Summary
我们提出了一种在体内研究人胎盘生理学的详细方法。该方法将来自胎盘和母胎侧的进出血管的血液采样与体积血流和胎盘组织取样的超声测量相结合。
Abstract
人胎盘在子宫内仍然无法进行研究。因此，目前对人类胎盘生理学的了解在很大程度上取决于动物研究，尽管胎盘解剖学中物种的多样性，血液动力学和妊娠持续时间。绝大多数人胎盘研究是离体灌注研究或体外滋养层研究。虽然体外研究和动物模型是必不可少的，但是将这些研究结果外推到体内的人类胎盘是不确定的。我们的目的是在体内研究人胎盘生理学，并提出该方法的详细方案。在计划剖宫产期间，利用子宫内膜的子宫静脉进入子宫静脉，我们从胎盘母体和胎侧的进出血管中收集血样。组合时从体积血流测量的血液样本中心测量，我们能够量化胎盘和胎儿摄取和任何化合物的释放。此外，来自相同母胎胎系的胎盘组织样本可以提供运动员密度和活性以及体内胎盘功能的其它方面的测量。通过这种4血管采样方法的综合使用，我们能够在正常和病理性怀孕中测试体内胎盘营养转移和代谢的一些现有概念。此外，该方法能够将胎盘分泌的物质鉴定为母体循环，这可能是对胎盘功能障碍生物标志物的检索的重要贡献。
Introduction
根据卫生，美国全国学院，胎盘是在人体1，2，3中的至少理解器官。 在体内不易对正在进行的怀孕造成不道德的风险进行人体胎盘的访问和研究是困难的。因此，人体胎盘功能的研究主要是基于体外和离体模型。多数在胎盘转运和代谢的体内研究以前已经在动物4,5被执行，6。然而，由于胎盘结构和功能在物种间有很大差异，所以必须谨慎地将动物的结果外推至人体。只有少数较小的人体内研究已经调查了在正常生理学下的胎盘和胎儿摄取和运输人的条件下，并且没有已经探索几种化合物7，8，9，10，11，12，13的集成传输。这些基础研究表明，人胎盘的体内研究是可行的，并且它们可以用于多种目的。首先，主要来自体外 ， 体外和动物研究的胎盘功能的现有概念可以在人的环境中进行测试，从而提供对人胎盘的新颖和更具体的洞察。其次，与异常胎儿生长，先兆子痫，母亲糖尿病，代谢综合征和其他母体代谢紊乱相关的功能障碍性胎盘的性质可以更好地表征。第三，人体内研究提供了开发诊断的机会tic和胎盘功能的预测工具。
在这个背景下，我们旨在建立一个全面的生理数据收集，以调查体内人胎盘功能。在计划剖宫产期间，我们利用腹腔内进入子宫静脉从胎盘的母胎和胎侧的进出血管收集血液样品（4血管采样方法）。这些样品用于计算营养物质和其他物质的成对动静脉浓度差异14 。此外，我们通过超声测量胎盘两侧的体积血流量。因此，可以量化任何化合物的胎盘和胎儿摄取。此外，能够确定由胎盘释放到母体和胎儿循环15，16，17的物质。结合时20d与母亲和儿童的临床参数，以及胎盘的分析和其他相关组织，这种方法具有令人兴奋的潜力，在同一个母亲，胎儿对胎盘功能的许多方面集成在体内 。
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Protocol
该研究由奥斯陆大学医院数据保护官员和挪威南部卫生研究伦理学区域委员会2419/2011批准。所有参与者签署书面知情同意书。
准备工作
注意：程序的时间表如图1所示 。
图1 ： 描述涉及4血管采样程序的时间和人员的流程图。
一种颜色代表一个人。该方法的详细说明在协议中给出。 请点击此处查看此图的较大版本。
- 员工
- 准备设备，冷冻冷冻的1M冰磷酸缓冲盐水（PBS），25mL冷RNA稳定溶液和5×0.5mL最佳切割温度化合物（OCT）。标记出真空管和管子。见临时设备清单。
2.产妇特征
- 记录产妇的临床和非临床特征，并重复相关问题和我发货时包括重量，包括重量。记录剖宫产前的禁食期，以及手术期间发生的任何低血压事件。
注意：包括最近在全球妊娠合并实验室（COLAB）出版的报告中提供的最小母亲临床数据。本文还包括选择学习人群的一些非常重要的方面，在规划研究时应予以解决18 。 - 考虑记录父系特征，包括种族，年龄和体重指数（BMI）。
超声波
- 在交付当天进行多普勒超声检查，女性处于禁食状态。在胎儿静止期间进行检查，女性处于半仰卧位，与感兴趣区域稍微横向倾斜，以避免压迫主动脉和腔静脉。监视输出显示器上的机械和热指数的张力。
- 脐静脉
- 在脐静脉中可以观察到胎腹的矢状或斜向横断。在任何可见的分支之前测量腹内脐静脉直线部分的内部血管直径。使用常规B模式，并以直径测量的垂直角度观察容器，并保留几个最佳框架用于以后的测量，以最小化脉动直径变化的影响。
- 重复测量五到十次19 。
- 在同一个位置，使用多普勒超声，并调整探头以获得尽可能低的声压角（始终<30°），以测量时间平均最大速度（TAMX）。在3 - 5秒（非脉动流量）的时间内获得速度。
- 在脐静脉中可以观察到胎腹的矢状或斜向横断。在任何可见的分支之前测量腹内脐静脉直线部分的内部血管直径。使用常规B模式，并以直径测量的垂直角度观察容器，并保留几个最佳框架用于以后的测量，以最小化脉动直径变化的影响。
- 子宫动脉
- 使用多普勒超声显示子宫动脉穿过髂外动脉后立即从髂内动脉分支。调整此位置的探头以获得较低的角度（始终<30°）并测量TAMX。获取速度为三个心脏周期的平均速度。
- 由于在与TAMX测量相同的位置处不太可能获得垂直的角度，所以沿着容器向远侧方向，以获得直径测量值的正确角度，使其尽可能接近直径测量点。如果任何可见的血管在该位置之前分支，则通过彩色多普勒超声评估，排除直径测量。
- 使用常规B模式，并以直径测量的垂直角度观察容器，并保留几个最佳框架用于以后的测量，以最小化脉动直径变化的影响。
- 重复测量五到十次19 。
- 注意胎盘的位置。
4血管采血
注意： 图1中概述了程序的时间表， 图2中显示了样品的概述。
图2 ： 胎盘脉管系统和采样部位的示意图。
在4血管采样方法中，血液样品从子宫静脉，桡动脉（作为子宫动脉的代理）和脐动脉和静脉抽取。通过超声测量子宫动脉和脐静脉血流量。收集来自胎盘的组织样品。插图：奥斯陆大学ØysteinH. Horgmo。5847fig2large.jpg“target =”_ blank“>请点击此处查看此图的较大版本。
- 安全程序
- 向操作剧院的所有人员提供手套，手术擦洗套装，口罩和头饰。
- 提供外科医生和研究人员与手术护理套装，口罩，头饰，长袍和双手套接触手术领域。眼镜是可选的。
- 提供用手套处理血液样本的人员。
- 提供使用手套和手术口罩处理胎盘样品的人员。均质化需要使用罩。
- 准备在手术室
- 给予介绍，并将设备交给所有在手术开始前协助取样的人员。
- 解决麻醉师和麻醉护士谁将协助进行必要的外周动脉和静脉通路，并确保取样前不得静脉注射液体。
- 给辅助肘前静脉样本的人和两个注射器（一个20 mL和一个10 mL）和一个血液注射器（含肝素）的三个注射器（10 mL）无针对辅助桡动脉的人。
- 准备两个无菌注射器（20 mL），五个无菌注射器（10 mL），三个“蝴蝶针”和两个血液注射器进行操作。
- 进入血管。
- 按照剖宫产前的标准程序，以确保外周静脉（iv）进入。
注意：由于更容易从本地抽取样品，因此优选肘前静脉。 - 通过超声或触诊定位手腕上的桡动脉。在0.5mL皮下利多卡因镇痛后，将动脉线置于桡动脉。如果三次插入失败，请放弃此网站的抽样，或如果女人在插入期间经历疼痛。
注意：按照标准程序进行剖宫产手术。以下仅列出了抽样程序所需的调整。
- 按照剖宫产前的标准程序，以确保外周静脉（iv）进入。
- 产妇血液样本
注意：在子宫切口之前同时获得所有三种母体血液样本（子宫静脉，桡动脉和肘前静脉）。- 对于子宫静脉，打开腹腔后，使用牵开器抬起腹壁，将子宫静脉的主要分支暴露在子宫的前外侧。如果胎盘位于子宫中线，请尽可能在与胎盘同侧的子宫静脉分支处获取血液，或使用最突出的静脉丛。
- 在大约30度的角度将蝴蝶针插入子宫静脉血气注射器，并通过温和抽吸收集血液，以避免溶血。在小心地固定蝴蝶针的静脉位置的同时，将填充的血气注射器用20 mL和10 mL注射器连续更换。
注意：当站在所选子宫静脉的对侧时，最佳保证最佳。
- 在大约30度的角度将蝴蝶针插入子宫静脉血气注射器，并通过温和抽吸收集血液，以避免溶血。在小心地固定蝴蝶针的静脉位置的同时，将填充的血气注射器用20 mL和10 mL注射器连续更换。
- 对于桡动脉，从动脉内线吸出。弃去前5 mL，然后在肝素注射器中抽吸3 mL进行血气分析，然后在两个注射器（20 + 10 mL）中3 mL。
- 对于肘静脉，从静脉导管轻轻吸出。弃去前5 mL，然后在三只注射器（10 mL）中抽取30 mL。
- 在开始关闭腹部之前，先对子宫静脉采样点进行最终检查。
- 对于子宫静脉，打开腹腔后，使用牵开器抬起腹壁，将子宫静脉的主要分支暴露在子宫的前外侧。如果胎盘位于子宫中线，请尽可能在与胎盘同侧的子宫静脉分支处获取血液，或使用最突出的静脉丛。
- 胎儿血样
- 当孩子出生时，立即从脐动脉吸出血液，而不夹紧脐带或输送胎盘。开始机智h用于血气分析的注射器，如果可能的话，使用三个10mL注射器。
- 当固定动脉样本时，夹住绳索，并将脐带静脉（血气和20 + 10 mL注射器）取样前将儿童送到助产士。
注意：在分娩的几秒钟内和胎盘原位获得所有脐带样品，除非自发分离。 - 按照挪威关于延迟钳夹的建议。如果遇到困难的孩子，请立即夹紧并切断绳索，并将小孩的手交给助产士和新生儿学家。
- 处理血液样本
- 将血气注射器放在冰上，同时准备其余的血液样品，并在5分钟内在血气分析仪中分析。
- 将血液样品立即转移到真空器中，并将等离子管放置在摇杆上1-2分钟，然后放在冰上。离开血液管上的劳动atory长凳定居30分钟。
注意：这是程序中的关键步骤，需要额外的关注，因为所有五个站点的样品必须同时准备以确保良好的质量。 - 尽快离心血浆样品，30分钟内，6℃，2500×g离心20分钟。
- 30分钟后，将血清样品在室温下以2500×g离心10分钟。
- 将上清液小心地分装到2 mL冷冻管中，将0.5 mL上清液放在颗粒上方，以确保无血小板血浆。
- 将样品储存在-80°C。
5.胎盘组织收集
- 交付后，将胎盘平放在冰冷的夹层托盘上。拍摄并测量最长直径和直径在90度。
- 称重胎盘。
- 记录重量，两个直径，任何gross病理学，绳索中的血管数量以及从胎盘放置在冰上的时间间隔。
注意：如果临床指示，请将胎盘发送到病理检查。 - 将胎盘放置在母体表面上，并确定随机位于胎盘每个象限中的4 - 5个采样点，避免坦克病理区域。用剪刀取下蜕膜，从母体表面切出3-5毫米。从每个位点收集1 - 2 cm 3的绒毛组织。
- 将收集的组织轻轻洗涤在50mL冷1M PBS中。从每个采样点分割成几片，并分装。
注意：胎盘的尺寸将取决于计划的分析。 - 将0.1 - 0.5 cm 3组织样品的等分试样添加到5个低温管中，并在液氮中快速冷冻。
- 使用25 mL RNA稳定溶液将0.1〜0.2 cm 3的小块加入管中。存放于46; C 24小时，丢弃RNA稳定溶液并更换。冻结。
- 将0.5cm 3的片加入5个冷冻管中，加入0.5mL OCT，充满OCT，混合并冷冻。
- 将样品储存在-80°C直到分析。
注意：Burton et al。根据计划分析，对胎盘采样的实际情况进行了很好的概述。 20考虑到制备的剩余组织为微绒毛和基膜的分离，并收集通过真空抽吸技术蜕膜组织。 21,22
6.新生儿特征
- 记录新生儿特征，包括Apgar评分（1,5和10分钟），性别，体重，体重，胎龄和新生儿重症监护病房入院时间（住院时间和结局）。
- 考虑通过人体测量测量新生儿身体组成，进行排气体积描记法或双重X线吸收测定法。 23，24
7.计算
- 假设在径向和子宫动脉中血液成分相似，并计算子宫胎盘动静脉的浓度差异。
胎盘动静脉血压浓度差= C A - C V
脐静脉 - 动脉浓度差= C v -C a
其中C为下标浓度：A，桡动脉; V，子宫静脉;脐静脉和脐动脉。 - 计算体积血流量，mL / min（Q）：
其中D是血管直径（cm），TAMX是时间平均最大速度，h是空间血液速度分布的系数。使用0.5作为脐静脉的系数0.6子宫动脉25，26。 - 根据Fick的原理计算胎盘摄取和释放：
子宫胎盘摄取 =（ C A - C V ）× Qm
胎儿吸收= （ C v -C a ） x Q f
下标：m，母亲和f，胎儿。
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Representative Results
4血管采样方法适用于临床实践，我们成功获得了209例母亲/婴儿对的血液样本。其中128个我们也实现了测量体积血流量。在70个母胎胎系中获得了完整的4血管采样和母体和胎儿血管的良好质量流量测量（ 图3 ）。此外，我们迄今已收集了30名先兆子痫患者的血液和胎盘样品。之前我们已经发表了关于营养成分的人胎盘转移，以及血管活性胎盘因素释放的文章，证明了方法14，15，16的两个应用程序。
4血管法如何用于研究胎盘转移的实例
有显着的动脉胎盘两侧的葡萄糖差异显示体内胎儿胎盘和胎儿摄取葡萄糖（ 表1 ）。葡萄糖的胎盘转移取决于母体 - 胎儿葡萄糖梯度，从而取决于母体葡萄糖水平。然而，我们以前已经证明，这种梯度，因此葡萄糖转移也受胎儿胰岛素水平和葡萄糖消耗的显着影响。这是一个例子，说明这个方法如何说明重要的母胎相互作用14 。
| 船只 | 葡萄糖mmol / L | p值* |
| 径向动脉 | 4.49 [4.22,4.484] | |
| 子宫静脉 | 4.23 [3.94,4.53] | |
| 脐静脉 | 3.78 [3.52,4.06] | |
| 脐动脉 | 3.24 [2.95,3.56] | |
| 配对差异 | ||
| 桡动脉 - 子宫静脉 | 0.29 [0.13,0.41] | <0.001 |
| 脐动脉 - 脐静脉 | 0.54 [0.29,0.76] | <0.001 |
| 桡动脉 - 脐动脉 | 1.25 [1.03,1.51] | <0.001 |
表1： 中值[Q1，Q3] 葡萄糖 浓度和动静态 差异
* Wilcoxon签名等级考试
认为胎盘葡萄糖摄取（胎盘释放）到脐带循环不仅依赖于o孕妇胎儿的梯度，但胎盘血流量5 。同样地，研究胎儿葡萄糖摄取作为胎盘重量或出生体重的函数可能是相关的。在n = 128中，我们发现中位数[Q1，Q3]总脐静脉血流量为196.2 [158.3,232.2] mL / min，并计算了（胎盘释放）到脐带循环的中值[Q1，Q3]胎儿葡萄糖摄取0.10 [0.05,0.15] mmol / min。归因于出生体重，这等于0.03 [0.02,0.04]（mmol / min）/ kg。胎盘胎盘释放0.16 [0.10,0.26]（mmol / min）胎盘。
4容器方法如何用于研究胎盘摄取的实例
动物研究表明，谷氨酸是重要无论是在胎盘氨基酸和胎儿肝脏的相互转换，并在其他代谢途径27的氧化燃料。使用胎盘4血管采样方法，我们研究了u人类胎盘胎盘和脐动静脉不同的谷氨酸（ 表2 ）。我们发现来自脐带循环的谷氨酸的胎盘摄取（因此胎儿释放）。此外，我们发现胎盘从母体循环中摄入谷氨酸。来自两个循环的这种胎盘摄取是如何使用4血管方法在人体内证明营养物质的胎盘代谢是跨胎盘转运调节的一部分的例子。
| 船只 | 谷氨酸μmol/ L | p值* |
| 径向动脉 | 61.5 [51.0，77.7] | |
| 子宫静脉 | 51.0 [36.3,65.0] | |
| 脐静脉 | 39.3 [24.7,52.8] | |
| 脐动脉 | 44.7 [33.1,59.3] | |
| 配对差异 | ||
| 径向动脉 - 子宫静脉 | 10.4 [1.6,21.2] | <0.001 |
| 脐动脉 - 脐静脉 | -8.7 [-16.0,0.2] | <0.001 |
表2：中位[Q1，Q3]谷氨酸的浓度和动静态差异
* Wilcoxon签名等级考试
4血管法如何用于研究胎盘释放的实例
确定胎盘分泌孕酮，为了验证我们在胎盘母体一侧的4血管方法，我们测量了孕酮在体内的释放rm 28 。我们发现孕妇循环中孕酮有明显的胎盘释放（ 表3 ）。观察到的动静脉差异表明胎盘4血管采样方法如何可用于检测胎盘释放的物质，并且在研究病理性妊娠时是高度相关的。
| 船只 | 孕激素nmol / L | p值* |
| 径向动脉 | 678 [514，971] | |
| 子宫静脉 | 1852 [1059,2786] | |
| 配对差异 | ||
| 径向动脉 - 子宫静脉 | -1187 [-1855，-404] | P <0.001 |
表3： 中位数[Q1，Q3]浓度和胎盘胎盘动静脉期孕激素差异
* Wilcoxon签名等级考试
图3 ： 参与者和参与者的流程图和说明。
A.显示参与者的参与，表明参与者主要是由于剖宫产前开始劳动或缺乏足够的人员进行研究而丧失的。 B.在179名妇女正常妊娠中162（91％），得到完整的4容器的血液样品（蓝色）（：黑色，不完整的母体血液样品：灰色不完全胎儿血样本）。由于后勤限制，五十一人（28％）的参与者不包括超声测量。在12在所有参与者（浅绿色）中获得8名参与者（72％）进行超声检查，胎盘胎侧血流量测量，而在母亲和胎儿侧获得完全血流测量值为77（60％）， （深绿色）。插图：奥斯陆大学ØysteinH. Horgmo。 请点击此处查看此图的较大版本。
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Discussion
胎盘4血管采样方法有三个主要目的。首先，我们的葡萄糖和氨基酸研究证明，它可以用于研究胎盘在母体一侧如何摄取特定物质，并可能转移到脐带循环和胎儿。第二，该方法与研究胎盘产生的物质高度相关，并释放到母体或胎儿循环中，如黄体酮结果所示。第三，研究胎儿体内如何在快速生长和组织重塑过程中消除废物可能是有用的。
4血管方法的关键步骤和后勤问题
胎盘4-容器采样先前已被用来确定在正常生理妊娠8,10常量营养物在体内的胎盘转移，ss =“xref”> 12，但数量有限的学习科目。四血管采样的有限使用可能是由于程序的严格后勤。为了使用这种方法，患者，研究人员和胎儿医学，产科和麻醉学系的人员之间的成功协调是至关重要的。我们认为，一些主要的调查人员是产科医生，了解临床常规和关键人员是一个很大的优势。因此，研究程序已经与日常临床实践一起实施。通过协调和确保程序的每一步，我们已经从超过200名母亲/新生儿对获得样本。此外，我们的策略是保持抽样程序，因为在程序中存在技术挑战，这对取样的成功结果是决定性的，太多的采样器可能会引入不必要的数据变化来源。 Consequ因此，我们建议所有超声波检查应由同一名检查员使用相同的超声波机器进行。设备应谨慎选择，因为血管壁的分辨率至关重要。妊娠中期的子宫动脉在技术上特别具有挑战性，因为子宫尺寸和内容使得难以获得用于直径测量的垂直角度以及完全相同部位的流速测量的低声角。此外，成功的血液取样需要鉴定子宫静脉的适当取样部位和温和的抽吸。在脐带侧，胎儿红细胞的脆弱性需要特别注意吸气力。根据我们的经验，对婴儿的延迟递送或轻微压力与脐动脉的早期收缩有关，导致动脉样本体积减少。
4血管法的方法/分析问题
在解释胎盘4血管研究结果中解决几个方法问题很重要。首先，如果目的是计算由胎盘吸收或释放的物质的质量，重要的是考虑血液通过量。应该记住，子宫静脉不仅排泄胎盘，而且排出子宫肌肉，子宫血管以不同程度与卵巢和阴道脉管系统吻合。接下来，重要的是要考虑跨越胎盘的水的交换可能影响浓度测量口径，从而影响计算的动静脉浓度差异。理想情况下，最好通过调整每胎母胎对中失水或获得的水的浓度差异来解决这个问题。这可以通过测量不被胎盘或子宫吸收或释放的物质来实现。红细胞的血红蛋白浓度或计算百分比（血细胞比容）可作为水交换的校正因子。此外，当解释在胎盘的母体侧的化合物的摄取或释放时，获得其他组织的动静脉不同可能是有意义的以进行比较。因此，我们通过比较胎盘上的动静脉差异与前臂毛细血管床的动静态差异，包括来自肘前静脉的血液样品来表征胎盘的特征。当我们测试sFlt-1和胎盘生长fa的胎盘释放时，我们发现这种比较特别有趣因为系统内皮细胞可能是这些化合物的潜在来源14 。根据研究问题，将动静态差异与胎盘的重量联系起来可以计算胎盘效率（ 即 （mmol / L）/ kg或（mmol / min）/ kg胎盘）可能是重要的。
4血管方法的局限性和优势
虽然胎盘生理学受剖宫产影响较阴道分娩压力较小，但该方法存在一些限制。在大多数常见妊娠并发症（如先兆子痫，糖尿病，肥胖和中度胎儿巨大儿症）中，推荐使用阴道分娩，这可能限制和偏向招聘。即使优化方法的每一步，由于血液采样程序和超声波的技术难题，每个患者难以获得完整的测量和样本ume流量测量（ 图3 ）。此外，尽管超声测量尽可能接近手术的时间进行，但它们在脊髓麻醉和血液取样之前固有地进行。由此产生的心输出量（CO）可能发生变化，并可能影响子宫胎盘（甚至胎盘胎盘）血流。脊髓麻醉剂引起的CO可能的变化由本研究中使用的去氧肾上腺素补偿。来自我们参与者的一个子集（n = 23）的初步数据显示在脊髓麻醉前和在抽样时（未发表的数据），CO没有显着变化。在人类中使用4容器取样方法，因为在动物中相对，限制两者引入时间变量和操纵血液含量5，29，30的可能性。从这些考虑，4容器抽样方法是横截面的，在很大程度上是观察性的，所获得的数据必须相应分析。另一方面，4血管采样方法提供了研究体内人胎盘生理和病理生理学的独特可能性，所有相互作用因素都起作用，这种情况永远不能在体外复制。它提供了一个很好的机会来测试从动物或其他实验研究中出现的假说。同样，它可以产生需要在体外和动物研究中机械测试的新假设。
4血管法的潜在应用
在病理妊娠，母体和胎儿动静脉浓度分歧，到目前为止，已经分别在体内 15,16研究，并允许对一些现有的假设检验，ass =“xref”> 31。 4血管采样方法提供了一个吸引人的机会，一起研究母体，胎盘和胎儿单位，而不是作为病理性怀孕中的单独实体，并且可以揭示母胎相互作用范围内的新旧问题。取决于样品的进一步分析，4容器取样方法可以应用于正常和病理怀孕中的广泛研究问题。根据研究问题，应选择不同人群，血量，胎盘和其他组织样本的范围。伯顿等人最近发表了描述程序，以确保胎盘组织的质量好样品，并允许以解决那些需要大量的样本要解决20谜题某些不同的生物银行的合并一篇优秀的论文。可以分析4血管样品以研究外来体对母亲的特异性释放循环，药物转移，代谢物和毒素。大规模omics（代谢组学，蛋白质组学和脂质组学）分析有潜力识别由胎盘分泌的母体血浆中的物质和代谢物。因此，建立4血管采样方法可以鉴定母体循环中的胎盘衍生因子和可能挑逗胎盘功能的生物标志物。结合分离孕妇面临的微绒毛和胎儿面临合体滋养层的基底膜的技术，可以与相关转运蛋白21的活性和位置一起研究物质的转移。此外，通过分析四个血管中的营养物质和微量元素的水平可以阐明体内调节营养转移的机制，并将营养物质的转移与胎盘中营养物质和能量感应系统的测量结合起来32 33 。交付前的葡萄糖输注是另一种可能的方法。胎盘转移可能与母体代谢变量（如BMI，葡萄糖和血浆脂质分布）以及胎儿结果（如出生体重和身体组成）有关18 。总而言之，这些方法可能会阐明胎盘的综合作用，它们位于母亲和胎儿的条件和需求之间相互作用的中心。
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Disclosures
作者没有什么可以披露的。
Acknowledgments
首先，我们衷心感谢参与这个项目的母亲。接下来，我们承认协助和促进抽样程序的所有人员，麻醉医师，护士麻醉师和外科护士。如果没有挪威东南部挪威地区卫生局和挪威妇女健康问题咨询组，奥斯陆大学以及奥斯陆大学医院提供的当地资金，该项目就不可能实现。
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Maternal body composition | |||
| Impedance scale | Tanita | or similar | |
| Ultrasound measurements | |||
| Sequoia 512 ultrasound machine | Acuson | equipped with a curved transducer with colour and pulsewave Doppler (frequency bandwidth 2 - 6 MHz) | |
| Blood samples | |||
| Arerial cannula | BD Medical | 682245 | or similar |
| 20 cc Eccentric Luer Tip Syringe without Needle | Termo | SS-20ES | or similar. 3 needed. |
| 10 cc Eccentric Luer Tip Syringe without Needle | Termo | SS-10ES | or similar. 9 needed. |
| 5 cc 6% Luer Syringe without Needle | Termo | SS-05S1 | or similar. 2 needed. |
| Arterial blood gas syringe | Radiometer Medical | or similar. 4 needed. | |
| Sterile winged needle connected to flexible tubing, 21 gauge | Greiner Bio-One | 450081 | (intended for single use).3 needed. |
| Vacutainer tube 6 mL EDTA | Greiner Bio-One | 456043 | or similar. Label with sample site. 10 needed. |
| Vacutainer tube 5 mL LH Lithium Heparin Separator | Greiner Bio-One | 456305 | or similar. Label with sample site. 5 needed. |
| Vacutainer tube 6 mL Serum Clot Activator | Greiner Bio-One | 456089 | or similar. Label with sample site. 5 needed. |
| Vacutainer tube 3 mL 9NC Coagulation sodium citrate 3.2% | Greiner Bio-One | 454334 | or similar. Label with sample site. 5 needed. |
| Cryogenic vials, 2.0 mL | Corning | 430488 | or similar. Label with sample site, serum/type of plasma and ID. 90 needed. |
| Marked trays to transport the syringes | to transport the blood samples in the operation theatre | ||
| Rocker | for gentle mixing of the samples | ||
| Ice | in styrofoam box | ||
| Liquid nitrogen | in appropriate container | ||
| Placenta samples | |||
| Metal tray | |||
| Ice | in styrofoam box | ||
| Calibrated scale | |||
| Metal ruler | |||
| 1 M Phosphate buffered saline | Sigma | D1408 | or similar. Dilute 10 M to 1 M before use |
| RNA stabilization solution | Sigma | R0901-500ML | or similar |
| Optimal Cutting Temperature (O.C.T.) compound | vwr | 361603E | or similar |
| Cryogenic vials, 2.0 mL | Corning | 430488 | or similar. Label with sample site. content and ID. 10 needed. |
| Centrifuge tubes, conical bottom 50 mL | Greiner Bio-One | 227,285 | or similar. Label with "RNA later", sample site and ID. 2 needed. |
| Liquid nitrogen | in appropriate container | ||
| Fetal body composition | |||
| Calibrated scale | |||
| Measuring tape |
References
- Jansson, T., Powell, T. L. Role of the placenta in fetal programming: underlying mechanisms and potential interventional approaches. Clin Sci (Lond). 113 (1), 1-13 (2007).
- Hanson, M. A., Gluckman, P. D. Early developmental conditioning of later health and disease: physiology or pathophysiology. Physiol Rev. 94 (4), 1027-1076 (2014).
- Guttmacher, A. E., Spong, C. Y. The human placenta project: it's time for real time. Am J Obstet Gynecol. 213, 4 Suppl 3-5 (2015).
- Battaglia, F. C., Regnault, T. R. Placental transport and metabolism of amino acids. Placenta. 22 (2-3), 145-161 (2001).
- Hay, W. W. Placental-fetal glucose exchange and fetal glucose metabolism. Trans Am Clin Climatol Assoc. 117, 321-339 (2006).
- Woollett, L. A. Review: Transport of maternal cholesterol to the fetal circulation. Placenta. 32, Suppl 2 218-221 (2011).
- Prenton, M. A., Young, M. Umbilical vein-artery and uterine arterio-venous plasma amino acid differences (in the human subject). J Obstet Gynaecol Br Commonw. 76 (5), 404-411 (1969).
- Cetin, I., et al. Plasma and erythrocyte amino acids in mother and fetus. Biol Neonate. 60 (2), 83-91 (1991).
- Filshie, G. M., Anstey, M. D. The distribution of arachidonic acid in plasma and tissues of patients near term undergoing elective or emergency Caesarean section. Br J Obstet Gynaecol. 85 (2), 119-123 (1978).
- Haberey, P. P., Schaefer, A., Nisand, I., Dellenbach, P. The fate and importance of fetal lactate in the human placenta -a new hypothesis. J Perinat Med. 10 (2), 127-129 (1982).
- Prendergast, C. H., et al. Glucose production by the human placenta in vivo. Placenta. 20 (7), 591-598 (1999).
- Metzger, B. E., Rodeck, C., Freinkel, N., Price, J., Young, M. Transplacental arteriovenous gradients for glucose, insulin, glucagon and placental lactogen during normoglycaemia in human pregnancy at term. Placenta. 6 (4), 347-354 (1985).
- Zamudio, S., et al. Hypoglycemia and the origin of hypoxia-induced reduction in human fetal growth. PLoS One. 5 (1), 8551 (2010).
- Holme, A. M., Roland, M. C., Lorentzen, B., Michelsen, T. M., Henriksen, T. Placental glucose transfer: a human in vivo study. PLoS One. 10 (2), 0117084 (2015).
- Holme, A. M., Roland, M. C., Henriksen, T., Michelsen, T. M. In vivo uteroplacental release of placental growth factor and soluble Fms-like tyrosine kinase-1 in normal and preeclamptic pregnancies. Am J Obstet Gynecol. 215 (6), 781-782 (2016).
- Paasche Roland, M. C., Lorentzen, B., Godang, K., Henriksen, T. Uteroplacental arterio-venous difference in soluble VEGFR-1 (sFlt-1), but not in soluble endoglin concentrations in preeclampsia. Placenta. 33 (3), 224-226 (2012).
- Brar, H. S., et al. Uteroplacental unit as a source of elevated circulating prorenin levels in normal pregnancy. Am J Obstet Gynecol. 155 (6), 1223-1226 (1986).
- Myatt, L., et al. Strategy for standardization of preeclampsia research study design. Hypertension. 63 (6), 1293-1301 (2014).
- Kiserud, T., Rasmussen, S. How repeat measurements affect the mean diameter of the umbilical vein and the ductus venosus. Ultrasound Obstet Gynecol. 11 (6), 419-425 (1998).
- Burton, G. J., et al. Optimising sample collection for placental research. Placenta. 35 (1), 9-22 (2014).
- Illsley, N. P., Wang, Z. Q., Gray, A., Sellers, M. C., Jacobs, M. M. Simultaneous preparation of paired, syncytial, microvillous and basal membranes from human placenta. Biochim Biophys Acta. 1029 (2), 218-226 (1990).
- Staff, A. C., Ranheim, T., Khoury, J., Henriksen, T. Increased contents of phospholipids, cholesterol, and lipid peroxides in decidua basalis in women with preeclampsia. Am J Obstet Gynecol. 180 (3), Pt 1 587-592 (1999).
- Catalano, P. M., Thomas, A. J., Avallone, D. A., Amini, S. B. Anthropometric estimation of neonatal body composition. Am J Obstet Gynecol. 173 (4), 1176-1181 (1995).
- Ellis, K. J., et al. Body-composition assessment in infancy: air-displacement plethysmography compared with a reference 4-compartment model. Am J Clin Nutr. 85 (1), 90-95 (2007).
- Haugen, G., Kiserud, T., Godfrey, K., Crozier, S., Hanson, M. Portal and umbilical venous blood supply to the liver in the human fetus near term. Ultrasound Obstet Gynecol. 24 (6), 599-605 (2004).
- Acharya, G., et al. Experimental validation of uterine artery volume blood flow measurement by Doppler ultrasonography in pregnant sheep. Ultrasound Obstet Gynecol. 29 (4), 401-406 (2007).
- Wu, X., et al. Glutamate-glutamine cycle and exchange in the placenta-fetus unit during late pregnancy. Amino Acids. 47 (1), 45-53 (2015).
- Tuckey, R. C. Progesterone synthesis by the human placenta. Placenta. 26 (4), 273-281 (2005).
- Simmons, M. A., Meschia, G., Makowski, E. L., Battaglia, F. C. Fetal metabolic response to maternal starvation. Pediatr Res. 8 (10), 830-836 (1974).
- Simmons, M. A., Jones, M. D., Battaglia, F. C., Meschia, G. Insulin effect on fetal glucose utilization. Pediatr Res. 12 (2), 90-92 (1978).
- Bujold, E., et al. Evidence supporting that the excess of the sVEGFR-1 concentration in maternal plasma in preeclampsia has a uterine origin. J Matern Fetal Neonatal Med. 18 (1), 9-16 (2005).
- Jansson, T., Aye, I. L., Goberdhan, D. C. The emerging role of mTORC1 signaling in placental nutrient-sensing. Placenta. 33, Suppl 2 23-29 (2012).
- Cetin, I. Placental transport of amino acids in normal and growth-restricted pregnancies. Eur J Obstet Gynecol Reprod Biol. 110, Suppl 1 50-54 (2003).
