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Cancer Research

Utilización de ultrasonido guiado implantación celular dirigida de tejido para el establecimiento de xenoinjertos de tumores metastásicos biológicamente relevantes

doi: 10.3791/57558 Published: May 25, 2018

Summary

Aquí, presentamos un protocolo utilizar inyección guiada por ultrasonido de las células de (ES) el sarcoma de Ewing y neuroblastoma (NB) (estableció líneas celulares y células tumorales derivados del paciente) en sitios biológicamente relevantes para crear modelos preclínicos fiables para el cáncer investigación.

Abstract

Prueba preclínica de terapias contra el cáncer se basa en modelos de xenoinjerto pertinentes que imitan las tendencias innatas del cáncer. Ventajas de los modelos estándar del flanco subcutánea incluyen facilidad procesal y la capacidad de respuesta sin la proyección de imagen invasiva y monitor la progresión del tumor. Tales modelos son a menudo inconsistentes en ensayos clínicos traslacionales y han limitado características biológicamente relevantes con baja tendencia a producir metástasis, ya que hay una falta de un microambiente nativo. En comparación, han demostrado modelos de xenoinjerto ortotópico en los sitios de tumor nativo imitar el microambiente del tumor y replicar las características de la enfermedad importante como diseminación metastásica distante. Estos modelos requieren a menudo tediosos procedimientos quirúrgicos con periodos prolongados de tiempo y recuperación anestésicas. Para hacer frente a esto, los investigadores del cáncer han utilizado recientemente técnicas de inyección guiada por ultrasonido para establecer modelos de xenoinjerto de cáncer para los experimentos preclínicos, que permite la creación rápida y confiable de modelos murinos dirigida de tejido. Visualización ecográfica también proporciona un método no invasivo para la evaluación longitudinal del engraftment del tumor y crecimiento. Aquí, describimos el método de inyección guiada por ultrasonido de las células de cáncer, utilizando la glándula suprarrenal para NB y cápsula renal sub es. Este acercamiento como mínimo invasor supera implantación tedioso cirugía abierta de las células cancerosas en ubicaciones específicas de tejido para el crecimiento y metástasis y disminuye en períodos de recuperación mórbida. Se describe la utilización de las líneas celulares establecidas y líneas celulares derivadas paciente de orthotopic inyectable. Kits comerciales prefabricados están disponibles para disociación de tumor y luciferasa el marcaje de las células. Inyección de la suspensión celular utilizando la dirección de la imagen proporciona una plataforma mínimamente invasiva y reproducible para la creación de modelos preclínicos. Este método se utiliza para crear modelos preclínicos confiables para otros cánceres tales como vejiga, hígado y ejemplificando su potencial sin explotar para numerosos modelos de cáncer de páncreas.

Introduction

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Modelos de xenoinjerto animales son herramientas esenciales para los estudios preclínicos de nuevas terapias contra el cáncer. Xenoinjertos murinos estándar se basan en la implantación subcutánea del flanco de las células, proporcionando un sitio eficaz y accesible para monitorear el crecimiento del tumor. La desventaja de los modelos subcutáneas es su falta de características biológicas tumorales, que pueden limitar su potencial para metastatizar1. Tales limitaciones se superan mediante el uso de xenoinjertos de orthotopic en cual tumor las células se engrafted en sitios de tejido propio, proporciona un microambiente relevante potencial metastático2. Modelos de xenoinjerto de orthotopic mantienen características biológicas originales y modelos fiables para preclínica drogas discovery3,4. Las células de cáncer utilizadas para la implantación de tejido dirigida son las líneas celulares establecidas o derivados del paciente las células de tumores de pacientes. Xenoinjertos establecidos a partir de líneas celulares de cáncer pueden presentar alta divergencia genética del tumor primario en comparación con pacientes xenoinjertos derivadas5. Ante esto, el establecimiento de xenoinjertos ortotópicos derivados del paciente se ha convertido en el estándar preferido para las pruebas de nuevas terapias en descubrimiento de fármacos de cáncer.

En el neuroblastoma (NB) de cáncer pediátrico, modelos de xenoinjerto de orthotopic recapitulan la biología del tumor primario y desarrollan metástasis a sitios típicos de NB extendido6,7. NB se desarrolla en la glándula suprarrenal o a lo largo de la cadena simpática paravertebral. Los métodos más comunes de implantación ortotópica requieren procedimientos quirúrgicos trans abdominal abiertos. Tales métodos son a menudo tediosos, tienen alta morbilidad animal y períodos de recuperación complejos. Ecografía de alta resolución se ha utilizado recientemente para implantación dirigida de tejido de las células del tumor en el desarrollo de varios modelos murinos de cáncer investigación8,9. La técnica es fiable, reproducible, eficaz y seguro para el establecimiento del tumor metastático pertinentes xenoinjertos10,11.

El establecimiento de xenoinjertos de cáncer pediátrico por la implantación de aguja y localización de órgano blanco guiada por ultrasonido de líneas celulares y células tumorales derivados del paciente es demostrada11. La técnica fue utilizada por nota dirigida a la glándula suprarrenal murina. Sarcoma de Ewing (ES) es predominantemente un cáncer óseo, visto comúnmente en los huesos largos como el fémur y los huesos pélvicos12. Informes de casos han demostrado que para determinar si el crecimiento de un cáncer óseo predominante es factible en el tejido renal, fue elegida una localización capsular sub renal ortotópico implantación13. Implantación de renal sub capsular de la célula de las células tumorales se ha utilizado como un modelo prometedor para el estudio de las metástasis espontáneas ES14.

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Protocol

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Todo el trabajo se hizo acuerdo con la Junta de revisión institucional de la Universidad de Michigan (HUM 00052430) y se ajusta a los procedimientos aprobados por el Comité de la Universidad sobre el uso y cuidado de animales (UCUCA). La unidad de laboratorio del Animal medicina (ULAM) supervisó el cuidado de los animales.

Todo el trabajo se realizó con la aprobación de la Junta de revisión institucional de la Universidad de Michigan (HUM 00052430) y cumple con todas las normas de Comité de investigación humana ética. Las células humanas se consideran ser un material de riesgo biológico, así que siga todas las precauciones y prácticas de bioseguridad apropiados requeridos por la institución. NSG ratones son seriamente immunocompromised y susceptible a la enfermedad causada por bacterias que se encuentran comúnmente en el ambiente.
Utilice siempre una técnica aséptica estricta durante la preparación de materiales para la implantación y realización de las inyecciones.

1. cultivo celular

  1. Crecimiento humano NB célula líneas establecidas (SH-SY5Y, SK-N-BE2 y IMR32) en medio esencial mínimo, suplementado con suero bovino fetal 10%, glutamina 2 mM, 100 unidades/mL de penicilina y 100 de μg/mL estreptomicina. Suplemento IMR32 células más con 1 mM piruvato y 0.075% de NaHCO3. Mantener todas las células a 37 ° C, 5% CO2 y confluencia de 70-80%.
  2. Crecimiento humano ES la célula líneas (TC32, A673, CLA-25 y A4573) en Medio RPMI suplementado con suero bovino fetal 10% y 6 mM L-glutamina. Mantener todas las células a 37 ° C, 5% CO2 en confluencia de 70-80%.
  3. Enviar todas las líneas celulares para la autenticación.
    Nota: Autenticación de celular se realiza en una instalación exterior, consulte agradecimientos.

2. preparación de las células del Tumor primario derivados del paciente

  1. Con paciente consentimiento y asentimiento, cosecha descarta tejido de tumor humano NB de pacientes sometidos a resección quirúrgica para control local y el transporte al laboratorio en solución de almacenamiento de información de tejido para la preservación.
    Nota: Todas las muestras de paciente-identificadas y manejadas conforme a las directrices de la Junta de revisión institucional.
  2. Generar una suspensión de células de cáncer derivados de paciente único (UMNBL001, UMNBL002) de tejido del tumor usando un kit de disociación del tumor. Transferir aproximadamente 0,5 g de tumor a una placa de cultivo de células de 100 mm que contiene 5 mL de tampón de RPMI, 200 μL de enzima H, 100 μl de enzima R y 25 μl de enzima A del kit de disociación del tumor humano.
  3. Pique el tumor en trozos pequeños (2-4 mm cada uno) usando tijeras y pinzas de tejido. Estos fragmentos se mezclan con las soluciones en el paso 2.2.
  4. Pipetear la mezcla del tumor en un tubo de disociador y cierre el tubo. Invertir el tubo y colocar en la manga de la Disociador de tejido. Ejecute el programa h_tumor_01.
  5. Incubar la suspensión de células de tumor obtenida anteriormente a 37 ° C por 1 h en un rack giratorio con trituración intermitente cada 15 minutos.
  6. Transferir la suspensión de células a un nuevo tubo cónico de 50 mL y añadir 10 mL de RPMI. Centrifugue la suspensión de células a 314 x g durante 5 minutos.
  7. Quite el sobrenadante y suspender el sedimento en 5 mL de RPMI. Pasar esta solución a través de un tamiz de 40 μm celular y recoger la solución filtrada en un tubo cónico de 50 mL fresco. Lavar este filtro una vez con 5 mL de Medio RPMI y centrifugar la mezcla a 314 x g durante 5 minutos recoger un diábolo.
  8. Medir la densidad celular con un hemacitómetro15. Suspender el sedimento obtenido desde arriba en RPMI para obtener una concentración final de 4 × 105 células/10 μl. Tomar 5 μl de esta suspensión celular y 5 μl de matrigel hacer 10 μl de la solución celular para cada inyección.
    Nota: Cantidad de RPMI utilizado depende de la medida de la densidad celular. Por ejemplo, si la densidad de la célula medida del precipitado obtenido es 4 x 105 células, suspender el sedimento en 10 μl de RPMI.

3. luciferase el marcaje de las células cancerosas

  1. Tomar 10 mL de medio de transducción con 5 mL de viral sobrenadante EF1a-Luc2-IRES-mCherry y 5 mL de medio de células madre. Añadir 7,5 μl de polibreno 1 x.
  2. Mezclar 5 × 106 células de cáncer en medio de la transducción y la placa en la placa de fijación ultra baja de 100 mm. Incubar a 37 ° C y 5% CO2 durante la noche.
    Nota: Como se utilizan las placas de fijación baja, las células no se adhieren a la placa.
  3. Después de 24 h, traer la placa de 100 mm que contiene células bajo campana de cultivo de tejidos y transferir la mezcla a un tubo cónico de 15 mL. Centrifugue la suspensión de células a 314 x g durante 5 min obtener el precipitado de células. Lavar el precipitado de células una vez con 1 mL de 1 x de tampón fosfato salino (PBS) y suspender el precipitado de células en 1 mL de HBSS conteniendo 1% de suero bovino fetal (FBS).
    1. Ordenar celdas de luciferasa basados en señal GFP-positivas en celular activado por fluorescencia clasificación análisis (FACS). Placa las células ordenadas en cultivo de tejidos de 100 mm tratada plato y mantienen en confluencia de 70-80%, 37 ° C y 5% CO2 hasta que la necesite.
  4. Confirmar la señal de la luciferasa con kit de ensayo de luciferasa. Placa 10 x 104 clasificado células por pocillo en una illuminometer compatible 96 bien placa e incuban las células durante la noche a 37 ° C y 5% CO2. Después de 24 h, poner la placa de la pozo 96 a temperatura ambiente y añadir Reactivo estable-Glo a los medios cultivados en los pozos en relación 1:1. Permitir que las células lyse durante 5 minutos y leer en espectrofotómetro de la luminescencia.
  5. Traer el plato de 100 mm bajo una campana de cultivo de tejidos. Desechar el medio sobrenadante. Lavar las células una vez con 2 mL de PBS 1 x.
  6. Añadir 2 mL de tripsina 0.25% y vuelva el plato de 100 mm a la incubadora durante 2-3 minutos. Después de 2-3 min, busque células desalojadas bajo microscopio y añadir 8 mL de RPMI para desactivar la tripsina.
  7. Recoger la suspensión de células en un tubo cónico de 15 mL y centrifugar a 314 x g durante 5 min obtener un pellet. Deseche el sobrenadante. Lavar el precipitado de células con 1 mL de PBS 1 x, suspender el sedimento en 5 mL de RPMI y determinar la densidad celular con un hemacitómetro15. Yhe restante solución celular 314 x g durante 5 min obtener un pellet de centrífuga.
  8. Suspender el sedimento en RPMI para obtener una concentración de 4 x 105 células/10 μl. Tomar 5 μl de la suspensión celular y 5 μl de matrigel hacer 10 μl de la solución celular para cada inyección.

4. ultrasonido dirigida a la glándula suprarrenal (NB) o implantación de Sub Renal cápsula (ES)

Nota: Todos los procedimientos de ultrasonido se realizan con una alta resolución en vivo sistema de imagen. Para los procedimientos descritos, se utilizó el transductor, que tiene una frecuencia de centro de 40 MHz y un ancho de banda de 22-55 MHz.

  1. Utilizar ratones NSG inmune deficiencia de 6-8 semanas de edad para todos los procedimientos de inyección.
  2. Enfriar el matrigel y esterilizadas jeringas Hamilton con una aguja de 27G (1.25"), y catéteres de 22G (0,9 mm de diámetro externo, longitud de 25 mm) durante la noche a 4 ° C.
  3. Coloque la solución celular preparada en el paso 3 en el hielo.
  4. Anestesiar los ratones en una cámara de inducción con isoflurano 2% del O2 a 2 L/min.
    Nota: La anestesia adecuada se determina con la falta de movimiento activo y el mantenimiento de la respiración espontánea.
  5. Una vez anestesiados, depilarse la espalda y el flanco de los animales con loción de retiro del pelo (como Pamela) y una máquina de afeitar.
  6. Traslado del animal a la plataforma de proyección de imagen con el lado abdominal, donde la nariz del animal se coloca en una ojiva y asegurada al inhalar isoflurano.
  7. Colocar ungüento óptico en ojos del animal para prevenir la resequedad. El ratón en el lugar para evitar cualquier movimiento involuntario de la cinta.
  8. Identificar hígado murino, la vena cava, bazo, riñón izquierdo y la glándula suprarrenal izquierda adyacente mediante visualización ecográfica.
  9. Utilizar guantes estériles, mascarilla y gorro para protección personal y mantenimiento de condiciones estériles. Bajo dirección del ultrasonido, suavemente inserte un catéter 22G a través de la piel y músculo de nuevo directamente en la glándula suprarrenal izquierda para proporcionar un canal para la inyección celular. Retire la aguja y deja el catéter en su lugar.
  10. Carga una jeringa Hamilton refrigerada equipado con una aguja de pequeño calibre con 10 μl de solución de la célula, entonces guía la jeringa stereotactically a través del catéter colocado en el centro de la glándula suprarrenal.
  11. Inyectar las células específicas del tejido suprarrenal. Deje la aguja en su lugar por 1-2 min permitir el matrigel establecer. Lentamente retire la aguja, seguida de la remoción del catéter.
  12. Coloque el ratón en su jaula y asegúrese de que el ratón recupera la conciencia suficiente para mantener el recumbency esternal.
    Nota: debido al carácter mínimamente invasivo de esta técnica, dolor post procedimiento es mínima, pero siendo monitoreados sobre una base diaria con controles de salud de ratones. "debe seguirse con una frase:"si inesperados signos de dolor o angustia se identifican durante el curso de un experimento, consultar con la unidad de apoyo veterinario institucional para obtener información sobre la analgesia u otro tipo de atención médica.

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Representative Results

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Utilizando los procedimientos presentados, implantación guiada por ultrasonido de las células NB en la glándula suprarrenal se realizó en una sala de procedimientos dedicado equipada con una mesa quirúrgica climatizada. Cojines de brazo y pie fueron colocados para supervisar la actividad de corazón murino (figura 1A). El animal seguía siendo anestesiado con isoflurano con inhalación de cono de nariz. Utilizando una sonda de ecografía de alta resolución, el riñón izquierdo se identificó con la glándula suprarrenal sólo craneal al riñón (figura 1B). La aguja entonces se avanzó en la glándula suprarrenal bajo visualización directa (figura 1). Durante la inicial utilización de esta técnica, se utilizó una mezcla de tinte de azul de metileno y matrigel para confirmar la correcta localización de la glándula suprarrenal. El animal fue sacrificado, y el éxito del procedimiento fue confirmado en necropsia visualizando el tinte de azul de metileno debajo de la cápsula de la glándula suprarrenal (figura 1).

Ultrasonido semanal y proyección de imagen de bioluminiscencia fueron las modalidades usadas para controlar el tumor engraftment y tasa de crecimiento. Imágenes de bioluminiscencia de la región de interés se midieron como /steridian fotones/s/cm2(/sr p/s/cm2) con una cuenta mínima de 106 a 108 indicativo del tamaño del tumor adecuada para experimentos preclínicos9 ( Figura 2). Análisis mediante t -test mostró un aumento estadísticamente significativo en la bioluminiscencia fue observado durante el período de ocho semanas (* p< 0.05; **p< 0.001; ***p< 0.0001). Proyección de imagen de ultrasonido permite mediciones no invasivas de la área del tumor y el volumen. Esto junto con la medida de bioluminiscencia monitoreados engraftment del tumor y la progresión (figura 3). Procedimientos similares fueron utilizados para las células ES inyectadas en la cápsula renal secundario (figura 4).

Análisis bruto e histológico de los tumores resultantes caracterizan los tumores primarios y metástasis en la autopsia. Las muestras de tejido fueron examinadas para patrones morfológicos de la célula y manchadas de marcadores específicos de tumor (figura 5, figura 6). Engraftment del tumor primario para líneas celulares NB (IMR32, SH-SY-5Y, SK-N-BE2, UMNBL001, UMNBL002) varió de 62-100%, con metástasis en el 0-100% de los ratones inyectados. Las metástasis más sólidas fueron vistas en el SK-N-BE2 (33%) y UMNBL002 (100%). Sitios metastáticos para NB fueron los ganglios linfáticos, hígado, pulmón y hueso cortical. Engraftment capsular renal sub líneas de celular ES (A4573, A673, CLA-25, TC-32) entre 60-100%, con metástasis en 0-40% de los ratones inyectados. Sitios metastásicos examinados es incluyen los ganglios linfáticos, los huesos corticales y los pulmones. El engraftment más robusto (100%) y metástasis (40%) se observaron en ratones de xenoinjerto TC-32.

Figure 1
Figura 1 . Localización de murino suprarrenal y NB guiada por ultrasonido implantación celular. (A) la proyección de imagen de ultrasonido alta resolución de los órganos abdominales murinos permitieron glándula suprarrenal la implantación de células tumorales. (B) izquierda riñón fue identificado. (C) la glándula suprarrenal izquierda se encuentra adyacente al riñón izquierdo como un hypoechoic (oscuro) alrededor de la estructura. La aguja avanzó en el seguido por la inyección de células de la glándula suprarrenal. (D) una mezcla de matrigel y colorante de azul de metileno se utilizó para evaluar la exactitud de los procedimientos de inyección. Representante ex vivo imagen de la izquierda riñón y glándula suprarrenal con tinte matrigel y azul de metileno en la cápsula de la glándula suprarrenal y el espacio peri-suprarrenal. Esta cifra ha sido modificada con autorización de Van Noord, R.A. et al. 11. por favor haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Figure 2
Figura 2 . En vivo imágenes de bioluminiscencia de tumor engraftment y tasa de crecimiento. (A) humanas xenoinjertos suprarrenales de NB fueron monitoreados para el engraftment y crecimiento del tumor durante ocho semanas. (B) señal de bioluminiscencia máxima se determinó dentro de la región de interés. Líneas celulares NB (SH-SY5Y, IMR 32, SK-N-BE2) y células derivadas del paciente (UMNBL001, UMNBL002) habían aumentado patrones radiance y el crecimiento en el tiempo. Aumento de bioluminiscencia durante el período de ocho semanas fue estadísticamente significativa (*p< 0.05; **p< 0.001; ***p< 0.0001). Esta cifra ha sido modificada con autorización de Van Noord, R.A. et al. 11. por favor haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Figure 3
Figura 3 . En vivo proyección de imagen de ultrasonido del engraftment del tumor y crecimiento. Proyección de imagen de ultrasonido monitorear en vivo la progresión del tumor. Se muestran imágenes de ultrasonido y las correspondientes imágenes de bioluminiscencia en uno, dos y ocho semanas. En una semana, engraftment fue visualizado en ambas modalidades por imágenes. Volumen y área del tumor se calcularon usando proyección de imagen de ultrasonido. Imágenes de ultrasonido 3D reflejaron suprimidos tumores al final del estudio. Esta cifra ha sido modificada con autorización de Van Noord, R.A. et al. 11. por favor haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Figure 4
Figura 4 . Localización de riñón murino y guiada por ultrasonido implantación de células madre embrionarias. (A) bioluminiscencia fue utilizada para supervisar el crecimiento y el resplandor del tumor. (B-C) Animales desarrollaron tumores localmente invasivos que distorsionan las estructuras abdominales circundantes e invadieron en las estructuras locales como músculo. Esta cifra ha sido modificada con autorización de Van Noord, R.A. et al. 11. por favor haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Figure 5
Figura 5 . La histopatología del tumor de tumores xenoinjerto NB y ES. (A) NB xenoinjerto ratones tenían tumores primarios localmente infiltrativos en los sitios de la glándula suprarrenal y peri-suprarrenal, que distorsiona los órganos abdominales adyacentes. (B) microscópico (20 X barra = 50 μm), los tumores suprarrenales xenoinjerto demostraron características morfológicas consistentes con NB humano (racimos de mal diferenciados angular células redondas), incluyendo pseudo ocasional formación de roseta (flecha). (C) Tumor tejido demostró immunoreactivity de fuerte tirosina hidroxilasa (marcador tumoral de NB) (40 X barra = 40 μm; control positivo se muestra en el panel izquierdo de tinción 1: 100). (D) ES xenoinjerto tumor tenía características histologic constantes con ES infiltrativa (40 X, barra = 40 μm), racimos de angular a células epitelioides separaron por un estroma vascular fino fibro, deformando y la compresión normal del riñón adyacente (flecha; comprimido restos de parénquima renal). (E) tejido del tumor ES demostraron el immunoreactivity fuerte membrana para el marcador del tumor ES CD99 (40 X barra = 40 μm; control positivo se muestra en el panel izquierdo de tinción 1: 100). Esta cifra ha sido modificada con autorización de Van Noord, R.A. et al. 11. por favor haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Figure 6
Figura 6 . Las metástasis distantes se convirtieron en xenoinjertos establecidas por técnica de inyección guiada por ultrasonido. (A) proyección de imagen que muestra el tumor primario de NB en el espacio de la glándula suprarrenal y focos metastáticos en hueso cortical de bioluminiscencia. (B) microscópico análisis demostraron un tumor metastásico (flecha) deformando la cavidad de la médula y el hueso cortical del fémur proximal (4 X barra = 400 μm). (C) inmunoreactividad citoplasmática de tirosina hidroxilasa del sitio metastásico de hueso cortical NB (40 X barra = 40 μm). (D) la microscopia de xenoinjerto ortotópicos derivados del paciente (UMNBL002) con una metástasis hepática (flecha) dentro de una vena hepática (punta de flecha muestra células endoteliales) y que infiltran el parénquima adyacente hígado (L) (20 X barra = 50 μm). (E) micro metástasis del neuroblastoma (flecha) dentro de la parenquimia de pulmón (40 X barra = 40 μm). Esta cifra ha sido modificada con autorización de Van Noord, R.A. et al. 11. por favor haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

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Discussion

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Implantación guiada por ultrasonido de las células NB y ES es un método seguro y eficaz para establecer xenoinjertos murinos confiables para los estudios preclínicos en Biología del cáncer. Fundamental para el éxito de la guiada por ultrasonido implantación dirigida de tejido es la presencia y la disponibilidad de personal capacitado con experiencia en la localización anatómica del órgano de interés y en inyección estereotáctica de las células tumorales.

La disociación del tejido del tumor demostró para ser un paso crucial en el desarrollo del modelo de xenoinjerto derivados del paciente descrito. Tejido tumoral nativa incluye un microambiente celular y el tejido conectador circundante que puede afectar la absorción de tumor o injerto. Recuento, después de que el proceso de disociación era completo, provisto de un indicador de la densidad celular en la muestra, 2 x 105 células/10 μL considerada un conteo de células óptimas para la implantación y el engraftment acertado tumor.

Luciferase etiquetado de células para la validación del engraftment del tumor y seguimiento del crecimiento del tumor mediante la medición de la señal de la bioluminiscencia, con 106 a 108 se considera indicativo de tumor absorción9. Para asegurar el éxito de transducción, actividad luciferasa fue confirmada en vitro antes de la inyección de las células. Esto se realizó por inmunofluorescencia, kits de ensayo de luciferasa y también mediante el examen de las células para la señal de la bioluminiscencia. Configuración utilizada para medir la bioluminiscencia se mantuvieron constante, proporcionando datos consistentes durante las mediciones semanales.

Ex vivo el análisis histopatológico de los tumores confirmó el tipo de células y la morfología de los tumores resultantes con la tinción específica de marcadores de proteínas. El análisis histopatológico confirmó engraftment del tumor y metástasis demostrada por ultrasonido e imágenes bioluminiscentes.

Ventajas de la implantación celular guiada por ultrasonido son su naturaleza no invasiva, el tiempo de recuperación mínimo de animales y creciente éxito en el establecimiento de varios modelos de xenoinjerto de éxito. Proyección de imagen de ultrasonido también proporciona un método confiable para monitorear en vivo tumor progresión y tumor volúmenes. En estos modelos preclínicos, tumores progresaron a la enfermedad localmente invasiva con metástasis dentro de 5 semanas. Limitaciones son la disponibilidad de tecnología de imágenes de alta resolución y la capacidad de localizar sistemáticamente el órgano Diana. Disponibilidad de personal con experiencia en proyección de imagen de ultrasonido del órgano de interés son componentes críticos de esta técnica.

La disponibilidad de imágenes por ultrasonido de alta resolución ha aumentado sustancialmente en la última década y su uso sigue creciendo no sólo en la práctica clínica, sino también en la investigación de laboratorio. La utilización del ultrasonido para el desarrollo de moderno xenoinjertos murinos es una aplicación prometedora, con potencial para el avance de modelos de investigación preclínica para el descubrimiento de fármacos de cáncer.

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Disclosures

Los autores no tienen ninguna revelación.

Acknowledgments

Este trabajo recibió apoyo de la Robert Wood Johnson Foundation/Amos Facultad desarrollo programa, Taubman Instituto de investigación médica y la sección de cirugía pediátrica, la Universidad de Michigan. Los autores desean agradecer a Kimber Converso-Baran y Dr. Marcus Jarboe la asistencia con los procedimientos de inyección de ultrasonido y la plataforma de proyección de imagen. Damos las gracias por su ayuda con los gráficos de la figura Paul Trombley. También agradecemos al Departamento de Radiología de la Universidad de Michigan para el uso del centro de imagen Molecular y el núcleo de la proyección de imagen del Tumor, que son apoyados en parte por integral cáncer Centro NIH, otorgar CA046592 P30. La Universidad de Michigan fisiología Phenotyping núcleo que es apoyado en parte por donaciones de fondos de los NIH (OD016502) y el Centro Cardiovascular de Frankel. Autenticación de línea celular se realizó en las instalaciones de IDEXX RADIL Bioresearch, Columbia, MO. Agradecemos a Tammy Stoll, Dr. Rajen Mody y el programa de Oncología Tumor sólido de Mott. Nuestros pacientes y sus familias son reconocidas con gratitud por su inspiración, valor y apoyo continuo de nuestra investigación.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Mice
NOD-SCID Charles River 394
NSG The Jackson Laboratory 5557
Cell Line 
NB
IMR-32 ATCC CCL-127 Established human neuroblastoma cell line
SH-SY5Y ATCC CRL-2266 Established human neuroblastoma cell line
SK-N-Be2 ATCC CRL-2271 Established human neuroblastoma cell line
ES
TC32  COGcell.ORG Established human Ewing's Sarcoma cell line
A673 COGcell.ORG Established human Ewing's Sarcoma cell line
CHLA-25 COGcell.ORG Established human Ewing's Sarcoma cell line
A4573 COGcell.ORG Established human Ewing's Sarcoma cell line
Cell Line media
RPMI Life Technologies 11875-093
Matrigel BD BioSciences 354234
Dissociation
Dissection Tools KentScientific INSMOUSEKIT
Human Tumor Dissociation Kit  MACS Miltenyi Biotec 130-095-929
gentleMACS dissociator MACS Miltenyi Biotec 130-093-235
gentleMACS C tubes MACS Miltenyi Biotec 130-096-334
Cell Strainer Corning 431751
Luciferase Tagging
Lenti-GFP1 virus University of Michigan, Vector Core Luciferase Virus
Steady Glo-Luciferase Assay Kit Promega E2510
Bioluminescence Imaging
Ivis Spectrum Imaging System PerkinElmer 124262
D-Luciferin Promega E160X
Anesthetic
Inhaled Isoflurane  Piramal Critical Care Inc 66794-0017-25
Ultrasound Guided Injection
Vevo 2100 High Resolution Imaging Vevo 2100
Hamilton Syringes (27 gauge needle) Hamilton 80000
22 Gauge Angiocatheter BD Biosciences 381423
Optical ointment Major Pharmaceuticals 301909
Nair Church & Dwight Co Hair Removal agent
Aquasonic 100 Ultrasound Transmission gel Parker Ultrasound gel
Histology
CD99 DAKO M3601 Primary Antibody
Tyrosine Hydroxylase Sigma-Aldrich T2928 Primary Antibody
Secondary HRP-Polymer antibody Biocare BRR4056KG
Miscelleneous
10 mL Pipettes Fisher Scientific 13-676-10J
5 mL Pipettes Fisher Scientific 13-676-10H
1.5 mL Microcentrifuge tubes Fisher Scientific 05-408-129
P1000 pipette Eppendorf 3120000062
P200 pipette Eppendorf 3120000054
P1000 pipette tips Fisher Scientific 21-375E
P200 pipette tips Fisher Scientific 21-375D
Portable pipette aid Drummond 4-000-101
digital animal Weighing Scale  KentScientific SCL-1015
Calipers Fisher Scientific 06-664-16
6well low attachment plates Corning 07-200-601
10 cm Tissue Culture Treated Dishes Fisher Scientific FB012924
Polybrene Sigma-Aldrich TR-1003-G

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References

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Utilización de ultrasonido guiado implantación celular dirigida de tejido para el establecimiento de xenoinjertos de tumores metastásicos biológicamente relevantes
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Thomas, T. T., Chukkapalli, S., Van Noord, R. A., Krook, M., Hoenerhoff, M. J., Dillman, J. R., Lawlor, E. R., Opipari, V. P., Newman, E. A. Utilization of Ultrasound Guided Tissue-directed Cellular Implantation for the Establishment of Biologically Relevant Metastatic Tumor Xenografts. J. Vis. Exp. (135), e57558, doi:10.3791/57558 (2018).More

Thomas, T. T., Chukkapalli, S., Van Noord, R. A., Krook, M., Hoenerhoff, M. J., Dillman, J. R., Lawlor, E. R., Opipari, V. P., Newman, E. A. Utilization of Ultrasound Guided Tissue-directed Cellular Implantation for the Establishment of Biologically Relevant Metastatic Tumor Xenografts. J. Vis. Exp. (135), e57558, doi:10.3791/57558 (2018).

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