Summary
这项工作描述了基于荧光显微镜的方法研究血小板粘附，扩散和分泌的流动。这种多功能平台能够调查血小板功能，用于血栓形成和止血的机械研究。
Abstract
血小板是止血的重要参与者，形成血栓以密封血管性破裂。他们也参与血栓形成，形成阻塞脉管系统并损伤器官的血栓，具有威胁生命的后果。这激发了血小板功能的科学研究以及在流动条件下发生时跟踪细胞 - 生物过程的方法的发展。
血小板粘附和聚集研究的各种流动模型可用于血小板生物学的两个关键现象。这项工作描述了一种在激活期间研究流动下的实时血小板脱颗粒的方法。该方法利用与注射器 - 泵装置耦合的流动室，该注射器 - 泵装置放置在宽场倒置的基于LED的荧光显微镜下。这里描述的装置允许同时激发由荧光标记的抗体或荧光素递送的多个荧光团ent染料。在活细胞成像实验之后，可以使用静态显微镜（ 即共焦显微镜或扫描电子显微镜）进一步处理和分析覆盖玻璃。
Introduction
血小板是在血液中循环的无核细胞。它们的主要功能是在损伤部位密封血管破裂并防止失血。在这些损伤部位，内皮下胶原纤维变得暴露，随后被多聚体蛋白质von Willebrand因子（VWF）覆盖。 VWF以依赖于细胞表面1上的糖蛋白Ibα-IX-V复合物的机制循环中与血小板相互作用，降低血小板的速度。这在高剪切速率下尤其重要。随后血小板在从胶原接受活化脉冲的同时进行形态学变化。这导致不可逆的扩散，最终导致血小板聚集。这两个过程都取决于颗粒物质的分泌以促进血小板 - 血小板的串扰。其中，血小板α颗粒含有纤维蛋白原和VWF，以帮助血小板粘附和桥接血小板以整联蛋白依赖的方式结合在一起。血小板致密颗粒含有无机化合物2 ，包括钙和二磷酸腺苷（ADP），有助于增强血小板活化。此外，血小板含有（过敏）炎症3 ，补体控制蛋白4和血管生成因子5,6的介质，提出了在不同条件下这些内容是否以及如何差异释放的问题。
自20世纪80年代以来，血流动力学模型的研究对血栓形成机制的研究具有重要意义。从那时起，已经取得了很大的技术进步，并且目前开发了包括纤维蛋白形成的流动模型来测定治疗性血小板浓缩物的离体电位离体 8或研究剪切速率扰动对血栓形态的影响9 。驱动稳定粘附和生理性血栓形成（止血）与病理性血栓形成（血栓形成）的分子和细胞 - 生物学机制的差异可能非常微妙，并且促进了允许这些亚细胞的实时可视化的流动模型的发展流程。
这种设置将有价值的过程的一个例子是细胞内多磷酸盐的（再）分布和凝血因子的募集，以揭示其对纤维蛋白超微结构的时间依赖性影响10 。研究往往局限于终点分析。所描述的方法的主要目的是使得能够在流动期间血小板激活期间进行的动态亚细胞过程的实时视觉调查。
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Protocol
乌特勒支大学医学中心的当地医学伦理委员会批准了用于离体研究的血液，包括本研究的血液。
解决方案准备
- 通过溶解10mM HEPES，0.5mM Na 2 HPO 4，145mM NaCl，5mM KCl，1mM MgSO 4和5.55mM D-吡喃半乳糖苷，制备4-（2-羟乙基）-1-哌嗪乙磺酸（HEPES）葡萄糖在蒸馏水中。
- 制作缓冲液的两个变体：将pH值分别设置为6.5和7.4。为每一天的实验做新鲜的缓冲。补充10ng / mL前列环素。
- 通过将50mM Tris和150mM NaCl溶解在蒸馏水中制备TRIS缓冲盐水（TBS）并将pH调节至9.0。
- 通过将85mM柠檬酸三钠，71mM柠檬酸和111mM D-葡萄糖溶解在dis中制备柠檬酸柠檬酸葡萄糖（ACD）耕种水
- 通过向HEPES Tyrode缓冲液（pH 7.4）中加入2％（v / v）多聚甲醛（PFA）来制备固定液。加热溶解（50-70℃）并将pH设定为7.4。等分并储存在-20°C。使用前在37°C解冻。
- 通过将1％（m / v）人血清白蛋白（HSA）溶解在HEPES Tyrode缓冲液（pH 7.4）中来制备封闭缓冲液
- 通过向12g甘油中加入4.8g聚乙烯醇制成聚乙烯醇溶液并充分混合。加入12 mL蒸馏水，并在室温下放置在旋转器上过夜。
- 加入24 mL 0.2 M Tris-HCL，pH 8.5。加热至50℃同时混合30分钟。加入1.25g 1,4-二氮杂双环[2.2.2]辛烷（DABCO）并充分混合。以1,500 xg离心5分钟。将上清液等分（1mL足以用于15-20个载玻片）并保存在-20℃。使用等分试样一次。
2.盖玻璃准备
- 脱脂盖玻璃（25×50mm 2 ）通过在未稀释的染色硫酸中孵育过夜。用蒸馏水冲洗盖玻片，并在烘箱中在60℃下将其干燥过夜。
- 在一个实验台上，用一滴水粘在一块石蜡膜（10 x 15 cm 2 ）上，并通过平滑石蜡膜去除空气。将80μL10μg/ mL VWF或100μg/ mL纤维蛋白滴滴至石蜡膜上。将眼镜放在水滴上;蛋白质溶液将在两个表面之间扩展以覆盖玻璃的整个背面。在室温（RT）孵育1.5小时。
- 取出石蜡膜，然后放置盖玻片，将涂层面朝上放在带有阻塞缓冲液的4孔板中。在37℃下孵育1小时或在4℃下孵育过夜。作为对照，阻挡未涂覆VWF或纤维蛋白原的玻璃罩。
3.制备富血小板血浆（PRP）
注意：离心后，可以观察到三层（从上到下）：PRP，白细胞和红细胞。确保不要包含白色和红色的单元格。通常，在离心9-mL血管后可以收集3mL的PRP。
注意：通常，在第二次离心步骤后可以收集2 mL。
注：稀释PRP的总体积取决于供体的血小板计数。供体之间的血小板计数差异很大，PRP稀释需要单独评估。血小板计数在15万和45万血小板/μL之间被认为是正常的。
4.洗涤血小板的制备
- 使用细胞分析仪确定PRP中的平均血小板体积（MPV）。
注意：这是血小板预激活的指标11 。静息血小板的正常MPV为7.5-11.5 fL 11 。在血小板清洗过程中，MPV应不超过1.5 fL。 - 向PRP添加1/10体积的ACD以防止血小板预激活，并以400 xg离心15分钟，无刹车。删除su并在HEPES Tyrode的缓冲液pH 6.5中小心地将沉淀重新悬浮至PRP的原始体积。
- 通过加入TBS至10μg/ mL的浓度来解冻前列环素的等分试样;保持在冰上。
- 为了防止血小板活化，将最终浓度为10ng / mL的前列腺素加入重悬浮的血小板中，并立即以400xg离心15分钟并在无刹车的情况下离心15分钟。取出上清液，并将细胞小心重新悬浮于HEPES Tyrode缓冲液（pH 7.4）中。
- 计算血小板数（步骤3.5）并确定MPV的变化（步骤4.1）（MPV不应改变超过1.5fL）。
- 使用HEPES Tyrode缓冲液（pH 7.4）调节血小板数，达到150,000血小板/μL的浓度。在实验前，让血小板在室温下恢复30分钟。分离后4小时内用洗涤的血小板进行实验。
流动室总成
12 。可以使用各种商业生产的流动室，只要它们可以容纳玻璃盖，玻璃盖优先是可移除的，用于进一步的分析。用于所述实验的流动室由聚（甲基丙烯酸甲酯）制成，以精确地配合显微镜插入台。它包含入口和出口（ 图1A - C ; 1,2），以及真空连接（ 图1A和C ; 3）。定制的硅胶片（ 图1A和D ; 4）放置在顶部。两个切口形成真空通道（ 图1A和D ; 5），以将盖玻璃（ 图1A ; 6）紧紧地连接到腔室。中心切口形成流动通道（ 图1A D ; 7; 2.0mm宽和0.125mm高）。入口和出口连接到流动通道，真空连接到真空通道。
- 用蒸馏水覆盖流动室的顶部，并将定制的硅胶片放置在水面上。通过清除多余的水将片材浮起就位，同时保持片材的位置。
注意：这种硅胶片是可重复使用的（有机硅是惰性的）;一般来说，没有观察到附着于其上的血小板。纸张可以用清洁剂清洁并重新使用，直到材料损坏（ 即撕裂，特别是在通道之间的区域）。通常，片材可以使用20天，每天多次实验。 - 在60℃下将流动室孵育1小时以蒸发残留的水以将硅胶片牢固地粘附到流动室。
- 用塑料巴斯德吸管，加一滴HEPES Tyrode的缓冲液，pH 7.4，流入通道。将盖玻片（见第2部分）与涂层面朝下放在流道上。将真空泵连接到真空接头（ 图1A和C ; 3）。施加〜10 kPa压力。
6.血小板的预染色和抗体的制备
- 血小板染色
- 使用10μg/ mL DAPI在37℃下在黑暗中孵育洗涤的血小板30分钟。为了洗去未结合的DAPI并防止血小板活化，加入终浓度为10 ng / mL的前列环素，立即以400 xg离心15 min，无刹车。
- 将HEPES Tyrode缓冲液（pH 7.4）中的血小板沉淀重建为血小板浓度为150,000血小板/μL。
- 制备抗体
- 将生物素标记的抗体与Alexa标记的链球菌混合tavidin，摩尔比为1：1。使用前在室温下孵育至少10分钟（步骤7.6）。
注意：生物素标记效率可能因不同批次而异。如果目标分子的可视化存在问题，则应进行对照实验以确认成功的生物素化，以及特异性生物素化抗体的靶结合特性。
- 将生物素标记的抗体与Alexa标记的链球菌混合tavidin，摩尔比为1：1。使用前在室温下孵育至少10分钟（步骤7.6）。
灌注
- 启动荧光显微镜，以及显微镜软件。使用表1中列出的显微镜设置。
注意：通过在显微镜软件中加载适当的实验，启动显微镜和记录活细胞可视化和记录血小板和选定的荧光标记的抗体和/或染料的设置。在室温下进行流动实验。 - 通过将10 mL注射器连接到管道上并吸入1％HSA blo来阻塞入口管将缓冲液浸入入口管中。在室温下孵育15分钟。通过将HEPES Tyrode缓冲液（pH 7.4）吸入入口管中冲洗入口管。
- 将堵塞的入口管和未处理的出口管连接到腔的入口和出口，直径为1.02mm，长度为〜20-30cm。将10 mL注射器（或更低的体积更精确）连接到出口管。打开注射泵。
注意：注射器的直径与泵上设定的流速相结合确定体积流量。与流路的表面积一起，可以根据公式13计算剪切速率 下面。因此，可以通过改变注射泵的流量或改变流动通道的尺寸来操纵剪切速率。 800-1,600 s -1的剪切速度通常是动脉血流模型，而静脉血的模型为25 - 100 s-1流。对于该设置，7.5μL/ min的流速导致剪切速率为25s -1 。
剪切速率= sQ中的6Q / h 2 w
其中：Q =体积流量（mL / s），h =高通道（cm）（0.0125cm;这是硅胶片的厚度），w =宽度通道（cm）（室中0.2cm）。 - 将一滴浸油放在100X物镜上（总放大1000倍），并将玻璃表面放置在显微镜上。
- 将入口管放入含有HEPES Tyrode缓冲液（pH 7.4）的管中。手动拉动连接到出口管的注射器的柱塞，并将溶液拉出室，以从系统中除去空气。将注射器放入注射泵（ 图1B 和C ; 8）中，然后短暂运转，拧紧柱塞，确保稳定的流量。
- 小心地向血小板悬浮液或PRP添加抗体和/或染料与塑料移液器混合，并将混合物转移到1.5-mL管中。
注意：对于剪切速率25 s-1 （7.5μL/ min）的典型30分钟灌注，需要至少225μL血小板悬浮液。用于代表性结果的抗体显示在表2中 。 - 将入口管道从HEPES Tyrode缓冲液（pH 7.4）挤压到含有PRP或洗涤过的血小板以及抗体和/或染料（ 图1B 和C ; 9）的1.5-mL管中。
注意：重要的是，在传送管道时，挤压管道（挤出空气），以防止空气进入管道。通过将入口管以类似的方式移动到另一管，可以在随后的步骤中用各种试剂处理粘附的血小板。 表3中列出了潜在有用的试剂列表。 - 选择“现场可视化”n“选项，将显微镜放置在涂覆的盖玻璃的表面，并以1,600 s-1 （484μL/ min）的剪切速率启动泵，直到血小板到达流动室，此时，通过将注射泵的设置改变为7.5μL/ min的流量，将剪切速率降低到25 s-1 。
- 监控盖玻片的涂层表面，等到第一个血小板开始粘附，将显微镜聚焦在该血小板上，并通过在软件中启动实验开始记录。这里使用的记录设置见表1 。
- 直观地跟踪现场录音。 30分钟后，停止注射泵。
注意：确保在实验过程中血小板保持对焦。通常，20-30个血小板以1000倍的倍率附在视野内;这在整个流动通道中约为2,000-3,000个血小板。 - 固定使用流动室（可选）。
- 当注射泵停止后流动停止时，将进样管（无空气）转移到固定液中。重新启动泵，并以与步骤7.8中所述相同的流速将固定缓冲液流过通道至少10分钟。
- 从显微镜中取出腔室，清洁玻璃上的浸油，断开真空，并用18 G针小心地从室中取出盖玻片。
注意：防止盖玻片破损和损坏硅片。 - 将盖子滑块（细胞向上）放在组织顶部的4孔板中，用蒸馏水预先润湿。
注意：这样可以防止盖玻片粘附到孔表面并防止干燥。 - 在盖玻片顶部吸取750μL固定液，室温孵育1 h。如果样品不能直接分析，在4℃下将其储存在0.5％PFA（由HEPES Tyrode缓冲液，pH7.4稀释）中，以确保稳定的固定。继续执行第8节处理遮盖玻璃进行成像。
- 使用后，用蒸馏水冲洗腔室，管道和片材，并在洗涤剂溶液中孵育过夜。在重新使用腔室和其他部件之前，用蒸馏水冲洗。
- 保存包含所有元数据的显微镜原始数据文件。需要时，将电影导出为.MOV，h.264压缩或.AVI未压缩。将单独的帧保存为JPEG或TIF文件。
8.共聚焦荧光显微镜的样品制备
- 将盖玻片转移到新的4孔板上，并用3 mL HEPES Tyrode缓冲液（pH 7.4）冲洗5次。加入3 mL /孔封闭缓冲液，室温孵育1 h。
- 去除阻塞缓冲区;在HEPES Tyrode缓冲液pH 7.4中加入3 mL /孔的0.15％甘氨酸（M / V）;并在R孵育15分钟T.
- 去除甘氨酸溶液，并在3 mL /孔封闭缓冲液中洗5次。任选地，加入在封闭缓冲液中稀释的荧光团缀合的抗体以进行染色。在室温下在黑暗中孵育1小时。
- 用阻塞缓冲液洗涤5次，用蒸馏水洗2次。通过用组织（从边缘向内）去除多余的液体，而不用接触细胞来干燥玻璃。
- 将60μL聚乙烯醇溶液移至显微镜载玻片上。将盖玻片放在玻璃瓶的顶部，让聚乙烯醇在两个表面之间展开。在黑暗中在室温过夜孵育。
- 通过共聚焦显微镜分析细胞14 。
- 保存包含所有元数据的记录堆栈数据的原始数据文件。需要时，将原始数据文件处理为MOV，h.264压缩或.AVI未压缩文件。将单独的堆栈保存为JPEG或TIF文件。
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Representative Results
图1显示了流动室的图像和实验装置;硅片的位置和尺寸;和管道连接。 图2提供了流动室的尺寸的细节。 图3和电影1显示血小板粘附和扩散在固定化VWF上的时间序列图像。 CD63是一种跨膜蛋白，其被插入静止血小板15的细胞内致密颗粒的膜中。其在血小板表面上的时间依赖性动员显示为绿色。类似地，P-选择素（Psel）是插入静止血小板的细胞内α-颗粒的膜中的跨膜蛋白。其在血小板表面上的时间依赖性动员显示为橙色。 图3B示出了45°角的代表性图像，通过流式实验后的共焦荧光显微镜获得。 电影2显示了相同实验的倾斜系列。注意，CD63主要位于中央肉芽肿，而P-选择蛋白分布在整个细胞体上，并且在边缘看起来集中。 图4A和电影3显示CD63在血小板表面（绿色）上的时间依赖性动员。在这些实验中，将血小板（不具有核DNA）与DAPI（蓝色）预温育，DAPI（蓝色）在致密颗粒16中污染多磷酸盐。值得注意的是，尽管有致密颗粒释放的明显迹象（单细胞分析如图4B和电影4所示 ），多磷酸盐保留在这些血小板的外部或外部。 图5和电影5显示VWF的时间依赖性动员（或招募），血栓形成多发性硬化症将imeric蛋白17储存在α颗粒中，至血小板表面（绿色）。与多磷酸盐类似，VWF与活化血小板的表面保持相关。
图1：流室和实验设置。 （ A ）具有入口和出口（1和2）的流动室设计图，其上放置硅树脂板（4）的真空连接（3）。硅片中的两个外部切口（5）形成真空通道以附接盖玻片（6）。中央切口（7）形成实验装置的流路（ B ）图像。入口和出口（1和2），注射泵（8）和样品架（9）。 （ C ）实验装置示意图;数字与A和B中的数字相同。（ D ）尺寸示意图的定制切割硅胶片。 （ E ）聚（甲基丙烯酸甲酯）流动室的概述。 请点击此处查看此图的较大版本。
图2：流动室的详细蓝图。流动室由聚（甲基丙烯酸甲酯）块（1） ，用于真空入口（2）的一个直的聚甲醛插入物和用于样品入口和出口（3）的两个成角度的聚甲醛插入物组成。倾斜的聚甲醛插入物包含直径为1.07mm的金属毛细管。直插入物包含直径为1.3mm的毛细管。 658 / 55658fig2large.jpg“target =”_ blank“>请点击此处查看此图的较大版本。
图3：固定化血管性血友病因子的血小板扩散和脱颗粒。 （ A ）CD63和P-选择素在扩散和脱颗粒血小板的表面上的时间依赖性动员。白色比例尺（左上）表示10μm。 （ B ）以45°角的代表性共焦荧光显微镜图像。白色比例尺（左下）表示2μm。绿色，CD63;橙色，P-选择素。 请点击此处查看此图的较大版本。
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图4：浓缩颗粒在固定化纤维蛋白原上的血小板扩散，脱颗粒和移动性。 （ A ）CD63和多磷酸盐对血小板表面的时间依赖性动员。白色比例尺（左上）表示10μm。 （ B ）单个血小板的时间序列（t = 0表示与表面的第一粘附）。白色比例尺（右下角）表示2μm。绿色，CD63;蓝色，DAPI。 请点击此处查看此图的较大版本。
图5：血管性血友病因子在固定化纤维蛋白原血小板表面上的表面结合。 VWF对血小板表面的时间依赖性动员（或招募）。 Ť他的白色比例尺（左上角）表示5μm。绿色，VWF。 请点击此处查看此图的较大版本。
| 设置 | 值 |
| 暴露时间FITC（Alexa488） | 200 ms / 300 ms |
| LED 488强度FITC（Alexa488） | 50％ |
| 曝光时间DIC | 30毫秒 |
| 电压卤素灯 | 4.5伏 |
| 暴露时间TRITC（Alexa 546） | 400毫秒 |
| LED 555强度FITC（Alexa546） | 50％ |
| 暴露时间DAPI | 500毫秒 |
| LED 365强度 | 50％ |
| 过滤器FITC | 过滤器10 |
| 过滤器TRITC | 过滤器20 |
| 过滤器DAPI | 过滤器01 |
| 目的 | Alpha Plan-Fluar 100x / 1.45油 |
| 帧速率，录像时间 | 1帧/ 10秒，30分钟 |
| 文件压缩电影 | MOV（h.264），AVI（未压缩） |
| 文件压缩图片 | JPEG，TIF |
表1：显微镜设置。用于代表性实验的设置。
| 目标 | 抗体/染料 | 浓度 |
| CD63 | <td>抗CD63-生物素*）325 ng / mL | |
| P-选择素 | 抗CD62P-生物素**） | 90 ng / mL |
| 脱氧核糖核酸 | DAPI | 10μg/ mL |
| VWF | 抗人VWF-FITC | 5μg/ mL |
| *）抗CD63-生物素抗体与使用前摩尔比1:1的链霉亲和素-Alexa488混合 | ||
| **）抗-CD62P-生物素抗体与链霉亲和素-Alexa546以1:1的摩尔比混合，然后使用 | ||
表2：抗体和染料。推荐的抗体和染料浓度用于显示代表性实验。
| 试剂类别 | 示例组合unds |
| 血小板激动剂 | 凝血酶，ADP，PAR-1或-4活化肽，U46619，血栓烷A2，ADP |
| 酶抑制剂 | 水蛭素，PPACK，类肝素（间接），玉米胰蛋白酶抑制剂，大豆胰蛋白酶抑制剂 |
| 受体拮抗剂 | 抗糖蛋白1bα，抗糖蛋白VI;氯吡格雷，（循环）RGD肽 |
| 活化抑制剂 | 阿司匹林预处理，固定 |
表3：潜在有用的试剂。
补充电影：电影1：血小板的图像的时间序列（ 见图1 ），电影2： 图3B的倾斜系列，电影3：CD63在血小板上的时间依赖性动员表面（ 见图4 ），电影4：单细胞分析的时间序列（参见图4B ），电影5：VWF的时间依赖动员（参见图5 ）。
请点击这里下载电影1。
请点击这里下载电影2。
请点击这里下载电影3。
请点击这里下载电影4。
请点击这里下载电影5。
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Discussion
在世界范围内，血栓形成是死亡和发病的主要原因，血小板在其发展中起着核心作用。这项工作描述了流动下血小板脱颗粒活细胞成像的方法。通常假设当血小板活化时，所有颗粒内容物直接释放到溶液中。伴随的结果表明，情况并非如此。在粘附和脱颗粒过程中，血小板保留了大量的多磷酸盐（ 图4 ）。另外，多核蛋白VWF在脱粒后与血小板表面相关（ 图5 ）。这表明控制血小板颗粒脱颗粒的分子机制比一般假设更微妙。
为了能够在流动下进行血小板脱颗粒的活细胞成像，选择实验条件以将血小板聚集最小化。血小板使用15万个血小板/μL的ts。这是正常范围的下限（150,000-450,000血小板/μL）。此外，对固定化的VWF或纤维蛋白原研究血小板粘附和扩散，导致轻度血小板活化（与胶原相反）。在洗涤血小板的研究中，增加的剪切速率将这些细胞移动到流动的中心。这干扰了粘附和随后的扩散，使脱颗粒的研究变得复杂化。
在生理止血中，血小板边缘重要。这个过程由红细胞驱动，解释了为什么低贫血有时伴有出血素质。所提出的技术的局限性在于，血小板脱颗粒（所提供的材料和试剂）的可视化被红细胞扰乱。血小板功能受剪切应力的影响，剪切应力是流体粘度（μ）的函数，以及的剪切速率。因此，推荐在具有可比粘度的溶液（ 即洗涤血小板，重构血液，PRP或全血）的流动模型中研究血小板功能。
执行这些实验时要考虑几个实际因素。首先，荧光信号受到焦点区域的强烈影响。如果显微镜未对焦，则信号很容易模糊或甚至丢失。在血小板到达流动通道之前，最好关注通道本身（从硅片/流动通道壁的边缘开始）。当血小板开始粘附时，注意这一粘附事件。第二个关注的问题是漂白某些荧光团（ 如 FITC）。重复激励将导致信号丢失，扰乱调查。通过使用更稳定的荧光团可以克服这些障碍，降低激发LED光的强度，缩短曝光时间和/或降低帧速率。
这里描述的模型对于对各种固定化蛋白质和不同流速进行血小板反应的详细研究非常有用。潜在的这种方法也可以用来研究它们与活化内皮细胞的相互作用。允许特殊流通室的灵活设计的技术进步目前正在开辟生物相容性研究的途径19 。流式血小板反应性的活细胞成像将揭示血小板粘附反应复杂性的有价值的见解。最终，这些经验应该导致开发实验流程模型，允许联合调查血小板功能和对凝血系统的影响。
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Disclosures
作者没有什么可以披露的。
Acknowledgments
CM承认国际患者组织对C1抑制剂缺乏症（HAEi），Stichting Vrienden van Het UMC Utrecht和Landsteiner输血研究基金会（LSBR）的财政支持。
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 4-(2-hydroxyethyl)-1-piperazineethanesulfonic acid (HEPES) | VWR | 441476L | |
| Na2HPO4 | Sigma | S-0876 | |
| NaCl | Sigma | 31434 | |
| KCl | Sigma | 31248 | |
| MgSO4 | Merck KGaA | 1.05886 | |
| D-glucose | Merck KGaA | 1.04074 | |
| Prostacyclin | Cayman Chemical | 18220 | |
| Tri-sodium citrate | Merck KGaA | 1.06448 | |
| Citric acid | Merck KGaA | 1.00244 | |
| Cover glasses | Menzel-Gläser | BBAD02400500#A | 24 x 50 mm, No. 1 = 0.13 - 0.16 mm thickness. |
| Chromosulfuric acid (2% CrO3) | Riedel de Haen | 07404 | CAS [65272-70-0]. |
| Von Willebrand factor (VWF) | in-house purified | ||
| Fibrinogen | Enzyme Research Laboratories | FIB3L | |
| 4 well dish, non-treated | Thermo Scientific | 267061 | |
| Human Serum Albumin Fraction V | Haem Technologies Inc. | 823022 | |
| Blood collection tubes, 9 mL, 9NC Coagulation Sodium Citrate 3.2% | Greiner Bio-One | 455322 | |
| Cell analyser | Abbott Diagnostics | CELL-DYN hematology analyzer | |
| Paraformaldehyde | Sigma | 30525-89-4 | |
| Syringe pump | Harvard Apparatus, Holliston, MA | Harvard apparatus 22 | |
| 10 mL syringe with 14.5 mm diameter | BD biosciences | 305959 | Luer-Lok syringe |
| Anti-CD63-biotin | Abcam | AB134331 | |
| Anti-CD62P-biotin | R&D Systems | Dy137 | |
| 4’,6-Diamidino-2-phenylindole dihydrochloride (DAPI) | Polysciences Inc. | 9224 | |
| Streptavidin, Alexa Fluor 488 conjugate | Thermo Scientific | S11223 | |
| Immersion oil | Zeiss | 444963-0000-000 | |
| Detergent solution | Unilever, Biotex | ||
| Glycine | Sigma | 56-40-6 | |
| Polyvinyl alcohol | Sigma | 9002-89-5 | Mowiol 40-88. |
| Tris hydrochloride | Sigma | 1185-53-1 | |
| 1,4-Diazabicyclo[2.2.2]octane (DABCO) | Sigma | 280-57-9 | |
| Sheep Anti-hVWF pAb | Abcam | AB9378 | |
| Alexa fluor 488-NHS | Thermo Scientific | A20000 | |
| Glycerol | Sigma-Aldrich | 15523-1L-R | |
| Parafinn film | Bemis | PM-996 | 4 in. x 125 ft. Roll. |
| Silicone sheet non-reinforced | Nagor | NA 500-1 | 200 mm x 150 mm x 0.125 mm. |
| Customized cut silicone sheet with perfusion and vacuum channels | in-house made | Made of Silicone sheet non-reinforced (Nagor, NA 500-1) | |
| 1.5 mL tubes | Eppendorf AG | T9661-1000AE | |
| Fluorescent microscope | Zeiss Observer Z1 | Equiped with LED excitation lights. | |
| Microscope software | Zeiss ZEN 2 | blue edition | |
| 18 G needle (18 G x 1 1/2") | BD biosciences | 305196 | |
| NaCl | Riedel de Haen | 31248375 | |
| Tris | Roche | 10708976 | |
| Plastic pasteur pipet | VWR | 612-1681 | 7 mL non sterile, graduated up to 3 mL. |
| Silicone tubing | VWR | 228-0656 | Inner diameter. x Outer diameter x Wall thickness = 1.02 x 2.16 x 0.57 mm. |
| Microscope slides | Thermo Scientific | ABAA000001##12E | 76 x 26 x 1 mm, ground edges 45 °, frosted end. |
References
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