Introduction
Et af de centrale spørgsmål i forståelse plantens udvikling er, hvordan enkelte celler opfører sig under orgel differentiering og vækst. Ideelt, cellulære hændelser, såsom genekspression mønstre og intracellulært protein lokalisering, kan ses i lyset af en større sammenhæng af vævet. Dette mål stiller tekniske udfordringer og kræver hele orgel observation med en høj rumlig samt tidsmæssig opløsning i længere perioder, som kan forårsage foto-toksiske virkninger. Da planterne hurtigt at tilpasse sig miljøændringer, skal vækstbetingelserne være tæt kontrolleret. For at gøre langsigtet billeddannelse uden at forstyrre den fysiologiske tilstand af anlægget, har tre ting, der skal sikres, 1) vækstbetingelser i prøvekammeret, 2) stabile prøve montering over lange perioder, og 3) imaging med lave lysintensiteter for at undgå foto-skader og ikke-fysiologiske betingelser.
Fysiologiske voksende conditions i mikroskopet prøvekammer er afgørende for langsigtede eksperimenter. Der er en række protokoller, der findes som beskriver billeddannende vækstkamre for konfokale mikroskoper 1 - 3. Men konfokal mikroskopi introducerer høj lys intensitet til anlægget, som kan forårsage stressreaktioner og normalt hæmmer væksten fire. Desuden fleste konventionelle mikroskoper tillader kun vandret positionering af prøven, hvilket ikke er optimalt for planter, da de forsøger at orientere sig og vokse i retning af vektor af tyngdekraften. I løbet af de seneste ti år har lys-ark mikroskopi opstået som et kraftfuldt værktøj til at fange udviklingen af store prøver på cellulær opløsning til tidsperioder på op til flere dage 5 - 9. Light-ark mikroskopi tillader positionering prøven lodret og bruges i stigende grad i planteforskning studere rodudvikling 10-21, for nylig revideret af Berthet og Maizel 22. Mange af de nævnte undersøgelser 10,13 - 18,21 blev optimeret og gennemført i laboratoriet af Ernst HK Stelzer ansætte en særlig måde at prøve montering karakteriseret ved voksende roden på overfladen af en gel 17. I disse undersøgelser blev en skræddersyet mikroskop anvendes, hvor planten holdes fra bunden. I modsætning hertil hovedparten af bredt tilgængelige lys-sheet mikroskoper holde prøven fra toppen. Således denne særlige fremstillingsmetode kan ikke let påføres. Metoden præsenteres her giver en protokol for den veletablerede på påbygning metode gælder for OpenSPIM 23, en åben adgang platform for at anvende og forbedre Selective Plane Illumination Mikroskopi (SPIM).
Det overordnede mål med denne protokol er at gøre det muligt for langsigtet billeddannelse af Arabidopsis rødder i OpenSPIM lys ark mikroskop. Dette opnås ved dyrkning af en plante oprejst på sverflade af en gel med rødderne i et flydende medium, mens bladene forbliver i luften. For at sikre fotosyntetiske aktivitet af anlægget, et skræddersyet belysningssystem lyser bladene, men ikke rødderne (figur 1).
Protocol
1. Arabidopsis Dyrkning Før Billedbehandling
- Forbered ½ MS-medium (halv styrke Murashige og Skoog-medium) ved tilsætning af 2,15 g MS-medium, 10 g saccharose, 0,97 g MES (2- (N -morpholino) ethansulfonsyre) og 1 L Hedeselskabet 2 O (dobbelt-destilleret vand ) til en 1 L flaske. PH justeres til 5,8 under anvendelse af KOH.
- Der tilsættes 15 g / l gellangummi til ½ MS-medium og autoklaver det i 20 minutter ved 121 ° C.
- Hæld 30 ml af den varme medium til firkantede petriskåle (245 x 245 x 25 mm) for at skabe et lag af gel med en tykkelse på ca. 2 mm. Lad servicet køle ned til stuetemperatur for at tillade mediet at størkne.
- Sætte steriliserede Arabidopsis frø i et 1,5 ml reaktionsrør indeholdende 1 ml sterilt H2O Saml frøene under anvendelse af en glaspipette eller en 1.000 pi pipettespids og så dem på overfladen af gelen. Placer frøene hver for omkring 10 mm. Forsegle skiltet med tape.
- Inkubér pladen i 24 timer ved 4° C (stratifikation).
- Dyrk pladen i en vækst inkubator, fx ved 22 ° C i en 16/8 timers dag / nat-cyklus med 120-140 pmol / m / s lysmængde i 6 dage. Op til 10 dage gamle planter kan anvendes.
2. Plante Prøveforberedelse Metode
Bemærk: Prøveholderen kan enten 3D trykt eller håndlavet i en maskine workshop hjælp dimensionerne afbildet i figur 2C. 3D model fil findes i den supplerende materiale (Supplemental_File _-_ 3D_Sample_Holder.stl). Se linket til bestilling af 3D print i materialet listen.
- Tilsæt 5 g lav-smelte agarose i en 50 ml flaske indeholdende 50 ml ½ MS-medium og autoklaver det i 20 minutter ved 121 ° C.
- Alikvot 1% lavtsmeltende agarose opløsning i 1,5 ml reaktionsrør. Opbevares ved 4 ° C (kan anvendes i mindst to måneder).
- Smelt en portion af 1 %% lavtsmeltende agarose ved 80 ° C og lad den køle ned til33 ° C.
- Rens holder prøven i en ultralyd enhed. Sterilisere prøveholder med 70% ethanol i og vask med sterilt vand.
- Skær gelen omkring planten ved anvendelse af en skalpel.
- Løft blokken med en flad spatel og skub det forsigtigt på holderen prøve ved hjælp af en anden spatel.
- Lim gel på prøveholderen med 1% agarose (ved 33 ° C) under anvendelse af en 100 pi pipette.
- Lim planten på gelen med 1% agarose anvendelse af en 10 pi pipette. Brug et stereo mikroskop for at kontrollere, at bladene ikke er dækket med gel. Placer ikke gel direkte på området af interesse.
- At forhindre anlægget i at tørre ud, arbejde uafbrudt. Sæt holderen prøven i en 1000 uL pipettespids når det er muligt. Brug pipettespidsen som en hætte og skub den forsigtigt over den ene ende af holderen prøve, hvor anlægget er placeret.
- Sæt holderen prøven i en pipettespids kasse og forberede flere planter evt. Planter kan være direkttly afbildet eller sat tilbage i væksten inkubator.
3. Opstil mikroskop
BEMÆRK: LED-belysning system er en specialbygget lampe. De tekniske detaljer, der er nødvendige for at bygge LED-ringen kan findes i figur 3 og materialet liste. Se supplerende materiale fil (Supplemental_File _-_ LED_Ring_Board.brd) til bord design.
- Skrue eller lim (f.eks dobbeltsidet tape) LED-ringen på den nedre side af OpenSPIM x / y / z / θ-fase arm.
- Tilslut LED ring med en justerbar strømforsyning (0-30 V, max 2 A).
- Juster spændingen til den ønskede lysintensitet (for Arabidopsis, 120-140 pmol / m2 / s, figur 3D).
- Steriliser prøvekammeret med 70% ethanol og vask med sterilt vand.
- Rengør objektiv med rensebenzin og linse rengøring væv. Sterilisere objektivlinsen med 70% ethanol.
- Tilslut perfusipå rør til prøvekammeret i en envejs arrangement. Sætte en 1 L flaske indeholdende frisk ½ MS-medium og en anden tom flaske ud for den peristaltiske perfusion pumpe. Forbind flaske med medium med den nedre indløb af prøvekammeret ved hjælp af en perfusion rør. Slut øvre udløb af prøven kammer med den tomme flaske til papirkurven den anvendte medium hjælp af en anden perfusion rør.
- Indstille hastigheden af strømningen til 1 ml / min.
BEMÆRK: For ikke overspill prøvekammeret, er det vigtigt at have en højere udstrømning end tilgangen. Enten øge pumpehastigheden eller bruge et rør med en større indre diameter for udstrømningen. - Skær en sort plastfolie i 3 mm små pladser, vask med 70% ethanol og lad dem tørre, før du placerer dem i prøven kammer på vandoverfladen.
- Fjern pipettespidsen fra prøveholderen og indsæt prøveholderen i prøven kammeret. Hvis prøven indehaveren nyfremstillet ikke passer ind i scenen armen, bruge en fin sandpapir for at gøre det tyndere eller bruge en O-ring (∅ 6 mm) i tilfælde af det er for tyndt.
- For at oprette lågene, klippe den sorte aluminiumsfolie i to 50 x 25 mm stykker. Fremstilling af en 5 mm skåret i midten af den ene side af hvert stykke. Fold at skabe en trekant indrykning (Figur 1D). Luk prøvekammeret med de to låg ved at sætte lågene på toppen af prøvekammeret med trekanten fordybninger står prøveholderen. Sørg for, at plante blade er ikke i skyggen af lågene og modtage lys fra belysning system.
- Find området af interesse ved hjælp af x / y / z og rotation tidspunkt at placere en ny lateral rod i synsfeltet.
- Før optagelse, lade systemet ligevægt i mindst 15 min.
- Opsætning købet billedet.
- Sæt en stak af 217 billeder med 3 um z-afstand (650 um) og indstille tiden bortfalder med 15 min imaging interval for en samlet periode på 17 timer.
BEMÆRK: En detaljeret dokumentation omhvordan du betjener OpenSPIM software kan findes på (http://openspim.org/Acquisition#Acquiring_a_Stack).
- Sæt en stak af 217 billeder med 3 um z-afstand (650 um) og indstille tiden bortfalder med 15 min imaging interval for en samlet periode på 17 timer.
- Start optagelse.
Representative Results
Denne prøveforberedelse metode giver mulighed for dyrkning af planten inde i mikroskopet prøvekammeret under iagttagelse rodsystemet med en lys-ark mikroskop (figur 1). Planten vokser på overfladen af et lag af gel (½ MS-medium indeholdende 1,5% gellangummi) monteret på et designet prøveholder (figur 2). Indehaveren Prøven er 3D udskrives ved hjælp af et transparent harpiks som materiale. En fremstillet udgave fremhæve dimensionerne er afbildet i figur 2C. Rødderne er nedsænket i væske (½ MS-medium), som kontinuerligt opdateres ved en perfusion system. Bladene forbliver i luften og kontinuerligt belyst med en lysintensitet på 130 pmol / m / r fra blå og røde lysdioder, der er anbragt i en ring over anlægget (figur 1A, B og figur 3A-C). LED-ringen er fremstillet i vores maskinværksted ogvi giver tekniske detaljer om, hvordan man opbygger LED-ringen i figur 3 og materialet listen. Lysstyrken kan justeres kontinuerligt spænder fra 30 til 250 pmol / m 2 / s (Figur 3D). Den rodsystemet er skyggen af små plader af en sort plast folie, der dækker vandoverfladen (Figur 1). Enhver falsk lys fra belysning, som opsamles ved påvisning linse filtreres af GFP filter (figur 3E).
Med denne opsætning blev en tidsforskydning af en voksende Arabidopsis lateral root registreret i 17 timer under anvendelse af en 20X / 0.5 linse (figur 4). Den laterale rod har sin oprindelse i pericycle cellelag, som er placeret dybt inde den primære rod. For at demonstrere de billeddannende evner endnu dybere inde i et væv i længere tidsperioder, blev en højere forstørrelse (40X / 0,75) anvendes til at indfange dannelsen af en lateral root fra det første trin primordium indtil fremkomsten af den primære rod inden for en tidsperiode på 38 timer (figur 5). En eksempelvis 2D udsnit af datasættet er vist i fig. 5B. Denne optagelse giver os mulighed for at følge dynamikken i lateral roddannelse i 3D (figur 5A) med en cellulær opløsning.
Figur 1: Dyrkning betingelser inde i OpenSPIM prøvekammeret. A) Skitse af afbildningskammeret. Anlægget vokser oprejst på overfladen af en gel, der er monteret på en specialbygget prøveholder (se også figur 2). Rødderne vokser i et flydende medium, som kontinuerligt udveksles af en perfusion system. Planternes blade vokse i luft og er oplyst af røde og blå lysdioder (se også figur 3). Den rodsystemet er nedtonet Vid h små plader af en sort plast folie, der dækker vandoverfladen. Et låg fremstillet af to stykker af sort aluminiumsfolie reducerer yderligere mængden af lys under vandoverfladen og opretholder fugtigheden i prøvekammeret. Det forstørrede panelet til højre fremhæver plante vokser på overfladen af en blok af gel nedsænket i det flydende medium. En dråbe agarose monterer roden på gelen. Den stiplede kasse angiver interesseområdet observeret af mikroskopet. B) Fotografi af afbildningskammeret (uden låg). Numbers (1) - (10) i A og B betyder: (1): x / y / z / θ-fase med LED ring, (2): prøveholderen, (3): låg, (4): Arabidopsis thaliana (5): ark af sort plast folie, (6): perfusionssystem, (7): detektering objektivlinsen, (8): flydende medium, (9): prøvekammer, (10): illumination objektivlinse. C) Låget er fremstillet af to stykker sort aluminiumfolie. target = "_ blank"> Klik her for at se en større version af dette tal.
Figur 2: Indehaveren af prøven. A) 3D-model. 3D model fil findes i den supplerende materiale. B) Fotografi af 3D-prints hjælp af forskellige materialer (1) - (3): gennemsigtig akryl plast, (4) og (5): harpiks, (6): transparent harpiks. C) Teknisk tegning af prøveholderen, tal repræsenterer millimeter. D) Fotografi af det fremstillede prøveholderen med en plante monteret. Den stiplede område kan observeres ved mikroskopet. Klik her for at se en større version af dette tal.
upload / 55044 / 55044fig3.jpg "/>
Figur 3: Plant belysning setup. A) Skematisk kredsløbsdiagram af lampen. Par af lysdioder kan slås til / fra individuelt for retningsbestemt lyn. LED: lysende diode, R: modstand, T: transistor, JP: knappenålshoved. B) Den endelige udformning af belysningen lampen blev trukket ved hjælp af en PCB-software (PCB: printplade). Vi leverer bestyrelsen design fil i supplerende materiale. Bestyrelsen blev herefter fremstillet og samlet i vores instituttets MIBA maskinværksted. C) Fotografi af LED-ringen tændt. Fire par en rød og en blå LED er anbragt i en ring. D) Rækken af spænding kan justeres mellem 3,5 V og 14,0 V. Modstandskræfter blev brugt til at nå den mængde lys, der spænder fra 30 til 250 pmol / m 2 / s (R1-8: 220 Ohm, R9-12: 1.220 Ohm ). E) Emissionsspektret af lampen, GFP og YFP. tp: //ecsource.jove.com/files/ftp_upload/55044/55044fig3large.jpg "target =" _ blank "> Klik her for at se en større version af dette tal.
Figur 4: Time lapse optagelse af Arabidopsis thaliana lateral rod. Den 5 dage gamle kimplanter udtrykker en membran markør (pUBQ10 :: YFP-PIP1; 4) og en nuklear reporter (pGATA23 :: NLS-GUS-GFP) specifikt mærkning pericycle celler, der udvikler sig til en lateral rod. En stak af 217 billeder (3 um z-afstand) blev fanget hver 15 min i 17 timer optagelse ved hjælp af en 20X / 0.5 objektiv. A) Fire tidspunkter ud af 69 er vist i en maksimal intensitet projektion. B) Seks ud af 217 enkelt skiver af en z-stak af én tidspunkt er vist. Scale barer i A og B udgør 100 um.belastning / 55044 / 55044fig4large.jpg "target =" _ blank "> Klik her for at se en større version af dette tal.
Figur 5: Time lapse optagelse af Arabidopsis thaliana lateral rod. Den 6 dage gamle kimplanter udtrykker en membran markør (pUBQ10 :: YFP-PIP1; 4) og en nuklear reporter (pGATA23 :: NLS-GUS-GFP) specifikt mærkning pericycle celler, der udvikler sig til en lateral rod. En stak 200 billeder (1,5 um z-afstand) blev fanget hver 15 min til 38 h optagelse ved hjælp af en 40X / 0,75 linse. A) 3D-gengivelse af fire tidspunkter, tallene i gitteret repræsenterer um, B) enkelt skive gennem det centrale plan af de vigtigste roden. Scale bar repræsenterer 50 um. Vær venligklik her for at se en større version af dette tal.
Supplemental_File _-_ 3D_Sample_Holder.stl. 3D model fil til rådighed. Klik her for at downloade denne fil.
Supplerende fil LED Ring Board.brd. Brættet designfil er tilvejebragt. Klik her for at downloade denne fil.
Discussion
Light Sheet Fluorescens Mikroskopi har den store fordel at kombinere lav fototoksicitet og ultrahurtig erhvervelse hastighed, som kan anvendes til at indfange et stort volumen med en høj spatio-temporale opløsning samtidig holde prøven i en fysiologisk tilstand. Løsningen af en lys plade mikroskop kan sammenlignes med et konfokalt mikroskop 9. Men lysspredning og absorption sker langs excitation og emission sti individuelt og den overordnede billedkvalitet kan være betydeligt lavere inde uigennemsigtige væv i forhold til overfladen. For at omgå denne komplikation man kan bruge muligheden for at rotere prøven langs den lodrette akse og observere den samme volumen fra forskellige retninger. Men dette er ikke altid en fordel, f.eks laterale rødder opstår på den ene side af roden og billedbehandling bagfra resulterer i en billedkvalitet lav uden at få mere information. Imidlertid kan rotationen skal fortrinsvis benyttes til at positionere Sample på den bedste måde. Den klassiske horisontale arrangement af de objektive linser giver mulighed for nye måder at prøve montering. Planter drage fordel af en lodret position. Præsenteres her, den "på overfladen af gelen" monterings metode har flere fordele i forhold til andre monteringsmetoder såsom indlejring roden indersiden af en gel 24,25. 1) Den rodsystemet er i direkte kontakt med det flydende medium. Prøvekammeret er forbundet til en perfusion system, som giver kontinuerligt frisk medium. Den kan også anvendes til hurtigt at udveksle hele volumenet af prøvekammeret at anvende forskellige medier eller narkotika. 2) Før prøveforberedelse planterne vokser som de er vant til at vokse i laboratorier. Planter kan vælges under et fluorescensmikroskop og behøver kun de ønskede planter, der skal fremstilles. 3) Anlægget overføres fra petriskålen til prøveholderen uden at blive rørt. Derved kan anlægget videreudvikle på samme gel det var stigende på i væksten incubatoR og mekanisk belastning er reduceret til et minimum. 4) syn på prøven er uhindret og optiske aberrationer minimeres fordi rummet mellem prøven og påvisning målet udelukkende fyldt med medium og ingen andre materialer med forskellige brydningsindeks.
For at udføre langsigtet billeddannelse, er nødvendigt belysningen plante for at sikre fotosyntetiske aktivitet af anlægget. I de fleste laboratorier planter vokser på en transparent gel, dvs. rødderne er udsat for lys. Dette kan medføre forskellige reaktioner på deres miljø og inducerer ændringer i deres biokemi og udvikling 26,27. For at reducere mængden af lys på rodsystemet blev sort plastfolie anvendes til at dække vandoverfladen samt et låg lavet af sort aluminiumfolie dækket prøvekammeret. Lys kan nå planternes blade igennem det centrale hul i låget. I denne opsætning var ingen stigning i baggrunden lys observeret, suggesting, at mængden af falsk lys fra de røde og blå lysdioder var signifikant reduceret med GFP filter og afskærmningsorganet tilgange. Dette tillod at holde lyset tændt under billedoptagelsen uden at øge kameraet baggrundsstøj.
Indehaveren Prøven er beregnet til 3D-print. valget af materiale er imidlertid afgørende, da adskillige plastmaterialer, der blev testet var ikke 100% stabil, hvilket resulterer i en forskydning af prøven. Derfor anbefales det at anvende harpikser stedet eller bygge prøveholderen ved formaling en polyethylen (PEP) stang. Ved brug af en lys ark mikroskop setup med dobbeltsidet belysningssystem prøveholderen kan forstyrre en af de lette plader afhængigt af rotationsvinklen. For at reducere mekanisk stress under øse planten fra pladen, bruge en flad vinkel spatel. Anlægget kan hurtigt tørre ud og erfaring luftstrøm for allerførste gang. Prøv at undgå enhver luft udkast (hurtige bevægelser, air-condition flow), work uafbrudt og skub holderen prøven i en 1000 uL pipettespids når det er muligt. Inde i mikroskopet, er det afgørende at ikke dyppe hele planten i flydende og holde bladene tørre.
Teknikken er ideel til billeddannelse tidlige stadier af lateral roddannelse. Når der udføres langsigtet billeddannelse af modne rodspidserne man skal huske på, at Arabidopsis rødder vokse med 100-300 um / h hurtigt ud af synsfeltet. En meget nyttig fremtidige gennemførelse kunne være en automatiseret sporing algoritme, som vil give efter rodspids vækst i længere tid. Evnen til at styre miljøforhold som lys og næringsstoffer sammensætning af mediet under købet proces tillader undersøge, hvordan planter tilpasse sig ændringer. Roden er i direkte kontakt med det flydende medium, som kan anvendes til at påføre lægemidler til kemisk aktivere genekspression, fx ved anvendelse af dexamethason-inducerbare 28- eller β-estradiol inducerbare system 29. Det tager imidlertid tid til at udveksle hele volumenet af prøvekammeret at udvaske et lægemiddel. Opsætningen kunne forbedres ved at minimere volumenet af prøvekammeret at accelerere mediumudskiftning. Ikke desto mindre er denne teknik har et stort potentiale. Kombinationen af stigende procedure, standardiserede dyrkningsforhold og den blide billedet købet ved hjælp af lys-ark mikroskopi tillader langtidsstudier af vegetabilsk udvikling med høj opløsning på en fysiologisk niveau. Dette vil hjælpe forskerne til at udforske fundamentale mekanismer i plantens udvikling.
Acknowledgments
Vi takker Matyáš Fendrych for kritisk læsning / visning og Stephan Stadlbauer for lydudstyr. Takket være Miba Machine Shop på IST Østrig for deres bidrag til OpenSPIM. Den forskning, der fører til disse resultater har modtaget støtte fra Folkets programmet (Marie Curie-aktioner) i Den Europæiske Unions syvende rammeprogram (FP7 / 2007-2013) under REA tilskudsaftale nr [291.734] og Det Europæiske Forskningsråd (projekt ERC-2011 -StG-20101109-PSDP).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Agarose, low melting | VWR | AFFY3282125GM | |
| Black aluminum foil | Thorlabs | BKF12 | |
| Black plastic foil | Carl Roth | HT83.2 | |
| LED blue (453 nm) | OSRAM | LD CN5M-1R1S-35-1 | |
| LED red (625 nm) | OSRAM | LR T66F-ABBB-1-1 | |
| LED board - PCB design software | Cadsoft Eagle | ||
| MES monohydrate | Duchefa | M1503.0100 | |
| Micropore Surgical Tape | 3M | 1530-1 | |
| Murashige & Skoog Medium (MS-Medium) | Duchefa | M0221 | |
| Phytagel | Sigma-Aldrich | P8169 | |
| Sample holder 3D print | i.materialise | https://i.materialise.de/shop/item/sampleholder-openspim-zeisslightsheetz1 | |
| Square Petri dishes (245 x 245 x 25 mm) | VWR | 734-2179 | |
| Sucrose | Sigma-Aldrich | 84097-1KG |
References
- Grossmann, G., Guo, W. -J., et al. The RootChip: an integrated microfluidic chip for plant science. Plant Cell. 23 (12), 4234-4240 (2011).
- Busch, W., Moore, B. T., et al. A microfluidic device and computational platform for high-throughput live imaging of gene expression. Nat Methods. 9 (11), 1101-1106 (2012).
- Calder, G., Hindle, C., Chan, J., Shaw, P. An optical imaging chamber for viewing living plant cells and tissues at high resolution for extended periods. Plant Methods. 11 (1), 22 (2015).
- Dixit, R., Cyr, R. Cell damage and reactive oxygen species production induced by fluorescence microscopy: effect on mitosis and guidelines for non-invasive fluorescence microscopy. Plant J. 36 (2), 280-290 (2003).
- Huisken, J., Swoger, J., Del Bene, F., Wittbrodt, J., Stelzer, E. H. K. Optical Sectioning Deep Inside Live Embryos by Selective Plane Illumination Microscopy. Science. 305 (5686), 1007-1009 (2004).
- Keller, P. J., Schmidt, A. D., Wittbrodt, J., Stelzer, E. H. K. Reconstruction of Zebrafish Early Embryonic Development by Scanned Light Sheet Microscopy. Science. 322 (5904), 1065-1069 (2008).
- Keller, P. J., Schmidt, A. D., et al. high-contrast imaging of animal development with scanned light sheet-based structured-illumination microscopy. Nat Methods. 7 (8), 637-642 (2010).
- Höckendorf, B., Thumberger, T., Wittbrodt, J. Quantitative Analysis of Embryogenesis: A Perspective for Light Sheet Microscopy. Dev Cell. 23 (6), 1111-1120 (2012).
- Stelzer, E. H. K. Light-sheet fluorescence microscopy for quantitative biology. Nat Methods. 12 (1), 23-26 (2015).
- Maizel, A., Von Wangenheim, D., Federici, F., Haseloff, J., Stelzer, E. H. K. High-resolution live imaging of plant growth in near physiological bright conditions using light sheet fluorescence microscopy. Plant J. 68 (2), 377-385 (2011).
- Sena, G., Frentz, Z., Birnbaum, K. D., Leibler, S. Quantitation of Cellular Dynamics in Growing Arabidopsis Roots with Light Sheet Microscopy. PLoS ONE. 6 (6), e21303 (2011).
- Costa, A., Candeo, A., Fieramonti, L., Valentini, G., Bassi, A. Calcium Dynamics in Root Cells of Arabidopsis thaliana Visualized with Selective Plane Illumination Microscopy. PLoS ONE. 8 (10), (2013).
- Šamajová, O., Takáč, T., von Wangenheim, D., Stelzer, E. H. K. Update on methods and techniques to study endocytosis in plants. Endocytosis in Plants. , 1-36 (2012).
- Rosquete, M. R., Von Wangenheim, D., et al. An auxin transport mechanism restricts positive orthogravitropism in lateral roots. Curr Biol. 23 (9), 817-822 (2013).
- Lucas, M., Kenobi, K., et al. Lateral root morphogenesis is dependent on the mechanical properties of the overlaying tissues. Proc Natl Acad Sci USA. 110 (13), 5229-5234 (2013).
- Vermeer, J., von Wangenheim, D., et al. A Spatial Accommodation by Neighboring Cells Is Required for Organ Initiation in Arabidopsis. Science. 343 (6167), 178-183 (2014).
- Von Wangenheim, D., Daum, G., Lohmann, J. U., Stelzer, E. H. K., Maizel, A. Live Imaging of Arabidopsis Development. Arabidopsis Protocols. 1062, 539-550 (2014).
- Berson, T., von Wangenheim, D., et al. Trans-Golgi network localized small GTPase RabA1d is involved in cell plate formation and oscillatory root hair growth. BMC Plant Biol. 14 (1), 252 (2014).
- Langhans, M., Meckel, T. Single-molecule detection and tracking in plants. Protoplasma. 251 (2), 277-291 (2014).
- Novak, D., Kucharova, A., Ovecka, M., Komis, G., Samaj, J. Developmental nuclear localization and quantification of GFP-tagged EB1c in Arabidopsis root using light-sheet microscopy. Front Plant Sci. 6, (2015).
- Von Wangenheim, D., Fangerau, J., et al. Rules and Self-Organizing Properties of Post-embryonic Plant Organ Cell Division Patterns. Curr Biol. 26 (4), 439-449 (2016).
- Berthet, B., Maizel, A. Light sheet microscopy and live imaging of plants. J Microsc. , (2016).
- Pitrone, P. G., Schindelin, J., et al. OpenSPIM: an open-access light-sheet microscopy platform. Nat Methods. 10 (7), 598-599 (2013).
- de Luis Balaguer, M. A., et al. Multi-sample Arabidopsis Growth and Imaging Chamber (MAGIC) for long term imaging in the ZEISS Lightsheet Z.1. Dev Biol. 419 (1), (2016).
- Ovečka, M., Vaškebová, L., Komis, G., Luptovčiak, I., Smertenko, A., Šamaj, J. Preparation of plants for developmental and cellular imaging by light-sheet microscopy. Nat Protoc. 10 (8), 1234-1247 (2015).
- Yokawa, K., Kagenishi, T., Kawano, T., Mancuso, S., Baluška, F. Illumination of Arabidopsis roots induces immediate burst of ROS production. Plant Signal Behav. 6 (10), 1460-1464 (2011).
- Silva-Navas, J., et al. D-Root: a system for cultivating plants with the roots in darkness or under different light conditions. Plant J. 84 (1), 244-255 (2015).
- Aoyama, T., Chua, N. -H. A glucocorticoid-mediated transcriptional induction system in transgenic plants. Plant J. 11 (3), 605-612 (1997).
- Brand, L., et al. A versatile and reliable two-component system for tissue-specific gene induction in Arabidopsis. Plant Physiol. 141 (4), 1194-1204 (2006).
