Summary

Disseksjon av Larve Sebrafisk Gonadale Tissue

Published: April 26, 2017
doi:

Summary

Her presenterer vi en protokoll for isolering av kjønnskjertelvevet over larve sebrafisk, noe som vil lette undersøkelser av sebrafisk kjønn differensiering og vedlikehold.

Abstract

Selv om vill sebrafisk har en ZZ / ZW sex-bestemmelsessystem har tamme sebrafisk tapt sex kromosomet. De benytter en polygenisk kjønnsbestemmelse system, hvor flere gener fordelt over hele genomet kollektivt bestemme kjønn identiteten til individuelle fisk. Foreløpig genene involvert i regulering gonadeutvikling og hvordan de fungerer fortsatt unnvikende. Normalt isolere kjønnskjertelvevet er det første trinnet for å undersøke kjønns utviklingsprosesser. Her presenterer vi en prosedyre for å isolere gonadal vev fra 17 dpf (dager etter befruktning) og 25 dpf sebrafisk larver. Det isolerte gonadal vev kan deretter undersøkes ved morfologi og genekspresjon profilering.

Introduction

Den viktigste kvinnelige kjønns determinant i vilt sebrafisk kromosom 4 er tapt eller endres i temmet sebrafisk (dvs. felles lab stammer) 1. I stedet har de en polygenic kjønnsbestemmelse system ledsaget av miljøfaktorer som temperatur, oksygenmangel, næringstilgang og befolkningstetthet. De detaljerte mekanismer for sebrafisk sex utvikling er ikke fullt ut forstått. Grunnleggende spørsmål slik som når sebrafisk kjønnsbestemmelse finner sted, hva det primære kjønnsbestemmelse signal (er) er / er, og hvilke gener som regulerer det første trinn av gonade transformasjon gjenstår å bli besvart 2, 3.

I prosessen med sebrafisk sex utvikling, har flere viktige stadier blitt gjenkjent. I det tidlige stadium av utviklingen, ved å starte fra 4 HPF (timer etter befruktning) opphave bakterie-celler (PGC) gjennomgå spesifikasjon, migrering til genital mønet ogspredning. PGC tall og gjensidige interaksjoner mellom kjønnsceller og somatiske celler som er viktige for gonade differensiering 4. Ved 13 dpf (dager etter befruktning), gonadene er i udifferensierte trinnet. Ved 17 dpf, gonadene utvikle seg til bi-potensielle eggstokkene hos både fremtidige hunner og hanner. Den apoptose-avhengig overgang fra eggstokk til testis begynne ved 21 til 25 dpf og kan fortsette i flere uker. Med 35 dpf, og kjønn på gonade blitt bestemt og kjønnsspesifikke kjønnscelleproduksjon er i gang i begge eggstokkene og testiklene 5, 6, 7.

Hittil har diverse kandidatgener og mekanismer for kjønnsbestemmelse blitt foreslått. Proteomikk og transcriptomic analyse har isolert mange gener med seksuelt dimorf uttrykk og disse genene er blitt anvendt for å studere sex differensiering i sebrafisk 8, </sup> 9, 10. For eksempel, i larvesebrafisk, den cyp19a1a genet er spesifikt uttrykt i eggstokken, men ikke i testiklene 11, 12. I tillegg er AMH gen svakt uttrykt i eggstokkfollikelen granulosa celler, men sterkt i testis Sertolicellene 13. I motsetning til dette er vasa genet uttrykkes kontinuerlig i kjønnsceller både kvinnelig og mannlig sebrafisk, slik at det er en passende gonade markør 14, 15.

Investigating gonadale genekspresjonsnivåer er viktig å forstå den molekylære mekanismen for kjønnsbestemmelse og differensiering, spesielt i den bi-potensialet eggstokk trinn 3, 9. Imidlertid er den lille størrelsen på larvesebrafisk og tilsvarende små gonader kompliserer isoleringen av gonadal vev for ytterligere molekylær analyse. Tidligere studier anvendte dissekert hele stammen område mellom opercula og anal pore 16. Dette preparatet, selv om det inneholder gonader, består av flere vev og organer. Alternativt kan transgene dyr med gonade-spesifikk GFP uttrykk som vasa: ble EGFP anvendt for kjønnskjertelvevet isolert via fluorescens-aktivert cellesortering (FACS) laser og fange mikro disseksjon 17, 18. Men deres utbredt program er begrenset. Her beskriver vi en enkel prosedyre for å isolere gonadal vev fra larvesebrafisk på 17 dpf og 25 dpf. Vi viser posisjonen av gonadene i forhold til andre organer og isolere de morfologisk intakte gonadene fra det omgivende vev. Vi viser videre til gonade-spesifikke gener som vasa og cyp19a1a er sterkt uttrykt i de isolerte gonadene i forhold til stammen vev ved kvantitativ PCR (qPCR) analyse. Den foreliggende protokollen tillater identifisering, isolering, rensing og RNA-amplifikasjon av gonadal spesifikke gener fra larvesebrafisk, for derved å muliggjorde etterfølgende molekylær analyse av gonadal vev 19.

Protocol

Sebrafisk eksperimenter ble godkjent av Fudan University Institutional Animal Care og bruk Committee. Sebrafisk ble hevet og avlet i henhold til standard prosedyrer 20. 1. Forberedelser Dyrke 17 dpf og 25 dpf larvesebrafisk Transfer to mannlige og to kvinnelige voksen sebrafisk (sunt, 3 til 6 måneder gamle, laboratorium AB strain) til en kryssing tank sent på ettermiddagen før krysset dag. Separer hanner og hunner med en barriere. Neste morgen, …

Representative Results

Disseksjoner av gonadene ble utført på AB strain larvesebrafisk. Figur 1 viser et typisk kjønnskjertelvevet over larve sebrafisk ved 17 dpf og 25 dpf. For det første er den hud og musklene på den ene side av magen skåret for å eksponere de indre organer. Etter fjerning av massen av indre organer, svømmeblæren sammen med den gonade forbli i bagasjerommet. Den gonade ble festet til den ventrale side av svømmeblæren (pil i figur …

Discussion

Sebrafisk har blitt en kraftig modell og er mye brukt i utvikling og sykdomsrelatert forskning. Fremgangsmåtene for isolering av organer i voksne sebrafisk, slik som hjerne, hjerte, gonade-, og nyre, har blitt godt dokumentert 23, 24, 25. På grunn av den lille størrelsen og dynamisk remodellering av vev i gonadal larvesebrafisk, er isolasjon av kjønnskjertelvevet en krevende oppgave. Tidligere studier benyttet hele disseker…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Vi takker C Zhang for fisk omsorg. Dette arbeidet ble støttet av Natural Science Foundation National of China (31171074, 31371099 og 31571067 til GP) og ved Pujiang Talent Project (09PJ1401900 til GP).

Materials

Cell culture dish 100 mm Corning 430167 For embryo incubation
20 X EM For a 1 liter needed: add 17.5 g NaCl, 0.75 g KCl and 2.9 g CaCl.2H2O; then add 0.41 g KH2PO4, 0.412 g Na2HPO4 anhydrous and 4.9 g MgSO4. 7H2O.
1 X EM Dilute 20 X EM in distilled water
AGAROSE G-10 Gene 121985 For preparing the 2% agar plates 
Trizol Reagent Invitrogen 15596-026 For RNA isolation 
Meter glass Shen Bo 250 ml For preparing the 2% agar plates 
Microwave Oven Midea M1-211A For heating the AGAR
TWEEZER DUMONT#5INOX World Precision Instrument 500341 For dissection
Stereomicroscope Motic SMZ168 For dissection
Pure water equipment Millipore
Ringer’s solution For a 1 liter needed: Add 6.78g NaCl, 0.22 g KCl, 0.26 g CaCl2 and 1.19 g Hepes; then fill to 1 L; Adjust pH to 7.2. Sterilize by filtration and keep in an autoclaved clear polycarbonate container.
Transfer pipette Samco 202, 204
Metal bath QiLinbeier Model GL-150
Microscope Leica  M205 FA For photomicrograph
Centrifuge Eppendorf 5417R
Micro Scale RNA Isolation Kit  Ambion AM1931 For RNA isolation from gonad tissues
Dnase I  Sigma AMPD1-1KT For DNA digestion in the RNA solution 
RevertAid First Strand cDNA Synthesis Kit Thermo Scientific #K1631 For  first-strand cDNA synthesis
Rnase H  Thermo Scientific #EN0202 For digesting the residual RNA in the cDNA solution.
SYBR Green Realtime PCR Master Mix TOYOBO QPK-201 This product is a Taq DNA polymerase-based 2 x master mix for real-time PCR and  applicable for intercalation assay with SYBR Green I.
Spectrophotometer Ne Drop OD-2000+ Measuring the concentration of the total RNA
Mastercycler Eppendorf AG 22331 Hamburg gene expression profiling

References

  1. Wilson, C. A., et al. Wild sex in zebrafish: loss of the natural sex determinant in domesticated strains. Genetics. 198 (3), 1291-1308 (2014).
  2. Liew, W. C., Orban, L. Zebrafish sex: a complicated affair. Genomics. 13 (2), 172-187 (2014).
  3. Orban, L., Sreenivasan, R., Olsson, P. Long and winding roads: Testis differentiation in zebrafish. Mol. Cell. Endocrinol. 312 (1-2), 35-41 (2009).
  4. Blaser, H., et al. Transition from non-motile behaviour to directed migration during early PGC development in zebrafish. J. Cell Sci. 118, 4027-4038 (2005).
  5. Wang, X. G., Orban, L. Anti-Müllerian hormone and 11 β-hydroxylase show reciprocal expression to that of aromatase in the transforming gonad of zebrafish males. Dev. Dynam. 236 (5), 1329-1338 (2007).
  6. Siegfried, K. R., Nüsslein-Volhard, C. Germ line control of female sex determination in zebrafish. Dev. Biol. 324 (2), 277-287 (2008).
  7. Uchida, D., Yamashita, M., Kitano, T., Iguchi, T. Oocyte apoptosis during the transition from ovary-like tissue to testes during sex differentiation of juvenile zebrafish. J. Exp. Biol. 205 (Pt 6), 711-718 (2002).
  8. Groh, K. J., Schönenberger, R., Eggen, R. I. L., Segner, H., Suter, M. J. F. Analysis of protein expression in zebrafish during gonad differentiation by targeted proteomics. Gen. Comp. Endocr. 193, 210-220 (2013).
  9. Siegfried, K. R. In search of determinants: gene expression during gonadal sex differentiation. J. Fish Biol. 76 (8), 1879-1902 (2010).
  10. Small, C. M., Carney, G. E., Mo, Q., Vannucci, M., Jones, A. G. A microarray analysis of sex- and gonad-biased gene expression in the zebrafish: evidence for masculinization of the transcriptome. BMC Genomics. 10, 579 (2009).
  11. Chiang, E. F., Yan, Y. L., Guiguen, Y., Postlethwait, J., Chung, B. Two Cyp19 (P450 aromatase) genes on duplicated zebrafish chromosomes are expressed in ovary or brain. Mol. Biol. Evol. 18 (4), 542-550 (2001).
  12. Kishida, M., Callard, G. V. Distinct cytochrome P450 aromatase isoforms in zebrafish (Danio rerio) brain and ovary are differentially programmed and estrogen regulated during early development. Endocrinology. 142 (2), 740-750 (2001).
  13. Rodríguez-Marí, A., et al. Characterization and expression pattern of zebrafish anti-Müllerian hormone (amh) relative to sox9a, sox9b, and cyp19a1a, during gonad development. Gene Expr.Patterns. 5 (5), 655-667 (2005).
  14. Krovel, A. V., Olsen, L. C. Expression of a vas::EGFP transgene in primordial germ cells of the zebrafish. Mech Dev. 116 (1-2), 141-150 (2002).
  15. Krovel, A. V., Olsen, L. C. Sexual dimorphic expression pattern of a splice variant of zebrafish vasa during gonadal development. Dev. Biol. 271 (1), 190-197 (2004).
  16. Tzung, K. W., et al. Early depletion of primordial germ cells in zebrafish promotes testis formation. Stem Cell Reports. 4 (1), 61-73 (2015).
  17. Hsiao, C., Tsai, H. Transgenic zebrafish with fluorescent germ cell: a useful tool to visualize germ cell proliferation and juvenile hermaphroditism in vivo. Dev. Biol. 262 (2), 313-323 (2003).
  18. Jorgensen, A., Nielsen, J. E., Morthorst, J. E., Bjerregaard, P., Leffers, H. Laser capture microdissection of gonads from juvenile zebrafish. Reprod Biol Endocrinol. 7, 97 (2009).
  19. Chen, S., Zhang, H., Wang, F., Zhang, W., Peng, G. nr0b1 (DAX1) mutation in zebrafish causes female-to-male sex reversal through abnormal gonadal proliferation and differentiation. Mol. Cell. Endocrinol. 433, 105-116 (2016).
  20. Westerfield, M. . The Zebrafish Book: A Guide for The Laboratory Use of Zebrafish (Danio rerio). , (2000).
  21. Liew, W. C., et al. Polygenic sex determination system in zebrafish. PLoS One. 7 (4), e34397 (2012).
  22. Parichy, D. M., Elizondo, M. R., Mills, M. G., Gordon, T. N., Engeszer, R. E. Normal table of postembryonic zebrafish development: staging by externally visible anatomy of the living fish. Dev Dyn. 238 (12), 2975-3015 (2009).
  23. Gupta, T., Mullins, M. C. Dissection of Organs from the Adult Zebrafish. J. Vis Exp. (37), (2010).
  24. Arnaout, R., Reischauer, S., Stainier, D. Y. R. Recovery of Adult Zebrafish Hearts for High-throughput Applications. J. Vis Exp. (94), (2014).
  25. Gerlach, G. F., Schrader, L. N., Wingert, R. A. Dissection of the Adult Zebrafish Kidney. J. Vis Exp. (54), (2011).
  26. Yoon, C., Kawakami, K., Hopkins, N. Zebrafish vasa homologue RNA is localized to the cleavage planes of 2- and 4-cell-stage embryos and is expressed in the primordial germ cells. Development. 124 (16), 3157-3165 (1997).
  27. Braat, A. K., Speksnijder, J. E., Zivkovic, D. Germ line development in fishes. Int. J. Dev. Biol. 43 (7), 745-760 (1999).
  28. Huang, H. Y., Ketting, R. F. Isolation of zebrafish gonads for RNA isolation. Methods Mol Biol. 1093, 183-194 (2014).

Play Video

Cite This Article
Wang, X., Chen, S., Zhang, W., Ren, Y., Zhang, Q., Peng, G. Dissection of Larval Zebrafish Gonadal Tissue. J. Vis. Exp. (122), e55294, doi:10.3791/55294 (2017).

View Video