Summary
Cet article décrit une méthodologie détaillée d’utiliser un caoutchouc de silicone de plomb radio-opaque pour perfuse la vascularisation murine pour la quantification de diamètre aortique dans un modèle murin d’anévrisme de l’aorte et de dissection.
Abstract
Dissection et anévrisme de l’aorte est associées à une morbidité et mortalité dans la population et peut être souvent mortelles. Parmi les modèles animaux de maladies aortiques, l’imagerie in vivo du système vasculaire a été limitée. Ces dernières années, les micro-computerized tomography (micro-CT) a émergé comme une modalité privilégiée pour grands et petits navires d’imagerie tant in vivo et ex vivo. En conjonction avec la méthode de moulage vasculaire, nous avons utilisé avec succès micro-CT pour caractériser la fréquence et la distribution de pathologie aortique chez les souris C57/Bl6 β-aminopropionitrile-traitées. Les limites techniques de cette méthode incluent des variations dans la qualité de la perfusion introduite par manque de préparation animale, l’application de méthodes appropriées pour la quantification de taille de navire et les non-chances de survie de cette procédure. Cet article décrit une méthodologie pour la perfusion intravasculaire d’un caoutchouc de silicone radio-opaque à base de plomb pour la caractérisation quantitative d’aortopathy dans un modèle murin d’anévrisme et dissection. En plus de visualiser la pathologie aortique, cette méthode peut être utilisée pour l’examen des autres lits vasculaires in vivo ou lits vasculaires enlevés post-mortem.
Introduction
L’incidence de la dissection aortique est 3 cas pour 100 000 habitants par an1. Dissection aortique anévrismale maladies et représentent plus de 10 000 morts aux Etats-Unis chaque année, soit 1-2 % de tous les décès dans les pays occidentaux2. La dissection aortique est initiée par une déchirure dans la couche intimale du navire avec la propagation du sang à travers les couches de la paroi aortique sous pressions physiologiques. Pressions élevées impulsion patients sont associées à une incidence accrue de dissection et de complications. Contrainte de cisaillement mur accrue est associée liée l’expansion de la paroi aortique conduisant à un anévrisme formation3,4. Conséquences de la dissection aortique comprennent l’occlusion du débit sanguin à des organes éloignés, y compris le cerveau, reins, intestins et des membres, la formation d’anévrismes chroniques, rupture ou décès5,6,7.
À l’heure actuelle, les processus biochimiques et cellulaires impliqués dans l’initiation et la progression des anévrismes de l’aorte et les dissections sont encore mal compris. Reproductibles modèles animaux d’anévrisme de l’aorte et de dissection sont essentiels à la compréhension de leur physiopathologie. Β-aminopropionitrile (BAPN) est un inhibiteur de la lysyl oxydase, qui empêche la mise en réseau d’élastine et de collagène et s’est avéré sensiblement modifier la structure de la matrice extracellulaire de mur de navire et de son intégrité biomécanique6, 8. Les rongeurs traités avec BAPN ont été utilisés comme un modèle animal commun d’anévrisme de l’aorte et dissection9,10.
Les modalités d’imagerie vasculaires contribuent à identifier les pathologies vasculaires, confirmant la perméabilité vasculaire et évaluer la perfusion de l’organe. Récemment, micro-la tomodensitométrie (micro-CT) a été utilisée pour étudier la vascularisation de la souris et de même taille des animaux. Contrairement à l’OS, l’imagerie axiale des vaisseaux sanguins de la tomodensitométrie est limité, comme sang intraluminale est par nature relativement radiotransparente. Lorsqu’il est combiné avec les agents de contraste intravasculaire, cependant, micro-CT permet de reconstructions tridimensionnelles détaillées des animaux vasculatures pour l’étude de la pathologie vasculaire macro-anatomique11.
L’agent de contraste sélectionné (voir la Table des matières) est un caoutchouc de silicone radio-opaque qui contient le chromate de plomb et de sulfate de plomb. Lors de la perfusion en présence d’un catalyseur, il durcit rapidement pour former un moulage de la vascularisation avec des changements minimes dans l’architecture macro-anatomique des vaisseaux, rendant le système vasculaire très radio-opaque, par contraste avec les tissus de fond lorsque examiné par radiographie. Cet agent de contraste est avantageux car elle est facile à manipuler et permet d’éviter la dégradation des tissus et la perte du navire par suite de bris, souvent associé à la corrosion casting vasculaire. Comme il guérit avec un rétrécissement minimal12, vaisseaux de sang reste brevet et permettant une évaluation précise de la vascularisation-macro animale dans les expériences sans survie. Les travaux précédents a utilisé avec succès en caoutchouc silicone radio-opaque contraste dans une variété d’études sur les animaux. Plus précisément, l’applicabilité en visualisant les coronaires, glomérulaire, placentaire et circulations cérébrale11,12,13,14,15 a été démontrée. Dans cet article, nous détaillons la méthodologie d’une ponction ventriculaire gauche ouverte pour la perfusion intravasculaire de caoutchouc de silicone radio-opaque à base de plomb pour caractériser quantitativement BAPN-induite de la pathologie aortique dans un modèle murin de micro-CT.
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Protocol
Les protocoles pour manutention des animaux ont été approuvés par le Comité de l’urbanisme de l’Université du Maryland, Baltimore (numéro de protocole animal 0116024) et d’institutionnels animalier et organisés selon les normes AAALAC International.
1. préparation des réactifs
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Héparine
- Diluer 250 µL de 1000 sulfate d’héparine U/mL dans 50 mL de phosphate buffered saline de faire une concentration finale de 5 U/mL.
- Réchauffer le hépariné (5 U/mL) phosphate buffered saline, qui remplacera le sang dans les vaisseaux dans un bain d’eau réglé à 37 ° C.
- Préparer la pompe sous pression contrôlée par le raccordement du tube nécessaire et vider de 2 seringues de 10 mL, 1 pour le tampon physiologique hépariné et 1 pour l’agent de contraste.
- Remplir le tube avec la solution saline tamponnée au phosphate hépariné chaude et enlever les bulles d’air du circuit de la pompe de pression.
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Agent de contraste
Remarque : Veuillez vous référer à la Table des matières pour les constituants de kit d’agent de contraste.- Mélanger un composé pigmenté avec un diluant pour obtenir une teinture de 1:6 ratio diluant.
- Immédiatement avant utilisation (étape 2.3.12), ajouter 200 µL d’un adjuvant de salaison à chaque aliquote de 5 mL du composé pigmenté dilué et mélanger les bien (4 % en volume).
NOTE : Le fabricant faisait que du temps de travail est de 40 min. Comme l’agent de contraste du silicone-caoutchouc commence à se polymériser 20 min après l’addition de l’agent de durcissement, il est important de préparer la solution juste avant l’infusion.
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Eau potable BAPN
- Dissoudre le β-aminopropionitrile (BAPN) dans l’eau potable pour créer une concentration finale de 3 g/L (adapté de protocoles précédemment décrits dans la littérature)9,16,17.
- Administrer la BAPN contenant l’eau potable à un groupe de souris dès qu’ils sont de 4 semaines d’âge jusqu’au moment de la perfusion pour micro-CT.
2. opération chirurgicale
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Préparation animaux
- Sevrer les souris à l’âge de 3 semaines, leur maintien sur un cycle foncé h de lumière/12 h 12 et nourrissez-les chow rongeur standard. Pour le groupe traité BAPN, administrer l’eau potable BAPN fraîchement préparée pendant 16 à 26 semaines ad libitum. Fournir que les animaux témoins avec standard de boire de l’eau ad libitum.
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Technique anesthésique
NOTE : 24h avant l’analyse de la CT, la procédure suivante est réalisée. Procédures chirurgicales sont adoptées pour préparer l’échantillon pour une perfusion intracardiaque post-mortem.- Induire une anesthésie par un réservoir d’induction avec 100 % de O2 et 3 % isoflurane envoyées via un vaporisateur de précision. Après l’induction de l’anesthésie, cessez l’isoflurane et rincer la chambre avec O2. Maintenir l’anesthésie avec 2 à 2,5 % isoflurane et 1 L/min d’O2 via un cône de nez.
- Fixer aussi bien la chambre de l’induction et le masque facial à un piégeur de charbon de bois pour protéger le personnel pour l’adsorption de gaz résiduel. Assurer un plan anesthésique adéquat en démontrant qu’il n’y a pas de réponse à des stimuli nociceptifs (pincement de l’orteil).
- Préparer un champ opératoire consistant en un plateau chirurgical et les instruments chirurgicaux nécessaires.
- Transférer l’animal dans le champ opératoire et le positionner en décubitus dorsal.
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Technique opératoire
- À l’aide de ciseaux, faire une incision médiane à travers la peau et des tissus mous d’à mi-chemin entre la symphyse pubienne à l’encoche sternal, qui s’étend à travers la peau et des tissus mous sus-jacentes le sternum.
- À l’aide de ciseaux, de créer un trou dans le diaphragme à le processus xiphoïde pour entrer dans la cavité thoracique.
- Utiliser des ciseaux à disséquer la membrane de la paroi ventrale poitrine, sur le plan bilatéral.
- Couper à travers les cartilages pour séparer les nervures du sternum à la frontière droite sternal.
- Appliquer une fine pince hémostatique à la pointe du sternum (près le processus xiphoïde) et déplacer la pince hémostatique parotidien afin qu’il soit positionné au-dessus de la tête de la souris. Cela se rétracte le thymus et le sternum du cœur, exposant ainsi le cœur et les gros vaisseaux pour davantage de manipulation.
- Fortement disséquer toutes les pièces jointes entre le cœur et la paroi thoracique.
- Relier l’aiguille du cathéter IV 27-manomètre à une seringue pré-chargé avec 10 mL de solution saline tamponnée au phosphate hépariné (5 U/mL) et remplir tous les tuyaux avec le tampon afin de retirer les bulles d’air des tubes de la pompe de pression.
- Faire attention tout en préparant le fluide sous forme de bulles dans la ligne fluide peut gêner le remplissage des récipients plus petits. Limiter le nombre de navires qui a été endommagée lors de la préparation de l’animale, car cela provoquerait l’agent de contraste à fuir hors les vaisseaux sectionnés, changeant le volume requis pour un remplissage complet et en introduisant des artefacts à l’imagerie finale.
- Percez le ventricule gauche avec une aiguille de calibre 27 qui est stabilisée avec une pince à angle droit. Immédiatement, inciser le ventricule droit ou la veine cave inférieure pour vidanger la solution de l’héparine et le sang.
Remarque : L’héparine est utilisée comme anticoagulant pour empêcher le sang de coagulation dans les vaisseaux après la mort de l’animal. - Perfuse l’animal à un taux constant de 2 mL/minute à l’aide d’une pompe à seringue unique. Notez le blanchiment visibles des organes. Continuer la perfusion jusqu'à ce que le perfusat drainage de la circulation veineuse est exempt de sang (environ 5 à 6 mL). Arrêter la pompe.
- Débranchez la tubulure du cathéter IV de la seringue de 10 mL, en prenant soin de ne pas pour perturber la position de l’aiguille dans le ventricule gauche.
- Immédiatement après l’exsanguination complete, séparer la solution d’agent de contraste en aliquotes de 5 mL et ajouter l’agent de durcissement en ce moment (Voir l’étape 1.2). Mélangez-les bien. Élaborer des 5 mL du mélange agent de contraste dans une seringue de 10 mL et perfuse l’animal avec elle.
- Pour une obturation complète des vaisseaux (artères et veines), continuer la perfusion au-delà du point quand on voit sortir la solution veineuse. Recherchez les signes d’une perfusion réussie, y compris la visualisation d’un agent de casting dans les artères coronaires, les artères pulmonaires, intestin et vascularisation du foie.
- L’agent de contraste va guérir après environ 20 minutes à température ambiante. Après durcissement, récolter des organes individuels, au besoin et fixez-les dans 10 % de formol tamponné neutre. Difficulté des carcasses entières si les échantillons ne sont pas utilisés pour micro-tomodensitométrie le lendemain. Si les carcasses seront utilisés le jour suivant, placez-les sur un plateau en métal et placez-les au réfrigérateur à 4 ° C pour guérir du jour au lendemain.
3. micro-tomodensitométrie et paramètres
Remarque : Les paramètres d’acquisition image spécifique sera dépendants de la machine en cours d’utilisation.
- Acquérir des images de tomographie aux rayons x calculé de chaque souris le jour suivant la perfusion à l’aide d’un micro-CT scanner à l’aide d’une tension de tube à rayons x de 55 kVp, un courant de 150 μA, un facteur de grossissement de système de 2,19 et un CCD caméra pixel binning facteur 2. Cela donne une taille de pixel effectif de 29 µm.
- Mettre la carcasse de la souris en position couchée sur la table de micro-CT scanner et obtenir un scout analyse aux rayons x.
- Le détecteur de champ de vision de 57,4 mm (axial) x 37,1 mm (transversale) l’accent sur le torse à l’image de toute la longueur de l’aorte.
- Acquérir 180 projections d’image avec un incrément de rotation de 2 degrés et un temps par projection de 2800 ms.
- Reconstruire les images à l’aide d’un algorithme Feldkamp modifié ; la taille du voxel reconstruit est 29 x 29 x 29 µm3 (épaisseur de tranche = 29 µm) à l’aide de la visualisation 3D Multimodal plug-in pour le logiciel utilisé ici.
4. après traitement et le rendu
- Convertir les données de CT au format DICOM en utilisant le logiciel approprié.
- Analyser les images pour déterminer si un anévrisme était présent. Mesurer le diamètre de l’axe mineur au point plus large de l’arc aortique, descendant de l’aorte thoracique, et aorte abdominale décrite précédemment18 (Figure 1).
Remarque : Dans notre étude, les images ont été analysés par deux observateurs indépendants (un aveugle) utilisant un viewer DICOM pour déterminer si un anévrisme était présent. Le diamètre de l’axe mineur a été mesuré au point plus large de l’arc aortique, descendant l’aorte thoracique et l’aorte abdominale comme décrit précédemment19 (Figure 1). Dire non-anévrysmal segments artériels des souris non traités BAPN établi diamètres normale navire servant les valeurs témoins du même âge. - Les anévrismes sont définis comme une dilatation localisée ou diffuse des segments aortiques de diamètres supérieurs à 50 % du diamètre de référence. Localisez ces basée sur les mesures ci-dessus.
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Representative Results
Afin d’évaluer le présent protocole, 20 souris adultes mâles, d’ascendance mixte comme décrit précédemment19 et de 20 à 30 semaines d’âge, avec ou sans traitement BAPN, ont été perfusés avec un caoutchouc de silicone radio-opaque à base de plomb (voir la Table des matières ) utilisant le protocole détaillé ci-dessus. Ils ont subi micro-TDM le jour suivant (Figure 1 et Figure 2). Il n’y a aucune différence significative entre les âges des souris entre les groupes comparés.
Diamètre de l’axe mineur ont été quantifiés alors chez ces souris. Le diamètre moyen de l’aorte ascendante chez les souris traitées BAPN était significativement supérieur à celui des témoins appariés selon l’âge non traités (1,43 ± 0,56 mm vs 0,93 ± 0,11 mm ; p = 0,023, non appariés étudiants t-test). L’inhibition de la lysyl oxydase avec BAPN n’avait un effet significatif sur la moyenne descendant des diamètres aortiques thoraciques ou abdominales par rapport aux contrôles appariés selon l’âge (p > 0,082, non appariés étudiants t-test, Figure 3).
Un anévrisme a été défini comme étant de 1,5 fois le diamètre moyen du groupe non traité. Il y avait une augmentation significative du nombre de souris anévrismes dans la BAPN traités comparativement aux témoins non traités BAPN (50 % des souris traitées BAPN vs 0 % des souris non traitées ; P = 0,042) par test exact de Fisher. Les anévrismes chez les souris traitées BAPN ont été identifiés exclusivement dans l’aorte, la plupart identifiée dans l’aorte thoracique (8 sur 10 anévrismes identifiés). 4 souris ont développé plus de 1 anévrisme avec la BAPN-traitement (tableau 1).
Figure 1 : images représentatives de micro-CT transversales. A. il s’agit d’une imagerie en coupes des souris non traités BAPN. B. il s’agit d’une imagerie en coupes des souris traitées BAPN. Les mesures de diamètre petit axe sont effectuées au niveau de la crosse aortique.
Figure 2 : reconstruction tridimensionnelle de l’anévrisme de l’aorte souris et dissection identifiés par micro-CT. A. il s’agit d’une reconstruction 3D représentative d’une souris BAPN traités avec un anévrisme de l’aorte abdominale sacculaire et un anévrisme aortique. B. ce panneau montre un représentant descendant la dissection aortique thoracique chez une souris traitées BAPN. Le lumen true et false sont séparés par le rabat de l’intima. La vraie lumière (TL) est le passage normal du sang et le faux chenal (FL) est le passage nouvellement créé.
Figure 3 : effet du traitement BAPN sur diamètres aortiques. Ces panneaux indiquent l’axe mineur moyens des diamètres de navire mesurés par micro-CT chez les souris mâles BAPN traités et non traités BAPN. Ces souris ont un anévrisme sont surlignées en rouge. La moyenne du groupe non traité est représentée par une ligne pointillée dans chaque panneau. a. il s’agit de l’aorte ascendante/arch (AAo/Arch) ; 0,93 ± 0,11 vs 1,43 ± 0,56 mm ; p = 0,023. b. il s’agit de l’aorte thoracique (DTA) ; 0,82 ± 0,04 vs 1.11 ± 0,43 mm ; p = 0.0817. c. il s’agit de l’aorte abdominale ; 0.66 ± 0,11 vs 0,89 ± 0,58 mm ; p = 0,296. Toutes les données sont présentées comme moyenne ± écart-type. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
| Aucun BAPN (n = 8) |
BAPN (n = 12) |
|
| Total animaux avec anévrisme | 0 | 6 * |
| Nombre total d’anévrismes | 0 | 10 |
| AAO/ARCH | 0 | 5 |
| DTA | 0 | 3 |
| AORTE ABD | 0 | 2 |
Tableau 1. Distribution anatomique des anévrismes identifiés chez les souris mâles avec et sans traitement BAPN. Ce tableau indique la fréquence des anévrismes tels qu’identifiés par micro-CT (n = 20). AAO = aorte ascendante ; DTA = décroissant aorte thoracique ; AORTE ABD = aorte abdominale. p < 0,05.
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Discussion
Micro-CT imagerie peut être utilisé pour fournir des reconstructions très détaillées et en trois dimensions de la pathologie vasculaire dans des modèles animaux. Grâce à l’utilisation de médias de contraste intravasculaires, non amélioré des tissus mous, tels que la lumière d’un vaisseau sanguin, peuvent être différenciés de ceux qui mettent en valeur. Laser Doppler, microangiography, angiographie par résonance magnétique, histologie, microscopie confocale, ou deux photons peut être utilisée pour évaluer les lits vasculaires, généralement, ils se concentrent sur une région limitée de l’étude et/ou se limitent à deux dimensions quotes-parts. Micro-CT fournit un moyen rentable d’obtenir une imagerie détaillée des structures vasculaires, ce qui peut aider à comprendre l’angiogenèse sous-jacent et de la biologie vasculaire. Autres méthodes d’imagerie des petits animaux comprennent en vivo micro-CT et l’angiographie numérique soustraction. Similaire à la technique décrite ici, en vivo micro-CT s’appuie sur un agent de contraste exogène pour augmenter la résolution. Fenestra VC et Isovue-370 sont 2 ces agents de contraste de sang-piscine qui sont disponibles pour les micro-CT. Fenestra VC a été utilisé et aurait une amélioration moyenne maximale des unités Hounsfield ~ 620 dans l’aorte 20 min après l’injection de20. Autres agents de contraste à base de nanoparticules ont également montré potentiels en CT et MRI. Une cathétérisation ventriculaire gauche sans ouvrir la poitrine est une autre méthode de perfusion toute souris pour microimaging qui a été décrit21. Imagerie par ultrasons pour la mesure longitudinale d’un diamètre vasculaire est une méthode finale qui peut être utilisée dans des études de survie.
Au cours de cette procédure, perfusion adéquate exige un degré élevé d’attention aux détails. Il est important pour la vascularisation à être complètement exsanguinés avant la perfusion avec un agent de contraste. Si le foie ne pas blanchir et reste sa couleur rouge foncé, un rinçage additionnel avec un sérum physiologique hépariné peut être nécessaire avant la perfusion avec un contraste. Exsanguination incomplète du système vasculaire peut-être affecter la qualité de l’image finale, apparaissant comme remplissage des défauts dans le système vasculaire ou artéfactuelle occlusions vasculaires distale. Par ailleurs, l’insertion de l’aiguille dans le ventricule gauche est une procédure délicate qui peut déchirer la paroi ventriculaire ou couper à travers dans le ventricule droit. Si l’aiguille est insérée dans le ventricule droit, les poumons vont être perfusés rapidement et devient jaunes très tôt au cours de la perfusion, conduisant à une perfusion vasculaire incomplète. Une rupture de vaisseau est une complication finale qui mène à une perfusion incomplète. La possibilité d’une rupture de vaisseau peut être minimisée en assurant un drainage adéquat de la circulation veineuse avant de commencer la perfusion par l’intermédiaire de l’arbre artériel. L’injection rétrograde est une méthode alternative à la perfusion un lit vasculaire, qui a été précédemment décrit à l’image du système vasculaire coronaire11. Nous avons choisi une méthode antérograde de perfusion car il représente plus fidèlement la circulation sanguine et physiologiques dans l’aorte thoracique et abdominale. La qualité de l’image obtenue avec micro-CT ne limite la capacité d’évaluer l’aorte pour thrombus intra-muros ou hématome. Cependant, les tissus mous peuvent être visualisées assez bien selon comment le protocole CT est formulé. Pour nos études, nous avons remarqué des segments de l’aorte avec défauts probablement à cause de sténoses de thrombus intraluminal de remplissage. La technique que décrit est le meilleure pour l’évaluation de l’espace intravasculaire.
En résumé, ce protocole prévoit une technique sûre pour l’examen à haute résolution du système vasculaire d’un modèle murin d’anévrisme de l’aorte et de dissection. Analyses quantitatives peut être facilement réalisés à l’aide d’images de micro-CT, qui sont en mesure de fournir une distribution précise de la vascularisation. Pour l’application des expériences illustrées dans cette publication, nous avons choisi de mesurer le plus grand diamètre aortique pour imiter la mesure des anévrismes de l’aorte dans la pratique clinique. Une combinaison de points de repère anatomiques et tranche emplacement distances peut être utilisée pour mesurer des segments spécifiques de l’aorte, le cas échéant. On montre aussi que la vascularisation perfusée animale peut être imagée et numériquement séparée de l’arrière-plan squelettique à la quantité désirée pour créer une représentation en trois dimensions des principaux vaisseaux sanguins et ses petites branches distales. Ce protocole préserve les tissus vasculaires d’intérêt, ce qui peut être incorporé à la paraffine et utilisé pour la coupe histologique pour un examen plus approfondi.
Micro-CT est une modalité d’imagerie prometteuse pour l’étude de la biologie vasculaire. Avec sa haute résolution spatiale, elle offre une occasion d’évaluer la structure, l’organisation et la pathologie des vaisseaux sanguins. La procédure décrite dans ce manuscrit exige de multiples compétences et techniques, y compris les animaux et préparation, une acquisition d’images et une quantification des résultats. Cet article a démontré avec succès une application de perfusion vasculaire pour identifier aortopathies chez la souris. D’autres études sont nécessaires afin d’évaluer son applicabilité dans d’autres modèles animaux et les processus morbides.
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Disclosures
Les auteurs n’ont rien à divulguer.
Acknowledgments
Nous tenons à remercier Mark Smith pour son aide avec l’imagerie radiographique. Ce travail est soutenu par le NIH T32 Grant for Interdisciplinary Research in Cardiovascular Disease (BOA), l’Association américaine de coeur (SMC) et la subvention de R35 NIH (DKS).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Microfil | Flow Tech, Inc | MV-122 | We use yellow, a different color can be ordered as desired. Kit includes MV-Compound, MV-Diluent, and MV-Curing Agent. |
| Heparin (1000 U/mL) | Sagent Pharmaceuticals | 25021-400-10 | |
| Phosphate buffered saline | Corning | 21-031-CV | |
| Isoflurane | Vet One, MWI | 502017 | |
| 3-Aminopropionitrile fumarate salt | Sigma-Aldrich | A3134 | |
| Single syringe pump | Fisher Scientific | 14-831-200 | |
| 27-gauge scalp vein set needle | Exel Int | 26709 | 27G x 3/4", 12" tube |
| Inveon Micro-CT scanner | Siemens Medical Solutions | ||
| Osirix MD | Pimxmeo SARL | Version 8.0.2 | |
| Inveon Research Workplace | Siemens Medical Solutions | Version 4.2 | |
| Rodent Chow | Harlan Teklad | 2018sx |
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