Summary
Ce protocole décrit d’abord l’intervention chirurgicale de l’implantation permanente d’un cathéter de vessie combinée avec électrodes du sphincter urétral externe et, deuxièmement, la mesure de la fonction de la vessie et l’urètre externe sphincter chez des animaux éveillés implantés.
Abstract
Fonction urinaire inférieur est principalement évaluée au moyen d’une analyse de fonction vessie cystométriques chez les rongeurs. Cystometries classiques sont généralement effectués comme terminal analyse sous anesthésie uréthane. Il est bien connu que les drogues anesthésiques peuvent influencer la fonction vésicale. Par conséquent, le but de cette technique est d’effectuer des mesures cystométriques de la vessie et le sphincter urétral externe chez le rat éveillé légèrement restreint. Pour cela, une sonde vésicale est implantée dans le dôme de la vessie. Par la suite, les deux électrodes sont implantées bilatéral au sphincter urétral externe et une électrode de masse est suturée à un muscle squelettique non recevable. Le cathéter de la vessie et les trois électrodes sont enfin en tunnel par voie sous-cutanée à la région du cou et apposés à un harnais. Avec cette technique, les voies urinaires basses peuvent être mesurés à plusieurs points dans le temps chez le même animal pour évaluer la fonction des voies urinaires inférieure. Le principal de l’application de cette technique est la suite de simultanée de la vessie et de la fonction du sphincter urétral externe chez le rat sain éveillé et après induction d’une maladie ou une blessure. En outre, suivi des voies urinaires inférieures peut être effectuée au cours de l’évaluation de la maladie/blessure ainsi qu’à surveiller l’efficacité du traitement.
Introduction
Pour analyser le stockage urinaire et invalider la fonction ou la dysfonction, la plupart des études ont utilisé des modèles de rongeurs. Grâce à l’activation séquentielle des réflexes, la miction est produite. La coordination de ces réflexes est essentielle pour les mictions efficace1. Techniques d’enregistrement cystométriques fournissent des outils précieux pour analyser la fonction vessie sous son contrôle neural1.
Cystometries plus classiques chez les rats se font comme une analyse unique et définitive en anesthésie, principalement uréthane2et mettre l’accent uniquement sur la vessie. Toutefois, dans certaines pathologies comme le dysfonctionnement urinaire inférieur neurogène (NLUTD), non seulement de la vessie, mais aussi de la vessie, le sphincter urétral externe, est dysfonctionnel3,4. Il est NLUTD difficile de suivi, si seulement la vessie est examinée dans une mesure unique cystométriques. Pour obtenir des résultats fiables qui sont comparables aux humains, il est essentiel de mesurer avec précision la vessie et de la fonction du sphincter urétral externe et de ses interactions2. En outre, il est essentiel d’effectuer des analyses fonctionnelles chez le rat éveillé que l’anesthésie est très susceptible d’altérer la vessie fonction2,5,6. Un bon cystométriques enregistrement chez l’animal éveillé est la base pour l’identification de la vessie fonction et mauvais fonctionnement7.
La station de petits animaux cystométrie utilisée (p. ex., station de cystométrie Catamount (CCS)) est une unité d’effectuer des analyses de cystométriques en petits animaux éveillés8. Au moyen d’une sonde vésicale permanente et électrodes implantés sphincter urétral externe, mesures répétitives peuvent être effectuées sur un plus long temps périodes2. Ainsi, la CSC fournit un outil précieux pour les non-neurogène et évaluations de NLUTD dans le modèle de rongeur, dans lequel les pathomécanismes peut changer au cours du suivi de court ou moyen terme. En outre, cette méthode comprend une analyse de cystométriques artefact-réduite en utilisant une drisse pour effectuer des mesurages de la vessie chez le rat éveillé.
Dans cet article, nous décrivons l’approche chirurgicale pour implanter définitivement un cathéter de la vessie et les électrodes du sphincter urétral externe, ainsi que de mesures cystométriques chez le rat éveillé.
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Protocol
Toutes les procédures décrites ici ont été approuvées par le Comité d’éthique gouvernementale autrichienne pour la recherche sur les animaux (Bundesministerium für Wissenschaft, Forschung und Wirtschaft, WF / V /3b) et ont été en conformité avec l’Association pour l’évaluation de laboratoire Animal Care lignes directrices pour l’utilisation des animaux. Les rats utilisés pour cette approche étaient rats Lewis femelles, âgés de 12 semaines. Utiliser des instruments stériles dans tout le protocole.
1. matérielle préparation
-
Fabrication du cathéter
- Couper le cathéter (tuyaux en polyéthylène PE-50) de longueur appropriée (20 à 25 cm) à la taille de l’animal.
Remarque : Laissez une longueur supplémentaire pour l’encapsulation et la manipulation plus facile. - Attise une extrémité avec un briquet pour obtenir une extrémité arrondie. Vérifier la dernière ouverture appropriée et l’extrémité arrondie du cathéter.
- Placer un tube de silicone long de 2 mm sur le cathéter jusqu'à ce qu’il se trouve juste en dessous de l’extrémité évasée.
- Couper le cathéter (tuyaux en polyéthylène PE-50) de longueur appropriée (20 à 25 cm) à la taille de l’animal.
-
Fabrication des électrodes
- Préparer un fil d’acier enduit de polytétrafluoroéthylène de 20-25 cm (longueur appropriée selon la taille de l’animal).
- Préparer un fil d’argent 2 cm de longueur et torsadez les extrémités jusqu'à ce qu’une petite boucle reste. Enlever 2 mm de l’isolation téflon à une extrémité. Souder le fil d’argent torsadé terminé par le fil d’acier décapé.
- Appliquer le vernis à ongles classiques à la zone de revêtement. Préparer les longs tuyaux en polyéthylène 4 mm au-dessus de la région d’enduit et scelle la fin par application de chaleur à la pince à compression.
2. animale préparation
-
Anesthésie
- Utilisez une anesthésie appropriée cocktail approuvé par l’institution pour un général anesthésie.
- Cocktail d’anesthésie avec médétomidine (0,15 mg/kg), le midazolam (0,08 mg/kg) et le fentanyl (0,01 mg/kg), de préparer et injecter par voie intramusculaire par une seringue de 1 mL avec une aiguille de calibre 27.
-
Préparation chirurgicale
- L’abdomen vous raser avec un rasoir électrique, y compris la région génitale et la région lombaire au niveau des omoplates.
- Désinfecter les abdominaux et le cou de régions avec 70 % éthanol premiers et puis 3 alternance gommages avec solution de povidone-iode.
3. Implantation de cathéter de la vessie
- Effectuer une laparotomie basses de ligne médiane au niveau de la troisième et quatrième tétine (environ 2 à 2,5 cm de longueur) à l’aide d’un scalpel pour la peau et des ciseaux chirurgicaux pour les muscles abdominaux.
- Exposer la vessie en guidant la paroi abdominale dans la direction cranio-caudale et le fixer dans cette position en plaçant le dos d’une pince derrière la vessie afin d’éviter le repositionnement.
- Placez une suture en bourse autour du dôme de la vessie à l’aide d’une suture de monofilament non résorbable 6-0 avec une aiguille à pointe conique.
- Inciser le dôme de la vessie à l’intérieur de la chaîne-sac à main, soit par la pointe de scalpel ou une aiguille 18G, d’insérer le cathéter de la vessie (voir protocole étape 1).
- Insérer le cathéter rempli au préalable avec la solution stérile de chlorure de sodium 0,9 % physiologique et rétracter soigneusement le cathéter de la vessie jusqu'à ce qu’une ouverture évasée du cathéter est placée juste sous le dôme de la vessie.
- Sécuriser la suture en bourse autour du cathéter et de faire une arrêt-suture autour de corps du cathéter pour une fixation supplémentaire.
- Recherchez les fuites par le dôme de la vessie en remplissant lentement la vessie dans le cathéter avec une solution physiologique stérile de chlorure de sodium 0,9 %.
4. urethral Sphincter électrode Implantation
- Préparer trois électrodes pour l’implantation (voir protocole étape 1).
- Marquer une électrode avec un stylo feutre permanent coloré pour obtenir d’autres de l’électrode null futur. Désinfecter les électrodes avec de l’éthanol à 70 %.
Remarque : Les cathéters ne conviennent pas pour la chaleur et les procédures de stérilisation chimique. Plutôt froid stériliser les électrodes pendant 24 h. - Prolonger l’incision abdominale de ciseaux chirurgicaux jusqu'à l’os pubien, mais ne coupez pas la symphyse pubienne.
- Identifier l’urètre et créer une poche émoussée à l’aide de pinces fines sur les deux côtés de l’urètre, mais éviter les traumatismes des vaisseaux ou des nerfs.
- Identifier appropriés pochettes graisses à proximité de l’urètre dans cette fenêtre.
- Fixer les électrodes sur le plan bilatéral à la poche de graisse appropriée à l’aide de la suture de monofilament non résorbable 6-0.
Remarque : La position finale des électrodes doit être bilatérale à la région moyenne de l’urètre. - Nouez les deux électrodes avec suture de monofilament non résorbable 6-0.
- Suture de l’électrode de null marquée sur le muscle de la paroi abdominale à courte distance de l’urètre. Attachez tous les trois électrodes avec une suture simple.
5. tunneling
- Faire une incision de la petite peau entre les omoplates pour le tunneling.
- Tunnel des fils d’électrode à la nuque et faire une vérification finale pour le placement correct, vérifier la position des électrodes après la tunnelisation.
- Cathéter de vessie tunnel au niveau des omoplates - faites attention à la vessie tout en tunnelisation le cathéter pour éviter les torsions de la vessie. Pour cela, maintenez le cathéter juste avant d’entrer dans le dôme de la vessie pour éviter les torsions de la vessie.
- Muscles abdominaux à proximité des points de suture continues ou discontinues avec une suture résorbable polyfilament de 4-0. Refermer l’incision de la peau par des sutures de matelas interrompu.
- Étirer l’animal sur toute sa longueur pour avoir une distension maximale du fils de l’électrode et cathéter.
- Fixer les fils cathéter et électrode par une suture coulé dans le muscle de l’épaule.
- Fermer la peau en un seul point avec la suture 4-0.
6. montage harnais
- Monter un harnais à l’animal en tirant le harnais sur la tête de l’animal et tirer sur les membres antérieurs d’une fin de course entre les bandes de deux silicone. Vérifiez la taille du harnais par le poids de l’animal avant la chirurgie avec le distributeur.
- Tunnel du cathéter de vessie dans le trou central du harnais et électrodes dans le trou fait sur mesure par une perceuse ajuste à la taille des fils électrode.
- Régler le harnais en tirant sur les bandes de silicone. Régler le harnais n’est pas trop lâche, mais conserve sa place pour maintenir la capacité de mouvement du rat.
- Utiliser une attache de câble pour fixer les bandes de silicone.
- Couper la longueur de la sonde vésicale à 3 cm au-dessus du faisceau, connectez-vous à la butée de 23-G et enfin fixer le harnais.
7. fabrication du connecteur d’électrode
- Préparer trois petite chaleur rétractables tubes (une couleur différente pour l’électrode null). Préparer deux tubes de rétrécissement de chaleur supplémentaires dans une taille plue appropriée.
- Raccourcir la longueur des fils électrode à une longueur optimale pour pouvoir brancher plus tard à la prise femelle sans être trop lâche ou trop court. Enlever l’isolant téflon des trois fils (environ 2 mm) et torsadez les fils en acier à une chaîne.
- Placez les tubes rétractables de grande chaleur sur tous les fils, placer les petits tubes individuellement pour les trois fils et utiliser le tube de couleur pour l’électrode null.
- Souder les électrodes à la 3-connexion-fiche mâle. Placer l’électrode null au milieu et réduire la zone de trois petits tubes individuels ci-dessus soudés.
- Rétrécir le premier les plus gros tubes à la fin des terminaisons tubes individuels et le gros tuyau final à la frontière de la prise mâle.
- Branchez la fiche mâle sur le connecteur femelle fixé au harnais et fixer avec du ruban adhésif pour plus de sécurité.
8. après la chirurgie soins
- Nettoyer les zones chirurgicales et désinfecter avec povidone-iode.
- Placez l’animal sur un coussin chauffant jusqu'à éveillé et donner la solution de chlorure de sodium 0,9 % pour la substitution de l’eau, basée sur les directives de soins aux animaux locaux pendant et après la chirurgie.
- Administrer les analgésiques (meloxicam 1 mg/kg) et d’antibiotiques (sulfadoxinum 200 mg, 40 mg, 15 mg/kg de trimethoprimum) comme une solution combinée injection par voie sous-cutanée. Deux fois par jour, donner des analgésiques (matin et soir) et une fois par jour donner des antibiotiques, pour cinq jours consécutifs.
- Continuer avec des antibiotiques à la même dose au cours de la période de suivi ensemble à deux ou trois injections par semaine.
- Vérifier tous les jours pour un raccord approprié du harnais et de procéder à une inspection du champ opératoire, en particulier de la région du cou. Régler le harnais si elle devient trop serré en tirant délicatement sur les bandes de silicone.
- Rincer le cathéter régulièrement une fois par semaine pour éviter un blocus.
9. préparation pour la mesure cystométriques
- Effectuer les premières mesures cystométriques après six jours post-opératoires.
NOTE : Mesures antérieures peuvent être influencées par l’irritation de médicaments et/ou urothéliales analgésique en raison de l’implantation de cathéter. - Allumez l’interrupteur principal, l’ordinateur et l’amplificateur de l’EMG.
- Remplir la seringue avec le chlorure de sodium 0,9 % température de la pièce chauffée. Ouvrir les trois voies connecteurs un après l’autre de manière descendante, à partir de la pompe et rincer les tubes.
NOTE : Contrôler les bulles d’air, car bulles modifiera les mesures cystométriques.
10. Etalonnage
- Lancez le programme uroflowmeter logiciel et aller à l’étalonnage.
- Fermer le connecteur trois voies à la pompe et l’animal.
- Ouvrez le robinet pour le manomètre connecté, puis appuyez sur zéro dans le programme.
- Régler la pression sur le manomètre à 100 mmHg et appuyez sur le bouton 100 mmHg dans le programme. Appuyez sur confirmer pour enregistrer le réglage de l’étalonnage. La fenêtre se fermera automatiquement.
- Fermer la vanne sur le manomètre et ouvrez les trois voies connecteurs de la pompe à l’animal d’être prêt pour la pesée.
11. animal (Animal DB) des bases de données
- Pour l’enregistrement des animaux, donner à l’animal un code concis.
- Entrer des données supplémentaires, telles que date de SCI, début du traitement, de la date d’implantation de cathéter, le groupe expérimental et la date de naissance de l’animal.
- Pour enfin vous connecter les données, appuyez sur « mémoriser le dossier » et enregistrer dans fichier.
12. mesures paramètres avant enregistrement
- Démarrez le logiciel en appuyant sur le bouton Démarrer.
- L’animal et cliquez sur échelle de tare et de pression nulle.
Remarque : Faire attention tout en plaçant l’animal dans la drisse, tel que le câble n’est coincé, car cela pourrait conduire à un retrait d’un fil du câble EMG.
13. préparation animaux
- Enlever le bouchon de cathéter et débrancher l’EMG le harnais.
- Mettre le rat dans la drisse. Fermer la drisse et verrouiller le harnais avec une pince.
- Téléchargez le cathéter et la fiche d’EMG de la drisse.
- Placez la drisse dans l’unité de catamount. Mettre la queue à travers le tube et fixer le tube avec du ruban adhésif pour éviter les mouvements.
- Branchez la prise mâle de l’EMG au connecteur femelle enregistrement EMG.
- Appuyez une fois de plus sur une pression nulle et ensuite raccorder le cathéter sur le tube de remplissage/enregistrement. Vérifiez la pression dans le logiciel.
Remarque : La pression doit être positive, autour de 5 à 10 cm H2O au départ. Si la pression est négative, débrancher le cathéter de la canule, appuyez sur zéro pression, et puis reconnectez le cathéter.
14. enregistrement
- Si le cathéter et le câble de l’EMG sont connectés, appuyez sur enregistrement et exécution de pompe.
- Adapter la vitesse de remplissage aux besoins expérimentaux en μL/min.
- Notez l’heure l’enregistrement commence et la température de la pièce dans le registre.
- Pour arrêter le cystométriques enregistrement, arrêter la pompe de la pompe en appuyant sur Exécuter, puis appuyez sur enregistrement une fois de plus.
Remarque : La pompe sera éteint et le feu vert à la pompe est éteinte. - Déconnectez le cathéter et utilisez la fiche de bouchon 23G pour fermer l’extrémité du cathéter. Débranchez le câble de l’EMG.
- Ouvrir l’avant de la drisse et guider le rat de la drisse.
NOTE : Manipuler avec soin les rat et surveiller les fils afin d’éviter tout blocage des câbles. - Rebrancher le cathéter sur la sellette. Re-branchez le EMG au harnais et mettre un morceau de ruban autour du bouchon.
Remarque : Si l’animal a un état pathologique des voies urinaires inférieur, exprimer la vessie à l’extrémité manuellement pour éviter les overdistention de la vessie. - Replacer l’animal dans sa cage maison.
- Fermer le programme en appuyant sur exit.
- Nettoyer la drisse et le bécher.
- Fermer les connecteurs de trois voies à la pompe et la sortie de l’animale.
- Arrêtez l’ordinateur, l’appareil d’EMG et le système par l’intermédiaire de l’interrupteur principal.
NOTE : Les données sont enregistrées dans le dossier distinct « Logged data » avec le fichier sous-dossier de l’ID de rat mesurée. Simples enregistrements sont triés dans les dossiers d’ID unique rat par date.
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Representative Results
Un schéma montrant le processus de mesures cystométriques éveillé est présenté dans la Figure 1 et l’anatomie interne pour l’implantation de cathéter de la vessie est illustré à la Figure 2. La chirurgie prend environ 2 h. analgésie postopératoire et antibiotiques, tel que décrit dans le protocole, couvrent la douleur et les infections pendant cinq jours après la chirurgie. Aucun signe de douleur ont été remarqués par la suite. Deux fois par jour inspection minutieuse de l’abdomen, suture abdominale et la suture du cou est nécessaire pour maintenir la santé de l’animal. Contrôle de harnais (position et étanchéité) devrait être effectuée une fois par jour dans les cinq premiers jours et plus tard sur une base régulière. Sutures abdominaux peuvent être retirés à la 10e jour post-opératoire.
Nous utilisons une literie molle, non ligneuses pour les 10 premiers jours après la chirurgie pour éviter l’inflammation. Literie est changé au moins deux fois par semaine pour abaisser le risque d’inflammation. Animaux sont gardés dans un boîtier unique, car un logement groupe augmente le risque du harnais, cathéter ou électrode câble mordre par les compagnons de cage.
Le cathéter doit être rincé au moins une fois par semaine, soit dans le cadre d’une mesure de cystométriques ou en rinçant le cathéter manuellement avec 1 à 3 mL de chlorure de sodium 0,9 % stérile à une vitesse de perfusion faible (Figure 3). Une couverture antibiotique ordinaire des animaux plus réduit le risque d’infections et de la formation de pierres urinaire. Suivi l’absorption fluide est un autre point important pour empêcher la formation de pierres urinaire. Acide citrique en faibles concentrations (2-3 %) est administré soit Sicale via le cathéter ou dans l’eau potable pour prévenir la formation de calculs.
Le taux de réussite de l’intervention chirurgicale, ainsi que le maintien du cathéter de la vessie et les électrodes intact, est d’environ 80 %. Dans les 20 % restants des cas, le principal problème était de détachement des fils électrode de la bougie. Ainsi, un attachement prudent des fils de l’électrode à la sellette est crucial pour éviter la perte de l’électrode.
Cystométriques mensurations sont généralement effectuées jusqu'à trois cycles consécutifs de mictions sont enregistrés par la mesure, qui dure entre 20 à 40 min, en fonction de l’anxiété et gérer le statut du rat. La première mesure cystométriques se faite généralement une semaine après la chirurgie de l’implantation de cathéter.
Principaux paramètres de lecture hors de l’enregistrement cystométriques sont la pression de référence pression seuil, pression maximale détrusor, annulé, débit moyen, miction heure, moyenne pression, volume compliance de la vessie, et lire simultanément de la sphincter urétral externe activité EMG (Figure 4).
Mesures de cystométriques consécutives dans la période de suivi peuvent être réalisées pendant au moins quatre semaines après la chirurgie. Si la ligne du cathéter est régulièrement vidée, obstruction du cathéter est sans problème. Contrôle régulier manutention et optique des rats devrait effectuer au cours de la période de suivi ensemble.
Si le cathéter est entortillé ou bloqué, la pression intravésicale augmente linéairement jusqu'à des pressions très élevées (supérieure à 100 cm H2O). Dans ce cas, remplissage doit être arrêté et l’extrémité du cathéter visible doit être vérifiée pour le vrillage. Si aucun vrillage n’est vu, le cathéter doit être vérifié pour une sortie bloquée. À cette fin, le cathéter peut être vidées manuellement via le cathéter. Si le liquide ne s’écoule pas facilement dans la vessie, tirant de l’arrière et en avant légèrement peut être essayé. Pour une dernière tentative, une solution de rinçage acide (acide citrique 2-3 %) peut être utilisée pour essayer de dégager la zone obstruée dans le cathéter. Cette solution pourrait avoir une chance plus élevée de dissoudre le blocus, et pourtant, la vessie va être irritée après le rinçage réussie et mesures consécutives ne doivent être effectuées deux jours après le rinçage avec une solution acide. Si aucun liquide ne peut être vidée dans la vessie, le cathéter est définitivement bloqué et aucune mesure supplémentaire n’est possibles, et l’animal est perdu pour le suivi.
Figure 1 : schéma des mesures chez le rat éveillé cystométriques. Ce chiffre a été adapté de2. (un) Illustration de l’installation d’urodynamique. (b) station de laboratoire pour examen urodynamique. (c), l’Implantation de l’électromyographie du sphincter urétral externe électrodes latérales de l’urètre, vue peropératoire. (d), vue sur le dôme de la vessie au moment de l’implantation de cathéter de la vessie, peropératoire vue. (e) après que implantation d’électrodes et de cathéter, le rat est équipée d’un harnais pour stocker en toute sécurité les fiches et connecteurs. (f) l’urodynamique humaine. Chiffres à la b-e concernent la légende dans un. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
Figure 2 : l’anatomie interne du rat pour l’implantation de cathéter vessie. Ce chiffre a été modifié par8.
Figure 3 : Flushing de la ligne de sonde d’un rat. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
Figure 4 : urodynamique sous-champs dans un animal 12 jours après l’implantation de cathéter. (une) représentant urodynamiques suivi d’un rat naïf. Sur le dessus montre le traçage de la pression de la vessie, au milieu de la vectorisation de poids urine sécrétée et sur le fond le traçage du sphincter urétral externe EMG. (b), à la fenêtre de Zoom d’un animal naïf de 60 s, tiré de (un). Une remarque importante est qu’il y a activité de sphincter urétral EMG moins extérieure pendant la miction qu’avant et après la miction. Sur le dessus montre le traçage de la pression de la vessie, au milieu de la vectorisation de poids urine sécrétée et sur le fond le traçage du sphincter urétral externe EMG. Au fond, une parcelle de chaleur est représentée avec spectrogramme de fréquence fois détectée (correspondant à la fréquence au point temps actuel). Rouge représente une puissance élevée et bleu de faible puissance. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
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Discussion
Ce protocole décrit la procédure chirurgicale d’un cathéter permanent et implantation d’électrodes sphincter urétral et le cystométriques technique d’enregistrement chez le rat éveillé, légèrement restreint dont les deux l’analyse simultanée de la vessie et sphincter urétral externe.
Étapes critiques pendant la chirurgie sont l’implantation minutieuse de la sonde vésicale, en évitant la fuite et une vaste manipulation. En outre, une implantation précise des électrodes bilatérales au sphincter urétral externe est cruciale pour une mesure de niveau sonore du sphincter urétral externe. Une inspection minutieuse des champs opératoires après l’implantation est également essentielle au maintien de la santé de l’animal. Une couverture antibiotique au cours du suivi aide à prévenir les infections le long de la ligne de sonde, ainsi que la survenue d’infections urinaires.
Pendant la mesure cystométriques, un rat géré sera plus calme et plus détendu qu’un rat qui n'a pas été traité auparavant. Ainsi, l’enregistrement cystométriques peut-être différer par son issue. En outre, la drisse offre le rat un espace de confinement avec une zone sombre avant de se sentir plus à l’aise et donc, réduit les niveaux de stress. Dans les autres mesures publiées cystométriques éveillé, rat peut se déplacer librement dans la cage mesure. Toutefois, cela porte un risque plus élevé d’artefact pendant le mesurage et pourrait augmenter le temps d’enregistrement, ainsi que le niveau de stress chez l’animal. Chez les rats en bonne santé, la mesure optimale cystométriques peut être reproduite à plusieurs points de mesure temps au cours du suivi. Pendant la mesure cystométriques, problèmes qui surviennent couramment sont des cathéters ont été pincés ou une erreur dans la conduction par étapes du protocole. En cas d’erreur technique ou de logiciel, une ré-initialisation de la mesure cystométriques et répéter par étapes du protocole est fortement recommandée pour le dépannage.
Les limites de cette technique sont la variabilité inter animale des enregistrements cystométriques, les changements structurels dans le tissu de la vessie à cause du cathéter implanté, qui pourrait entraver les examens biologiques histologiques ou moléculaires de ce tissu, et le seul logement des animaux au cours de la période de suivi. En outre, cette technique n’a été testée chez les rates, l’applicabilité et les résultats chez les rats mâles n’ont pas encore été examinées.
Le principal avantage de cette technique est la mesure simultanée de la vessie et du sphincter urétral externe, ainsi que le paramètre de mesure éveillé. Ainsi, un examen plus translationnel du tractus urinaire inférieur chez les animaux éveillés est disponible, en comparaison avec l’analyse unique, terminal cystométriques en anesthésie5,6,9,10. En outre, avec cette approche, la progression d’un dysfonctionnement de l’appareil urinaire inférieur ou d’une pathologie peut être suivie chez le même animal au fil de temps, en plus de succès du traitement. Surtout, les NLUTD peut être examiné dans une évolution temporelle, qui n’était pas possible dans une pleine mesure avec la commune cystométriques technique2.
En conclusion, la chirurgie présentée et cystométriques mesure sont utilisés pour des analyses multiples, artefact réduite du tractus urinaire inférieur, y compris l’interaction entre la vessie et du sphincter urétral externe chez le rat éveillé.
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Disclosures
Les auteurs n’ont rien à divulguer.
Acknowledgments
Les auteurs n’ont pas des remerciements.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Polyethylene tubing PE 50 | Becton Dickinson | 427411 | Catheter |
| Prolene 6-0 (BV-1, 9.3 mm, 3/8c) | Ethicon | EH7403H | Suture |
| Teflon coated steel wire | Cooner wire | AS631 | Electrode material |
| Silver wire 0.250 mm | World Precision Instruments | AGW1030 | Electrode material |
| Rotilabo - PVC tube | Carl Roth | 97241 | Harness |
| Vicryl rapide 4-0 (P-3, 13 mm, 3/8c) | Ethicon | V4940H | Suture |
| Quick Connect Single Harness | SAI Infusion Technologies | QCH-23CW | Harness |
| Shrinking tubes | ChiliTec | 17894 | Electrode soldering |
| Soldering wire Pb60 Sn40 | Stannol | LD0029 | Electrode soldering |
| Fluxing agent 157 | Castolin Eutectin | 157 0150 | Electrode soldering |
| Conn Unshrouded Header HDR 3 POS, 2.54mm Solder ST Thru-Hole Box | Preci-dip | 801-87-050-10-001101 | Electrode soldering |
| Conn Socket Strip SKT 50 POS 2.54mm, Solder ST Thru-Hole Box | Preci-dip | 890-18-003-10-001101 | Electrode soldering |
| Rat Cystometry Package (contains pump, scale, pressure transducer, hardware for cystometric analysis) | Catamount Research and Development Inc. | CAT-CYT-R | |
| Differential amplifier with active headstage | AD instruments | DP-311 | EMG amplifier |
| Restrainer Medium size for rats 200-300 g | emka Technologies | HLD-RM | |
| Uro Dyn Software | Zürich of University | MTA-based | |
| Female rats (Strain Lewis) 12 weeks of age | Charles River, Sulzfeld, Germany | animals |
References
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