Summary
Un anion exchange résines méthode, adaptée au liquide impingement base bioaérosols prélèvement d’échantillons de virus est démontrée. Lorsqu’il est couplé avec la détection moléculaire en aval, la méthode permet une détection facile et sensible des virus de bioaérosols.
Abstract
Ce protocole illustre une méthode d’échantillonnage personnalisées aux bioaérosols de virus. Dans ce système, résine échangeuse d’anions est couplé avec dispositifs d’échantillonnage atmosphérique impingement liquide pour la concentration efficace des virus charge négative de bioaérosols. La résine sert donc, une étape de concentration supplémentaire du flux de travail d’échantillonnage aux bioaérosols. Extraction des acides nucléiques des particules virales est ensuite exécutée directement à partir de la résine échangeuse d’anions, avec l’échantillon qui en résulte adapté aux analyses moléculaires. De plus, ce protocole décrit une chambre aux bioaérosols sur mesure capable de générer des bioaérosols contenant des virus sous une variété de conditions environnementales et permettant une surveillance continue des variables environnementales comme la température, humidité, Vitesse du vent et la concentration massique en aérosol. Le principal avantage de l’utilisation de ce protocole est une sensibilité accrue de détection virale, telle qu’évaluée par comparaison directe avec un impacteur liquide conventionnel non modifié. D’autres avantages incluent la possibilité de concentrer des divers virus charge négative, le faible coût de résine échangeuse d’anions (~$0.14 par exemple) et la facilité d’utilisation. Les inconvénients incluent l’incapacité du présent protocole pour évaluer l’infectivité des particules virales adsorbés à la résine, et éventuellement la nécessité pour l’optimisation de la mémoire tampon de liquide d’échantillonnage utilisées au sein de l’impacteur.
Introduction
Le but de cette méthode est de fournir une plate-forme d’échantillonnage très sensibles aux bioaérosols afin de faciliter la détection moléculaire des virus charge négative de bioaérosols. Micro-organismes, y compris des particules virales, peuvent survivre en bioaérosols pendant de longues périodes de temps1. Bioaérosols peut se déplacer sur des distances relativement longues et maintenir la viabilité et infectiosité, comme en témoigne une épidémie de légionellose qui proviennent de l’industriel situés à une distance de 6 km de personnes touchées de tours de refroidissement et abouti à 18 morts,2. Transmission indirecte du virus aux humains médiées par les bioaérosols peut se produire dans divers milieux et a été démontrée pour les éclosions de norovirus dans les écoles et restaurants3,4. De même, aux bioaérosols transmission du virus peut se produire dans des milieux agricoles telles que dans les élevages de porcs et la volaille, avec cet itinéraire de transmission étant considéré comme un facteur majeur dans la circulation du virus entre les installations de production5, 6 , 7 , 8 , 9.
L’échantillonnage efficace des bioaérosols contenant des virus permet pour l’amélioration des diagnostics rapides et de la protection pour la prévention de l’épidémie, comme indiqué dans les démonstrations dans laquelle H5 grippe A virus ont été détectés de bioaérosols dans l’animal vivant commercialise en Chine et le Aux États-Unis,10,11. Les technologies actuelles de l’échantillonnage aux bioaérosols impliquent un certain nombre de principes de capture des particules différentes et peuvent être classés dans les impacteurs, cyclones, frappe et filtres12. Il n’est pas le champ d’application du présent protocole pour couvrir exhaustivement tous les avantages et les inconvénients de ces plateformes pour prélèvement d’échantillons de virus de bioaérosols ; Cependant, on peut affirmer que la majorité de ces dispositifs d’échantillonnage n’ont pas été optimisée pour la collection de virus et les bactériophages13. En outre, infectiosité des particules virales est souvent négativement affectée, avec des impacteurs liquides censées maintenir l’infectivité virale plus efficacement que l’échantillonnage des périphériques tels que les impacteurs ou filtres solides14. Cependant, un inconvénient de l’impingement liquide est l’effet de dilution de cible, qui se produit parce que les virus sont rassemblés dans des quantités relativement importantes (en général ≥ 20 mL) de liquide dans le récipient de collecte. Un autre inconvénient important implique l’efficacité sous-optimale des impacteurs liquides pour concentrer les particules < 0,5 µM en taille15. Cependant, l’efficacité de ces dispositifs de captage peut être améliorée par immobilisation sur matrices solides, comme l’immobilisation peut améliorer la préservation des acides nucléiques viraux et l’infectivité virale16,17.
Nous avons démontré précédemment que la résine échangeuse d’anions est un outil efficace pour la capture et la concentration de virus à partir de matrices liquides, y compris les bactériophages, virus de l’hépatite A, adénovirus humain et antirotavirus18,19 F-RNA ,,20. Tel que défini par le fabricant, la résine échangeuse d’anions utilisée dans ce travail est une résine d’échangeuse d’anions base solide en polystyrène macroréticulées dans laquelle fonctionnalisées amines quaternaires groupes attraction médiate et capture des anions dans un milieu liquide21 . Par conséquent, la résine échangeuse d’anions devrait capturer les virus avec des charges de surface net négatif, y compris beaucoup de virus entériques, virus de la grippe et autres virus touchant la santé publique et animale.
Le protocole actuel implique l’ajout de résine échangeuse d’anions d’un impacteur liquid. Dans ce système, la résine est une étape de concentration secondaire des particules virales capturé dans le liquide de l’impacteur. Acides nucléiques peut alors être directement éluées par petites quantités, prévoyant un échantillon concentré des analyses moléculaires. Ainsi, le principal avantage de cette méthode est l’amélioration de la sensibilité de détection virale, principalement par le biais de réduction du volume de l’échantillon. En outre, en raison de la capture de non-spécifiques inhérente des virus de charge négative, la méthode est probablement applicable pour la détection d’un grand nombre de virus d’intérêt. Ici, la méthode est démontrée pour les souches vaccinales du virus de l’influenza de type B et de type A et les coliphages FRNA MS2 (MS2). Ces virus sont détectés ultérieurement à l’aide de dosages standard qRT-PCR comme décrit précédemment22. L’utilisateur point final ne devrait pas s’attendre à rencontrer des difficultés dans l’exécution de cette méthode, car les modifications à l’heure actuelle équipement ne constituent pas des perturbations majeures au flux classique de bioaérosols d’échantillonnage et d’analyse.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
1. installation de la chambre aux bioaérosols (voir Figure 2)
-
Précharger les impacteurs liquides avec 20 mL de 0,01 M phosphate buffered saline, pH 7,5 (PBS).
- Ajouter 0,5 g de résine échangeuse d’anions et suspendre dans du PBS de l’un des impacteurs liquides, avec un autre impacteur liquide agissant comme un contrôle.
- Impacteurs liquides de position en parallèle dans la chambre aux bioaérosols, à l’aide de supports de pince avec anses aérosol face le nébuliseur.
Remarque : Voir la Figure 2 pour plus de détails. - Co-implanter un moniteur direct-lire aérosol près des impacteurs liquides pour mesurer la concentration en masse (mg/m3) d’aux bioaérosols.
- Co-implanter instrumentation direct-lecture supplémentaires (air intérieur qualité thermique et moniteur anémomètre) près des impacteurs liquides pour surveiller les variables environnementales, telles que la température, humidité et vent vitesse, au sein de la chambre aux bioaérosols.
- Exécution des ventilateurs axiaux dans les coins de la chambre aux bioaérosols pour faciliter le mélange des aérosols.
Remarque : Les ventilateurs axiaux rouler à une vitesse fixe et ne sont pas réglables.
2. modèle Bioaerosolization expériences (voir Figure 3)
- Effectuer la série, 10 fois les dilutions de MS2 phage et grippe vaccin aux concentrations souhaitées dans une solution saline tamponnée au phosphate (PBS).
Remarque : Pour démontrer la méthode ici, 103.5 FFU/mL de type A et B virus vaccin souches d’influenza et 105 UFP/mL du bactériophage MS2 sont utilisés. Pour déterminer les titres pour les inoculums, bactériophages sont propagées de Escherichia coli HS (pFamp) R et énumérés comme décrit précédemment20. Le vaccin commercial contient des quantités connues de quatre souches de virus vivants atténués grippe, deux type un virus de la grippe et deux virus de l’influenza de type B, exprimées en unités de discussion fluorescent ou FFU. - Préparer des inoculums dans le récipient de verre d’un nébuliseur jet 6 collisions en créant des suspensions de désiré concentrations de particules virales dans 100 mL de PBS et installer dans la chambre aux bioaérosols personnalisé.
- Initier des instruments pour mesurer les variables au sein de la chambre aux bioaérosols, comme la température, le % d’humidité relative, la concentration de dioxyde de carbone et par un vent (généré à l’aide d’un ventilateur axial). Utiliser un moniteur de lecture directe aérosol pour suivre la concentration en masse au sein de la chambre aux bioaérosols et pour établir la cohérence au sein et entre les essais.
- Sceller la chambre aux bioaérosols et purger pendant 10 min avec de l’air filtré HEPA.
- Livrer l’air filtré, séché sur le nébuliseur fonctionnant à 6,9 kPa.
- Générer une concentration cible de bioaérosols virale (via nébuliseur) dans chaque chambre aux bioaérosols du procès. Pour cette démonstration, bioaérosols avec une concentration de 5 mg/m3 sont générés.
- Une fois que la concentration massique de cible de l’aérosol a été atteint, cesser de nébulisation.
- Utiliser une pompe de prélèvement d’air pour chaque impacteur liquide qui a été étalonné à un débit de 12,5 L/min. conduite d’étalonnage avec une norme de débit principal avant et après chaque événement d’échantillonnage pour assurer l’uniformité dans volume de prélèvement. Dilution d’alimentation d’air en utilisant une ligne filtre HEPA située près du nébuliseur et maintenez une pression constante dans la chambre.
- Activement, goûter l’atmosphère de chambre aux bioaérosols pour une durée de 40 min pour atteindre un volume d’échantillonnage de 500 L par exemple.
Remarque : Échantillonnage pendant 40 min à 12,5 L/min avec deux pompes en parallèle permet d’échantillonnage de 1 000 L des bioaérosols. Ainsi, à la fin de l’expérience, il est prévu que la majorité de l’air présent dans l’hémicycle aux bioaérosols a été échantillonnée et rejetée dans l’environnement via un système de filtre HEPA. Ceci est démontré par la diminution de la concentration de particules. Après expérience, les surfaces sont décontaminés à l’aide de 10 % d’éthanol 70 % et de l’eau de Javel domestique. Les indicateurs sont utilisés dans cette démonstration ; Toutefois, si elle est connue des organismes pathogènes sont utilisés dans ce système, les mesures de biosécurité supplémentaires peuvent être exécutées selon les besoins.
3. acides nucléiques Extraction et qRT-PCR Detection
-
Isoler des acides nucléiques directement à partir de résine échangeuse d’anions et, aux fins de comparaison, le liquide utilisé dans les impacteurs liquides. Dans cet exemple, nous décrivons une procédure d’isolement de RNA, mais un protocole semblable pourrait être utilisé pour les virus à ADN.
- Isolement d’acide nucléique dans la résine échangeuse d’anions.
- Transférer la totalité du liquide contenant résine échange anionique de l’impacteur liquid dans un tube conique stérile de 50 mL.
- Laissez la résine s’installer et décanter lentement l’échantillon liquide de la résine échangeuse d’anions. Utiliser un embout de pipette de 1 mL pour retirer tout le liquide restant de la résine échangeuse d’anions.
- Partir d’un kit d’isolation RNA viral, ajouter 560 µL de tampon de lyse virale contenant du transporteur RNA directement à la résine échangeuse d’anions et incuber pendant 10 min à température ambiante avec mélange périodique.
- À l’aide d’une pointe de pipette de 1 mL, transférer le viral lysat (le tampon de lyse virale) à une conique stérile de 1,5 mL tube et aller de l’avant avec de l’ARN d’isolement à l’aide d’un ARN viral nécessaire (voir la Table des matières) conformément aux instructions du fabricant, sauf que l’ARN est élué dans un volume total de 60 µL de tampon d’élution.
- Acide nucléique indépendamment des impacteurs liquides.
- Distribuer 140 µL de l’échantillon liquide dans un tube conique stérile de 1,5 mL et effectuer des ARN en utilisant le kit d’isolement viral ARN conformément aux instructions du fabricant, à l’exception d’élution RNA dans un volume total de 60 µL de tampon d’élution.
NOTE : 140 µL est le volume d’échantillonnage maximale qui peut être traité avec le kit isolement viral spécifique d’ARN employé ici en une seule étape préparation.
- Distribuer 140 µL de l’échantillon liquide dans un tube conique stérile de 1,5 mL et effectuer des ARN en utilisant le kit d’isolement viral ARN conformément aux instructions du fabricant, à l’exception d’élution RNA dans un volume total de 60 µL de tampon d’élution.
- Isolement d’acide nucléique dans la résine échangeuse d’anions.
- Effectuer qRT-PCR pour la détection de MS2 et influenza de type A et type B comme décrit précédemment23,24. Dans cette démonstration, 5 µL des éluats acide nucléique sont utilisés pour qRT-PCR.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Figure 1 illustre le principe qui sous-tend la capture axée sur la charge de virus de bioaérosols par l’inclusion de la résine dans les impacteurs base liquide. La figure 2 illustre la configuration de la chambre aux bioaérosols sur mesure. La figure 3 décrit les étapes nécessaires à la mise en place l’expérience aérosolisation et les mesures pour s’assurer le contrôle de la qualité. La figure 4 montre les courbes de l’amplification pour la détection de qRT-PCR du virus charge négative capturées à partir de bioaérosols. Le tableau 1 montre les amorces et les sondes utilisées pour qRT-PCR pour les virus de l’exemple utilisé dans cette étude.
À l’aide de MS2 et influenza virus contenus dans le vaccin contre la grippe comme modèles dans la chambre aux bioaérosols personnalisé, les impacteurs liquides modifié avec résine échangeuse d’anions autorisé pour environ 3 x 9 amélioration x détection virale, selon les propres virus, par rapport à un test direct impingement liquide22. Comme le montre les courbes représentatives qRT-PCR amplification (Figure 4), détection d’un virus de la grippe pourraient être atteint jusqu'à 3,26 de type cycles plus tôt lorsque la résine échangeuse d’anions a été utilisé par rapport à l’expérimentation directe du liquide impingement. Considérant que dans un qRT-PCR qui est efficace à 100 %, un gain d’un TI correspond à une augmentation de 2 fois la concentration cible, cette différence équivaut à une amélioration 9,58 x dans la détection.
Figure 1 : impingement liquide couplé avec une résine échangeuse d’anions. Chacun des dispositifs d’échantillonnage modifiée aux bioaérosols incorpore une résine échangeuse d’anions dans sa conception. Chaque perle de résine est une sphère de 0,5 à 1,0 mm avec une surface poreuse, une caractéristique qui augmente la surface d’échange anionique. Groupes fonctionnels d’ammonium quaternaire permettent pour la capture des ions dans un milieu liquide, médiation de capture des virus avec des charges de surface net négatif, y compris les virus de grippe et les coliphages MS2, qui sont utilisés dans le présent protocole comme organismes modèles (une queues bactériophage est attiré ici comme un exemple de virus capturés). Isolement de l’acide nucléique est ensuite exécutée directement à partir de la résine (en utilisant les kits disponibles dans le commerce), avec l’échantillon adapté aux stratégies de détection moléculaires plus (qRT-PCR utilisée ici). S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
Figure 2 : chambre de bioaérosols Custom schématique. R : 6-jet nébuliseur alimentée en air filtré et séché avec une pression centrale de 6,9 kPa ; B: des ventilateurs axiaux pour faciliter le mélange de bioaaerosol uniforme ; C: moniteur d’aérosol pour déterminer les concentrations de bioaérosols relative ; D: impacteur liquide avec de la résine ; E: impacteur liquide sans résine ; F: anémomètre thermique pour mesurer la vitesse du vent ; G: moniteur de qualité d’air pour mesurer d’autres variables d’environnement dont la température, le dioxyde de carbone et pourcentage d’humidité relative ; H: pompes d’échantillonnage actif calibrés à 12,5 L/min ; I: ports de gant pneumatiquement scellé pour positionnement matériel d’échantillonnage au sein de la chambre aux bioaérosols ; J: fenêtre d’observation. Ce chiffre a été réutilisé de travaux antérieurs avec la permission de l' éditeur22. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
Figure 3 : flux de travail de l’expérience de bioaerosolization. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
Figure 4 : résine échangeuse d’anions améliore la détection de qRT-PCR basée des virus charge négative dans les bioaérosols. Dans cet exemple, virus de l’influenza type A à une concentration d’inoculum de 103.5 FFU/mL ont été atomisées dans la chambre aux bioaérosols personnalisé jusqu'à ce que la concentration en masse aux bioaérosols atteint 5 mg/m3. Impacteurs liquides avec et sans résine exerçaient simultanément à chaque échantillon (500 L) des bioaérosols. L’ARN viral a été obtenu à la résine échangeuse d’anions ou à du liquide de l’impacteur et analysé par qRT-PCR. L’expérience a été répétée en triple exemplaire. Acides nucléiques obtenus à partir des échantillons de résine ont été détectés à une moyenne Ct de 26,76, tandis que les échantillons liquides de piégeage ont été détectés à une moyenne Ct de 30.02 (ΔCt de 3.26). Cette différence de Ct est équivalente à une amélioration de 9,58 x de détection à l’aide de la résine échangeuse d’anions. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
| Virus | Nom de l’apprêt | Séquence d’amorce | Référence | |
| MS2 | Fwd gastro-intestinale | 5'-ATCCATTTTGGTAACGCCG-3' | 23 | |
| Sonde de GI | 5'-(6-FAM)-TAGGCATCTACGGGGACGA-(BBQ)-3' | |||
| Rev gastro-intestinale | 5'-TGCAATCTCACTGGGACATAT-3' | |||
| IAC Fwd (46F) | 5'-GACATCGATATGGGTGCCG-3' | |||
| Sonde IAC | 5'-(Cy5) - CACATTCACCAGGGAGACGCATGAGA-(BBQ) -3 ' | |||
| IAC Rev (186R) | 5'-CGAGACGATGCAGCCATTC-3' | |||
| virus de l’influenza de type A | Un virus de la grippe universels CDC avant apprêt | 5'-GAC ARC STC TGT CAC CCT TGA C-3' | 24 | |
| Un virus de la grippe universels CDC reverse primer | 5'-AGG GCA ATS TGG ACA AAK CGT LTC-3' | |||
| Sonde de CDC universal influenza A virus | 5'-(FAM) - TGC AGT TDC CCG TCA CTG GGC NOC-(BHQ1) -3 ' | |||
| virus de l’influenza de type B | CDC universal influenza B virus avant l’apprêt | 5'-TCCTCAACTCACTCTTCGAGCG-3' | 24 | |
| Virus de grippe universelle B CDC reverse primer | 5'-CGGTGCTCTTGACCAAATTGG-3' | |||
| Sonde de virus de grippe universelle B CDC | 5'-(JOE) - CCAATTCGAGCAGCTGAAACTGCGGTG-(BHQ1) -3 ' | |||
Tableau 1 : amorces et les sondes utilisées dans cette étude. Toutes les amorces et les sondes provenaient de Friedman et coll. 201123 et Anya & Selvarangan 201024.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Ce protocole décrit une méthode pour la capture virale sensible de bioaérosols en utilisant des impacteurs liquides mis à jour le. La méthode est optimisée pour la détection et la quantification de la charge virale dans les bioaérosols. La modification précise démontrée ici implique l’ajout de résine échangeuse d’anions à liquide contenue dans un impacteur liquid commun. Cette méthode a été développée pour sa simplicité dans le traitement de l’échantillon en aval, alors que les autres techniques de traitement d’échantillon comme la centrifugation, filtration et méthodes axées sur les précipitations n’offrent pas cet avantage. Extraction d’acides nucléiques est effectuée directement à partir de la résine, il ne soit pas la nécessité pour les grands volumes elutions et plusieurs étapes de préparation d’échantillon, en fin de compte qui contribuent à améliorer la détection de sensibilité de la méthode par réduction de l’échantillon réel volume. En outre, il a été démontré que l’immobilisation des particules virales sur solid surfaces peuvent contribuer à une plus grande stabilité de l’acide nucléique viral ou rétention d’infectivité virale17,25. Immobilisation peut contribuer davantage à l’efficacité de captage accru en réduisant les pertes dues aux reaerosolization16. La méthode pouvant être facilement couplée à des analyses moléculaires en aval (qRT-PCR a montré ici). La résine échangeuse d’anions peut être extraites à l’aide de champ et expédiée à un laboratoire de référence pour l’analyse, tandis que le matériel de prélèvement d’air peut rester dédié à la surveillance dans la zone d’échantillonnage. Comme le principe qui sous-tend la procédure consistera ã capturer des virus portant une charge de surface net négatif non spécifique, la méthode devrait être favorable à la détection de multiples virus pathogènes d’importance pour la santé humaine et médecine vétérinaire. Examiné par Michen et Graule26, un grand nombre de virus importants de santé publique et animale ont négatif net de charges de surface, avec quelques exceptions connues, telles que certaines souches de rotavirus et des poliovirus.
Ce protocole n’évalue pas directement l’effet des conditions environnementales sur la sensibilité de détection ; Toutefois, lors de l’échantillonnage de l’air est réalisée sur le terrain, il est concevable que les variables telles que l’humidité relative et de température peuvent affecter efficacité de collection à travers plusieurs types d’échantillonneurs d’air12. Ainsi, les conditions au sein de la chambre aux bioaérosols peuvent être modifiées en fonction de ces paramètres environnementaux selon les besoins. La méthode de résine d’échange anionique s’est avérée de concentrer efficacement plusieurs virus à partir des échantillons d’eau avec un large éventail de propriétés physicochimiques, indiquant cette interférence des particules, bactéries et autres environnementaux contaminants est censé être un minimum18. En outre, les tampons de la collection peuvent nécessiter optimisation pour des virus spécifiques, comme dans certains cas, il a été démontré que l’optimisation de la mémoire tampon collection peuvent entraîner une rétention améliorée de stabilité virale27. Un inconvénient de la méthode telle que présentée est le fait qu’il ne peut pas déterminer l’infectivité virale. Un autre inconvénient de ce protocole est l’incapacité à évaluer les effets potentiellement négatifs de la nébulisation et échantillonnage sur la stabilité virale, y compris la dessiccation, cisaillement et adsorption non spécifique aux bioaérosols de surfaces chambre22de l’air.
Les dispositifs d’échantillonnage modifiée aux bioaérosols pourraient être prête à un échantillonnage dans divers milieux, y compris les hôpitaux, les écoles, exploitations agricoles et autres sites sur le terrain. Parce que des modifications apportées à l’équipement d’échantillonnage air existant, il est prévu que les dispositifs mis à jour le serait facilement adoptables par les opérateurs actuellement d’échantillonnage bioaérosols de virus. Le protocole est montré ici dans une chambre aux bioaérosols sur mesure à l’aide de virus de grippe et MS2, qui sont des cibles utiles pour l’élaboration de la méthode tient au fait qu’ils sont des exemples de virus enveloppés et non enveloppés, MS2 est reconnu comme un mère porteuse du virus entériques et sont couramment employées dans l’évaluation des impacteurs22,26,27,28,29.
Travaux futurs impliquera l’optimisation des conditions de prélèvement (c.-à-d., la vitesse d’échantillonnage d’air, tampons de la collection) et l’inclusion de virus pertinents supplémentaires dans les protocoles d’analyse.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Les auteurs n’ont rien à divulguer.
Acknowledgments
Ce travail a été financé par CDC/NIOSH hautes plaines Intermountain Center for Agricultural Health and Safety (5U54OH008085) et le programme de subventions évaluation découverte Bioscience Colorado (14BGF-16).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Escherichia coli bacteriophage MS2 (ATCC 15597-B1) | American Type Culture Collection | ATCC 15597-B1 | |
| FluMist Quadrivalent | AstraZeneca | Contact manufacturer | Viral constitutents of this vaccine are subject to change on an annual basis |
| CFX96 Touch Real-Time PCR Detection System | Bio-Rad | 1855195 | |
| Primers and probes | Integrated DNA Technologies | NA | |
| 0.2 µM sterile filter | NA | NA | |
| 1 L pyrex bottles or equivalent | NA | NA | |
| 1 mL pipet tips | NA | NA | |
| 1 mL pipettor | NA | NA | |
| 50 mL serological pipet | NA | NA | |
| PCR tubes | NA | NA | |
| Pipet-aid or equivalent | NA | NA | |
| QIAamp Viral RNA Mini Kit | Qiagen | 52904 | |
| QuantiTect Probe RT-PCR Kit | Qiagen | 204443 | |
| Amberlite IRA-900 chloride form | Sigma-Aldrich | 216585-500G | |
| Phosphate buffered saline | Sigma-Aldrich | P5368-10PAK | |
| Water (molecular biology grade) | Sigma-Aldrich | W4502-1L | |
| Eppendorf DNA LoBind Microcentrifuge Tubes | ThermoFisher | 13-698-791 | |
| Falcon 50 mL Conical Centrifuge Tubes | ThermoFisher | 14-432-22 | |
| Falcon Polypropylene Centrifuge Tubes | ThermoFisher | 05-538-62 | |
| SuperScript III Platinum One-Step qRT-PCR Kit w/ROX | ThermoFisher | 11745100 | |
| SKC Biosampler 20 mL, 3-piece glass set | SKC Inc. | 225-9593 | |
| Vac-u-Go sample pumps | SKC Inc. | 228-9695 | |
| Collison nebulizer (6-jet) | BGI Inc. | NA | |
| HEPA capsule | PALL | 12144 | |
| Q-TRAK indoor air quality monitor 8554 | TSI Inc. | NA | |
| Alnor velometer thermal anemometer AVM440-A | TSI Inc. | NA | |
| SidePak AM510 personal aerosol monitor | TSI Inc. | NA | |
| Bioaerosol chamber | NA | NA |
References
- Pirtle, E. C., Beran, G. W. Virus survival in the environment. Revue scientifique et technique (International Office of Epizootics). 10 (3), 733-748 (1991).
- Nguyen, T. M., et al. A community-wide outbreak of legionnaires disease linked to industrial cooling towers--how far can contaminated aerosols spread? The Journal of Infectious Diseases. 193 (1), 102-111 (2006).
- Marks, P. J., et al. Evidence for airborne transmission of Norwalk-like virus (NLV) in a hotel restaurant. Epidemiology and Infection. 124 (3), 481-487 (2000).
- Marks, P. J., et al. A school outbreak of Norwalk-like virus: Evidence for airborne transmission. Epidemiology and Infection. 131 (1), 727-736 (2003).
- Corzo, C. A., Culhane, M., Dee, S., Morrison, R. B., Torremorell, M. Airborne detection and quantification of swine influenza a virus in air samples collected inside, outside and downwind from swine barns. PLoS One. 8 (8), e71444 (2013).
- Anderson, B. D., et al. Bioaerosol sampling in modern agriculture: A novel approach for emerging pathogen surveillance. The Journal of Infectious Diseases. 214 (4), 537-545 (2016).
- Hietala, S. K., Hullinger, P. J., Crossley, B. M., Kinde, H., Ardans, A. A. Environmental air sampling to detect exotic Newcastle disease virus in two California commercial poultry flocks. Journal of Veterinary Diagnostic Investigation. 17 (2), 198-200 (2005).
- Jonges, M., et al. Wind-mediated spread of low-pathogenic avian influenza virus into the environment during outbreaks at commercial poultry farms. PLoS One. 10 (5), e0125401 (2015).
- Otake, S., Dee, S. A., Jacobson, L., Torremorell, M., Pijoan, C. Evaluation of aerosol transmission of porcine reproductive and respiratory syndrome virus under controlled field conditions. The Veterinary Record. 150 (26), 804-808 (2002).
- Wu, Y., et al. Aerosolized avian influenza A (H5N6) virus isolated from a live poultry market, China. The Journal of Infection. 74 (1), 89-91 (2017).
- Choi, M. J., et al. Live animal markets in Minnesota: A potential source for emergence of novel influenza A viruses and interspecies transmission. Clinical Infectious Diseases. 61 (9), 1355-1362 (2015).
- Haig, C. W., Mackay, W. G., Walker, J. T., Williams, C. Bioaerosol sampling: Sampling mechanisms, bioefficiency and field studies. The Journal of Hospical Infection. 93 (3), 242-255 (2016).
- Anderson, B. D., Lednicky, J. A., Torremorell, M., Gray, G. C. The use of bioaerosol aampling for airborne virus surveillance in swine production facilities: A mini review. Frontiers in Veterinary Science. 4, 121 (2017).
- Verreault, D., Moineau, S., Duchaine, C. Methods for sampling of airborne viruses. Microbiology and Molecular Biology Reviews. 72 (3), 413-444 (2008).
- Hogan, C. J. Jr Sampling methodologies and dosage assessment techniques for submicrometre and ultrafine virus aerosol particles. Journal of Applied Microbiology. 99 (6), 1422-1434 (2005).
- Yu, K. -P., Chen, Y. -P., Gong, J. -Y., Chen, Y. -C., Cheng, C. -C. Improving the collection efficiency of the liquid impinger for ultrafine particles and viral aerosols by applying granular bed filtration. Journal of Aerosol Science. 101, 133-143 (2016).
- Perez-Mendez, A., et al. Evaluation of a simple and cost effective filter paper-based shipping and storage medium for environmental sampling of F-RNA coliphages. J Virol Methods. 194 (1-2), 60-66 (2013).
- Chandler, J. C., et al. Field-based evaluation of a male-specific (F+) RNA coliphage concentration method. Journal of Virological Methods. 239, 9-16 (2017).
- Perez-Mendez, A., Chandler, J. C., Bisha, B., Goodridge, L. D. Concentration of enteric viruses from tap water using an anion exchange resin-based method. Journal of Virological Methods. 206, 95-98 (2014).
- Perez-Mendez, A., Chandler, J. C., Bisha, B., Goodridge, L. D. Evaluation of an anion exchange resin-based method for concentration of F-RNA coliphages (enteric virus indicators) from water samples. Journal of Virological Methods. 204, 109-115 (2014).
- Kammerer, J., Carle, R., Kammerer, D. R. Adsorption and ion exchange: Basic principles and their application in food processing. Journal of Agricultural and Food Chemistry. 59 (1), 22-42 (2011).
- Chandler, J. C., et al. A method for the improved detection of aerosolized influenza viruses and the male-specific (F+) RNA coliphage MS2. Journal of Virological Methods. 246, 38-41 (2017).
- Friedman, S. D., Cooper, E. M., Calci, K. R., Genthner, F. J. Design and assessment of a real time reverse transcription-PCR method to genotype single-stranded RNA male-specific coliphages (Family Leviviridae). Journal of Virological Methods. 173 (2), 196-202 (2011).
- Selvaraju, S. B., Selvarangan, R. Evaluation of three influenza A and B real-time reverse transcription-PCR assays and a new 2009 H1N1 assay for detection of influenza viruses. Journal of Clinical Microbiology. 48 (11), 3870-3875 (2010).
- Cademartiri, R., et al. Immobilization of bacteriophages on modified silica particles. Biomaterials. 31 (7), 1904-1910 (2010).
- Michen, B., Graule, T.
- Turgeon, N., Toulouse, M. J., Martel, B., Moineau, S., Duchaine, C. Comparison of five bacteriophages as models for viral aerosol studies. Applied and Environmental Microbiology. 80 (14), 4242-4250 (2014).
- Vergara, G. G., et al. Evaluation of FRNA coliphages as indicators of human enteric viruses in a tropical urban freshwater catchment. Water Research. 79, 39-47 (2015).
- Tung-Thompson, G., Libera, D. A., Koch, K. L., de Los Reyes, F. L. 3rd, Jaykus, L. A. Aerosolization of a human norovirus surrogate, bacteriophage MS2, during simulated vomiting. PLoS One. 10 (8), e0134277 (2015).
