, H. -C., Kim, S., Voïtchovsky, K., Riedo, E. The interplay between apparent viscosity and wettability in nanoconfined water. Nat. Commun. 4, 2482 (2013).
  52. Patil, S. V., Hoffmann, P. M. Small-Amplitude Atomic Force Microscopy. Adv. Eng. Mater. 7 (8), 707-712 (2005).
  53. Fukuma, T., Jarvis, S. P. Development of liquid-environment frequency modulation atomic force microscope with low noise deflection sensor for cantilevers of various dimensions. Rev. Sci. Instrum. 77 (4), 043701 (2006).
  54. Burkhardt, M., et al. Concept of a molecular charge storage dielectric layer for organic thin-film memory transistors. Adv. Mater. 22 (23), 2525-2528 (2010).
  55. Garcìa, R. Amplitude Modulation Atomic Force Microscopy. , Wiley: Weinheim. (2010).
  56. Uchihashi, T., et al. Quantitative force measurements in liquid using frequency modulation atomic force microscopy. Appl. Phys. Lett. 85 (16), 3575 (2004).
  57. Yamada, H., et al. Molecular Resolution Imaging of Protein Molecules in Liquid Using Frequency Modulation Atomic Force Microscopy. Appl. Phys. Express. 2 (9), 095007 (2009).
  58. Stark, M., et al. From Images to Interactions: High-Resolution Phase Imaging in Tapping-Mode Atomic Force Microscopy. Biophys. J. 80 (6), 3009-3018 (2001).
  59. Lo, Y. -S., et al. Organic and Inorganic Contamination on Commercial AFM Cantilevers. Langmuir. 15 (19), 6522-6526 (1999).
  60. Akrami, S. M. R., Nakayachi, H., Watanabe-Nakayama, T., Asakawa, H., Fukuma, T. Significant improvements in stability and reproducibility of atomic-scale atomic force microscopy in liquid. Nanotechnology. 25 (45), 455701 (2014).
  61. Meyer, G., Amer, N. M. Novel optical approach to atomic force microscopy. Appl. Phys. Lett. 53 (12), 1045 (1988).
  62. Alexander, S., et al. An atomic-resolution atomic-force microscope implemented using an optical lever. J. Appl. Phys. 65 (1), 164 (1989).
  63. Green, C. P., et al. Normal and torsional spring constants of atomic force microscope cantilevers. Rev. Sci. Instrum. 75 (6), 1988 (2004).
  64. Cleveland, J. P., Manne, S., Bocek, D., Hansma, P. K. A nondestructive method for determining the spring constant of cantilevers for scanning force microscopy. Rev. Sci. Instrum. 64 (2), 403 (1993).
  65. Hutter, J. L., Bechhoefer, J. Calibration of atomic-force microscope tips. Rev. Sci. Instrum. 64 (7), 1868 (1993).
  66. Sader, J. E., Larson, I., Mulvaney, P., White, L. R. Method for the calibration of atomic force microscope cantilevers. Rev. Sci. Instrum. 66 (7), 3789 (1995).
  67. Ricci, M., Quinlan, R., Voitchovsky, K. No Title. Soft Matter. , Forthcoming (2016).
  68. Ricci, M., Spijker, P., Stellacci, F., Molinari, J. -F., Voïtchovsky, K. Direct visualization of single ions in the Stern layer of calcite. Langmuir. 29 (7), 2207-2216 (2013).
  69. Kilpatrick, J. I., Loh, S. -H., Jarvis, S. P. Directly probing the effects of ions on hydration forces at interfaces. J. Am. Chem. Soc. 135 (7), 2628-2634 (2013).
  70. Fukuma, T., et al. Mechanism of atomic force microscopy imaging of three-dimensional hydration structures at a solid-liquid interface. Phys. Rev. B. 92 (15), 155412 (2015).
  71. Maula, T., Westerlund, B., Slotte, J. P. Differential ability of cholesterol-enriched and gel phase domains to resist benzyl alcohol-induced fluidization in multilamellar lipid vesicles. Biochim. Biophys. Acta. 1788 (11), 2454-2461 (2009).
  72. Schroeder, F., Morrison, W. J., Gorka, C., Wood, W. G. Transbilayer effects of ethanol on fluidity of brain membrane leaflets. Biochim. Biophys. Acta - Biomembr. 946 (1), 85-94 (1988).
  73. Tierney, K. J., Block, D. E., Longo, M. L. Elasticity and phase behavior of DPPC membrane modulated by cholesterol, ergosterol, and ethanol. Biophys. J. 89 (4), 2481-2493 (2005).
  74. Basak, S., Raman, A. Dynamics of tapping mode atomic force microscopy in liquids: Theory and experiments. Appl. Phys. Lett. 91 (6), 064107 (2007).
  75. Eslami, B., Solares, S. D. Experimental approach for selecting the excitation frequency for maximum compositional contrast in viscous environments for piezo-driven bimodal atomic force microscopy. J. Appl. Phys. 119 (8), 084901 (2016).
  76. Collins, K. D., Neilson, G. W., Enderby, J. E. Ions in water: characterizing the forces that control chemical processes and biological structure. Biophys. Chem. 128 (2-3), 95-104 (2007).
  77. Lee, S. S., Fenter, P., Park, C., Sturchio, N. C., Nagy, K. L. Hydrated cation speciation at the muscovite (001)-water interface. Langmuir. 26 (22), 16647-16651 (2010).
  78. Liang, S., et al. Thermal noise reduction of mechanical oscillators by actively controlled external dissipative forces. Ultramicroscopy. 84 (1-2), 119-125 (2000).
  79. Hodges, A. R., Bussmann, K. M., Hoh, J. H. Improved atomic force microscope cantilever performance by ion beam modification. Rev. Sci. Instrum. 72 (10), 3880 (2001).
  80. Adamcik, J., Berquand, A., Mezzenga, R. Single-step direct measurement of amyloid fibrils stiffness by peak force quantitative nanomechanical atomic force microscopy. Appl. Phys. Lett. 98 (19), 193701 (2011).
  81. Preiner, J., Tang, J., Pastushenko, V., Hinterdorfer, P. Higher harmonic atomic force microscopy: imaging of biological membranes in liquid. Phys. Rev. Lett. 99 (4), 046102 (2007).
  82. Dulebo, A., et al. Second harmonic atomic force microscopy imaging of live and fixed mammalian cells. Ultramicroscopy. 109 (8), 1056-1060 (2009).
  83. Xu, X., Melcher, J., Basak, S., Reifenberger, R., Raman, A. Compositional contrast of biological materials in liquids using the momentary excitation of higher eigenmodes in dynamic atomic force microscopy. Phys. Rev. Lett. 102 (6), 060801 (2009).
  84. Turner, R. D., Kirkham, J., Devine, D., Thomson, N. H. Second harmonic atomic force microscopy of living Staphylococcus aureus bacteria. Appl. Phys. Lett. 94 (4), 043901 (2009).
  85. Barcons, V., Verdaguer, A., Font, J., Chiesa, M., Santos, S. Nanoscale Capillary Interactions in Dynamic Atomic Force Microscopy. J. Phys. Chem. C. 116 (14), 7757-7766 (2012).
  86. Wastl, D. S., Weymouth, A. J., Giessibl, F. J. Atomically resolved graphitic surfaces in air by atomic force microscopy. ACS Nano. 8 (5), 5233-5239 (2014).
  87. Wastl, D. S., Judmann, M., Weymouth, A. J., Giessibl, F. J. Atomic Resolution of Calcium and Oxygen Sublattices of Calcite in Ambient Conditions by Atomic Force Microscopy Using qPlus Sensors with Sapphire Tips. ACS Nano. 9 (4), 3858-3865 (2015).

Tags

Engineering atomic force mikroskopi væske sub-nanometer oppløsning bildebehandling amplitude-modulasjon lipid bilaget biomembraner krystaller konsoll harmoniske eigenmode solvatisering krefter
Sub-nanometer Resolution Imaging med Amplitude-modulasjon Atomic Force Microscopy i væske
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Miller, E. J., Trewby, W., Farokh… More

Miller, E. J., Trewby, W., Farokh Payam, A., Piantanida, L., Cafolla, C., Voïtchovsky, K. Sub-nanometer Resolution Imaging with Amplitude-modulation Atomic Force Microscopy in Liquid. J. Vis. Exp. (118), e54924, doi:10.3791/54924 (2016).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter