Summary

Los Roles de las fuerzas físicas en principios Chick morfogénesis embrionaria de sondeo

Published: June 05, 2018
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Summary

Aquí, presentamos un protocolo de introducción de un conjunto de nuevos experimentos ex ovo y enfoques de modelado físico para el estudio de la mecánica de la morfogénesis durante temprano chick cerebro embrionario la torsión.

Abstract

Desarrollo embrionario tradicionalmente es estudiado desde la perspectiva de la genética biomolecular, pero la importancia fundamental de la mecánica en la morfogénesis se está reconociendo cada vez más. En particular, el tubo embrionario chick corazón y el cerebro, que sufren cambios morfológicos drásticos que se desarrollan, están entre los principales candidatos a estudiar el papel de las fuerzas físicas en la morfogénesis. Progresiva flexión ventral y la torsión hacia la derecha de la cerebro de pollo embrionario tubular ocurren en la etapa más temprana de órgano nivel de izquierda a derecha asimetría en el desarrollo embrionario del pollo. La membrana vitelina (VM) limita el lado dorsal del embrión y se ha implicado en la prestación de la fuerza necesaria para inducir la torsión del cerebro en desarrollo. Aquí presentamos una combinación de nuevas experiencias de ex ovo y modelado para identificar los mecanismos de torsión del cerebro físico. En etapa de Hamburger-Hamilton 11, embriones son cosechados y cultivados ex ovo (en los medios de comunicación). La VM se elimina posteriormente mediante un tubo capilar tirado. Controlar el nivel del líquido y someter al embrión a una interfaz de aire líquido, el líquido tensión superficial de los medios de comunicación puede utilizarse para reemplazar el papel mecánico de la máquina virtual. También se realizaron experimentos de microcirugía para alterar la posición del corazón para encontrar el cambio resultante en la quiralidad de la torsión del cerebro. Resultados de este protocolo ilustran las funciones fundamentales de la mecánica en la morfogénesis que conduce.

Introduction

Investigación de la biología moderna del desarrollo se centra en gran medida en el desarrollo de la comprensión desde la perspectiva de la genética molecular1,2,3,4,5,6 , 7 , 8 , 9 , 10 , 11 , 12 , 13. se sabe que fenómenos físicos juegan un papel central en la morfogénesis, o la generación de biológico forma14,15,16,17; sin embargo, mecanismos mecánicos específicos de desarrollo siguen siendo en gran medida estudiados. Flexión ventral y la torsión hacia la derecha del tubo cerebro primitivo después de Hamburger-Hamilton etapa 11 (HH 11)18 son los dos principales procesos que contribuyen a la forma embrionaria de cambian19,20. En particular, el mecanismo físico subyacente el desarrollo torsional en el cerebro embrionario sigue incompleto entendido.

La torsión embrionaria en embrión de pollo es uno de los primeros eventos morfogenéticos de asimetría (L-R) de izquierda a derecha en desarrollo. Cuando es perturbado el proceso de la asimetría de izq. a der., defectos de nacimiento como situs inversus, isomerismoo heterotaxia ocurrirá21.
Aquí presentamos un protocolo que combina ex ovo experimentos22,23 con modelado físico para caracterizar las fuerzas mecánicas durante el desarrollo temprano del cerebro embrionario. El objetivo del método presentado es identificar las fuerzas mecánicas responsables de torsión del cerebro y los factores que afectan el grado de torsión durante el temprano desarrollo12. Basado en la observación experimental de que la membrana vitelina (VM) limita el lado dorsal del embrión, presumimos que el VM proporciona la fuerza necesaria para inducir la torsión del cerebro en desarrollo. Por lo tanto, en este método, hemos eliminado la parte de la VM que cubre el área del cerebro para averiguar los efectos de torsión de cerebro. Además, el método de aplicación de fluidos tensión superficial fue utilizado para confirmar el papel mecánico de la máquina virtual y proporcionar una estimación de la fuerza necesaria por torsión del cerebro, que no se había hecha anteriormente. Medición de las fuerzas durante la morfogénesis embrionaria es una tarea difícil. En particular, en un estudio pionero, Campàs y colaboradores24 desarrolló un novedoso método para cuantificar el estrés celular utilizando inyección de microgotas. Sin embargo, este método se limita a medir fuerzas en el nivel celular, por lo tanto no aplicable para sondear las fuerzas en el nivel organismo o tejido. El protocolo presentado en este trabajo se desarrolló para llenar parcialmente este vacío.

Protocol

1. preparación de medios de cultivo de tejidos Utilice una botella de 0,5 L de medio modificado Eagle de Dulbecco (DMEM) con 4,5 g/L glucosa, bicarbonato de sodio y L-glutamina como la base para los medios de cultivo. En una campana de flujo laminar estéril, añadir 10 mL de antibióticos a lo 0,5 L de DMEM. Con una pipeta estéril, transferir 50 mL de la solución de antibióticos DMEM a un tubo cónico estéril 50 mL. Añadir 50 mL de suero de pollo a la solución de antibióti…

Representative Results

En este estudio, la VM del embrión en HH11 fue quitada desde el extremo anterior a la flexión torácica. Los embriones fueron reflejados por un sistema de OCT. En esta etapa, la torsión del tubo de cerebro no ha iniciado (figura 1A). Después de ser incubados a HH15-16, embriones con su VM quitados expuesto cerebro reducido tubo torsión, aproximadamente 35 grados (figura 1B) en comparación con el control de embriones, que ex…

Discussion

Mientras que los fenómenos físicos juegan un papel integral en la morfogénesis26,27,28,29,30, los mecanismos mecánicos específicos, junto con la coordinación de mecánica y mecanismos moleculares, siguen siendo en gran parte inexplorado. Es sabido que la flexión ventral y la torsión hacia la derecha de cerebro primitivo son dos procesos centrales que c…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Z.C. reconoce el apoyo del fondo de inicio de Dartmouth y el Branco Weiss – sociedad para la beca de ciencia, administrada por ETH Zurich. Los autores agradecen a los Drs. Larry A. Taber, Benjamen A. Filas, Qiaohang Guo y Yunfei Shi de discusiones útiles, así como los revisores anónimos por comentarios. Este material está basado en trabajo apoyado por la nacional ciencia Fundación graduados beca de investigación bajo la subvención no. DGE-1313911. Cualquier opinión, resultados y conclusiones o recomendaciones expresadas en este material son las de los autores (s) y no reflejan necesariamente las opiniones de la National Science Foundation.

Materials

Fertilized Specific pathogen-free White Leghorn chicken eggs Charles River
Optical Coherent Tomography Microscope Thorlabs GAN220C1
Silicone elastomer Smooth-On, Inc. EcoFlex 00-50
Dissecting microscope Leica MZ8
Dulbecco’s Modified Eagle’s Medium (DMEM) Lonza 12-604F
Antibiotics Sigma P4083
Chick serum Sigma C5405
Micropipette puller Sutter Instrument Model P-30
Filter paper Whatman 5202-110
Phosphate buffered saline (PBS) Corning 21-040-CV
Comsol MultiPhysics Comsol
3D computer graphics software Rhino 5
Microscope attached with OCT Nikon  FN1
Digital single-lens reflex camera EOS  Rebel T3i

References

  1. Taber, L. A. Biomechanics of Growth, Remodeling, and Morphogenesis. Appl. Mech. Rev. 48, 487-545 (1995).
  2. Wyczalkowski, M. A., Chen, Z., Filas, B. A., Varner, V. D., Taber, L. A. Computational models for mechanics of morphogenesis. Birth Defects Research Part C – Embryo Today: Reviews. 96, 132-152 (2012).
  3. Savin, T., et al. On the growth and form of the gut. Nature. 476, 57-62 (2011).
  4. Gjorevski, N., Nelson, C. M. The mechanics of development: Models and methods for tissue morphogenesis. Birth Defects Research Part C – Embryo Today: Reviews. 90, 193-202 (2010).
  5. Shyer, A. E., et al. Villification: how the gut gets its villi. Science. 342, 212-218 (2013).
  6. Ambrosi, D., et al. Perspectives on biological growth and remodeling. Journal of the Mechanics and Physics of Solids. 59, 863-883 (2011).
  7. Chen, Z., Majidi, C., Srolovitz, D. J., Haataja, M. Tunable helical ribbons. Appl. Phys. Lett. 98, (2011).
  8. Gerbode, S. J., Puzey, J. R., McCormick, A. G., Mahadevan, L. How the cucumber tendril coils and overwinds. Science. 337, 1087-1091 (2012).
  9. Armon, S., Efrati, E., Kupferman, R., Sharon, E. Geometry and mechanics in the opening of chiral seed pods. Science. 333, 1726-1730 (2011).
  10. Filas, B. A., et al. A potential role for differential contractility in early brain development and evolution. Biomech. Model. Mechanobiol. 11, 1251-1262 (2012).
  11. Xu, G., et al. Axons pull on the brain, but tension does not drive cortical folding. J. Biomech. Eng. 132, 71013 (2010).
  12. Chen, Z., Guo, Q., Dai, E., Forsch, N., Taber, L. A. How the embryonic chick brain twists. J. R. Soc. Interface. 13, (2016).
  13. Manca, A., et al. Nerve growth factor regulates axial rotation during early stages of chick embryo development. Proc Natl Acad Sci U S A. 109, 2009-2014 (2012).
  14. Shi, Y., Yao, J., Xu, G., Taber, L. a. Bending of the looping heart: differential growth revisited. J. Biomech. Eng. 136, 1-15 (2014).
  15. Shi, Y., et al. Bending and twisting the embryonic heart: A computational model for c-looping based on realistic geometry. Front. Physiol. 5, (2014).
  16. Taber, L. A. Morphomechanics: Transforming tubes into organs. Current Opinion in Genetics and Development. 27, 7-13 (2014).
  17. Hosseini, H. S., Beebe, D. C., Taber, L. A. Mechanical effects of the surface ectoderm on optic vesicle morphogenesis in the chick embryo. J. Biomech. 47, 3837-3846 (2014).
  18. Hamburger, V., Hamilton, H. L. A series of normal stages in the development of the chick embryo. Dev. Dyn. 88, 49-92 (1951).
  19. Shi, Y., Varner, V. D., Taber, L. a. Why is cytoskeletal contraction required for cardiac fusion before but not after looping begins?. Phys. Biol. 12, 16012 (2015).
  20. Garcia, K. E., Okamoto, R. J., Bayly, P. V., Taber, L. A. Contraction and stress-dependent growth shape the forebrain of the early chicken embryo. J. Mech. Behav. Biomed. Mater. 65, 383-397 (2017).
  21. Faisst, A. M., Alvarez-Bolado, G., Treichel, D., Gruss, P. Rotatin is a novel gene required for axial rotation and left-right specification in mouse embryos. Mech. Dev. 113, 15-28 (2002).
  22. Yalcin, H. C., Shekhar, A., Rane, A. a., Butcher, J. T. An ex-ovo chicken embryo culture system suitable for imaging and microsurgery applications. J. Vis. Exp. (44), (2010).
  23. Chapman, S. C., Collignon, J., Schoenwolf, G. C., Lumsden, A. Improved method for chick whole-embryo culture using a filter paper carrier. Dev. Dyn. 220, 284-289 (2001).
  24. Campàs, O., et al. Quantifying cell-generated mechanical forces within living embryonic tissues. Nat. Methods. 11, 183-189 (2014).
  25. Schierenberg, E., Junkersdorf, B. The role of eggshell and underlying vitelline membrane for normal pattern formation in the early C. elegans embryo. Roux’s Arch. Dev. Biol. 202, 10-16 (1992).
  26. Chuai, M., Weijer, C. J. The Mechanisms Underlying Primitive Streak Formation in the Chick Embryo. Current Topics in Developmental Biology. 81, 135-156 (2008).
  27. Voronov, D. A., Alford, P. W., Xu, G., Taber, L. A. The role of mechanical forces in dextral rotation during cardiac looping in the chick embryo. Dev. Biol. 272, 339-350 (2004).
  28. Raya, A., Izpisua Belmonte, J. C. Unveiling the establishment of left-right asymmetry in the chick embryo. Mechanisms of Development. 121, 1043-1054 (2004).
  29. Voronov, D. A., Taber, L. A. Cardiac looping in experimental conditions: Effects of extraembryonic forces. Dev. Dyn. 224, 413-421 (2002).
  30. Chen, Z., Huang, G., Trase, I., Han, X., Mei, Y. Mechanical Self-Assembly of a Strain-Engineered Flexible Layer: Wrinkling, Rolling, and Twisting. Phys. Rev. Appl. 5, (2016).
  31. Manner, J., Seidl, W., Steding, G. Formation of the cervical flexure: an experimental study on chick embryos. Acta Anat. (Basel). 152, 1-10 (1995).
  32. Ware, M., Schubert, F. R. Development of the early axon scaffold in the rostral brain of the chick embryo. J. Anat. 219, 203-216 (2011).
  33. Ramasubramanian, A., et al. On the role of intrinsic and extrinsic forces in early cardiac S-looping. Dev. Dyn. 242, 801-816 (2013).
  34. Hoyle, C., Brown, N. a., Wolpert, L. Development of left/right handedness in the chick heart. Development. 115, 1071-1078 (1992).
  35. Nerurkar, N. L., Ramasubramanian, A., Taber, L. A. Morphogenetic adaptation of the looping embryonic heart to altered mechanical loads. Dev. Dyn. 235, 1822-1829 (2006).
  36. Levin, M. Left-right asymmetry and the chick embryo. Semin. Cell Dev. Biol. 9, 67-76 (1998).
  37. Roebroek, A. J., et al. Failure of ventral closure and axial rotation in embryos lacking the proprotein convertase Furin. Development. 125, 4863-4876 (1998).
  38. Peebles, D. M., et al. Magnetic resonance proton spectroscopy and diffusion weighted imaging of chick embryo brain in ovo. Dev. Brain Res. 141, 101-107 (2003).
  39. Zhu, L., et al. Cerberus regulates left-right asymmetry of the embryonic head and heart. Curr. Biol. 9, 931-938 (1999).

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Cite This Article
Li, Y., Grover, H., Dai, E., Yang, K., Chen, Z. Probing the Roles of Physical Forces in Early Chick Embryonic Morphogenesis. J. Vis. Exp. (136), e57150, doi:10.3791/57150 (2018).

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