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Chemistry

Synthèse de chimio-enzymatique des N- glycans pour le développement de la baie et anticorps anti-VIH de profilage

Published: February 5, 2018 doi: 10.3791/55855
Automatic Translation
1, 1, 1, 1
1Genomics Research Center, Academia Sinica

Summary

Une approche modulaire de la synthèse des N- glycans à fixer sur un verre recouvert d’oxyde d’aluminium glisser (slide NOC) comme un microréseau glycane a été mis au point et son utilisation pour la détermination des caractéristiques d’un VIH largement anticorps neutralisant a été démontrée.

Abstract

Nous présentons un moyen très efficace pour la préparation rapide d’un large éventail de N-liée d’oligosaccharides (évalués à plus de 20 000 structures) que l'on retrouve communément sur les glycoprotéines humaines. Pour atteindre la diversité structurale désirée, la stratégie a commencé avec la synthèse enzymatique chimio des trois types de modules de fluorure d’oligosaccharyl, suivies de leurs glycosylations α sélectifs par étapes à la 3-O et 6-O les positions de la résidus mannose du trisaccharide noyau commun ayant une liaison β-mannoside crucial. Nous attachée plus loin le N- glycans à la surface d’une lame de verre enduit d’oxyde d’aluminium (NOC) pour créer un tableau mixte covalent pour l’analyse de l’interaction ligand-hétéro avec un anticorps anti-VIH. En particulier, le comportement de liaison d’un nouvellement isolé du VIH-1 largement anticorps neutralisant (bNAb), PG9, au mélange de rapprochées Man5GlcNAc2 (Man5) et le 2, 6-di-sialylés bi-antennaire complexe type N- glycanes (SCT ) sur un tableau de NOC, ouvre une nouvelle voie pour guider la conception immunogène efficace pour le développement de vaccin contre le VIH. En outre, notre gamme de NOC incarne un outil puissant pour étudier les autres anticorps anti-VIH pour le comportement de liaison du ligand-hétéro.

Introduction

N- glycans sur les glycoprotéines sont liées de façon covalente à l’asparagine (Asn) résidus du consensus Asn-Xxx-Ser/Thr sequon, qui affectent plusieurs processus biologiques telles que la reconnaissance de conformation, antigénicité, solubilité et la lectine protéine 1 , 2. la synthèse chimique des N-oligosaccharides liés représente un défi synthétique important en raison de leur énorme hétérogénéité structurale de micro et de l’architecture très ramifiée. Une sélection rigoureuse de la protection des groupes pour optimiser la réactivité des blocs de construction, réalisation de sélectivité à l’anomère centres et l’usage approprié du promoteur / activateur est des éléments clés dans la synthèse d’oligosaccharides complexes. Pour résoudre ce problème de complexité, une grande quantité de travail pour faire progresser les N- glycanes synthèse a été signalée récemment3,4. En dépit de ces approches robustes, trouver une méthode efficace pour la préparation d’une vaste gamme de N- glycanes (~ 20 000) reste un grand défi.

Le taux de mutation rapide du VIH-1 pour atteindre la vaste diversité génétique et sa capacité à échapper à la neutralisation des anticorps, est parmi les plus grands défis pour développer un vaccin sûr et prophylactique contre le VIH-15,6 , 7. une tactique efficace que le VIH utilise pour éviter la réaction immunitaire l’hôte est la glycosylation post-traductionnelle d’enveloppe glycoprotéine gp120 avec une diverse N-liée glycanes dérivée de l’hôte glycosylation machines8, 9. Un rapport récent concernant l’analyse précise de glycosylation monomère recombinante de gp120 du VIH-1 de cellules 293 t rein embryonnaire humain (HEK) suggère la présence de microheterogeneity structurel avec une caractéristique spécifique des cellules modèle10 , 11 , 12. par conséquent, la compréhension des spécificités de glycane de VIH-1 bNAbs nécessite bien caractérisé gp120 liés N- glycane structures en quantité suffisante pour l’analyse.

La découverte de la technologie des microréseaux glycane fourni haut débit d’exploration des spécificités d’une gamme variée de protéines de liaison aux glucides, adhésines de virus/bactéries, toxines, anticorps et lectines13,14 . L’arrangement systématique de glycanes dans un format de puce qui pourrait déterminer les interactions de protéine-glycane problématique de faible affinité par présentation multivalents15,16,17,18. Cet arrangement de glycane puce semble idéalement imiter efficacement les interfaces de cellules. Pour enrichir la technologie et de surmonter le problème inégal associé à des formats de tableau conventionnel, notre groupe a récemment mis au point un tableau de glycane sur une lame de verre revêtu d’oxyde d’aluminium (NOC) à l’aide de glycanes de culot acide phosphonique pour accroître l’intensité du signal, homogénéité et sensibilité19,20.

Afin d’améliorer la compréhension actuelle de glycane épitopes du VIH-1 nouvellement isolé largement neutraliser les anticorps (bNAbs), nous avons développé une stratégie modulaire très efficace pour la préparation d’un large éventail de N-liée glycanes21 ,22 à imprimer sur un NOC glisser (voir Figure 1). Spécificité de profilage études du VIH-1 bNAbs sur un tableau de NOC offert la détection inhabituelle du comportement de liaison de hétéro-glycane de très puissant bNAb PG9 qui a été isolé chez le VIH infectées personnes23,24,25.

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Protocol

1. préparation des D1/D2 de bras Modules22

  1. Préparation des 2 intermédiaire
    1. Peser à partir de matière 1 (illustrée à la Figure 2, p-methoxyphenyl-O-2-acetamido-2-deoxy-β-D-glucopyranosyl-(1→2)-α-D-mannopyranoside (100 mg, 0,204 mmol)) dans un tube de 15 mL et dissoudre dans Tris contenant du tampon (25 mM, pH 7,5) chlorure de manganèse (MnCl2, 10 mM) pour obtenir une concentration finale de glycane de 5 mM.
    2. Ajouter 2 équivalents de l’uridine diphosphate de galactose (UDP-Gal).
    3. Ajouter 150 unités de l’enzyme β-1, 4 galactosyl transférases de lait de vache et incuber le mélange à 37 oC pendant 15 h.
    4. Après 15 h, effectuer la chromatographie sur couche mince (CCM) pour indiquer la consommation totale de matière première en repérant le mélange réactionnel dans une assiette de TLC, développe avec n-butanol/acide/eau (H2O) 1:1:1 ratio et la coloration par un solution de 0,25 M cérium d’ammonium molybdate suivi du chauffage. Puis étancher la réaction par chauffage à 90 oC pendant 5 min.
    5. Centrifuger le mélange réactionnel à une vitesse de 2 737 x g pendant 3 min et charger le surnageant au dessus de la colonne de gel de polyacrylamide (voir Table des matières). Éluer la colonne à l’aide d’eau distillée désionisée et recueillir le produit avec des fractions de 1 à 2 mL.
    6. Surveiller les fractions collectées par TLC26, développer avec n-butanol : H2o : acide acétique 1:1:1 ratio et taches provoquées par une solution de molybdate d’ammonium de cérium suivi du chauffage. Lyophiliser27 produit contenant des fractions pour obtenir 2 intermédiaires (115 mg, 86 %) sous forme de poudre blanche. Caractériser le produit par NMR28 et29 de la spectroscopie de masse (voir le fichier de données supplémentaires).
  2. Préparation de l’intermédiaire 3
    1. Peser à partir de matériel 2 (illustré à la Figure 2, p-methoxyphenyl-O-β-D-galactopyranosyl-(1→4)-2-acetamido-2-deoxy-β-D-glucopyranosyl-(1→2)-α-D-mannopyranoside (80 mg, 0,122 mmol)) dans un tube de 15 mL et dissoudre dans Tris tampon (25 mM, pH 7,5) contenant MnCl2 (10 mM) pour préparer une concentration finale de glycane de 5 mM.
    2. Ajouter 2 équivalents de sel de guanosine 5'-diphospho-β-L-fucose disodique (PIB-Fuc).
    3. Ajouter 150 unités d’enzyme α-1, 3 fucosyle transférases de Helicobacter pylori (Hp1-3FTΔ26695) et incuber le mélange à 37 oC pendant 15 h.
    4. Suivez l’étape 1.1.4.
    5. Suivez l’étape 1.1.5.
    6. Suivez l’étape 1.1.6 pour obtenir intermédiaire 3 (82 mg, 84 %) sous forme de poudre blanche. Caractériser le produit par RMN et la spectrométrie de masse (voir le dossier de données supplémentaires).
  3. Préparation des Modules 4 et 5
    1. Peser le composé 2,-methoxyphenyl-O-β-D-galactopyranosyl-(1→4)-2-acetamido-2-deoxy-β-D-glucopyranosyl-(1→2)-α-D-mannopyranoside p(0,230 g, 0,360 mmol) ou composé 3, p- methoxyphenyl-O-β-D-galactopyranosyl-(1→4)-[α-L-fucopyranosyl-(1→3)-2-acetamido-2-deoxy-β-D-glucopyranosyl]-(1→2)-α-D-mannopyranoside (0,100 g, 0,125 mmol) dans un ballon à fond rond 25 mL single-cou et faire sécher sous vide pendant 30 min.
    2. Enlever le ballon de vide, remplissez-la d’azote gazeux, ajouter un magnétique, couronner avec un septum en caoutchouc et fixer un ballon d’azote.
    3. 7 mL de pyridine sec et 3 mL d’anhydride acétique (Ac2O) injecter le ballon placé sur un bain de glace à 0 oC. remuer la réaction qui en résulte pendant 12 h à température ambiante à l’aide d’un agitateur magnétique à 600-700 tr/min. Évaporer le solvant à l’aide d’une rotative évaporateur à une dépression de 0 - 10 mbar à 50 oC.
    4. Diluer le mélange brut moyen de 30 mL de dichlorométhane (DCM) et extraire avec bicarbonate de sodium aqueux saturé (NaHCO3) (2 x 20 mL) dans une ampoule à décanter de 50 mL.
    5. Réextraire la phase aqueuse avec du DCM (3 x 15 mL) et sécher les couches organiques combinés sur sulfate de sodium. Enlevez le sulfate de sodium par filtration et lavez avec du DCM (5 mL). Laisser évaporer le solvant à l’aide d’un évaporateur rotatif à pression sous vide de 400 mbar à 40 oC.
    6. Chargez la solution de mélange brut dans 2 mL de DCM sur le dessus du lit de la silice.
    7. Éluer la colonne avec un mélange contenant du toluène et acétone à partir de 0 - 20 % acétone dans le toluène et recueillir des fractions de 5 à 10 mL.
    8. Surveiller les fractions collectées par TLC (étapes 1.1.4 et 1.1.6), développer avec toluène/acétone (7/3), et la coloration avec une solution de molybdate d’ammonium cérium suivis du chauffage sur une plaque chauffante.
    9. Évaporer le produit contenant des fractions à l’aide d’un évaporateur rotatif pour obtenir les produits désirés comme écume blanche à 72 % et des rendements de 85 %, respectivement.
    10. Dissoudre les produits dans 7 mL d’acétonitrile : toluène : H2O en 4:2:1 ratio dans un ballon à fond rond 25 mL.
    11. Ajouter nitrate de cérium d’ammonium (2 équivalents) en refroidissant à 0 oC à l’aide d’un bain de glace. Remuer la réaction à température ambiante pendant 3 h à ~ 500-800 tr/min.
    12. Après TLC indique la consommation totale de matière première (TLC développer avec toluène/acétone (7/3) et la visualisation de l’absorbance UV à 254 nm ou par coloration avec une solution de molybdate d’ammonium de cérium suivi du chauffage), diluer le mélange réactionnel avec l’acétate d’éthyle (30 mL) et extrait avec H2O (15 x 2 mL).
    13. Extraire les couches organiques combinées avec 5 mL de solution saturée de chlorure de sodium (NaCl).
    14. Laisser évaporer le solvant à l’aide d’un évaporateur rotatif à pression de vide de 240 mbar à 40 oC.
    15. Chargez la solution du brut produit dans 2 mL de DCM sur le dessus du lit de la silice. Éluer la colonne avec un mélange contenant du toluène et acétone (0 - 20 % d’acétone dans le toluène) et recueillir des fractions de 5 à 10 mL. Surveiller les fractions collectées par TLC, développer avec toluène/acétone (7/3).
    16. Faire évaporer les fractions contenant du produit à l’aide d’un évaporateur rotatif à 77 mbar vide et 40 oC pour obtenir les produits désirés comme des mousses blanches.
    17. Dissoudre les alcools respectifs dans 10 mL de DCM dans un ballon à fond rond 25 mL single-cou et laisser refroidir à-30 oC.
    18. Ajouter trifluorure de diéthylaminosoufre (DAST, 2 équivalents). Remuer le mélange réactionnel à-30 oC pendant 2 h.
    19. Après TLC indique la consommation de matière première (TLC développer avec toluène/acétone (4/1) et la visualisation de l’absorbance UV à 254 nm ou par coloration avec une solution de molybdate d’ammonium de cérium suivi du chauffage), diluer le mélange réactionnel avec du DCM (30 mL) , et saturé de lavage avec NaHCO3 (15 x 2 mL).
    20. Extraire la couche organique combinée avec 5 mL de solution saturée de NaCl, séchez-le en ajoutant du sulfate de magnésium anhydre, filtrer le mélange après un lavage avec du DCM (5 mL) et ramasser dans un ballon à fond rond 100 mL single-cou.
    21. Laisser évaporer le solvant à l’aide d’un évaporateur rotatif à pression sous vide de 400 mbar à 40 oC.
    22. Chargez la solution du brut produit dans 2 mL de DCM sur le dessus du lit de la silice. Éluer la colonne avec un mélange de toluène et d’acétone (0-20 % d’acétone dans le toluène) et de recueillir des fractions de 5 à 10 mL.
    23. Surveiller les fractions collectées par TLC, développer avec toluène/acétone (7/3).
    24. Évaporer le produit contenant des fractions à l’aide d’un évaporateur rotatif pour obtenir les produits désirés 4, [2,3,4,6-O-tetraacetyl-β-D-galactopyranosyl]-(1→4)-[3,6-O-diacetyl-2-acetamido-2-deoxy-β-D-glucopyranosyl]-(1→2)-3,4,6- O-triacétyl-α-D-mannopyranosyl fluorure (54 % par rapport à 2 étapes) et 5, [2,3,4,6-O-tetraacetyl-β-D-galactopyranosyl]-(1→4)-[2,3,4-O-triacetyl-α-L-fucopyranosyl-(1→3)-3,6-O-diacetyl-2-acetamido-2-deoxy-β-D-glucopyranosyl]-(1→2)- 3,4,6-O-triacetyl-α-D-mannopyranosyl fluorure (67 % par rapport à 2 étapes) comme solides blancs.
    25. Caractériser le produit par RMN et la spectrométrie de masse (voir le dossier de données supplémentaires).

2. préparation du glycane 10

  1. Préparation des intermidiate 7
    1. Peser argent dichlorure de bis(cyclopentadienyl)hafnium(IV) (AgOTf) (0,039 g, 0.155 mmol), triflate (Cp2HfCl2) (0,041 g, 0,108 mmol) dans un ballon à fond rond 25 mL single-cou, sécher sous vide ligne schlenk pendant 30 min, retirer de la l’aspirateur et remplir avec de l’azote gazeux.
    2. Transvider les fraîchement séché 4 Å tamis moléculaires (0,2 g) dans la fiole contenant le AgOTf et Cp2HfCl2, ajouter a magnétique, bouchon avec le septum immédiatement et ajouter un ballon d’azote.
    3. Transfert de 3 mL de toluène sec dans le ballon avec une seringue en verre sec. Remuer le mélange réactionnel pendant 1 h à température ambiante et puis refroidir à 0 oC.
    4. Injecter une solution de donateurs 4 (Figure 2, g 0,043, 0,046 mmol) et accepteur 6, 5-Azidopentyl-O-2-O-acetyl-4,6-O-benzylidine-β-D-mannopyranosyl-(1→4)-O-(3,6-di-O-benzyl-2-deoxy-2-(2,2,2-trichloroethoxy) carbonylamino-β-D-glucopyranosyl)-(1→4)-O-3,6-di-O-benzyl-2-deoxy-2-(2,2,2-trichloroethoxy)carbonylamino-β-D-glucopyranoside (Figure 3, 0,045 g, 0,031 mmol) dans 3 mL de toluène dans le ballon à travers le septum à l’aide d’une seringue de 10 mL à 0 o C. remuer le mélange réactionnel à température ambiante pendant 3 h.
    5. Après TLC indique la consommation de matières premières (TLC, développer avec DCM/acétone (8,5/1,5) et la visualisation de l’absorbance UV à 254 nm ou par coloration avec une solution de molybdate d’ammonium de cérium suivi du chauffage), étancher la réaction par injection 10 équivalents de triéthyle amine.
    6. Filtrer les tamis moléculaires à travers un lit de Célite dans un ballon jaugé de 50 mL à fond rond et plus laver avec 10 mL d’acétate d’éthyle. Extraire les couches organiques combinées avec une solution saturée d’aqueuse NaHCO3 (2 x 20 mL) dans une ampoule à décanter de 50 mL. Extraire la phase aqueuse avec l’acétate d’éthyle (3 x 15 mL).
    7. Extraire les couches organiques combinées avec une solution saturée de NaCl (5 mL), séchez-le à l’aide de sulfate de magnésium anhydre, filtrer le mélange afin de supprimer le sulfate de magnésium, laver avec de l’acétate d’éthyle (3 x 15 mL) et recueillir le filtrat dans un ballon à fond rond de 100 mL.
    8. Laisser évaporer le solvant à l’aide d’un évaporateur rotatif à pression de vide de 240 mbar à 40 oC.
    9. Chargez la solution du brut produit dans du DCM au sommet de la colonne de lit de silice. Éluer la colonne avec un mélange contenant du DCM et l’acétone (0-10 % d’acétone dans du DCM) et recueillir des fractions de 5 à 10 mL.
    10. Surveiller les fractions collectées par TLC, développer avec DCM/acétone (8,5/1,5). Évaporer les fractions contenant le produit à l’aide d’un évaporateur rotatif à obtenir [5-Azidopentyl-O-{[2,3,4,6-O-tetraacetyl-β-D-galactopyranosyl]-(1→4)-[3,6-O-diacetyl-2-acetamido-2-deoxy-β-D-glucopyranosyl]-(1→2)- 7, intermidiate 3,4,6-O-triacetyl-α-D-mannopyranosyl]}-(1→3)-[2-O-acetyl-4,6-O-benzylidine-β-D-mannopyranosyl-(1→4)-O-(3,6-di-O-benzyl-2-deoxy-2-(2,2,2-trichloroethoxy)carbonylamino-β-D-glucopyranosyl)-(1→4)-O-3,6-di-O-benzyl-2-deoxy-2-( 2,2,2-façon) carbonylamino-β-D-glucopyranoside (0,052 g, 70 %), comme la mousse blanche.
    11. Caractériser le produit par RMN et la spectrométrie de masse (voir le dossier de données supplémentaires).
  2. Préparation d’intermidiate 8
    1. Peser hexasaccharide 7 (Figure 3, 0,040 g, 0,016 mmol) dans un ballon à fond rond 25 mL single-cou, sécher sous vide pendant 1 h, retirer du vide, remplissez-la d’azote gazeux, ajouter un magnétique et couronner avec un septum en caoutchouc.
    2. Transfert de 3 mL d’acetonitrile:methanol (MeOH) (rapport 2:1) dans le ballon.
    3. Ajouter p-toluène sulfonique acide monohydraté (0,001 g, 0.008 mmol) dans le ballon à réaction et remuez la réaction à 800 tr/min pendant 5 h.
    4. Après TLC indique la consommation de matière première (TLC, développer avec DCM/acétone (8,5/1,5) et la visualisation de l’absorbance UV à 254 nm ou par coloration avec une solution de molybdate d’ammonium de cérium suivi du chauffage), étancher la réaction par injection 10 équivalents de triéthyle amine.
    5. Laisser évaporer le solvant à l’aide d’un évaporateur rotatif à pression de vide de 337 mbar à 40 oC.
    6. Dissoudre le mélange brut avec environ 2 mL de DCM et le charger sur le dessus du lit de la silice.
    7. Éluer la colonne avec un mélange de DCM et d’acétone (0 - 10 % d’acétone dans du DCM) et recueillir des fractions de 5 à 10 mL. Surveiller les fractions collectées par TLC, développer avec DCM/acétone (8,5/1,5). Laisser évaporer le solvant à l’aide d’un évaporateur rotatif à 400 mbar vide et 40 oC.
    8. Sécher le résidu sous pression réduite pour donner intermédiaire 8, 5-Azidopentyl-O-(2-O-acetyl-3,4,6-tri-O-benzyl-ced pressure to give →3)-2-O-acétyl-4, 6-O-benzylidine-β - D - mannopyranosyl-(1→4) - O-(3, 6- di-O-benzyl-2-deoxy-2-phthalimido-β-D-glucopyranosyl)-(1→4)-O-3,6 - di-O-benzyl-2-deoxy-2-phthalimido-nzyl-2-deoxy-2-phth. (Figure 3, 0,022 g, 57 %) sous forme de solide blanc. Caractériser le produit par RMN et la spectrométrie de masse (voir le dossier de données supplémentaires).
  3. Préparation du Tango Intermediaire 9
    1. Préparation de Tango Intermediaire 9 (Figure 3) a été réalisée à l’aide de donateurs 5 (0,015 g, 13,2 µmol) et de l’accepteur 8 (Figure 3, 0,020 g, 8,80 µmol).
    2. AgOTf (0,011 g, 44,1 µmol) et Cp2HfCl2 (0,012 g, 30,8 µmol) étaient utilisés comme un promoteurs.
    3. Effectuez les opérations 2.1.1 à 2.1.10 pour obtenir intermédiaire 9, 5-Azidopentyl - O-{[2,3,4,6-O-tetraacetyl-β-D-galactopyranosyl]-(1→4)-[3,6-O-diacetyl-2-acétamido-2-deoxy-β-D-glucopyranosyl]-(1→2)-[3,4,6-O-triacetyl-α-D-mannopyranosyl]} -(1→3)-{2,3,4,6-O-tetraacetyl-β-D-galactopyranosyl]-(1→4)-[2,3,4-O-triacetyl-α-LS160fucopyranosyl-(1→3)-3,6-O-diacetyl-2-acetamido-2-deoxy-β-D-glucopyranosyl]-(1→2)-3,4,6-O-triacetyl-α-D-mannopyranosyl}-(1→6)-[2- O-acetyl-β-D-mannopyranosyl-(1→4)-O-(3,6-di-O-benzyl-2-deoxy-2-(2,2,2-trichloroethoxy)carbonylamino-β-D-glucopyranosyl)-(1O-benzyl-2-deoxy-2-(2,2,2-trichloroethoxy)carbonylamino-β-D-glucopyranosyl)-D-glucopyra (0.010 g, 34%), as mousse blanche.
  4. Déprotection mondiale de Tango Intermediaire
    1. Peser le composé 9 (0,010 g, 2,9 µmol) dans un ballon à fond rond 25 mL single-cou, ajouter une barre d’agitation magnétique, casquette avec un septum en caoutchouc et fixer un ballon d’azote.
    2. Transférer 2 mL de 1, 4 dioxane : H2O (4:1) dans le ballon. Ajouter hydroxyde de lithium (LiOH) (0,005 g, 50 % en poids) dans le ballon. Remuer le mélange réactionnel à 90-100 oC pendant 12 h et laisser refroidir à température ambiante.
    3. Évaporer le solvant à l’aide d’un évaporateur rotatif et sécher le flacon sous vide pendant 1 h, remplissez-le avec de l’azote, retirez-la de la tubulure de vide et couronner avec un septum en caoutchouc.
    4. Injecter 4 mL de pyridine sec et 2 mL d’anhydride acétique dans la fiole à travers le septum à l’aide d’une seringue de 10 mL à 0 oC. remuer le mélange réactionnel pendant 12 h à température ambiante.
    5. Évaporer le solvant à l’aide d’un évaporateur rotatif à 0-10 mbar pression de vide à 50 oC.
    6. Dissoudre le mélange brut moyen de 30 mL de DCM et extraire la solution saturée aqueuse NaHCO3 (2 x 20 mL) dans une ampoule à décanter de 50 mL.
    7. Réextraire la phase aqueuse avec du DCM (3 x 15 mL). Laisser évaporer le solvant à l’aide d’un évaporateur rotatif.
    8. Chargez une solution de produit dans environ 2 mL de DCM sur le dessus du lit de silice C18. Éluer la colonne avec un mélange d’eau et de méthanol (0 - 100 % de méthanol dans l’eau) et de recueillir des fractions de 5 à 10 mL.
    9. Recueillir les fractions de produit et s’évaporer sous pression réduite pour obtenir le produit désiré en mousse blanche.
    10. Dissoudre le produit dans 5 mL de méthanol sec dans un 25 mL ballon à fond rond et couronner avec un septum en caoutchouc.
    11. Transfert de 0,1 mL de méthylate de sodium (NaOMe) dans le méthanol et cool à 0 oC à l’aide d’un bain de glace et agiter le mélange pendant 12 h.
    12. Enlever le solvant à l’aide d’un évaporateur rotatif et sécher le produit sous vide élevé.
    13. Dissoudre les produits bruts dans 5 mL de méthanol : H2o : acide acétique (6:3:1).
    14. Ajouter hydroxyde de palladium (Pd(OH)2) (50 % en poids) et remuer la réaction sous atmosphère d’hydrogène à l’aide d’un ballon à hydrogène pendant 15 h.
    15. Filtrer la réaction à travers un lit de Célite et laver avec 2 mL de méthanol puis 2 mL d’eau de dd.
    16. Évaporer le solvant à l’aide d’un évaporateur rotatif.
    17. Dissoudre le mélange brut d’environ 1 mL d’eau et la placer sur le dessus du lit de gel de polyacrylamide (voir Table des matières). Éluer le produit avec de l’eau et recueillir des fractions de 1 à 2 mL.
    18. Surveiller les fractions collectées par TLC, développer avec n-butanol : H2o : acide acétique (1:1:1).
    19. Recueillir les fractions de produit et de lyophiliser pour obtenir le produit désiré 10, 5-Aminopentyl-β-D-galactopyranosyl-(1→4)-2-acetamido-2-deoxy-β-D-glucopyranosyl-(1→2)-α-D-mannopyranosyl]-(1→3),-[β-D-galactopyranosyl-(1→4)-( α-L-fucopyranosyl-(1→3)-2-2-acetamido-2-deoxy-β-D-glucopyranosyl)-(1→2)-α-D-mannopyranosyl]-(1→6)-β-D-mannopyranosyl-(1→4)-2-acetamido-2-deoxy-β-D-glucopyranosyl-(1→4)-2-acetamido-2-deoxy-β-D-glucopyranoside (0.002 g, 36%), as a poudre blanche.
    20. Caractériser le produit par RMN et la spectrométrie de masse (voir le dossier de données supplémentaires).

3. préparation des glycanes avec queue acide phosphonique19,22

  1. Peser la glycane respectif (2-5 µmol) dans un ballon à fond rond 5 mL, ajouter un magnétique et couronner avec un septum en caoutchouc.
  2. Transférer 400 µL du diméthylformamide fraîchement séché.
  3. Ajouter [2 (2 (2 (bis (benzyloxy) phosphoryle) éthoxyéthoxy) carbonate d’éthyle (2, 5-dioxopyrrolidin1-yl)] (10-25 µmol, préparé à la maison) à la solution de glycane. Incorporer le mélange à 800 tr/min pendant 5 h.
  4. Évaporer le solvant à l’aide d’un évaporateur rotatif à pression sous vide de 5-10 mbar à 40 oC.
  5. Dissoudre le mélange réactionnel dans 0,5 mL d’eau et de charge au dessus du lit sur gel de polyacrylamide (voir Table des matières). Éluer le produit à l’aide de l’eau et recueillir des fractions de 1 à 2 mL.
  6. Surveiller les fractions collectées par TLC26. Repérer le mélange réactionnel dans une assiette de TLC, puis ajoutez la tache solution de molybdate d’ammonium de 0,25 M cérium ; Suivez par chauffage à l’aide d’une plaque chauffante. Recueillir le produit contenant des fractions et lyophiliser pour obtenir le produit désiré sous forme de poudre blanche.
  7. Dissoudre le produit dans 2 mL d’eau et ajouter les Pd (OH)2 (50 % en poids). Remuer la réaction à 800 tr/mn sous atmosphère d’hydrogène à l’aide d’un ballon à hydrogène pendant 15 h.
  8. Filtrer la réaction à travers un lit de flux-calciné et laver avec 2 mL de méthanol suivi de 2 mL d’eau distillée désionisée. Évaporer le solvant à l’aide d’un évaporateur rotatif à pression de vide de 300 mbar à 40 oC.
  9. Dissoudre le mélange brut d’environ 1 mL d’eau et la placer sur le dessus du lit de gel de polyacrylamide (voir Table des matières).
  10. Éluer le produit avec de l’eau et recueillir des fractions de 1 à 2 mL. Surveiller les fractions collectées par TLC26. Lyophiliser les fractions (congeler le produit à l’aide d’azote liquide, puis poser sur lyophilisateur sous un vide) pour obtenir le produit désiré sous forme de poudre blanche. Caractériser les produits de la RMN et la spectrométrie de masse (voir le dossier de données supplémentaires) à l’aide D2O comme solvant.

4. glycane Array

  1. Préparation d’aluminium revêtues de lames de verre (diapositive NOC) 19 , 20 , 22
    NOTE : Fabrication des lames en aluminium revêtu de verre a été faite à la Division de la technologie des films minces, Instrument Technology Research Center et laboratoires de recherche nationaux appliqués, parc scientifique de Hsinchu, Taiwan.
    1. Pack lames revêtues, vide-joint afin de prévenir la formation de la NAO et maintenir scellé jusqu'à la réaction électrochimique pour surface anodisation.
  2. Surface anodisation d’aluminium revêtues de lames de verre 19 , 20 , 22
    1. La valeur de l’étuve température à 4 ° C. Préparer la solution aqueuse de l’acide oxalique 0,3 M et gardez-le dans un bain de glace. Prenez le bécher de 500 mL, ajouter une barre de l’agitateur magnétique.
    2. L’acide oxalique de 0,3 M de transfert dans le bécher de 500 mL et puis placez une tige de 10 cm de long platine comme une cathode dans la solution. Gardez en remuant (à 300 tr/min), l’acide oxalique pendant tout le processus d’anodisation.
    3. Tourner le logiciel traceur lab, cliquez sur le bouton « configurer » puis « tension de balayage de choix de fonction ». Régler la mise en marche et arrêter la tension à 25,8 V, nombre de points sur 100, conformité à 1 et balayer le retard à 1 200 ms et cliquez sur « OK ».
    4. Serrer l’enduit aluminium verre orientée vers la cathode. Cliquez sur le bouton « test run ». Observer la mesure actuelle (environ 8-10 mA).
    5. Après surface anodisation, laver la lame avec de l’eau bidistillée, purge sec à l’azote et ensuite le stocker dans une chambre de 30 % d’humidité relative à une utilisation ultérieure.
  3. Fabrication de NOC glycane microarray 22
    1. Préparer individuellement 100 µL de glycanes monovalents tous (I-XI) à l’éthylène glycol à une concentration de 10 mM.
    2. Diluer la glycane ci-dessus avec un tampon d’impression (80 % d’éthylène glycol et 20 % de l’eau désionisée) pour faire 100 concentration µM.
    3. Pour l’étude de l’hétéro-ligand, préparer 5 µL de glycanes individuels I-XI et à chacun, ajouter 5 µL de l’homme5GlcNAc2 (ratio 1:1).
    4. Microarrays d’impression par robotique cerner (voir Table des matières) par le dépôt de 0,6 nL des glycanes préalablement préparées sur le NOC slides31.
    5. Conserver les diapositives imprimées dans une boite sec humidité contrôlée avant l’essai de liaison.
  4. Cartographie des épitopes de glycane de HIV-1 anticorps neutralisants largement PG9 22
    1. Préparer 1 mL BSA contenue un tampon PBST, 3 % p/v.
    2. Préparer 70 µL de PG9 (50 µg/mL) dans un tampon PBST (BSA contenait un tampon PBST, 3 % p/v).
    3. Préparer 120 µL d’anticorps secondaire tag fluorescent Donkey anti-IgG humain (Alexa Fluor 647 conjugué) 50 µg/mL dans un tampon PBST (BSA contenait un tampon PBST, 3 % p/v) dans l’obscurité.
    4. Mélanger l’anticorps primaire (PG9) et anticorps secondaire tag fluorescent en rapport 1:1 (60 µL). Incuber les anticorps prémélangées pendant 30 min à 4 ° C.
    5. Chargez la lame de l’ACG dans la chambre d’incubation de diapositive qui est divisée en 16 puits. Transférer 100 µL d’anticorps prémélangées dans le tableau glycane et incuber à 4 ° C pendant 16 h.
    6. Pipette à anticorps prémélangées. Retirer la chambre d’incubation de diapositive.
    7. Laver la lame tout d’abord dans un tampon PBST (PBS et 0,05 % Tween-20), suivi par de l’eau désionisée et essorage sec à 2 000 x g.
    8. Ouvrez le logiciel d’analyse microarray image (voir la Table des matières). Insérer une diapositive avec les fonctionnalités déployèrent vers le bas.
    9. Cliquez sur le menu « réglages », réglez la résolution de l’image à 5 µm par pixel et la longueur d’onde de 635 nm avec PMT450 et la puissance à 100 %.
    10. Cliquez sur le bouton « scan » pour commencer l’imagerie de la diapositive.
    11. Cliquez sur l’icône « file » pour sauvegarder l’image de balayage en format tif.
    12. Effectuer l’analyse d’image en suivant le guide de l’utilisateur du logiciel32.
    13. Calculer l’intensité totale de fluorescence et d’illustrer à l’aide de logiciels33 de traitement d’image (voir la Table des matières).
      NOTE : Ici, l’erreur de pourcentage moyen pour tous les points de données est présenté par les barres d’erreur.

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Representative Results

Une stratégie modulaire de chimio-enzymatique pour la synthèse d’une vaste gamme de N -glycans est présentée dans la Figure 1. La stratégie est basée sur le fait que la diversité peut être créée au début de synthèse chimio-enzymatique des trois modules importants, suivi par la mannosylation α spécifiques à la 3-O et/ou 6-O position du résidu mannose de la commune trisaccharide base de N- glycanes. Compte tenu de la diversité structurale des bi-, tri- et tétra-antennaire type complexe N- glycane structures, nous avons cru qu’un ensemble d’oligosaccharyl bailleurs de fonds et l’accepteur de trisaccharides core avec alkyl préinstallé handlecould servir à partir matériaux pour générer la diversité structurale désirée (Figure 1). L’applicabilité des glycosyl donneurs de fluorure dans la construction d’une bibliothèque de glycane complexe a été démontrée précédemment21.

Pour démontrer l’efficacité de notre stratégie, une structure isomérique bi-antennaire (10, Figure 3) a été sélectionnée pour la synthèse. La D1 bras antennes 4 et D2 bras antennes 5 de glycane 10 ont été générés sur de grandes échelles par des méthodes chimio-enzymatiques. En particulier, l' accepteur de disaccharide 1 était enzymatiquement galactosylés à l’aide de β-1, 4-galactosyltransférase et l’uridine 5'-diphosphogalactose (UDP-Gal) pour former le trisaccharide 2. Ensuite, l’intermédiaire 2 a été fucosylées à la position de GlcNAc 3 -O en présence de le α-1, 3-fucosyltransférase de Helicobacter pylori (Hpα1, 3 FT) pour permettre le tétrasaccharide désiré 3. Pour ligature chimique au noyau, building blocs 2 et 3 ont été peracétylés premier, et le groupe réducteur terminal p- méthoxy phénol a été supprimé. Enfin, le fluorure a été installé en présence de la DAST pour obtenir les modules souhaité 4 et 5, respectivement (Figure 2).

Avoir en main les modules désirés, nous procédons ensuite à la glycosylationd’O stéréosélective 3 - 4 pour le noyau trisaccharide 6 sous catalyse d’argent triflate et dichlorure de hafnocene pour fournir le hexasaccharide respectif 7 (Figure 3). La protection de benzylidène que masquer les 4, 6-OH a été supprimé à l’aide de catalyseur p-toluène sulfonique (p- TSA). Profitant de sa réactivité, primaire 6-OH de 8 a fait réagir avec fluorure module 5 dans des conditions expérimentales similaires pour atteindre les requis decasaccharide 9. Enfin, la déprotection globale a été réalisée pour obtenir glycane 10, qui a été caractérisée plus loin en utilisant la RMN et la spectrométrie de masse (voir le fichier de données supplémentaires).

Glycans contenant une queue d’amine de pentyle à l’extrémité réductrice ont été modifiées avec des linkers acides phosphoniques et attachés à NOC surface grâce à la chimie de phosphonate (Figure 4). Au dernier, le VIH-1 bNAb PG9 a été projeté pour sa spécificité de glycane l’utilisation de tableaux d’homo - et hétéro-glycanes de démontrer pour la première fois que PG9 interagi avec heteroglycans adjacents dans la boucle de V1/V2 de surface de gp120 du VIH-1 (Figure 5).

Figure 1
Figure 1 : Une stratégie générale modulaire pour la préparation des N- glycans. (A) le nombre de N- glycanes générés par cette stratégie qui surviennent fréquemment sur les glycoprotéines humains est estimé à dépasser les 20 000. (B) trois types de modules préparés par cette approche chimio-enzymatique qui peut être utilisée pour les glycosylations α-seletive. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.

Figure 2
Figure 2 : synthèse chimioenzymatique des modules. i, UDP-galactose β 1, 4-GalT, 15 h, 86 % ; ii, GDP-fucose, α 1, 3-FucT, 15 h, 84 % ; III, Ac (1)2O, pyridine, RT, 12 h ; (1) CAN, ACN : toluène : H2O, (3) DAST, CH2Cl2,-30 oC. peut : nitrate de cérium d’ammonium ; DAST : Trifluorure de diéthylaminosoufre.
Nomenclature des produits : 1, p-methoxyphenyl-O-2-acetamido-2-deoxy-β-D-glucopyranosyl-(1→ 2)-α-D-mannopyranoside ; 2, p-methoxyphenyl-O-β-D-galactopyranosyl-(1→4)-2-acetamido-2-deoxy-β-D-glucopyranosyl-(1→2)-α-D-mannopyranoside ; 3, p-O-β-D-galactopyranosyl-(1→4)-[α-L-fucopyranosyl-(1→3)-2-acétamido-2-deoxy-β-D-glucopyranosyl]-(1→2)-α-D-mannopyranoside - méthoxyphényl ; 4, [2,3,4,6-O-tetraacetyl-β-D-galactopyranosyl]-(1→4)-[3,6-O-diacetyl-2-acetamido-2-deoxy-β-D-glucopyranosyl]-(1→2)-3,4,6-O-triacetyl-α-D-mannopyranosyl fluorure ; 5, [Le fluorure de fucopyranosyl(1→3)-3,6-O-diacetyl-2-acetamido-2-deoxy-β-D-glucopyranosyl]-(1→2)-3,4,6-O-triacetyl-α-D-mannopyranosyl 2,3,4,6-O-tetraacetyl-β-D-galactopyranosyl]-(1→4)-[2,3,4-O-triacetyl-α-L- s’il vous plaît cliquez ici pour afficher une version plus grande de ce chiffre.

Figure 3
Figure 3 : glycosylation chimique des modules bras D1/D2 à core accepteur. j’ai, 4, AgOTf, Cp2HfCl2, toluène, 4 Å MS, 0 oC a RT, 70 % ; ii, p- TSA, acétonitrile, RT, 57 % ; III, 5, AgOTf, Cp2HfCl2, toluène, 4 Å MS, 0 oC a RT, 34 % ; iv, (1) LiOH, 1, 4-dioxane : H2O ; C 90 o, 12 h ; (2) Ac2O, pyridine, 12 h ; (3) nesma, MeOH, 12 h ; (4) Pd(OH)2, MeOH : H2O : HCOOH (5:3:2), H2, 36 %. AgOTf : Argent trifluorométhanesulfonate ; CP2HfCl2: dichlorure de hafnium Bis (cyclopentadiényl), MS : tamis moléculaires, nomenclature des produits : 7, 5-Azidopentyl-O-{[2,3,4,6-O-tetraacetyl-β-D-galactopyranosyl]-(1→4)-[3,6-O-diacetyl-2- acetamido-2-deoxy-β-D-glucopyranosyl]-(1→2)-[3,4,6-O-triacetyl-α-D-mannopyranosyl]}-(1→3)-[2-O-acetyl-4,6-O-benzylidine-β-D-mannopyranosyl-(1→4)-O-(3,6-di-O-benzyl-2-deoxy-2-(2,2,2-trichloroethoxy) carbonylamino-β-D-glucopyranosyl)-(1→4)-O-3,6-di-O-benzyl-2-deoxy-2-(2,2,2-trichloroethoxy)carbonylamino-β-D-glucopyranosid. 8, 5-Azidopentyl - O-(2-O-acétyl-3,4,6-tri-O-benzyl-α-D-mannopyranosyl-(1→3)-2-O-acetyl-4,6-O-benzylidine-β-D-mannopyranosyl-(1→4)-O-(3,6-di-O-benzyl-2-deoxy-2-phthalimido-β-D-glucopyranosyl)-(1→4)-O-3,6- di-O-benzyl-2-deoxy-2-phthalimido-β-D-glucopyranoside. 9, 5-Azidopentyl-O-{[2,3,4,6-O-tetraacetyl-β-D-galactopyranosyl]-(1→4)-[3,6-O-diacetyl-2-acetamido-2-deoxy-β-D-glucopyranosyl]-(1→2)-[3,4,6-O-triacetyl-α-D-mannopyranosyl]}-(1→3)-{2,3,4,6- O-tetraacetyl-β-D-galactopyranosyl]-(1→4)-[2,3,4-O-triacetyl-α-LS160fucopyranosyl-(1→3)-3,6-O-diacetyl-2-acetamido-2-deoxy-β-D-glucopyranosyl]-(1→2)-3,4,6-O-triacetyl-α-D-mannopyranosyl}-(1→6)-[2-O-acetyl-β-D-mannopyranosyl-( 1→4)-O-(3,6-di-O-benzyl-2-deoxy-2-(2,2,2-trichloroethoxy)carbonylamino-β-D-glucopyranosyl)-(1→4)-O-3,6-di-O-benzyl-2-deoxy-2-(2,2,2-trichloroethoxy)carbonylamino-β-Dglucopyranoside 10, 5- Aminopentyl-β-D-galactopyranosyl-(1→4)-2-acetamido-2-deoxy-β-D-glucopyranosyl-(1→2)-α-D-mannopyranosyl]-(1→3),-[β-D-galactopyranosyl-(1→4)(α-L-fucopyranosyl-(1→3)-2-2-acetamido-2-deoxy-β-D-glucopyranosyl)-(1→2)- Α-D-mannopyranosyl]-(1→6)-β-D-mannopyranosyl-(1→4)-2-acetamido-2-deoxy-β-D-glucopyranosyl-(1→4)-2-acetamido-2-deoxy-β-D-glucopyranoside s’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.

Figure 4
Figure 4 : glycane immobilisation sur un tableau de NOC. (A) la modification chimique du glycane avec queue amino en un acide phosphonique queue pour covalente à la diapositive NOC grâce à la chimie de phosphonate. (B) Distribution de glycanes sur une surface de NOC. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.

Figure 5
Figure 5 : analyse du tableau Glyan. (A) Structures de N- glycanes synthétiques qui sont imprimés sur un tableau de l’ACG. (B) contraignant analyse de PG9 de glycanes individuels I-XI, imprimé sur le tableau de l’ACG (panneau de gauche) et de mélanges de glycane de Man5 mélangé de glycanes I-XI (panneau de droite) avec la concentration de µM 100. Les concentrations molaires en µM pour PG9 sont indiquées dans la légende. L’intensité de signal moyenne et écart-type calculé pour cinq répétitions indépendantes sur le tableau sont indiqués. Encarts montrent des images de fluorescence. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.

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Discussion

Une classe de VIH-1 bNAbs y compris PG9 et PG16 PGTs 128, 141-145 ont été signalés à être très puissant dans la neutralisation des 70-80 % des isolats de VIH-1 en circulation. Les épitopes de ces bNAbs sont très conservés parmi les variantes de l’ensemble du VIH-1 groupe M, donc ils peuvent guider la conception de l’immunogène efficace pour un vaccin contre le VIH susciter la neutralisation des anticorps23,24,25 . Dans le cadre de nos efforts continus visant à identifier les épitopes de glycane du VIH-1 large présence d’anticorps neutralisants, nous avons rapporté la synthèse chimique et enzymatique d’un panel riche en mannose, hybride et des oligosaccharides pour former un glycane tableau21, type complexe 22. Toutefois, les tableaux de glycane couramment utilisés sur les lames de N- hydroxysuccinimide recouvert d’un verre (NHS) sont incapables de détecter des interactions de glucides-protéines de faible affinité, probablement en raison de la distribution hétérogène de glycane résultant de l’hydrolyse du N- hydroxysuccimide groupes fonctionnels réactifs sur sa surface. Pour surmonter les limitations des formats de tableau conventionnel, nous avons développé un tableau de glycane sur une diapositive de (NOC) de verre enduit d’oxyde d’aluminium. Nous avons effectué davantage une comparaison d’homogénéité entre le tableau de l’ACG et le NHS couramment utilisé tableau de prouver que le tableau de la NOC a offert une présentation plus homogène de glycane sur sa surface22. Notre analyse préliminaire et contraignante n’était pas en mesure d’observer la liaison de PG9 à tout les glycanes sur tableau NHS (données non présentées). Donc, pour définir la spécificité de liaison de PG9, le glycanes j’ai-XI ont été attachés à une queue acide phosphonique et imprimé sur la diapositive de NOC avec 100 µM de glycanes individuels (Figure 4). L’immobilisation de glycane sur une lame de NOC grâce à la chimie de phosphonate offert une distribution plus stable et plus homogène. Chacun des glycanes a été imprimé avec cinq répétitions et les images des diapositives ont été extraites d’un balayage de fluorescence après âne DyLight649 conjugué anti-Human IgG anticorps d’incubation. L’analyse de liaison de PG9 vers individuels glycanes imprimé sur le tableau de l’ACG (Figure 5, gauche) suggère que PG9 interagit fortement avec les hybrides de type glycane (X). Les interactions ont également été détectées pour type riche en mannose Man5 (glycan IV) et la type complexe glycane (XI).

Les interactions moléculaires niveau entre PG9 et hybride de type glycane (X) sont difficiles à déterminer en raison de l’absence de leurs informations de structure cristalline Co. La glycane hybride de type X est composée d’un bras de type complexe à la 3-positionO de l’âme et un bras trimannose liés à la 6-O position du trisaccharide central. Liaison de PG9 à glycane hybride X suggère que PG9 requiert des résidus mannose et de l’acide sialique à proximité pour des interactions de haute affinité. Pour identifier la combinaison de glycane qui correspond le mieux à dans la poche de liaison PG9, nous avons réalisé une étude de tableau mixte-glycane. Glycan IV a été mélangé avec chaque glycane d’I-XI, dans un rapport molaire de 1:1 et repéré sur un tableau de l’ACG. L’analyse de liaison de PG9 à chacun des mélanges indique qu’une combinaison d’homme5 et un SCT (IV + XI) aboutirent à la plus haute affinité vers PG9 comparée à IV ou XI seul. En outre, mélanges contenant homme5 et celles contenant des antennes sialylés comme glycanes VIII et X ont également étaient détectés22. Pour la première fois, ces résultats a offert une preuve tableau basé pour le comportement de liaison des hétéro-glycanes de PG9 qui a été suggéré par les études sur la structure cristalline de PG9 avec gp120 du VIH-1 V1/V2 domaine23.

En conclusion, nous avons démontré une stratégie efficace de chimio-enzymatique modulaire pour la préparation de la grande diversité N-liée d’oligosaccharides qui se produisent sur les glycoprotéines humaines. En outre, l’élaboration d’un tableau de NOC fournit qu'un moyen efficace de déterminer les interactions entre protéines et glucides extrêmement faibles et, plus important encore, les interactions qui se produisent par l’intermédiaire de hétéro-glycanes.

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Disclosures

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Acknowledgments

Les auteurs remercient la Division de technologie Thin Film Instrument Technology Research Center (ITRC) et laboratoires de recherche nationaux appliqués, parc scientifique de Hsinchu, Taiwan. Ce travail a été soutenu par le Conseil National de la Science (n° de subventions. La plupart 105-0210-01-13-01) et l’Académie chinoise des sciences.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Acetic acid Sigma Aldrich 64197
Acetonitrile Sigma Aldrich 75058
Acetic anhydride Sigma Aldrich 108247
Anhydrous magnesium sulfate Sigma Aldrich 7487889
Boron trifluoride ethyl etherate Sigma Aldrich 109637
Bovine serum albumin Sigma Aldrich 9048468
Bio-Gel P2 polyacrylamide Bio-Rad 1504118
Bis(cyclopentadienyl)hafnium(IV) dichloride Sigma Aldrich 12116664
β-1, 4 Galactosyl transferases from bovine milk Sigma Aldrich 48279
BioDot Cartesion technology with robotic pin SMP3 (Stealth Micro Spotting Pins) Arrayit
Cerium ammonium molybdate TCI C1794
Cerium ammonium nitrate Sigma Aldrich 16774213
Clean glass slide  Schott 
Cytidine-5′-monophospho-N-acetylneuraminic acid Sigma Aldrich 3063716
Deuterated chloroform Sigma Aldrich 865496
Donkey Anti-Human IgG (Alexa Fluor647 conjugated Jackson Immuno Research, USA 709605098
Dichloromethane Sigma Aldrich 75092
Diethylaminosulfur trifluoride Sigma Aldrich 38078090
Dimethylformamide Sigma Aldrich 68122
Ethyl acetate Sigma Aldrich 141786
Ethylene glycol Acros Organic 107211
FAST frame slide incubation chambers Sigma Aldrich
Guanosine 5'-diphospho-b-L-fucose disodium salt  Sigma Aldrich 15839700
Lab tracer 2.0 software  Section 4 of the Protocol
GenePix Pro 4300A reader (microarray image analysis) moleculardevices www.moleculardevices.com
GraphPad Prism Software (Image processing ) GraphPad Software, Inc http://www.graphpad.com/guides/prism/6/user-guide/
Lithium hydroxide Sigma Aldrich 1310652
Manganese chloride Sigma Aldrich 7773015
Methanol Sigma Aldrich 67561
N-butanol Sigma Aldrich 71363
Oxalic acid Acros Organic 144627
Palladium hydroxide Sigma Aldrich 12135227
Phosphate Buffered Saline Thermo Fisher Scientific  10010023
Pyridine Sigma Aldrich 110861
P-Toluene sulfonic acid monohydrate Sigma Aldrich 773476
Silver triflate Sigma Aldrich 2923286
Sodium bicarbonate Sigma Aldrich 144558
Sodium chloride Sigma Aldrich 7647145
Sodium hydrogen carbonate Sigma Aldrich 144558
Sodium methoxide  Sigma Aldrich 124414
Sodium sulfate Sigma Aldrich 7757826
Toluene  Sigma Aldrich 108883
Tris buffer  Amresco N/A Ultra-pure grade
Tween-20 Amresco 9005645
Uridine diphosphate galactose (UDP-galactose) Sigma Aldrich 137868521

DOWNLOAD MATERIALS LIST

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Synthèse enzymatique chimio chimie numéro 132 baies de glycane de NOC VIH anticorps neutralisants N- glycans spécificité de profilage approche modulaire
Synthèse de chimio-enzymatique des <em>N</em>- glycans pour le développement de la baie et anticorps anti-VIH de profilage
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Shivatare, S. S., Shivatare, V. S.,… More

Shivatare, S. S., Shivatare, V. S., Wu, C. Y., Wong, C. H. Chemo-enzymatic Synthesis of N-glycans for Array Development and HIV Antibody Profiling. J. Vis. Exp. (132), e55855, doi:10.3791/55855 (2018).

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