Summary
Здесь мы представляем технику инъекций непосредственно Интратекальное, с использованием 1% лидокаина гидрохлорида в вирусного решение для обеспечения эффективного аденоассоциированный вирус доставки мелких животных и создать систему скоринга для прогнозирования эффективности трансдукции в Центральной нервной системы по степени переходных слабость, вызванных лидокаина.
Abstract
Интратекальное (ИТ) для инъекций аденоассоциированный вирус (AAV) привлекла большой интерес в ЦНС генной терапии в силу его безопасность, неивназивности и отличные трансдукции эффективность в ЦНС. Предыдущие исследования продемонстрировали терапевтического потенции AAV-доставлены генной терапии нейродегенеративных расстройств, его администрации. Однако были зарегистрированы высокие темпы непредсказуемым отказа из-за технического ограничения ИТ-администрирования в мелких животных. Здесь мы создали систему скоринга для обозначения степени успех поясничный прокол в мелких животных, добавив 1% лидокаина гидрохлорида в инъекционного раствора. Далее мы покажем, что степень переходных слабость после инъекции может предсказать эффективность трансдукции AAV. Таким образом этот метод впрыска ИТ может использоваться для оптимизации лечебные испытания в моделях мыши ЦНС заболеваний, которые поражают широким регионов центральной нервной системы.
Introduction
AAV может посредничать экспрессии генов долгосрочный и широко распространенных в ЦНС трансдукция с несколько побочных эффектов и таким образом стал одним из наиболее перспективных транспортных средств для генной терапии для лечения заболеваний ЦНС, включая боковой амиотрофический склероз (ALS), Хантингтон болезнь (HD), болезни Альцгеймера (AD), хранения лизосомных заболеваний (ЛСД), болезнь Гоше (GD) и нейрональных цероид lipofuscinosis (NCL)1. В настоящее время более чем 100 AAV серотипов были изолированы от людей и животных. Среди них, по крайней мере 12 были использованы в доклинических и клинических испытаний, в том числе наиболее часто используемые гена векторов, таких как AAV1, 2, 4, 5, 6, 8, 9, rAAVrh.8 и rAAVrh.101,2,3,,4, 5,6.
Различные заболевания ЦНС требуют разных стратегий AAV доставки из-за различных пострадавших регионов ЦНС и типы клеток. CNS регионов и клеток типы, которые могут передают AAV варьируется в зависимости от серотип а также способ доставки. Например было показано rAAVrh10 передавать преимущественно астроциты при доставке системных внутривенном (IV), в то время как он преобразованы нейронов и глии при доставке Интратекальное инъекций4,7. Кроме того паренхима инъекций привели к местных трансдукции в близости от укола, тогда как в спинномозговой жидкости (CSF) через внутрижелудочкового или Интратекальное инъекции привело к широко распространенной ЦНС трансдукции8 . Исследования также продемонстрировали терапевтических потенции AAV-доставлены генной терапии нейродегенеративных расстройств, его администрации9,10,11. Заболеваний, которые влияют на широких областях ЦНС как ALS было показано Интратекальное инъекции в РСУ охватывают большинство областей, которые страдают от болезни с низкой дозы, по сравнению с системными доставки метод4,10. Недавние исследования также показали, что Люмбальная пункция может использоваться для вставки AAV в моделях мыши для ALS, что позволяет избежать возможных травм, связанных с Ламинэктомия и Интратекальное катетеризация4.
Экспериментальные прямые Люмбальная пункция был впервые использован для доставки агентов, особенно анестетики, спинного для анестезии и наркоза в 1885 году12,13. В настоящем докладе мы иллюстрируем Поясничная пункция это инъекционный метод у взрослых мышей с помощью 1% лидокаина гидрохлорид, местной анестезии Амид производные, в инъекционного раствора для оценки и контроля качества инъекций. Успешное инъекции были отмечены лидокаин индуцированной временный паралич, тогда как неудачных инъекций не показывать это поведение. Мы классифицировать уровень переходных слабость как один из пяти классов, чтобы помочь предсказать эффективность инъекции. Наконец мы покажем, что уровень трансдукции rAAVrh10 могут быть предсказаны класс паралич. Таким образом этот метод доставки AAV Интратекальное может использоваться для повышения AAV-опосредованной ген поставка для экспериментальной терапии заболеваний ЦНС.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
FVB/NJ мышей были разведены в объекте животных ключ лаборатории неврологии Хэбэй. Все мыши эксперименты были утверждены второй больницы из провинции Хэбэй медицинского университета этики Комитетом и осуществляется согласно положениям о лабораторных животных управления, принятые министерством науки и техники Китайской Народной Республики Китай.
1. Подготовка 20% раствор лидокаина гидрохлорид
- Весят 2 г лидокаина гидрохлорида. Добавьте 5 – 6 мл стерильной воды и вихревой мягко. Увеличьте громкость в общей сложности 10 мл стерильной водой.
- 1.2 фильтр Стоковый раствор через фильтры 0,2 мкм. Алиготе Стоковый раствор, 1 мл на 1,5 мл microcentrifuge трубки и запечатать его с уплотнительной фильм. Хранить при 4 ° C.
2. прямой доставки Интратекальное AAV проснулся мышей
- Удаление рабочей области с помощью стерильных марлевых с 70% этанола и подготовить необходимые материалы, как указано в таблице 1.
- Подготовка 100 мкл AAVrh.10/1% лидокаина гидрохлорида комплекс, добавив 95 мкл rAAVrh10 раствор (5 x 1012 генома копий/мл) в стерильных трубку microcentrifuge 200 мкл и 5 мкл 20% раствор лидокаина гидрохлорида. Смешайте хорошо закупорить вверх и вниз. Затем Храните вирус раствор на льду (4 ° C).
Примечание: 8 мкл на мыши4 будет использоваться. -
Подготовки шприц с AAV раствор для инъекций
- Соберите 25 мкл Гамильтон шприц с иглой 27 G и выровнять скошенный кончик иглы с объемной шкалы на шприц.
- Аккуратно нарисуйте 8 мкл с 4 x 1010 копии генома вируса раствора в шприц. Убедитесь в том удалить пузырьки воздуха.
-
Подготовка мыши
Примечание: в этом исследовании использовались мужского или женского пола FVB/NJ мышей (30-70 дней). Это инъекции эксплуатировался в капюшоне.- Стерилизуйте области работы в капюшон с 70% этиловом спирте. Положите проснулся мышь (мужского или женского пола, 30 – 70 дней, 13 – 20 гр) на bedpiece в положении лежа в капюшоне. Покрытие верхней части тела с стерильной марли, чтобы успокоить мыши и избегать укусов.
- Фиксация животного захвата надлежащим образом и твердо на своем тазового пояса с большой палец на одной стороне и указательный палец/средний палец на другой стороне. Держите кожу между двусторонними тазового пояса тугой с большим и указательным пальцами. Аккуратно возьмите на верхней части тела животного с ладони.
- Брить шерсть на спине между двусторонним тазового пояса, а затем стерилизовать поверхности кожи с йодидом скраб и 70% этанола.
-
Интратекальное инъекций12
- Почувствовать межпозвонкового пространства вдоль средней линии между двусторонним тазового пояса с большим или указательным пальцем другой руки и нажать углубление с ногтем для обозначения L5-L6 межпозвонкового пространства (найти место инъекции).
- Повернуть основание хвоста слегка и мягко указать срединной линии позвоночника. Отрегулируйте скос иглы сторону головы животного перед инъекцией (упомянутый в шаге 2.3.1).
- Убедитесь, что животных зафиксированы твердо и выровнять иглу вдоль средней линии позвоночника.
- Вставить иглу осторожно и вертикально (или слегка наклоните 70 – 80°) в пересечении отступы и держать шприца в сагиттальной плоскости. Медленно уменьшить угол около 30°, когда она соединяет кости, а затем вставьте иглу в межпозвонкового пространства.
Примечание: Проявляется внезапным хвост Флик является признаком успешного вступления в intradural пространство. После того, как игла входит межпозвонкового пространства, кончик иглы будут чувствовать себя прочно зажимается. 27 G иглы, используемые в данном исследовании подходит для доставки ИТ в мышей, но не крысы. - Придать вектор решения (упомянутый в шаге 2.2). Запустите таймер и придать 8 мкл раствора вектор со скоростью 1 мкл/4 s. сохранить иглы приблизительно 1 мин после окончания поставки. Снять иглу с нежным вращения, чтобы избежать утечки.
- Оценка переходных слабость мыши конечностей, сразу же после родов для оценки качества инъекций4.
Примечание: Стандартом является следующим4. Оценка 0: не слабость; Оценка 1: незначительные слабость задних конечностей без походка аномалии; Оценка 2: умеренный слабость задних конечностей с очевидным походка аномалии; Оценка 3: полный паралич задних конечностей; Оценка 4: полный паралич задних конечностей, затрудненное дыхание и умеренной слабости передних конечностей; и Оценка 5: полный паралич всех четырех конечностей и проявляется одышкой. - Переместите мышь обратно в отсек для восстановления от паралича.
-
Очистка
- Шприц 1 мл стерильной водой промойте. Сортировать лабораторных принадлежностей и собирать все материалы не disposable для газобетона стерилизации. Очистите скамейке с 70% этиловом спирте.
3. ткань подготовка иммуногистохимическое окрашивание
-
Коллекция тканей
- Анестезировать мышей на впрыск 21 дней с 3% хлораль гидрат (0,1 мл/10 g) глубоко внутрибрюшинной инъекцией.
- Perfuse transcardially с 20 мл ледяной 0,01 М PBS (NaCl 147 мм; NaH2PO4 1.9 мм; K2HPO4 8,1 мм, рН 7,4) во-первых, затем 4% ледяной параформальдегида (в PBS 0,01 М) с насосом (10 мл/мин на 1 мин., затем 5 мл/мин за 9 мин).
ОСТОРОЖНОСТЬЮ: Параформальдегида канцерогенные и токсичные. Обрабатывать его только в вытяжной шкаф при ношении перчатки.
-
Рассечение спинного и головного мозга
- Прикрепите конечностей и руководитель каждого животного в лежачем положении на крышке коробки пены с иглы для шприцов, а затем полосы и удалить кожу от головы до крестца с ножницами.
- Клип черепа между глазами, вырезать вместе с средней маршрут черепа и горизонтальной линии на мозжечка, затем откройте черепа с каждой стороны.
- Поднимите затылочной кости с помощью пинцета и открыть позвоночного канала на двусторонней основе офтальмологических ножницами. Cut off ребра с обеих сторон и осторожно извлеките верхнюю половину позвонков.
- Поднимите мозга с помощью пинцета, изогнутые и разорвать нервы основания черепа, а затем тщательно анализировать весь мозг и спинной мозг. После исправления тканей в параформальдегида 4% за 24 часа.
-
Подготовка фрагментов тканей
- Cryoprotect мозга и шейного и поясничного отдела спинного мозга в 30% раствора сахарозы на ночь при 4 ° C. Внедрить ткани оптимального резки температуры (OCT) соединения и заморозить быстро с жидким азотом.
- Разрезать ткань на 25 мкм с помощью криостат и хранить Замороженные разделы в 0,01 М PBS на 4 ° C для использования.
4. иммуногистохимии
- Предварительной обработки свободно плавающего секций в 1% H2O2 за 10 мин, затем промыть в PBS на 10 мин инкубировать в блокирующий раствор, содержащий 5% сыворотки и 0,3% неионные моющего средства в PBS на 1 ч.
- Инкубировать ломтики с соответствующих первичных антител на ночь при 4 ° C. Мыть в подразделах PBST (0.2% 20 анимации в PBS) за 30 мин (3 раза по 10 минут каждый).
- Инкубируйте ломтики с соответствующими биотин среднее антител при комнатной температуре в течение 1 ч. мыть в PBST 30 мин (3 раза по 10 минут каждый).
- Инкубировать секции с сходства пероксидазы Биотин комплекс для 40 мин и пятно с агентом achromogenic. Смонтировать разделы на слайды и высыхания.
- Замочите слайды в безводном этаноле за 5 мин и ксилола за 10 мин, а затем уплотнение слайды с монтажа средних. Наконец изображение слайды с микроскопом с зарядовой (связью ПЗС) на 100 x, 200 x и 400 x увеличениях.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Мышей показал разной степени переходных слабость сразу после его инъекционного раствора AAV лидокаина гидрохлорид 1% из-за различных качества Интратекальное инъекции. Согласно полуколичественного 5-класс скоринговая система мы создали, мы протестировали трансдукции шаблоны AAV мышей с разной степенью лидокаин индуцированной конечности слабость (оценка 0, n = 2; Оценка 1, n = 1; Оценка 4, n = 4; Оценка 5, n = 3). EGFP иммуноокрашивания спинной мозг показал нет или мало трансдукции поясничного отдела спинного мозга мышей, забив 0, слегка расширенной трансдукции в мышей, забив 1 и сильные и широко transductions в мышах забил 4 или 5 (рис. 1А). Мы количественно GFP пятнать интенсивность этих мышей, отображение различной временной конечности слабость (рис. 1Б) и пришел к выводу, что выраженность слабости после инъекции, тесно коррелирует с масштабами спинного мозга трансдукции.
Мы далее изучить подробные трансдукции профиль rAAVrh10 в целом ЦНС и заметил, что полная длина спинного мозга и широких областях мозга были также преобразованы в хорошо вводят мышей, которые забил 4 или 5. В головном мозге, надежные EGFP сигналы были обнаружены в обонятельные луковицы (рисA), дорсолатеральное префронтальной коры (рис. 2B), зубчатой извилины и CA3 зоны гиппокампа (цифры 2 c и 2D), мозжечка коре (Рисунок 2E) и маргинальных районах ствола мозга, включая лица ядро (Рисунок 2F), сосудистое сплетение и эпендимальных клетки эпителия (рис. 2G). Однако меньше EGFP-положительных клеток были обнаружены в глубоких областей мозга. В спинной и брюшной и спинной рога вентральной стоков мотор аксонов и спинной богатых чувств аксоны были сильно GFP-позитивными. Сильно двигательных нейронов в передней рога были преобразованы в различных уровнях спинного мозга (цифры 2 H-2J). Кроме того, были обнаружены GFP-позитивных нейронов коры, включая пирамидальных клеток (цифры 3А и 3Б). Различные типы глиальных клеток, включая микроглии, астроциты и олигодендроциты, были также обнаружены EGFP-позитивными (цифры 3 C-3E).
Рисунок 1 : Лидокаин индуцированной слабость степени предсказывает эффективности трансдукции. AAV с 1% лидокаина или PBS (управления) был введен путем прямого впрыска ИТ. Мышей были в жертву и осмотрен иммуногистохимия через 3 недели для экспрессия гена GFP (оценка 0, n = 2; Оценка 1, n = 1; Оценка 4, n = 4; Оценка 5, n = 3). (A) GFP окрашивание шейки матки (CSC) и секции поясничного отдела спинного мозга (LSC) показано. (B) GFP пятнать интенсивности в LSC и CSC был прямо коррелировала с степенью переходных слабость. Каждый знак представляет значения (средний ± SD) от одной мыши. Эта цифра была адаптирована из предыдущей публикации4. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы посмотреть большую версию этой фигуры.
Рисунок 2 : Широко трансдукции rAAVrh10 в мозг и спинной. (A) обонятельные луковицы; (B) коры; (C) зубчатой извилине4; и (D) CA3 гиппокампа; (E) коры мозжечка; (F) лица ядро; (G) бокового желудочка; (H) шейки матки переднего рога4; (я) грудной переднего рога4; и (J) поясничного переднего рога4. Масштаб баров = 100 µm. пожалуйста, нажмите здесь, чтобы посмотреть большую версию этой фигуры.
Рисунок 3 : Трансдукции различных типов клеток в головном мозге после инъекции rAAVrh10 прямой Интратекальное. (A) пирамидных клеток; Многополярным нейрон (B); (C) Микроглии клеток; (D) экзоцитоз; и (E) олигодендроциты. Масштаб баров = 100 µm. пожалуйста, нажмите здесь, чтобы посмотреть большую версию этой фигуры.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Технически есть несколько критических шагов во время инъекции IT проснулись мышей. Во-первых, надлежащий контроль жест и фирма мышей на протяжении всей операции является необходимым условием для успешной доставки. Во-вторых самые сложные точки чувство межпозвонкового пространства с кончика иглы, как это не нужно вставить слишком глубоко без сопротивления или принудительно вставить под сильное сопротивление в случае ранения животных или изгиб кончик иглы. В-третьих хотя временный паралич благодаря лидокаина обеспечивает объективным показателем для него инъекции качества, больше практика необходима для достижения последовательной и успешных результатов.
В настоящем докладе мы разработали метод прямого Интратекальное инъекций проснулся мышей для доставки AAV, в котором лидокаина служит показателем степени успеха инъекции ИТ и предсказатель для эффективности генной терапии. Экспериментальные прямые Люмбальная пункция был впервые использован для доставки агентов, особенно анестетики, спинного для анестезии и наркоза, и настоятельно рекомендуется в генной терапии заболеваний ЦНС. Учитывая сложность внедрения ИТ в мелких животных как мышей мы объединены два приложения прямого Люмбальная пункция и выбрал местных анестетиков (лидокаин, который в клиниках широко используется как объективным показателем качества инъекций путем оценки переходных и восстанавливаемых паралич). Кроме того мы определены стандартом предсказать эффективность доставки AAV через уровни паралич и это подтверждено иммуноокрашивания. Мы продемонстрировали, что хорошо вводят животных имели более высокий уровень rAAVrh10-EGFP трансдукции в ЦНС у взрослых мышей.
По сравнению с предыдущим методом доставки Интратекальное с участием глубокого наркоза животного и Интратекальное катетеризация с Ламинэктомия14,15, наш текущий метод имеет несколько преимуществ. Во-первых простой Люмбальная пункция процедура может быть выполнена в течение нескольких минут для каждого животного, в то время как предыдущая процедура занимает ~ 1 час за животное. Во-вторых текущий метод не используют анестезии и операции и таким образом снижает риск травмы4. В-третьих путем добавления 1% лидокаина гидрохлорида в AAV решение, создала систему скоринга пяти пунктов для ранга временный паралич после инъекции и доказал, что степень слабость, вызванных лидокаина может использоваться для прогнозирования степени ЦНС трансдукция каждой инъекции. Наши данные свидетельствуют, что хорошо вводят животные имеют высокий уровень rAAVrh10-EGFP трансдукции в ЦНС взрослых мышей. Трансдукция также широко распространена в подобные степени ранее метода с участием Ламинэктомия и Интратекальное катетеризации. По сравнению с существующие методы прокола проснулся мышей, мы предоставляем объективным показателем качества инъекций с использованием лидокаина и избежать слепоты неудачных инъекций и последующее вмешательство в терапевтической эффективности.
Вместе взятые, текущий Интратекальное доставки, содержащей 1% Лидокаин является перспективным методом в экспериментальной терапии заболеваний ЦНС, обеспечивая генов или наркотиков у мышей. Кроме того это практичный и удобный подход к практике инъекций в небольших животных, таких как мышь.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Авторы не имеют ничего сообщать.
Acknowledgments
Эта работа финансировалась грант от ХЭБЭЙ провинций Департамент людских ресурсов и социального обеспечения (CY201605) и гранта от фонда естественных наук провинции Хэбэй (H2017206101), и мы очень благодарны доктора для ГАО Гуанпин, которые предоставили AAV для Это исследование.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| FVB/NJ mice | Charles River Laboratories China | ||
| Lidocaine hydrochloride monohydrate | HEOWNS | 73-78-9 | |
| AAV | Viral Vector Core of the Gene Therapy Center at University of Massachusetts Medical School | ||
| 25 µL Hamilton syringe/27-30 G needle | GASTIGHT | 1702 | |
| O.C.T compond | SAKURA | 4583 | |
| H 2O 2 | SHUI HUAN PAI | 170401 | |
| Goat serum | Solarbio | S9070 | |
| Triton X-100 | LIFE SCIENCES | T8200 | |
| Rabbit anti-GFP | Life tech | G10362 | 1:333 dilution |
| The second antibody (goat-anti rabbit) | Jackson Immuno Research | 111-005-144 | 1:1,000 dilution |
| VECTASTAIN ABC REAGENT | Vector Lab | PK-6100 | |
| ImmPACT DAB Peroxidase Substrate Kit | Vector Lab | SK-4105 | |
| Mounting medium for fluorescence with DAPI | Vectorshield | H-1200 | |
| NaCl | Yong Da Chemical | ||
| NaH2PO4·2H2O | Yong Da Chemical | ||
| Na2HPO4·12H2O | Yong Da Chemical | ||
| Paraformaldehyde | Yong Da Chemical | 307699 | |
| Adhesion Microscope Slides | CITOGLAS | 17083 | 25 mm x 75 mm |
| SUPER-SLIP MICRO-GLAS | Electro Microscopy Siences | 72236-60 | 24 mm x 60 mm |
| 15 mL Centrifuge tube | CORNING | 430790 | |
| 96 well cell culture cluster | Coster | 3599 | |
| 24 well cell culture cluster | Coster | 3524 | |
| 70% Ethanol | WEN ZHI | ||
| Gauze | Wei AN | 05171112 | 8 cm x 10 cm x 12 cm |
| 1 mL syringe | Hong Da | ||
| Microtubes | Plasmed | ||
| Micropipet | eppendorf | ||
| Peppet tips | Rainin | ||
| Centirifuge | eppendorf | 5427R | |
| Regerator | Haier | BCD-539WT | |
| Filter | MILLEX GP | R4PA42342 | |
| Pump | LongerPump | BT-100-2J/YZ1515X | |
| Microscope | Olympus | BX53 | |
| Freezing-microtome | Leica | CM1520 |
References
- Murlidharan, G., Samulski, R. J., Asokan, A. Biology of adeno-associated viral vectors in the central nervous system. Frontiers in Molecular Neuroscience. 7, 76 (2014).
- Lentz, T. B., Gray, S. J., Samulski, R. J. Viral vectors for gene delivery to the central nervous system. Neurobiology Disease. 48 (2), 179-188 (2012).
- Yang, B., et al. Global CNS transduction of adult mice by intravenously delivered rAAVrh.8 and rAAVrh.10 and nonhuman primates by rAAVrh.10. Molecular Therapy. 22 (7), 1299-1309 (2014).
- Guo, Y., et al. A Single Injection of Recombinant Adeno-Associated Virus into the Lumbar Cistern Delivers Transgene Expression Throughout the Whole Spinal Cord. Molecular Neurobiology. 53 (5), 3235-3248 (2016).
- Hastie, E., Samulski, R. J. Adeno-associated virus at 50: a golden anniversary of discovery, research, and gene therapy success--a personal perspective. Human Gene Therapy. 26 (5), 257-265 (2015).
- Hocquemiller, M., Giersch, L., Audrain, M., Parker, S., Cartier, N. Adeno-Associated Virus-Based Gene Therapy for CNS Diseases. Human Gene Therapy. 27 (7), 478-496 (2016).
- Tanguy, Y., et al. Systemic AAVrh10 provides higher transgene expression than AAV9 in the brain and the spinal cord of neonatal mice. Frontiers in Molecular Neuroscience. 8, 36 (2015).
- Federic, T., et al. Robust spinal motor neuron transduction following intrathecal delivery of AAV9 in pigs. Gene Therapy. 19, 852-859 (2012).
- Ayers, J. I., et al. Widespread and efficient transduction of spinal cord and brain following neonatal AAV injection and potential disease modifying effect in ALS mice. Molecular Therapy. 23 (1), 53-62 (2015).
- Li, D., et al. Slow Intrathecal Injection of rAAVrh10 Enhances its Transduction of Spinal Cord and Therapeutic Efficacy in a Mutant SOD1 Model of ALS. Neuroscience. 365, 192-205 (2017).
- Borel, F., et al. Therapeutic rAAVrh10 Mediated SOD1 Silencing in Adult SOD1(G93A) Mice and Nonhuman Primates. Human Gene Therapy. 27 (1), 19-31 (2016).
- Fairbanks, C. A. Spinal delivery of analgesics in experimental models of pain and analgesia. Advanced Drug Delivery Reviews. 55 (8), 1007-1041 (2003).
- Hylden, J. L., Wilcox, G. L. Intrathecal morphine in mice: a new technique. European Journal of Pharmacology. 67, 313-316 (1980).
- Wang, H., et al. Widespread spinal cord transduction by intrathecal injection of rAAV delivers efficacious RNAi therapy for amyotrophic lateral sclerosis. Human Molecular Genetics. 23 (3), 668-681 (2014).
- Wang, Y., et al. scAAV9-VEGF prolongs the survival of transgenic ALS mice by promoting activation of M2 microglia and PI3K/Akt pathway. Brain Research. 1648, Pt A 1-10 (2016).
