Summary
Die Auswertung der Gewebeentwicklung in Fraktur Kallus während Endochondral Knochenheilung ist wichtig, den Heilungsprozess überwachen. Wir berichten hier, die Verwendung von einer Magnetresonanztomographie (MRT)-kompatibel Fixateur externe für die Maus Femur erlauben MRI scans während Knochenregeneration bei Mäusen.
Abstract
Endochondral Frakturheilung ist ein komplexer Prozess mit der Entwicklung von faserigen, knorpeligen und knöchernen Gewebe in der Fraktur Kallus. Die Menge der verschiedenen Gewebe in der Kallus liefert wichtige Informationen über den Fortschritt der Frakturheilung. Verfügbar in Vivo Techniken, längs der Kallus Gewebeentwicklung in präklinischen Frakturheilung Studien mit kleinen Tieren zu überwachen sind digitale Radiographie und µCT-Bildgebung. Beide Techniken sind jedoch nur in der Lage, zwischen mineralisierten und nicht mineralisierten Gewebe zu unterscheiden. Infolgedessen ist es unmöglich, Knorpel aus fibrösem Gewebe zu unterscheiden. Im Gegensatz dazu Magnetresonanz-Bildgebung (MRI) anatomische Strukturen anhand des Wassergehaltes visualisiert und können daher möglicherweise nicht-invasiv Weichgewebe und Knorpel in der Fraktur Kallus zu identifizieren. Hier berichten wir über die Verwendung von ein MRI-kompatiblen Fixateur externe für die Maus Femur, MRI-Scans während Knochenregeneration bei Mäusen zu ermöglichen. Die Experimente zeigten, dass der Fixateur und eine maßgeschneiderte Montagevorrichtung repetitive MRT-Untersuchungen erlauben damit Längsschnittanalyse von Fraktur-Kallus Gewebeentwicklung.
Introduction
Sekundäre Frakturheilung ist die häufigste Form der Knochenheilung. Es ist ein komplexer Prozess imitiert bestimmte Aspekte von ontogenic Endochondral Verknöcherung1,2,3. Die frühen Fraktur Hämatom besteht überwiegend aus Immunzellen, Granulierung und Bindegewebe. Wenig Sauerstoff Spannung und biomechanischen Hochstämme Osteoblasten Differenzierung bei den Frakturspalt behindern, sondern fördern die Differenzierung von Vorläuferzellen in Chondrozyten4,5,6. Diese Zellen beginnen sich zu vermehren sich an der Stelle der Verletzung eine knorpelige Matrix bietet Primärstabilität des gebrochenen Knochens zu bilden. Während der Reifung der Kallus, Chondrozyten, hypertrophe, werden unterziehen Apoptose oder Trans-Osteoblasten differenzieren. Neovaskularisation bei der Knorpel-Knochen-Übergangszone bietet erhöhten Sauerstoffgehalt, die Bildung von Knochengewebe7ermöglicht. Nach knöcherne Überbrückung der Frakturspalt, biomechanische Stabilität erhöht und osteoclastic Umbau der externen Fraktur Kallus auftritt, um physiologische Knochen Kontur und Struktur3zu gewinnen. Daher liefern die Mengen von faserigen, knorpeligen und knöchernen Gewebe in der Fraktur Kallus wichtige Informationen über die Knochenheilung Prozess. Gestörte oder verzögerte Heilung wird sichtbar durch Veränderungen der Hornhaut Gewebeentwicklung sowohl bei Menschen und Mäusen8,9,10,11. Verfügbar in Vivo Techniken zur Längsrichtung Kallus Gewebeentwicklung in präklinischen Studien mit kleinen Tieren der Frakturheilung überwachen gehören digitale Radiographie und µCT imaging-12,13. Beide Techniken sind jedoch nur in der Lage, zwischen mineralisierten und nicht mineralisierten Gewebe zu unterscheiden. Im Gegensatz dazu MRT bietet ausgezeichneten Weichgewebe Kontrast und kann daher möglicherweise Weichgewebe und Knorpel in der Fraktur Kallus zu identifizieren.
Bisherige Arbeit zeigte vielversprechende Ergebnisse für Postmortem MRI bei Mäusen mit14 und in Vivo MRT artikuläre Frakturen bei Mäusen während intramembranous Knochendefekt heilende15. Beide Studien gaben auch begrenzte räumliche Auflösung und Gewebe-Kontrast. Wir zeigten zuvor die Machbarkeit der hochauflösenden in Vivo MRT für längs-Beurteilung der weichen Kallus-Bildung während der murinen Endochondral Frakturheilung16. Hier berichten wir über das Protokoll für die Verwendung eines MRI-kompatible externe Fixateur für Femur Osteotomie bei Mäusen um Kallus Gewebeentwicklung längs während der Endochondral Frakturheilung Prozess zu überwachen. Das Design der eine maßgeschneiderte Halterung zum Einschieben der Fixateur externe gewährleistet eine einheitliche Position während der wiederholten Scans.
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Protocol
alle Tier Experimente internationale Regelungen für die Pflege und Verwendung von Labortieren eingehalten und wurden von den regionalen Regulierungsbehörden (Nr. 1250, Regierungspräsidium Tübingen, Deutschland) genehmigt. Alle Mäuse waren gepflegt in Gruppen von zwei bis fünf Tiere pro Käfig auf einem 14 h Licht, 10 h dunkel zirkadianen Rhythmus mit Wasser und Nahrung zur Verfügung gestellt Ad Libitum.
1. Vorbereitung der chirurgisches Material und Vorbehandlung der Mäuse
- alle chirurgischen Sterilisation Material. Verwenden Sie eine Autoklavierung Temperatur von 120-135 ° C für 20-30 min Sterilisation Zeit.
- Kauf C57BL/6 Mäusen oder Mäuse aus einem anderen Stamm, die zwischen 19-35 g Körpergewicht. Folgen Sie den entsprechenden Tierpflege und experimentelle Protokolle nach nationalen Richtlinien, die vom Prüfer zugelassen ist ' s institutionelle Tier Pflege und Nutzung Ausschuss. Rechnen Sie mit mindestens 7 Tage Eingewöhnungszeit vor Beginn des Verfahrens.
- Bieten Analgesie für alle Mäuse über das Trinkwasser einen Tag vor der Operation bis zu dem dritten postoperativen Tag.
2. Chirurgische Verfahren und Anwendung der Fixateur externe
- statt die Maus in ein Rohr mit 5-7 % Isofluran und 60 mL/min Sauerstoff vorinstalliert. Entfernen Sie nach Verlust der posturalen Reflexe die Maus aus der Narkose Induktion Tube und Aufrechterhaltung der Narkose über eine Bereitstellung von 1-3 % Isofluran und 60 mL/min Sauerstoff Inhalationsmaske.
- Monitor die Atmung Muster und Hind Pfote Reflex während der Narkose. Sicherzustellen, dass die Atemfrequenz liegt bei rund 100 Zyklen/Min. und der Hinterpfote Reflex fehlt.
Hinweis: die Menge des Gases notwendig ist abhängig von Alter, Geschlecht, Körpergewicht und Belastung der Maus.
- Monitor die Atmung Muster und Hind Pfote Reflex während der Narkose. Sicherzustellen, dass die Atemfrequenz liegt bei rund 100 Zyklen/Min. und der Hinterpfote Reflex fehlt.
- Vor der Operation, Spritzen die Maus subkutan mit einer Einzeldosis von Antibiotika (Clindamycin, 45 mg/kg). Darüber hinaus für die Aufrechterhaltung der physiologischen Flüssigkeitsbilanz, Spritzen die Maus mit einer subkutanen Flüssigkeit Depot 500 µL Kochsalzlösung (0,9 % NaCl).
- Hornhaut zu verhindern Trocknung, gelten Augensalbe für die Maus-Augen. Platzieren Sie den Mauszeiger auf eine Heizplatte bei 37 ° C während der Narkose und chirurgischer Eingriff weiterhin physiologische Körpertemperatur.
- Entfernen Sie das Fell aus der richtigen Hind Gliedmaßen und schrubben den OP-Bereich mit einem alkoholhaltigen Desinfektionsmittel. Abdecken der rechten Hinterpfote mit einem kleinen Teil eines sterilen Handschuh unsterilen Bereich zu vermeiden. Desinfizieren Sie die richtigen Hind Gliedmaßen dreimal. Legen Sie ein steriles Tuch über die ganze Maus mit Ausnahme der Operationsbereich.
- Einschneiden die Haut ca. 1 cm längs entlang der vorderen Seite des rechten Oberschenkel mit einem Skalpell. Trennen Sie unverblümt M. Biceps Femoris und M. Vastus Lateralis mit Mikro Scheren und Pinzetten. Schnittseite der Sehne Herkunft am Femur Trochanter mit einer Mikro Schere ermöglicht freien Zugang zu den anterolateralen Teil des Knochens. Stellen Sie sicher, dass der Ischiasnerv beibehalten wird.
- Position der Fixateur externe (axiale Steifigkeit von 3 N/mm, Abbildung 1 A) parallel zum Femur. Manuell Bohren Sie die durch Cortex mit einem 0,45-mm-Bohrer und legen Sie die Keramik Montage Stifte in die Bohrungen. Beginnen Sie mit die meisten proximalen Pin, gefolgt von der distalsten Pin und die beiden Stifte in-between.
- Stellen sicher, dass es keine Spannung, Kompression oder Schubspannung auf der Fixateur während der Montage-Verfahren, sonst wird die erreichte Osteotomie Lücke nicht durch Entspannung des Fixateurs ausreichen.
- Befeuchten die Knochen mit einer kleinen Menge des sterilen NaCl um Dehydrierung bei der Sägen zu vermeiden.
- Erstellen eine 0,4-mm-Osteotomie durch den gesamten Knochen zwischen den beiden inneren Pins mit einem 0,4 mm Gigli Seilsäge.
Hinweis: Optional kann eine oszillierende Mikro-Säge verwendet werden um die Osteotomie zu erstellen. Achten Sie darauf, Metallspäne von der Säge im Bereich Osteotomie zu vermeiden. - Spülen die Osteotomie Lücke vorsichtig mit 2 mL sterile NaCl Knochenchips zwischen zwei gebrochenen Cortex entfernen.
- Anpassung der Muskeln durch die Verwendung einer kontinuierlichen Naht mit einer resorbierbaren Naht (siehe Tabelle der Materialien). Passen Sie dann die Haut mithilfe von unterbrochenen nicht resorbierbaren Fäden (siehe Tabelle der Materialien). Um zu vermeiden, Wunde zu beißen, stellen Sie nicht die Naht am kranialen Teil der Wunde.
Hinweis: Verwenden Sie nicht Hautkleber oder Clips da Mäuse in der Regel es aus der Wunde verursachen entfernen weitere Schäden an der Haut. - Der OP-Bereich mit einem Desinfektionsmittel zu reinigen und platzieren Sie den Mauszeiger in seinen Käfig. Monitor Maus und Versorgung ausreichend Wärme (z.B. durch Infrarot-Licht) bis es vollständig wach ist. Wasser, Nahrungsaufnahme und Körpergewicht nach der Operation zu überwachen Stellen Sie sicher, dass das Tier nicht in Schmerz und Leid ist. Alle Mäuse über das Trinkwasser erst am dritten postoperativen Analgesie gewähren.
Hinweis: Mäuse können in Gruppen von bis zu vier Tiere untergebracht werden. - Überwachen die Maus ' s Aktivität auf 1 bis 5 Tage nach der Operation. Im Laufe dieser Zeit sollte die Maus auf der operierten Extremität tragen. Andernfalls muss die Maus von der weiteren Analyse ausgeschlossen werden.
3. MRT-Verfahren und Bildanalyse
- vor der MRI Scan-Verfahren, betäuben die Maus nach dem Protokoll in Schritte 2.1 und 2.3, und halten Sie die Atemfrequenz rund 100 Zyklen/min. der Fixateur externe an das richtige Hind Glied des Einfügen der Maus vorsichtig in eine maßgefertigte Halterung ( Abbildung 1 B, C).
- Achten Sie darauf, verbiegen oder Kompression des Fixateurs während dieses Schrittes zu vermeiden, da dies Frakturheilung behindern kann.
Hinweis: Die MRT-Untersuchungen durchgeführt werden so früh wie 3 Tage nach der Operation, abhängig von der Pflege der Tiere und experimentelles Protokoll.
- Achten Sie darauf, verbiegen oder Kompression des Fixateurs während dieses Schrittes zu vermeiden, da dies Frakturheilung behindern kann.
- Platzieren Sie den Mauszeiger auf eine temperaturgeregelte Wiege für Einführung in das MRT-Gerät. Anbringen der Halterung starr an der vier-Elemente-Kopf Spule.
- Erwerben MRT-Daten über eine dedizierte Hochfeld-klein-Tier-MRT-System mit 11,7 T.
Hinweis: die MRI Daten Erwerb Geometrie orientiert sich mit dem Oberschenkelknochen, orthogonal zu den Schrauben.- Erfassen Daten durch die Anwendung einer Proton-Dichte Fett unterdrückt Mehrschicht TSE Sequenz (PD-TSE) mit Aufnahmeparameter: Echo/Wiederholung Zeit TE = 5,8 ms/TR = 2.500 ms, Auflösung Δr = 52 × 52 × 350 µm³, Field of View (FOV) = 20 × 20 mm ² und Bandbreite Δω = 150 KHz.
- Hinweis: die gesamte Akquisition 22 Scheiben dauert 36 min.
- Die erfassten Daten mit Bildanalyse-Software zu öffnen. Geben Sie die Voxel-Größe als 0,05 x 0,05 x 0,35 mm 3. Die verschiedenen Geweben in der Fraktur Kallus (Knochen, Knorpel, faserigen Gewebe/Knochenmark) anhand ihrer Intensität mit halbautomatischen Schnittstellenüberwachung wie folgt zu segmentieren.
- Klicken Sie auf die " neue Label-Feld bearbeiten ", klicken Sie " hinzufügen Material ", und benennen Sie das Material zur " Kallus ". Das umliegende Gewebe, basierend auf der Hypo-intensiven Signal aus dem Periost mit Kallus Bereich unterscheiden die " Lasso " Tool.
- Klicken Sie " Material hinzufügen ". Klicken Sie " hinzufügen Material " und benennen Sie das Material zur " Knorpel ". Segment den Knorpel durch die Verwendung der " Schwelle " Werkzeug und " wählen Sie nur aktuelle Material " aus " Kallus ". Klicken Sie " Knorpel " und " Material hinzufügen ". Wiederholen Sie diese Schritte mit " Knochen " und " Knochenmark/Bindegewebe ".
- 3D-Rekonstruktionen der gebrochenen Oberschenkelknochen, basierend auf dem Gewebe Segmentierungsdaten mit Bildanalyse-Software zu generieren. Klicken Sie " erzeugen Oberfläche ", gelten " keine " für " glätten Typ " und klicken Sie auf " Oberfläche Ansicht ".
Hinweis: Sehr klein, hyper-intensive Bereiche rund um die EnDS der gebrochenen Cortex dürften Artefakte aufgrund des Übergangs von knöchernen, weiches Gewebe. Diese Bereiche sollten von der weiteren Analyse ausgeschlossen werden. Hyper-intensive Bereiche in der Mitte der Fraktur Kallus in der Endochondral Phase der Frakturheilung knorpelige Gewebe darstellen. Hypo-intensiv bei der Fraktur distale Kallus aus der Osteotomie Lücke in der Phase der Endochondral Verknöcherung und Bereichen mit der gleichen Intensität während der ganze Bruch Kallus bei später Heilung Stadien vertreten neu gebildeten knöchernen Kallus Gewebe. Obwohl diese Bereiche ein Hypo-intensiven Signal haben, ist die Signalintensität aus reifen Knochen (Kortex) sogar noch niedriger. Markieren Sie nach Schwellwerte die Signalintensität für Knochengewebe und knorpeligen Gewebe in der Fraktur Kallus das restliche Gewebe wie Knochenmark und Bindegewebe. Werte für Gewebe Segmentierung sind: Knochengewebe (einschließlich Reife Cortex, trabekulären Knochen und Gewebe knöchernen Kallus) ist im Bereich von 1-3.3 (normalisierte Signalintensität Reife Kortex), Knochenmark/Bindegewebe im Bereich von 3,4-5,4, segmentiert und knorpelige Kallus Gewebe im Bereich von 5,5-6,2. - Wiederholen Sie bei Bedarf die MRT-Untersuchung längs während der Frakturheilung Prozess. Knorpelige Kallus Entwicklung zu verfolgen, die Mäuse auf 10, 14 und 21 Tage nach der Operation zu scannen.
Hinweis: Die Zeitpunkte können hängen von der Pflege der Tiere und experimentelles Protokoll.
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Representative Results
Erstens kann der Erfolg des chirurgischen Eingriffs durch Analyse von MRT-Untersuchungen bestätigt werden (siehe Beispiel in Abbildung 2). Alle vier Pins sollte in der Mitte der femoral Welle befinden. Die Größe der Lücke Osteotomie sollte zwischen 0,3-0,5 mm. Wenn die Größe der Osteotomie Lücke stark von diesen Werten variiert, sollte die Maus von der weiteren Analyse ausgeschlossen.
Zweitens, die Bewertung der longitudinalen Scans während der Frakturheilung Prozess im gleichen Tier informiert über Kallus Gewebeentwicklung. Wenn Mäuse am Tag 10, 14 und 21 (siehe Beispiel in Abbildung 3) gescannt werden, ist die knorpelige Gewebe sichtbar in der Mitte der Fraktur Kallus am Tag 10 (relative Knorpel Bereich = 30,8 %) und 14. Tag (relative Knorpel Bereich = 29,0 %), und sinkt bis zum 21. Tag nach Chirurgie (relative Knorpel Bereich = 10,5 %) (Abbildung 3). Knochengewebe ist sichtbar an der Peripherie der Fraktur Kallus am Tag 10 (relative Knochenbereich = 7,2 %), steigt bis zum Tag 14 (relative Knochenbereich = 15,6 %), und Körper Überbrückung tritt bis Tag 21 (relative Knochenbereich = 45,7 %).
Drittens können 3D-Bilder aus dem gebrochenen Oberschenkelknochen und die Fraktur Kallus nach Segmentierung der verschiedenen Gewebe in der Fraktur Kallus Bildanalyse-Software verwenden, generiert werden. Im Beispiel in Abbildung 4dargestellt gescannte eine ganze Femur auf 26. Tag nach Bruch angezeigt wird. Reife Rinde ist grau markiert, die keramische Pins sind gelb markiert, Kallus Weichgewebe ist grün markiert, Knorpelgewebe ist rot markiert und Kallus Knochengewebe ist violett markiert.
Abbildung 1 : Externe Fixateur mit keramischen Montage Stifte und MRI Montagevorrichtung. (A) die Kunststoff-Körper der Fixateur externe wird angezeigt, sowie die vier keramische Montage-Stifte, die MRT-Aufnahmen kompatibel sind. Maßstab: 1 cm. (B) die CAD-Zeichnung der maßgeschneiderte Montageeinrichtung zum Einfügen von externen Fixateur bei MRT-Untersuchungen aufgezeigt wird. Der Fixateur externe am rechten Oberschenkel der Maus wird in das Relief der Montageeinrichtung eingefügt. Dann ist das Gerät auf der vier-Elemente-Kopf-Spule vor dem Scannen angeschlossen. Maßstabsleiste: 0,4 cm. (C) Maus platziert in der Halterung (blau), verbunden mit der 4-Elemente Kopf Spule (weiß). Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.
Abbildung 2 : PD-TSE MRI-Bild eines gebrochenen Oberschenkelknochen 3 Tage nach der Operation. Eine zentrale Scheibe einen gebrochenen Oberschenkelknochen gescannt am 3. Tag nach der Operation angezeigt wird. BM: Knochenmark; B: Knochen; FX: Frakturspalt. Maßstabsleiste: 0,5 mm. Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.
Abbildung 3 : Longitudinal Überwachung der Fraktur Kallus Entwicklung mit MRI Technik. Zentrale MRI Scheiben aus dem gebrochenen Oberschenkelknochen einer Maus gescannte auf (A) Tag 10, 14. Tag (B) und (C) Tag 21 nach der Operation werden angezeigt. Hyper-intensive knorpelige Gewebe sichtbar in der Mitte der Fraktur Kallus am Tag 10 und Tag 14, und sinkt bis zum 21. Tag nach der Operation. Hypo-intensive Knochengewebe ist sichtbar an der Peripherie der Fraktur Kallus am Tag 10, steigt bis zum Tag 14, und Körper Überbrückung bis zum 21. Tag auftritt. BM: Knochenmark; CG: knorpelige Gewebe; B: Knochengewebe. Maßstabsleiste: 0,5 mm. Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.
Abbildung 4 : 3D-Rekonstruktion aus einem gebrochenen Oberschenkelknochen gescannt am 26. Tag nach der Operation. Reife Rinde ist grau markiert, die keramische Pins sind gelb markiert, Kallus Weichgewebe ist grün markiert, Knorpelgewebe ist rot markiert und Kallus Knochengewebe ist violett markiert. Das Bild wurde mit Bildanalyse-Software erstellt. Maßstabsleiste: 0,4 mm. Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.
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Discussion
Modifikationen und Fehlerbehebung:
Das Hauptziel dieser Studie war es, ein Protokoll für die Verwendung von einem MRI-kompatible externe Fixateur für Femur Osteotomie in der Maus mit der Fähigkeit, Kallus Gewebeentwicklung längs während des Endochondral Frakturheilung Prozesses überwachen zu beschreiben. Das Design der eine maßgeschneiderte Halterung zum Einschieben der Fixateur externe gewährleistet eine einheitliche Position während der wiederholten Scans. Halbautomatische Gewebe Segmentierung ermöglicht die Analyse der Mengen von faserigen, knorpeligen und knöchernen Gewebe in der Fraktur Kallus. Darüber hinaus ermöglichen 3D-Rekonstruktionen der MRT Bilder Visualisierung der Heilungsprozess in jedem einzelnen Mausklick Endochondral Fraktur.
Wichtige Schritte im Rahmen des Protokolls:
Die wichtigsten Schritte des chirurgischen Eingriffs mit dem MRI-kompatible externe Fixateur sind: (1) vermeiden Sie an den Ischiasnerv während der Operation Schäden, ansonsten die Maus werden nicht innerhalb von 5 Tagen nach der Osteotomie in der Lage, Gewicht tragen und müssen ausgeschlossen werden Weitere Analysen. (2) vermeiden Sie Spannung, Kompression oder scher Beanspruchung der Fixateur während der Montage-Verfahren, sonst die Osteotomie Lücke nicht haben eine einheitliche Größe und Form. Darüber hinaus stellen Sie sicher, parallel zur Längsachse des Oberschenkelknochens, der Fixateur gewährleistet eine stabile Fixierung der Osteotomie zu montieren. (3) vermeiden Sie Metallspäne von der Säge, wenn mit einem Gigli-Draht sah da diejenigen stören das MRI Scan-Verfahren.
Die wichtigsten Schritte der das MRI Scan-Verfahren sind: (1) stellen Sie sicher, verbiegen oder Kompression des Fixateurs beim einsetzen und Entfernen der Montageeinrichtung zu vermeiden, da dies Frakturheilung behindern kann. (2) sorgen Sie für richtige Temperaturkontrolle während der Messung zu physiologischen Körpertemperatur aufrechtzuerhalten.
Bedeutung im Hinblick auf die bestehenden Methoden und Grenzen der Technik:
Frühere Studien zeigten vielversprechende Ergebnisse für Post-mortem MRI bei Mäusen mit artikuläre Frakturen14 und in Vivo MRT bei Mäusen mit intramembranous Knochendefekt heilende15. Beide Studien gaben auch begrenzte räumliche Auflösung und Gewebe-Kontrast. Wir zuvor gezeigt, die Machbarkeit und die Genauigkeit der hochauflösenden in Vivo MRT für Längsschnittanalyse von weichen Kallus Bildung während des frühen und zwischenzeitliche Phasen der Frakturheilung bei Mäusen durch den Vergleich der neuen MRT-Technik mit der Gold-Standards µCT und Histomorphometrie16. Allerdings fanden wir auch, dass die räumliche Auflösung der MRT wesentlich geringer als die Auflösung der Ex Vivo µCT ist. Dies ist eine deutliche Einschränkung der MRI-Technik im Vergleich zu konkurrierenden Techniken, einschließlich Ex Vivo , sondern auch in Vivo µCT.
Zukünftige Anwendungen:
Zukunftsperspektiven für den Einsatz der MRT während murinen Frakturheilung Studiums sind: (1) Kombination von MRI-Scans mit dem Einsatz von Kontrastmitteln, Blutfluss durch das verletzte Bein zu messen. (2) Kombination von MRT und PET-scans sowie Kennzeichnung von Zellen mit superparamagnetischen Partikel aus Eisenoxid für Zelle Menschenhandel Experimente17,18,19,20.
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Disclosures
Der Autor Romano Matthys ist Angestellter der RISystem AG Davos, Schweiz, die produziert die Implantate und Implantat-spezifische Instrumente, die in diesem Artikel verwendet. Andere Autoren haben keine finanziellen Interessenkonflikte.
Acknowledgments
Wir danken Sevil Essig, Stefanie Schroth, Verena Fischer, Katja Prystaz, Yvonne Hägele und Anne Subgang für ausgezeichneten technischen Support. Wir danken auch der Deutschen Forschungsgemeinschaft (CRC1149, INST40/499-1) und der AO Trauma Foundation Deutschland für die Finanzierung dieser Studie.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Anaesthesia tube | FMI, Seeheim, Germany | ZUA-82-ANA-TUB-Mouse | |
| Anaesthetic machine | FMI, Seeheim, Germany | ZUA-82-GME-MA | |
| Artery forceps | Aesculap, Tuttlingen, Germany | BH104R | |
| Autoclave | Systec, Wettenberg, Germany | DX-150 | |
| Autoclaving packaging | Stericlin, Feuchtwangen, Germany | 2301-04/06/10/12/16 | |
| Avizo software | FEI, Burlington, USA | - | Version 8.0.1 |
| BioSpec 117/16 magnetic resonance imaging system | Bruker Biospin, Ettlingen, Germany | 117/16 | |
| Bulldog clamp | Aesculap, Tuttlingen, Germany | BH 021R | |
| Carbon steel scalpel no. 11/15 | Aesculap, Tuttlingen, Germany | BA211/215 | |
| Ceramic mounting pin 0.45 mm | RISystem, Davos, Switzerland | HS691490 | |
| Clindamycin (300 mg / 2ml) | Ratiopharm, Ulm, Germany | - | |
| Dressing forceps 115 mm | Aesculap, Tuttlingen, Germany | BD210R | |
| Dressing forceps 130 mm | Aesculap, Tuttlingen, Germany | BD025R | |
| Drill bit coated 0.45 mm | RISystem, Davos, Switzerland | HS820420 | |
| Durogrip needle holder 125 mm | Aesculap, Tuttlingen, Germany | BM024R | |
| Foliodrape | Hartmann, Heidenheim, Germany | 2513026 | |
| Frekaderm | Fresenius, Bad Homburg, Germany | 4928211 | |
| Gigli saw 0.44 mm | RISystem, Davos, Switzerland | RIS.590.110.25 | |
| Hand drill | RISystem, Davos, Switzerland | RIS.390.130-01 | |
| Heating plate | FMI, Seeheim, Germany | IOW-3704 | |
| Hygonorm gloves | Hygi, Telgte, Germany | 2706 | |
| Isoflurane | Abbot, London, UK | Forene | |
| Micro forceps 155 mm | Aesculap, Tuttlingen, Germany | BD343R | |
| Micro scissors 120 mm | Aesculap, Tuttlingen, Germany | FD013R | |
| Mouse FixEx L 0.7 mm | RISystem, Davos, Switzerland | RIS.611.300-10 | |
| Needle case for drills | Aesculap, Tuttlingen, Germany | BL911R | |
| Needle holder | Aesculap, Tuttlingen, Germany | BB078R | |
| Octenisept | Schülke, Norderstedt, Germany | 121403 | |
| Osirix software | Pixmeo SARL, Bernex, Switzerland | - | Version 4.0 |
| Oxygen, medical grade | MTI, Ulm, Germany | - | |
| Resolon 5/0 | Resorba, Nürnberg, Germany | 88143 | |
| Saline 0.9% | Braun, Melsungen, Germany | 3570350 | |
| Scalpel handle 125 mm | Aesculap, Tuttlingen, Germany | BB073R | |
| Scissors 150 mm | Aesculap, Tuttlingen, Germany | BC006R | |
| Sealer for autoclave packaging | Hawo GmbH, Obrigheim, Germany | HM500 | |
| Sterican 27 G | Braun, Melsungen, Germany | 4657705 | |
| Sterile surgical blades no. 11/15 | Aesculap, Tuttlingen, Germany | BB511/515 | |
| Surgical gloves | Hartmann, Heidenheim, Germany | Peha-micron 9425712 | |
| Surgical light | Maquet SA, Ardon, France | Blue line 80 | |
| Syringes 5 ml | Braun, Melsungen, Germany | Injekt 4606051V | |
| Tissue forceps 80 mm | Aesculap, Tuttlingen, Germany | OC091R | |
| Tramadol 25 mg/l | Grünenthal, Aachen, Germany | 100mg/ml | |
| Vasofix Safety | Braun, Melsungen, Germany | 4268113S-01 | |
| Vicryl 5-0 | Ethicon, Norderstedt, Germany | V30371 | |
| Visdisic eye ointment | Bausch & Lomb, Berlin, Germany | 3099559 |
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