Summary
Cette étude présente une méthode simple d’angiographique bidimensionnelle afin d’examiner les structures vasculaires fines à l’aide d’un silicone caoutchouc injection composé et des tissus mous système à rayons x.
Abstract
L’angiographie est un outil essentiel pour l’étude des structures vasculaires dans divers domaines de recherche. Le but de cette étude est de présenter une méthode simple et angiographique pour examiner la structure vasculaire fine de tissu frais, non fixée à l’aide d’un silicone caoutchouc injection composé et des tissus mous système à rayons x. Cette étude se concentre surtout sur les territoires de Rabat utilisées en chirurgie reconstructrice. Cette étude emploie angiographie avec une injection de caoutchouc de silicone composée dans différentes conditions expérimentales utilisant des rats Sprague-Dawley. Tout d’abord, 15 MV composé et 15 mL de diluant est mélangé. Puis, 1,5 mL de la salaison est préparé, et un cathéter de 24G est canulé dans l’artère carotide commune du rat. Un robinet à trois voies est alors connecté à un cathéter et l’agent radio-opaque, après mélange avec l’adjuvant de salaison préparée, est immédiatement injecté sans débordement. Enfin, comme l’agent se solidifie, le spécimen est récolté et une image angiographique est obtenue en utilisant un système à rayons x des tissus mous. Cette méthode indique que qualité angiographie montrant des structures vasculaires fines puisse être facilement et simplement obtenu dans un court laps de temps.
Introduction
Examiner les structures vasculaires telles que les artères et les veines est une importante zone d’intérêt, particulièrement à la chirurgie réparatrice. Dans ce domaine, Rabat chirurgie est largement réalisée. Par conséquent, imagerie angiographique est activement utilisé pour étudier le territoire de Rabat, angiosome et apport vasculaire des tissus frais1. Plus précisément, il y a eu des efforts continus pour observer la vascularisation fine, y compris les vaisseaux fins tels que des veines perforantes (vaisseaux qui sortent d’un vaisseaux profonds pour atteindre la peau) et étouffer les vaisseaux (reliant les navires entre angiosomes adjacentes)2 . Ces deux types de navires sont importants en matière de reconstruction perforator flap et sont l’objet principal de la recherche3,4.
Divers matériaux sont utilisés dans l’angiographie. Tout d’abord, il y a l’encre de Chine, qui est utile à l’observation de l’anatomie générale des vaisseaux sanguins. Toutefois, il est radiotransparente, donc impossible d’obtenir des images angiographiques. Les matériaux radio-opaques plus couramment utilisés sont oxyde de plomb et de baryum. Cependant, la toxicité est un inconvénient essentiel d’oxyde de plomb, et c’est gênant d’utiliser lorsqu’il est mélangé avec de l’eau en raison de sa forme en poudre. Baryum est exempt de toxicité ; Cependant, il n’est pas très faisable, tel qu’il devrait être utilisé après dilution. Deux de ces matériaux radio-opaque ne peuvent pas traverser capillaires ; par conséquent, si une structure vasculaire tout doit être analysée, il est nécessaire d’injecter dans l’artère et la veine séparément5. En outre, les deux matériaux de provoquer des fuites de colorant au cours de la dissection anatomique, donc ils devraient être combinés avec de la gélatine. Des mélanges d’oxyde-gélatine et baryum-gélatine plomb prennent au moins un jour à se solidifier1,6,7.
Angiographie de la tomodensitométrie (TDM) est une autre méthode couramment utilisée et peut aider dans la visualisation des structures tridimensionnelles (3D)8. Cependant, les veines ne peuvent être visualisées efficacement5. Dans cette modalité, visualisation claire de la vascularisation fine tels que veines Starter est difficile, sauf si vous utilisez des équipements spécifiques. Le besoin d’équipements plus coûteux peut être un désavantage, alors angiographie ne peuvent pas être utilisé dans tous les laboratoires. En revanche, le système de radiographie des tissus mous sont relativement bon marché et peuvent opérer plus facilement. Ce système est optimal pour la visualisation des tissus mous et peut fournir des images des tissus mous plus élevée que le système de radiographie simple. Bien que le système de radiographie elle-même des tissus mous ne peut pas afficher des images en 3D, il peut aider à visualiser les structures vasculaires bien plus clairement que l’angiographie. Par conséquent, nous avons utilisé le système de radiographie des tissus mous dans nombreuses expériences, notamment dans les différents modèles de Rabat et anatomie de base2,9.
Enfin, l’utilisation de l’angiographie composé du injection caoutchouc silicone offre de nombreux avantages. Parce que les divers agents de couleur sont préparés, il peut être injecté et afficher les couleurs reconnaissables comme l’encre de Chine. Donc, il est possible d’étudier simultanément l’anatomie générale et l’angiographie. Il peut aussi bien traverser capillaires et permettre les veines à visualiser, permettant les examens des fines structures vasculaires. À la différence du mélange de gélatine, l’injection de caoutchouc de silicone composée se solidifie dans un court laps de temps, environ 15 minutes, sans aucune procédure supplémentaire. L’ensemble du processus est résumé dans l’image schématique à la Figure 1.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Toutes les procédures, y compris les sujets animaux, ont été approuvés par l’animalier institutionnel et utilisation comités de Seoul National University Hospital (IACUC no 10-0184). Ce protocole est optimisé pour la recherche sur la vascularisation du lambeau. Cet exemple est basé sur un modèle quatre-territoire rabat dans nos rapports précédents.
1. établir une Condition de Rabat
Remarque : Il est important de générer un changement vasculaire dans un modèle de rat rabat 4 à 5 jours avant l’estimation visible6,7.
- Utilisez pesant 200-250 g de rats Sprague-Dawley mâles de 7 semaines.
- Anesthésier les rats l’isoflurane à 3-5 % pour l’induction et 2 à 2,5 % pour l’entretien. Effectuer un essai de réflexion orteil pincée retrait pour confirmer que la profondeur de l’anesthésie est suffisante. Injecter le meloxicam 5mg/kg par voie sous-cutanée pour soulager la douleur.
- Raser le tronc à l’aide d’une tondeuse de poils d’animaux et de la crème dépilatoire (thioglycolique acide, 80 %). Préparer un champ opératoire stérile avec 10 % polyvidone iodée et un drap stérile pour maintenir cet état tout au long de la procédure. Appliquer une pommade vétérinaire aux yeux à prévenir le dessèchement. Garder tous les instruments dans des conditions stériles.
- Établir le cas échéant la condition de Rabat.
- Marquer une conception de Rabat circonférentielle de la peau de l’abdomen inférieur vers l’arrière, mesure 4 x 12 cm. Repérez le centre de la poitrine à mi-chemin entre le processus xiphoïde et le pénis (Figure 1).
- Faire l’incision dans la mesure indiquée à l’aide d’une lame chirurgicale.
- Disséquer le rabat à l’aide de ciseaux, y compris la peau et panniculus carnosus.
- Disséquer autour du pédicule vasculaire [bilatérale profonde circonflexe iliaque (DCI) et bilatérales superficielle inférieure épigastrique (SIE) navires] au bas de l’abdomen et exposer le pédicule vasculaire à l’aide d’une loupe chirurgicale et instruments microchirurgicaux.
- Maintenir ou ligaturer les vaisseaux selon les conditions souhaitées.
- Diviser le rabat le long de la ligne dorsale médiane avec une lame chirurgicale ou des ciseaux.
- Posez le rabat dans sa position d’origine et fixer avec une agrafeuse de peau.
- Appliquez un onguent topique sur la plaie chirurgicale pendant 3 jours et de fournir l’analgésie postopératoire en administrant le meloxicam à une dose de 5 mg/kg par voie orale une fois par jour pendant 3 jours.
- Confirmer que le rat reprend conscience suffisante pour maintenir le décubitus sternal. Retourner le rat dans la cage et le déplacer dans le secteur du logement. Appliquer un style élisabéthain collier pour chaque rat.
2. préparation des Instruments
- Préparer un cathéter de 24G et d’un robinet à trois voies.
- Préparer les pinces de moustique, petits ciseaux, un bistouri et une lame chirurgicale.
- Préparer l’agent angiographique (injection de caoutchouc silicone composée).
- Mélanger l’agent couleur composé avec le diluant dans le godet à urine stérile. Assurer une quantité égale de poids : 15 d’agent de couleur composé et 15 mL de diluant MV chez un rat (rat Sprague-Dawley, 200-250 g).
- Ajouter l’agent de durcissement par 5 % de la masse ou le volume de la solution de mélange immédiatement avant l’injection : 1,5 mL de polymérisation agent dans un rat (rat Sprague-Dawley, 200-250 g).
3. préparation de l’artère de rat
- Isoflurane permet d’anesthésier les rats (3-5 % pour l’induction) et 2 à 2,5 % pour l’entretien. Effectuer un essai de réflexion orteil pincée retrait pour confirmer que la profondeur de l’anesthésie est suffisante.
- Raser le cou à l’aide d’une tondeuse de poils d’animaux et de la crème dépilatoire (thioglycolique acide, 80 %).
- Exposer le de l’artère carotide commune10.
- Faire une incision de 2 cm médiane entre les omoplates.
- Disséquer plus profondément à l’aide de pinces de moustique et ciseaux émoussé jusqu'à ce que le complexe de la glande salivaire est exposé.
- Rétraction de la glande salivaire et carrément disséquer le muscle omohyoid longitudinalement.
- Disséquer autour de l’artère carotide commune.
- Accrochez les côtés céphaliques et caudales de l’artère carotide commune avec de la soie noire et fixez-la.
- Réaliser une cravate sur la suture proximale et traction pour maintenir l’engorgement de l’artère.
- Préparer une suture de soie à la partie caudale pour la fixation du cathéter à 24G.
4. canulation
- Cathétériser la carotide préparée à l’aide d’un cathéter de 24G.
- Serrer la cravate pré-faites dans la partie caudale et veillez à ne pas supprimer le cathéter pendant l’injection.
- Préparer la salaison (étape 1.3.2).
- Connecter le robinet à trois voies sur le cathéter.
- Confirmer le sang régurgité dans le cathéter en ajoutant une pression négative à l’aide d’une seringue vide.
5. injection
- Injecter l’injection de caoutchouc de silicone composée jusqu'à ce que la couleur de le œil et pied a changé.
Remarque : Le changement de couleur devrait apparaître en cours de fluide injectés (quantité d’injection est environ 25-30 mL pour chaque rat). - Verrouiller le robinet à trois voies et attendez que l’agent se solidifie.
- Veillez à ne pas contaminer avec l’agent, en particulier lorsque vous retirez la seringue du robinet à trois voies. Utiliser une barrière de protection tels que de la gaze ou vinyle pour séparer l’espace injection de son environnement.
Attention : Toute contamination rend difficile d’analyser l’image angiographique parce que le composé est radio-opaque. - Confirmer la cessation des battements du coeur et la respiration. Arrêter l’anesthésie.
- Observer le taux de dureté avec l’agent reste comme une référence (environ 15 min nécessaire).
- Veillez à ne pas contaminer avec l’agent, en particulier lorsque vous retirez la seringue du robinet à trois voies. Utiliser une barrière de protection tels que de la gaze ou vinyle pour séparer l’espace injection de son environnement.
6. récolte d’échantillon
- Faites une incision à l’aide d’une lame chirurgicale à la panniculus carnosus 1 cm en dehors de la trappe pour prévenir les dommages à toute structure vasculaire à l’intérieur de la trappe.
- Disséquer le long du plan préalablement découpé à l’étape 1.4 (sous le plan de panniculus carnosus) et récolter les tissus, y compris le volet et le pédicule vasculaire à l’aide de ciseaux (la structure vasculaire est incluse dans le rabat).
- Ligaturer le pédicule du lambeau utilisant une suture de soie de 5-0 et séparer le rabat du corps. Veillez à ne pas endommager la structure vasculaire.
7. capturer l’Image angiographique
- Étaler le spécimen, en veillant à ce qu’il ne fait pas plier et placez-le délicatement sur le drapé chirurgical avec une pincette.
- Prendre une image de radiographie.
- Transférer le spécimen couché sur la cassette de film dans l’échantillon de l’espace de chargement.
- La valeur des tissus mous système rayons x 60 kVp, 5 mA et l’exposition s 5.
- Développer le film dans une chambre noire à l’aide d’une machine de développement automatique.
- Scanner de film avec la meilleure résolution possible.
8. analyser l’Image6,7,11
- Distinguer les artères et veines basées sur la continuité de l’écoulement et de diamètre.
- Début de l’afflux de l’artère du pédicule mettant l’accent sur le bateau de cible en cours d’examen.
- Mesurer les diamètres avec le logiciel de la première ouverture de l’image.
- Cliquez sur le bouton de droite et tracez une ligne sur la barre d’échelle qui a la même longueur.
- Ouvert le analyser | Définissez l’échelle menu et entrez la valeur de la barre d’échelle dans la distance connue.
- Cliquez sur le bouton de droite et tracer une ligne à bord du navire dont le diamètre doit être mesurée.
- Ouvert le analyser | Mesure menu et confirmer la longueur.
- Analyser le modèle vasculaire rabat de la zone de survie.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Par suite de ce protocole, la vascularisation de rabat du rat Sprague-Dawley a été examinée. Un lambeau de peau circonférentielle du bas du ventre à l’arrière qui mesurait 4 x 12 cm a été marquer selon nos rapports précédents. Chaque échantillon était dans un état vasculaire différent.
Tous les volets étaient élevées issu de l’artère iliaque circonflexe profond (DCIA) et de la veine et puis suralimenté avec artères provenant de divers endroits. Groupe 1 avait le contrôle, groupe 2 a été suralimenté avec l’artère épigastrique inférieure superficielle ipsilatéral (SIEA), groupe 3 a été suralimenté avec le SIEA controlatérale et groupe 4 a été suralimenté avec l’ADCI controlatérale. En conséquence, angiographies de chaque volet a montré des profils différents. Si le clapet entier a été divisé en quatre zones comme la norme alors que le navire principal sur le territoire de trappe de charge, l’agent angiographique a atteint le vaisseau principal que les frais de la zone distale suivante au-delà de l’artère de suralimentation. La veine dilatée Starter a été également observée, mais ne pas vue en angiographie peau normale (Figure 2).
Dans d’autres cas, l’angiographie injection de silicone caoutchouc montre clairement les fines structures vasculaires. Ici, la méthode est avantageuse car la veine de rat est si mince et pas facilement visualisée avec l’angiographie. Haute qualité des images angiographiques affichées dilaté Starter veines même dans des conditions spécifiques regardant apport artériel et veineux drainage provenant de différentes sources (par exemple, une artère comme l’ipsilatéral DCIA ou veine comme la controlatérale veine épigastrique inférieure superficielle) (Figure 3).
Figure 1 : Schéma de l’ensemble de la procédure. Ce panneau montre la préparation de la condition de volets souhaité au préalable et la performance de l’angiographie 4-5 jours plus tard, en utilisant le procédé suivant : préparation agent angiographiques, injection, spécimen récolte et image capture. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
Figure 2 : Angiographie typique d’un dispositif hypersustentateur jour postopératoire 4 dans le lambeau de peau de rat. La peau normale représente l’origine quatre rabats territoire vasculaire dans la zone inférieure du tronc. Le volet comprend quatre territoires vasculaires, y compris les profond circonflexe iliaque bilatéral (DCI) et les superficielles inférieures épigastrique (SIE) navire territoires (carré jaune). Tous les groupes ont un pédicule vasculaire commune, la profondeur circonflexe iliaque et la veine (DCIA & V). En outre, chaque volet a une autre artère de suralimentation. Groupe 2 est suralimenté avec l’artère épigastrique inférieure superficielle ipsilatéral (SIEA), groupe 3 est suralimenté avec le SIEA controlatérale et groupe 4 est suralimenté avec l’ADCI controlatérale. Groupe 4 montre domaines différents volets ont survécu et patrons angiographiques. Parce que l’artère de suralimentation est distal par rapport à l’original pédicule vasculaire (IDEA & V), le navire majeur situé plus distalement est contrasté par l’agent (flèche jaune). Enfin, les veines dilatées starter qui relient les territoires vasculaires sont visible (flèche blanche). J’ai = ipsilatéraux ; c = controlatérale. Echelle = 1 cm. s’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
Figure 3 : Autres résultats représentatifs. Le lambeau illustré est fourni par l’homolatérale iliaque circonflexe profond (DCIA) et drainé par la veine épigastrique inférieure superficielle controlatérale (SIEV). (Coin supérieur gauche) Ce panneau montre la photographie brut du lambeau récolté. Le côté ipsilatéral montre changement congestifs, mais rabat nécrose ne se produit pas. Les deux-tiers segment moyen et distal du lambeau montrent une survie complète. (En bas à gauche) L’angiographie montre la structure vasculaire fine détaillée, y compris la veine dilatée Starter, qui relie le territoire vasculaire adjacent. (Droit) L’angiographie agrandie distingue (flèches rouges) les artères et les veines (flèches bleues) par la continuité et le diamètre des vaisseaux. En général, les veines montrent des diamètres plus importants que les artères. DCIA = l’artère iliaque circonflexe profond ; SIEV = la veine épigastrique inférieure superficielle ; la pointe de flèche blanche = la veine dilatée Starter. Echelle = 1 cm. s’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Injection de caoutchouc de silicone angiographie composé peut être effectuée facilement, ne nécessite pas de matériel coûteux et offre de nombreux avantages. Contrairement aux évaluations préopératoires et peropératoires des patients, expériences utilisant des animaux et des cadavres peuvent fournir des détails sur des conditions spécifiques, ce qui permet des études plus diversifiés et approfondies. Le modèle de rabat à l’aide de rats est particulièrement utile aux cliniciens parce que les changements dans différents contextes peuvent être observés avant les applications cliniques6,7,11. Par exemple, lorsque la suralimentation ou superdrainage est appliquée à un long Rabat, qui peut résoudre des nécroses ischémiques distaux, prédire que le résultat sur le territoire de Rabat est possible ; par conséquent, il est possible d’augmenter la survie des déflecteurs en appliquant ces techniques pour la pratique clinique (Figure 2). Dans le cas de dissection de cadavre, brutes évaluations anatomiques et angiographiques peuvent être effectuées simultanément, maximisant utilisation12 du cadavre.
L’injection de caoutchouc de silicone composée est plus facile à gérer que d’autres matériaux radio-opaque. L’injection de caoutchouc de silicone diluant et composée de mélange au préalable et en ajoutant la salaison directement avant l’injection les processus primaires sont. Comme avec d’autres méthodes d’imagerie, il faut pour éviter tout débordement pendant l’injection. Pour éviter tout débordement, nous recommandons d’utiliser un lien sécurisé et un robinet à trois voies avec un cathéter après canulation. S’il y a des fuites, le spécimen peut être contaminé par l’agent radio-opaque, abaissant sa qualité sous forme d’image angiographique. Tel que discuté, l’injection de caoutchouc de silicone composée est avantageuse en ce qu’elle se solidifie rapidement après le mélange, après environ 15 min. Toutefois, l’expérience est généralement terminée dans ce délai. Par conséquent, nous recommandons mélangeant dans seulement la quantité nécessaire pour un rat à la fois, même lors de l’exécution d’expériences multiples. Performances des rayons x d’imagerie après que solidification composée doit être effectuée avant la dénaturation du tissu frais.
La taille de la molécule de l’injection de caoutchouc de silicone composée est assez petite pour passer à travers les capillaires ; Il n’y a donc pas besoin d’injecter de l’agent dans la veine séparément, qui est un autre avantage. Au contraire, le mélange de gélatine-oxyde de plomb ou un mélange de baryum-gélatine doit être injecté dans les veines séparément pour la visualisation veineuse. Toutefois, ils ne passent par valves dans les veines, il est donc nécessaire d’effectuer des injections et des canules de série. Le flux antérograde physiologique de l’artère à la veine peut être observé lors de l’utilisation de composés d’injection de caoutchouc silicone, mais cette caractéristique n’est pas observée lors de l’utilisation d’autres agents de contraste.
Les deux artères et veines peuvent être mis en contraste avec l’injection de caoutchouc de silicone composée et peuvent être distingués selon la continuité de l’écoulement et de diamètre (Figure 3). En général, les veines montrent un diamètre relativement plus grand.
Un des inconvénients de l’exécution d’une analyse 3D en utilisant le système de radiographie des tissus mous est qu’il est plus difficile que l’utilisation de l’angiographie de CT8. Bien que la radiographie stéréoscopique est possible en utilisant le système de radiographie des tissus mous, il ne produit pas les images 3D de haute qualité vus l' angiographie de CT13. Toutefois, il est encore supérieur pour visualiser les structures vasculaires fines. Cela est particulièrement visible lorsque vous utilisez le système de radiographie des tissus mous, plutôt que le système de radiographie simple (Figure 3). À l’heure actuelle, une angiographie en temps réel est utilisée pour observer les changements 3D avec temps débit14,15. Des images 3D en temps réel ne peuvent être atteint en utilisant uniquement les tissus mous système à rayons x, mais l’angiographie en temps réel peut être obtenue par l’imagerie série utilisant le système C-bras mobile pendant l’injection. Bien que sa qualité d’image est plus faible que celle des tissus mous système à rayons x pour visualiser les structures vasculaires fines, il peut permettre l’évaluation des changements dynamiques en temps réel. Activement, nous vous recommandons cette méthode aux chercheurs qui ne peuvent pas utiliser de micro-CT ou souhaitent mener des recherches fondamentales sur les fines structures vasculaires telles que de petites veines qui ne sont pas efficacement visualisés par micro-CT.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Les auteurs n’ont rien à divulguer.
Acknowledgments
Ce travail (2017R1A2B1006403) a été soutenu par le programme de chercheur de mi-carrière grâce à une subvention de la Fondation nationale de la recherche financée par le gouvernement coréen (ministère des sciences et TIC).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| MICROFIL Silicone Rubber Injection Compounds | Flow Tech Inc. | MV-112 | White color agent |
| MICROFIL Silicone Rubber Injection Compounds | Flow Tech Inc. | MV-117 | Orange color agent |
| MICROFIL Silicone Rubber Injection Compounds | Flow Tech Inc. | MV-120 | Blue color agent |
| MICROFIL Silicone Rubber Injection Compounds | Flow Tech Inc. | MV-122 | Yellow color agent |
| MICROFIL Silicone Rubber Injection Compounds | Flow Tech Inc. | MV-130 | Red color agent |
| MICROFIL Silicone Rubber Injection Compounds | Flow Tech Inc. | MV-132 | Clear agent |
| MICROFIL Silicone Rubber Injection Compounds | Flow Tech Inc. | MV-Diluent | Diluent |
| MICROFIL CP-101 For Cast Corrosion Preparations | Flow Tech Inc. | CP-101 | Curing agent |
| SOFTEX X-ray film photographing inspection equipment | SOFTEX | CMB-2 | Soft tissue x-ray system |
| Film | Fujifilm | Industrial X-ray Film (FR 12x16.5cm) | |
| Automatic Development Machine | Fujifilm | FPM 2800 | |
| Rat | Sprague-Dawley rat weighing 200-250 g | ||
| Three-way stopcock | |||
| 24-guage catheter | |||
| Image J | National Institutes of Health | https://imagej.nih.gov/ij/ |
References
- Taylor, G. I., Minabe, T. The Angiosomes of the Mammals and Other Vertebrates. Plastic and Reconstructive Surgery. 89 (2), 181-215 (1992).
- Taylor, G. I., Palmer, J. H. The vascular territories (angiosomes) of the body: experimental study and clinical applications. British Journal of Plastic Surgery. 40 (2), 113-141 (1987).
- Geddes, C. R., Morris, S. F., Neligan, P. C. Perforator flaps: evolution, classification, and applications. Annals of Plastic Surgery. 50 (1), 90-99 (2003).
- Saint-Cyr, M., Schaverien, M. V., Rohrich, R. J. Perforator Flaps: History, Controversies, Physiology, Anatomy, and Use in Reconstruction. Plastic and Reconstructive Surgery. 123 (4), 132-145 (2009).
- Lie, K. H., Taylor, G. I., Ashton, M. W. Hydrogen peroxide priming of the venous architecture: a new technique that reveals the underlying anatomical basis for venous complications of DIEP, TRAM, and other abdominal flaps. Plastic and Reconstructive Surgery. 133 (6), 790-804 (2014).
- Chang, H., Nobuaki, I., Minabe, T., Nakajima, H. Comparison of Three Different Supercharging Procedures in a Rat Skin Flap Model. Plastic and Reconstructive Surgery. 113 (1), 277-283 (2004).
- Chang, H., Minn, K. W., Imanishi, N., Minabe, T., Nakajima, H. Effect of Venous Superdrainage on a Four-Territory Skin Flap Survival in Rats. Plastic and Reconstructive Surgery. 119 (7), 2046-2051 (2007).
- Rozen, W. M., Stella, D. L., Ashton, M. W., Phillips, T. J., Taylor, G. I. Three-dimensional CT angiography: a new technique for imaging microvascular anatomy. Clinical Anatomy. 20 (8), 1001-1003 (2007).
- Taylor, G. I., Chubb, D. P., Ashton, M. W. True and "choke" anastomoses between perforator angiosomes: part i. anatomical location. Plastic and Reconstructive Surgery. 132 (6), 1447-1456 (2013).
- Feng, J., Fitz, Y., et al. Catheterization of the carotid artery and jugular vein to perform hemodynamic measures, infusions and blood sampling in a conscious rat model. Journal of Visualized Experiments. (95), e51881 (2015).
- Park, S. O., Cho, J., Imanishi, N., Chang, H. Effect of distal venous drainage on the survival of four-territory flaps with no pedicle vein: Results from a rat model. Journal of Plastic, Reconstructive & Aesthetic Surgery. 71 (3), 410-415 (2018).
- Park, S. O., Chang, H., Imanishi, N. The free serratus anterior artery perforator flap-A case report and anatomic study. Microsurgery. 36 (4), 339-344 (2016).
- Imanishi, N., Nakajima, H., Minabe, T., Chang, H., Aiso, S. Anatomical relationship between arteries and veins in the paraumbilical region. British Journal of Plastic Surgery. 56 (6), 552-556 (2003).
- Schaverien, M., Saint-Cyr, M., Arbique, G., Rohrich, R. J. Three- and four-dimensional arterial and venous anatomies of the thoracodorsal artery perforator flap. Plastic and Reconstructive Surgery. 121 (5), 1578-1587 (2008).
- Schaverien, M., Saint-Cyr, M., Arbique, G., Hatef, D., Brown, S. A., Rohrich, R. J. Three- and Four-Dimensional Computed Tomographic Angiography and Venography of the Anterolateral Thigh Perforator Flap. Plastic and Reconstructive Surgery. 121 (5), 1685-1696 (2008).
