Summary
軟骨内骨の治癒過程における破壊カルス組織の発達の評価は、癒しのプロセスを監視するため不可欠です。磁気共鳴画像 (MRI) の使用を報告する-マウスにおける骨再生中、MRI を許可するマウス大腿骨の互換性のある創の外固定が器にスキャンします。
Abstract
軟骨骨折治癒骨折カルス線維、骨、軟骨組織の開発を含む複雑なプロセスです。カルスのさまざまな組織の量は骨折の治癒経過に関する重要な情報を提供します。縦小動物を用いた前臨床骨折治癒研究におけるカルス組織の発達を監視する生体内で利用できる技術には、デジタル撮影と µCT イメージングが含まれます。しかし、両方の技法、石灰化と非石灰組織を区別することができるのみ。その結果、線維組織からの軟骨を区別するため不可能です。対照的に、磁気共鳴画像 (MRI) は含水率に基づく解剖学的構造を可視化して、軟部組織や軟骨破壊のカルスを非侵襲的識別することがあります。ここで、MRI 対応に対して、創外マウス大腿骨のマウスにおける骨再生中に MRI スキャンを許可するの使用を報告します。実験を創固定器とカスタムメイドのマウント デバイスできることを紹介反復的な mri 従って破壊カルス組織の発達に関する縦断的分析を有効にします。
Introduction
二次癒合骨癒しの最も一般的な形式です。生育に伴う軟骨内骨化1,2,3の特定の側面を模倣した複雑なプロセスです。早期の骨折血腫は主に免疫細胞、粒状化および線維組織ので構成されます。低酸素分圧および高い生体力学的緊張破壊ギャップで骨芽細胞分化を妨げるが、軟骨4,5,6前駆細胞の分化を促進します。これらの細胞は、骨の骨折の初期安定性を提供する軟骨基質を形成する傷害の部位で増殖を開始します。カルスの成熟過程における軟骨細胞の肥大、なり受けるアポトーシス、またはトランス-骨芽細胞に分化します。軟骨の骨転移の地帯で血管新生は、7骨組織の形成を許可する高酸素レベルを提供します。骨破壊ギャップの橋渡し後、生体力学的安定性が増加し、生理学的な骨の輪郭と構造3を得るために発生する外部破壊カルスの培養破骨細胞を改造します。したがって、線維、軟骨、骨破壊カルス組織の量は骨治癒過程に関する重要な情報を提供します。カルス組織の発達人間とマウス8,9,10,11の両方の変化によって癒しの障害または遅延が表示されます。デジタル ラジオグラフィーとイメージング12,13µCT 縦カルス組織における前臨床骨折治癒の小動物を使用して研究を監視する生体内で利用できるテクニックが含まれます。ただし、両方の技術は無機非石灰化組織の間で区別することができるのみです。対照的に、MRI は優れた軟部組織コントラストを提供し、軟部組織や軟骨破壊のカルスを識別することがあります。
前作は、膜内骨欠損治癒15中マウスの死後MRI マウスにおける関節骨折14とin vivo MRI のための有望な結果を示した。しかし、両方の研究はまた限られた空間解像度と組織のコントラストを述べました。以前、マウス軟骨骨折16を治癒の間に柔らかいカルス形成の縦断的評価のため生体内で高分解能 MRI の可能性を示した。ここでは、MRI 対応に対して、創外マウスの大腿骨骨切り術を用いた軟骨骨折治癒経過中に縦カルス組織開発を監視するためにプロトコルを報告します。創外固定器の挿入のためのカスタムメイド取付デバイスのデザインは、繰り返しスキャン中に標準化された位置を確保しました。
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Protocol
すべての動物実験管理と実験動物の使用のための国際規則を遵守し、(第 1250, Regierungspräsidium テュービンゲン、ドイツ) は、地域の規制当局によって承認されました。すべてのマウスは 14 h ライトにケージごと 2 ~ 5 動物のグループで維持され、水と食料と 10 h 暗い概日リズム提供 広告自由
。1 です。 手術材料やマウスの前処理の準備
- 定置滅菌すべて手術材料。滅菌時間の 20-30 分のための 120-135 ° C のオートクレーブ温度を使用します 。
- 購入 C57BL/6 マウスまたは 19 35 g 体重の間にある別の負担からマウス。適切な動物の世話や調査官によって承認されている国家のガイドラインに従って実験プロトコルに従う ' s 施設動物ケアおよび使用委員会。最低限の手順を開始する前に 7 日間馴化期間の許可します 。
- 術後 3 日まで術前に、1 日飲料水を介してすべてのマウスに鎮痛を提供します 。
2。手術の手順と創外固定器の応用
- 管にマウスのプリロード 5-7% のイソフルランと 60 mL/分の酸素の場所。姿勢反射の損失の後麻酔誘導管から、マウスを削除し、1-3% のイソフルランと 60 mL/分の酸素を提供する吸入マスクで麻酔を維持します。
麻酔中に
- モニター呼吸パターンと後肢足反射。呼吸数は約 100 サイクル/分、後肢の反射が存在しないことを確認します
。 注: 必要なガスの量は年齢、性別、体重、およびマウスのひずみに依存します 。
- モニター呼吸パターンと後肢足反射。呼吸数は約 100 サイクル/分、後肢の反射が存在しないことを確認します
- 術前注入マウス単一用量の抗生物質の皮下 (クリンダマイシン、45 mg/kg)。さらに、生体の体液バランスの維持のため 500 μ L の生理食塩水の皮下流体デポとマウスの挿入 (0.9 %nacl). 角膜を防ぐために
- は、マウスの目に眼軟膏を適用、乾燥します。麻酔中に 37 ° C で加熱板の上にマウスを置くし、生理を維持する手術体温します 。
- は右後肢から毛皮を取り外してアルコール ベースの消毒薬と外科の領域をスクラブします。無菌ではない区域を避けるために滅菌手袋の小さな部分と右後肢をカバーします。3 回右後肢を消毒します。外科領域を除いて全体のマウスに滅菌ドレープを配置します 。
- は、メスで右大腿骨の前方の側面に沿って縦皮約 1 cm を切開します。マイクロのハサミ、鉗子で 大腿二頭筋筋 と 外側広筋 を露骨に区切ります。骨の前外側部分への無料アクセスを許可するようにマイクロ シザーと大腿骨転子で腱原点側をカットします。坐骨神経が保持されることを確認してください 。
- は、大腿骨に平行、創外固定器 ( 図 1 A N/mm 3 の軸剛性) を配置します。手動で 0.45 mm のドリルビットと皮質を介して孔をドリルし、試錐孔にピンをマウント セラミックを配置します。最も遠位ピンに続いて、最も近位ピンと 2 つのピン間に起動します。
- がない引張、圧縮、またはせん断力、創固定器取付手順の中にそうでなければ骨切り達成のギャップは、創固定器の緩和のため十分なされませんを確認してください 。
- 鋸引きのプロシージャ中に脱水症状を避けるために滅菌食塩の量が少ないと骨を加湿します 。
- 0.4 mm のジリ ワイヤソーを用いた 2 つの内側のピン間全体の骨骨切り術 0.4 mm を作成します
。 注: 必要に応じて、振動マイクロ見た使用できます、骨切り術を作成します。骨切り術領域で見たから任意の金属チップを避けるようにしてください 。
- フラッシュ 2 つの骨折した皮質間骨チップを削除する滅菌食塩の 2 mL で慎重に骨切り術ギャップ 。
- 吸収性縫合糸の連続縫合を用いた筋肉の適応 (材料の表 を参照してください)。それから非吸収性縫合 (材料の表 を参照) を使用して、肌を調整します。噛み傷を避けるため、傷の頭蓋部に縫合線を配置しないでください
。 注: は皮膚接着剤を使用しない、またはクリップ マウスは通常傷の原因からそれを削除するのでさらに肌にダメージを与える 。
- 消毒剤で外科の領域をきれいにし、そのケージ モニターにマウスにマウスを置くとそれまで供給十分な熱を (例えば 赤外光によって) は完全に目を覚まし。 手術後水、食物摂取量と体重を監視。動物は痛みや苦痛のないことを確認します。術後 3 日まで飲料水を介してすべてのマウスに鎮痛を提供します
。 注: 最大 4 つの動物のグループで収容されるマウスします 。
- 監視マウス ' 手術後日 1 に 5 の活動。その経過中にマウスは作動肢に体重を支える必要があります。それ以外の場合、マウスはさらに解析から除外する必要があります 。
3。Mri 検査の手順と画像解析
- MRI スキャンのプロシージャ、する前に 2.1 と 2.3 の手順でプロトコルに従ってマウスを anaesthetize し、して、呼吸速度が約 100 サイクル/分の右後肢で創外固定器を挿入、カスタムメイドの取り付け装置 ( 図 1 B、C) に慎重にマウス。
- これは骨折治癒を妨げることがありますので、曲がるか、またはこの手順中に、創固定器の圧縮を避けることを確認します
。 注: MRI スキャン早く動物のケアと実験的プロトコルに応じて、術後 3 日も実施できます 。
- これは骨折治癒を妨げることがありますので、曲がるか、またはこの手順中に、創固定器の圧縮を避けることを確認します
- MRI 装置導入のための温度制御クレードル上にマウスを置きます。剛 4 要素の先頭のコイル マウント デバイスに接続します 。
- 11.7 t 営業専用高電界小動物 MRI システムを用いた MRI の取得データ
注: ネジに直交の大腿骨骨付き、MRI データ集録ジオメトリを配置します。 プロトン密度脂肪抑制マルチ スライス東証シーケンス (PD 東証) を適用することによって- 取得データ集録パラメーターを使用して: エコー/繰り返し時間テ = 5.8 ms/TR 2,500 ミリ秒、解像度 Δr を = = 52 × 52 × 350 µm³ の視野 (FOV) =20 × 20 mm ²、および帯域幅 Δω = 150 KHz 。
- 注: 22 スライスの総収集時間は 36 分
- 画像解析ソフトで取得したデータを開きます。0.35 mm 3 × 0.05 × 0.05 ボクセル サイズを入力します。次のように半自動しきい値設定法とその強度に基づく破壊カルス (骨、軟骨、線維性組織/骨髄) のさまざまな組織をセグメント化します。
- をクリックして、" 新しいラベル フィールドの編集 " をクリックして " 追加材料 " にマテリアルの名前を変更 " カルス "。使用して骨膜からハイポ強烈な信号に基づいて周囲の組織からカルス領域を区別、" なげなわ " ツール 。
- クリック " 材料に追加 "。クリックして " 追加材料 " にマテリアルの名前を変更 " 軟骨 "。軟骨をセグメントを使用して、" のしきい値 " ツールと " 現在材料のみを選択 " から " カルス "。クリックして " 軟骨 "、" 材料に追加 "。これらの手順を繰り返します " 骨 " と " 骨髄/線維組織 " です 。
- 画像解析ソフトを利用したデータをセグメンテーションする組織に基づく骨折に対する大腿骨の 3 D 復元を生成します。クリックして " 生成表面 "、適用 " なし " の " スムージング タイプ " クリック " 表面表示 ".
注: 非常に小さな、超強烈な en の周辺骨折の野の ds は骨から軟部組織への移行のための成果物になる可能性があります。これらの分野は、さらなる分析から除外すべき。骨折治癒を表す軟骨組織の軟骨段階でカルスの破壊の途中でハイパー激しいエリア。軟骨内骨化段階で骨切り術ギャップから遠位骨折カルスでハイポ激しい分野と癒しの段階の後で全破壊カルス中で同じ強度のエリア新たに形成された骨カルス組織を表します。これらの領域には、ハイポ強烈な信号があるが、成熟した骨 (皮質) からの信号強度はさらに低いです。しきい値処理後は、骨組織と軟骨組織破壊カルスでの信号の強さは骨髄として残りの組織や線維組織をマークします。組織の分割の値: 3.4 5.4 範囲骨髄/線維組織、骨の組織 (成熟皮質、骨、骨カルス組織を含む) 1 3.3 (成熟皮質に正規化された信号強度) の範囲内でセグメント化と5.5 6.2 の範囲内軟骨カルス 。
- 、必要な場合は、MRI スキャンを骨折治癒経過中に縦繰り返します。軟骨のカルスの開発を監視し、手術後 10、14、21 日にマウスをスキャンする
。 注: タイム ポイントは動物のケアと実験的プロトコルに依存可能性があります 。
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Representative Results
最初に、(図 2の例を参照してください), MRI スキャンの解析による手術の成功を確認できます。すべての 4 つのピンは大腿骨骨幹部の真ん中に位置する必要があります。骨切り術のギャップのサイズは 0.3 から 0.5 の間する必要があります mm。骨切り術のギャップのサイズは、これらの値から大きく異なる場合、マウスをさらに分析から除外すべき。
第二に、同じ動物の治癒過程破壊時に縦のスキャンの評価は、カルス組織開発に関する情報を提供します。軟骨組織の日、10、14、21 (図 3の例を参照してください)、マウスのスキャンは、10 日目に破壊カルスの真ん中に表示されます (相対的な軟骨領域 = 30.8%) と 14 日 (相対軟骨領域 = 29.0%) 後、21 日目まで減少し、手術 (相対的な軟骨領域 = 10.5%)(図 3)。骨組織は、10 日目に破壊カルスの周囲に表示 (相対的な骨領域 = 7.2%)、14 日目まで増加 (相対的な骨領域 = 15.6%)、21 日目まで発生体を埋めると (相対的な骨領域 = 45.7%)。
第三に、画像解析ソフトを使用して破壊カルスのさまざまな組織の分割後、骨折大腿骨と破壊カルスから 3 D 画像を生成できます。例では図 4に示すように、全体の大腿骨の 26 日後にスキャン破壊が表示されます。成熟皮質を灰色で示さ、セラミックのピンは黄色でマークされた、カルスの軟部組織は緑でマークされて、軟骨は赤でマークされている、カルスの骨組織が紫でマークされています。
図 1: セラミック取り付けピン取付デバイスが MRI で創外固定器。MRI スキャンに対応している 4 つのセラミック取り付けピンだけでなく、創外固定器のプラスチック製のボディ (A) が表示されます。スケール バー: 1 cm。 (B)、コンピューター支援図面特注取付デバイスの MRI スキャン中に創外固定器の挿入を示しています。マウスの右の大腿骨で創外固定器は取付デバイスの救済に挿入されます。その後、デバイスはスキャンする前に 4 つの要素の先頭のコイルに接続されます。スケール バー: 0.4 cm (C) マウス設置実装デバイスで (青)、4 要素の先頭のコイル (白) に接続されています。この図の拡大版を表示するのにはここをクリックしてください。
図 2: 骨折大腿骨の手術後 3 日間の PD 東証 MRI イメージ。手術後 3 日目にスキャンした骨折大腿骨の中央のスライス。BM: 骨髄;B: 骨;FX: 破壊ギャップ。スケール バー: 0.5 mm.この図の拡大版を表示するのにはここをクリックしてください。
図 3: MRI を用いた破壊カルス開発の縦監視します。(A) 上でスキャン日 10、14、日 (B) と (C) 日 21 手術が表示されたらマウスを一回の骨折大腿骨から中央の MRI スライス。超強烈な軟骨組織は、10 日と 14 日に破壊のカルスの真ん中に表示されます、手術後 21 日目まで減少します。ハイポ強烈な骨組織が日 10、14 日まで増加破壊カルスの周囲に表示されて、体を埋める 21 日まで発生します。BM: 骨髄;Cg: 軟骨組織;B: 骨の組織。スケール バー: 0.5 mm.この図の拡大版を表示するのにはここをクリックしてください。
図 4: 日 26 日手術後骨折大腿骨から三次元スキャンします。成熟皮質を灰色で示さ、セラミックのピンは黄色でマークされた、カルスの軟部組織は緑でマークされて、軟骨は赤でマークされている、カルスの骨組織が紫でマークされています。画像は、画像解析ソフトを使用して生成されました。スケール バー: 0.4 mm.この図の拡大版を表示するのにはここをクリックしてください。
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Discussion
変更とトラブルシューティング:
本研究の主な目的は、軟骨骨折治癒プロセスの間に縦のカルス組織開発を監視する機能を持つマウスの大腿骨骨切り術、MRI 対応創外固定器の使用のためのプロトコルを記述するためだった。創外固定器の挿入のためのカスタムメイド取付デバイスのデザインは、繰り返しスキャン中に標準化された位置を確保しました。半自動組織分割には、線維、軟骨、骨破壊カルス組織の量の分析ができます。また、MRI 画像の 3 D 再構成できます治癒過程ごとの個々 のマウスにおける軟骨破壊の可視化です。
プロトコルの中で重要なステップ:
MRI 対応創外固定器を用いた手術の最も重要なステップは、: (1) 避けるため手術中に坐骨神経に損傷があれば、それ以外の場合、マウスできなくなります体重ベアに、骨切り術後後 5 日以内とから除外する必要がありますさらに分析。取付手順中、創固定器に (2) 避けるため引張、圧縮、またはせん断応力、標準化されたサイズと形状以外の場合骨切り術のギャップはありません。さらに、マウント、創固定器、大腿骨の長軸に平行、骨切り術の安定した固定を確保することを確認します。ジリ ワイヤを使用して見た場合、MRI スキャンのプロシージャを妨げるそれら以来見たから避けるため金属チップを (3)
MRI スキャンのプロシージャの最も重要なステップは、: これは骨折治癒を妨げる可能性がある曲げや挿入時に創固定器の圧縮、マウント デバイスの取り外しを避けるために必ず (1) 作る。(2) 生理学的な体温を維持するためにスキャン処理中に適切な温度コントロールを確認します。
既存のメソッドとテクニックの制限に関しての意義:
これまでの研究のための有望な結果を示した事後関節骨折14マウスにおける MRI と膜内でマウスの体内MRI 骨治癒15。しかし、両方の研究はまた限られた空間解像度と組織のコントラストを述べました。我々 は以前高解像度体内MRI 用ソフトに関する縦断的分析の精度の実現可能性とカルスの形成初期の中と骨折と新しい MRI 技術を比較することによりマウスにおける治癒の段階の中間を実証、ゴールド スタンダード µCT と強度16。しかし、MRI の空間分解能はex vivo µCT の解像度より著しく低いことわかった。これex vivoも生体内でµCT を含む競合する技術と比較して MRI 技術の明確な制限です。
将来のアプリケーション:
マウス骨折治癒の研究中に MRI の使用のための展望は、: (1) 組み合わせの mri 傷つけられた肢の血流を測定するための造影剤を用いる。(MRI や PET の組み合わせ 2) は、セル人身売買実験17,18,19,20の鉄酸化物の超常磁性粒子と細胞のラベルだけでなく、スキャンします。
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Disclosures
著者のローマ人は、RISystem AG Davos、スイス連邦共和国、インプラントを生成し、この記事で使用される特定の楽器をインプラントの従業員です。他のすべての著者は競合する金融興味を持ってないです。
Acknowledgments
優れたテクニカル サポート、Sevil ニワトコヒゲナガアブラムシ、ステファニー Schroth、ベレナ フィッシャー、カーチャ Prystaz、イヴォンヌ Hägele とアン Subgang に感謝します。我々 はまた、ドイツ研究振興協会 (CRC1149, INST40/499-1) と本研究の資金の AO 外傷財団ドイツに感謝します。
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Anaesthesia tube | FMI, Seeheim, Germany | ZUA-82-ANA-TUB-Mouse | |
| Anaesthetic machine | FMI, Seeheim, Germany | ZUA-82-GME-MA | |
| Artery forceps | Aesculap, Tuttlingen, Germany | BH104R | |
| Autoclave | Systec, Wettenberg, Germany | DX-150 | |
| Autoclaving packaging | Stericlin, Feuchtwangen, Germany | 2301-04/06/10/12/16 | |
| Avizo software | FEI, Burlington, USA | - | Version 8.0.1 |
| BioSpec 117/16 magnetic resonance imaging system | Bruker Biospin, Ettlingen, Germany | 117/16 | |
| Bulldog clamp | Aesculap, Tuttlingen, Germany | BH 021R | |
| Carbon steel scalpel no. 11/15 | Aesculap, Tuttlingen, Germany | BA211/215 | |
| Ceramic mounting pin 0.45 mm | RISystem, Davos, Switzerland | HS691490 | |
| Clindamycin (300 mg / 2ml) | Ratiopharm, Ulm, Germany | - | |
| Dressing forceps 115 mm | Aesculap, Tuttlingen, Germany | BD210R | |
| Dressing forceps 130 mm | Aesculap, Tuttlingen, Germany | BD025R | |
| Drill bit coated 0.45 mm | RISystem, Davos, Switzerland | HS820420 | |
| Durogrip needle holder 125 mm | Aesculap, Tuttlingen, Germany | BM024R | |
| Foliodrape | Hartmann, Heidenheim, Germany | 2513026 | |
| Frekaderm | Fresenius, Bad Homburg, Germany | 4928211 | |
| Gigli saw 0.44 mm | RISystem, Davos, Switzerland | RIS.590.110.25 | |
| Hand drill | RISystem, Davos, Switzerland | RIS.390.130-01 | |
| Heating plate | FMI, Seeheim, Germany | IOW-3704 | |
| Hygonorm gloves | Hygi, Telgte, Germany | 2706 | |
| Isoflurane | Abbot, London, UK | Forene | |
| Micro forceps 155 mm | Aesculap, Tuttlingen, Germany | BD343R | |
| Micro scissors 120 mm | Aesculap, Tuttlingen, Germany | FD013R | |
| Mouse FixEx L 0.7 mm | RISystem, Davos, Switzerland | RIS.611.300-10 | |
| Needle case for drills | Aesculap, Tuttlingen, Germany | BL911R | |
| Needle holder | Aesculap, Tuttlingen, Germany | BB078R | |
| Octenisept | Schülke, Norderstedt, Germany | 121403 | |
| Osirix software | Pixmeo SARL, Bernex, Switzerland | - | Version 4.0 |
| Oxygen, medical grade | MTI, Ulm, Germany | - | |
| Resolon 5/0 | Resorba, Nürnberg, Germany | 88143 | |
| Saline 0.9% | Braun, Melsungen, Germany | 3570350 | |
| Scalpel handle 125 mm | Aesculap, Tuttlingen, Germany | BB073R | |
| Scissors 150 mm | Aesculap, Tuttlingen, Germany | BC006R | |
| Sealer for autoclave packaging | Hawo GmbH, Obrigheim, Germany | HM500 | |
| Sterican 27 G | Braun, Melsungen, Germany | 4657705 | |
| Sterile surgical blades no. 11/15 | Aesculap, Tuttlingen, Germany | BB511/515 | |
| Surgical gloves | Hartmann, Heidenheim, Germany | Peha-micron 9425712 | |
| Surgical light | Maquet SA, Ardon, France | Blue line 80 | |
| Syringes 5 ml | Braun, Melsungen, Germany | Injekt 4606051V | |
| Tissue forceps 80 mm | Aesculap, Tuttlingen, Germany | OC091R | |
| Tramadol 25 mg/l | Grünenthal, Aachen, Germany | 100mg/ml | |
| Vasofix Safety | Braun, Melsungen, Germany | 4268113S-01 | |
| Vicryl 5-0 | Ethicon, Norderstedt, Germany | V30371 | |
| Visdisic eye ointment | Bausch & Lomb, Berlin, Germany | 3099559 |
References
- Claes, L., Recknagel, S., Ignatius, A. Fracture healing under healthy and inflammatory conditions. Nat Rev Rheumatol. 8 (3), 133-143 (2012).
- Einhorn, T. A. The cell and molecular biology of fracture healing. Clin Orthop Relat Res. (355), Suppl S7-S21 (1998).
- Einhorn, T. A., Gerstenfeld, L. C. Fracture healing: mechanisms and interventions. Nat Rev Rheumatol. 11 (1), 45-54 (2015).
- Augat, P., et al. Local tissue properties in bone healing: influence of size and stability of the osteotomy gap. J Orthop Res. 16 (4), 475-481 (1998).
- Claes, L. E., Heigele, C. A. Magnitudes of local stress and strain along bony surfaces predict the course and type of fracture healing. J Biomech. 32 (3), 255-266 (1999).
- Claes, L. E., et al. Effects of mechanical factors on the fracture healing process. Clin Orthop Relat Res. (355), Suppl 132-147 (1998).
- Hu, D. P., et al. Cartilage to bone transformation during fracture healing is coordinated by the invading vasculature and induction of the core pluripotency genes. Development. 144 (2), 221-234 (2017).
- Hankenson, K. D., Zimmerman, G., Marcucio, R. Biological perspectives of delayed fracture healing. Injury. 45, Suppl 2 8-15 (2014).
- Meyer, R. A., et al. Age and ovariectomy impair both the normalization of mechanical properties and the accretion of mineral by the fracture callus in rats. J Orthop Res. 19 (3), 428-435 (2001).
- Nikolaou, V. S., Efstathopoulos, N., Kontakis, G., Kanakaris, N. K., Giannoudis, P. V. The influence of osteoporosis in femoral fracture healing time. Injury. 40 (6), 663-668 (2009).
- Haffner-Luntzer, M., Kovtun, A., Rapp, A. E., Ignatius, A. Mouse Models in Bone Fracture Healing Research. Current Molecular Biology Reports. 2 (2), 101-111 (2016).
- Garcia, P., et al. Rodent animal models of delayed bone healing and non-union formation: a comprehensive review. Eur Cell Mater. 26, 1-14 (2013).
- Histing, T., et al. Small animal bone healing models: standards, tips, and pitfalls results of a consensus meeting. Bone. 49 (4), 591-599 (2011).
- Zachos, T. A., Bertone, A. L., Wassenaar, P. A., Weisbrode, S. E. Rodent models for the study of articular fracture healing. J Invest Surg. 20 (2), 87-95 (2007).
- Taha, M. A., et al. Assessment of the efficacy of MRI for detection of changes in bone morphology in a mouse model of bone injury. J Magn Reson Imaging. 38 (1), 231-237 (2013).
- Haffner-Luntzer, M., et al. Evaluation of high-resolution In Vivo MRI for longitudinal analysis of endochondral fracture healing in mice. PLoS One. 12 (3), 0174283 (2017).
- Beckmann, N., Falk, R., Zurbrugg, S., Dawson, J., Engelhardt, P. Macrophage infiltration into the rat knee detected by MRI in a model of antigen-induced arthritis. Magn Reson Med. 49 (6), 1047-1055 (2003).
- Al Faraj,, Shaik A, S. ultana, Pureza, A., A, M., Alnafea, M., Halwani, R. Preferential macrophage recruitment and polarization in LPS-induced animal model for COPD: noninvasive tracking using MRI. PLoS One. 9 (3), 90829 (2014).
- Rolle, A. M., et al. ImmunoPET/MR imaging allows specific detection of Aspergillus fumigatus lung infection in vivo. Proc Natl Acad Sci U S A. 113 (8), 1026-1033 (2016).
- Niemeyer, M., et al. Non-invasive tracking of human haemopoietic CD34(+) stem cells in vivo in immunodeficient mice by using magnetic resonance imaging. Eur Radiol. 20 (9), 2184-2193 (2010).
