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Developmental Biology

Ultrasuono ad alta frequenza per l'analisi dello sviluppo fetale e placentare In Vivo

doi: 10.3791/58616 Published: November 8, 2018

Summary

Qui descriviamo la tecnica degli ultrasuoni ad alta frequenza per l'analisi in vivo dei feti in topi. Questo metodo consente il follow-up dei feti e l'analisi dei parametri placentari come pure il flusso di sangue materno e fetale durante la gravidanza.

Abstract

Formazione immagine di ultrasuono è un metodo diffuso usato per rilevare anomalie organo e tumori in tessuti umani e animali. Il metodo è non invasiva, innocua e indolore, e l'applicazione è facile, veloce e può essere fatto ovunque, anche con dispositivi mobili. Durante la gravidanza, l'imaging ad ultrasuoni come standard viene utilizzato per monitorare attentamente lo sviluppo del feto. La tecnica è importante valutare la restrizione della crescita intrauterina (IUGR), una complicazione della gravidanza con breve e lungo termine conseguenze di salute per la madre ed il feto. Comprensione del processo di IUGR è indispensabile per lo sviluppo di strategie terapeutiche efficaci.

Il sistema a ultrasuoni utilizzato in questo manoscritto è un apparecchio a ultrasuoni prodotto per l'analisi di piccoli animali e può essere utilizzato in vari campi di ricerca, compresa la ricerca di gravidanza. Qui descriviamo l'utilizzo del sistema per l'analisi in vivo dei feti da natural killer (NK) delle cellule/delle cellule di albero (MC)-carenti le madri che partoriscono cuccioli crescita-limitata. Il protocollo comprende la preparazione del sistema, manipolazione dei topi prima e durante le misurazioni e l'utilizzo di B-mode, doppler modalità colore e modo di doppler di onda di impulso. Dimensione fetale, placentare e rifornimento di sangue al feto sono stati analizzati. Abbiamo trovato l'impianto ridotte dimensioni e più piccole placente in topi NK/MC-carenti da metà gestazione in poi. Inoltre, MC/NK-carenza è stata associata all'assenza e invertito il flusso diastolico fine il fetale umbilicalis di Arteria(UmA) e un indice di elevata resistenza. I metodi descritti nel protocollo possono essere utilizzati facilmente per argomenti di ricerca correlati e non correlati.

Introduction

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L'ultrasuono è le onde sonore con frequenze di sopra della gamma udibile dell'orecchio umano, superiore a circa 20 kHz1. Animali come i pipistrelli, Galles, delfini2,3,4di topi, ratti5e mouse lemuri6 tutti utilizzare gli ultrasuoni per orientamento o comunicazione. Gli esseri umani prendono vantaggio degli ultrasuoni per diverse applicazioni tecniche e mediche. Un apparecchio a ultrasuoni è in grado di creare l'onda sonora e distribuire e rappresentano il segnale. Se l'ultrasuono incontra un ostacolo, il suono si riflette, assorbito o può passare attraverso di essa. L'applicazione degli ultrasuoni come un metodo di imaging, chiamato l'ecografia, viene utilizzato per l'analisi dei tessuti organici in medicina umana o veterinaria come il cuore (ecocardiografia)7,8, polmone9, ghiandola tiroide10 , reni11e urinario e riproduttivo12,13; rilevamento di calcoli biliari14 e tumori15; e la valutazione di aspersione di vasi sanguigni o organi16,17. Ultrasuono è un metodo standard di cura prenatale durante la gravidanza e disabilità dello sviluppo fetale o i danni possono essere riconosciuti presto. In particolare, la crescita di un feto è strettamente monitorata ad intervalli regolari per riconoscere un possibile IUGR. Infine, il flusso di sangue fetale possa essere monitorato, come questo può sottolineare la crescita restrizioni18,19,20,21.

Un vantaggio importante di formazione immagine di ultrasuono rispetto ad altri metodi come la radiografia è innocuità del suono dei tessuti da analizzare. Questo metodo facile e veloce è non invasiva, indolore e può essere utilizzato un numero di volte. L'esborso iniziale di un apparecchio a ultrasuoni è costoso; Tuttavia, i materiali di consumo necessari sono a buon mercati. Il sistema a ultrasuoni utilizzato in questo manoscritto è adatto per una gamma di modelli animali (cioè, topi e pesce) mentre per gli esseri umani un apparecchio a ultrasuoni richiede una frequenza di 3-15 mHz, una frequenza di 15-70 mHz è richiesta per i topi.

Il presente manoscritto descrive un protocollo per l'utilizzo di B-mode, modo di doppler di colore e modo di doppler di onda di impulso. La descrizione comprende la preparazione dei topi come pure prestazioni, acquisizione dati e archiviazione. Questo metodo è stato ceppi murini applicata con successo per diversi giorni a tutti gestazionale e può essere utilizzato per indagare lo sviluppo fetale e placenta così come i parametri del sangue materno e fetale. Qui, tutte le applicazioni sono spiegate basata sui nostri studi che impiegano incinto topi MC/NK-carenti e controllo.

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Protocol

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Tutti i metodi descritti qui sono stati approvati dal "Landesverwaltungsamt Sachsen Anhalt: 42502-2-1296UniMD."

1. procedura sperimentale

  1. Compagno di 6 a 8-settimana-vecchio femmina MC-carenti C57BL/6J-Cpa3Cre /+ (Cpa3Cre /+) topi e MC-sufficiente C57BL/6J-Cpa3+/+ (controlli di Colonia; Cpa3+/+) con i maschi BALB/c.
  2. Definire il giorno di gestazione (gd) 0 dopo la conferma della spina vaginale e trattare le femmine immediatamente dopo la conferma di spina.
    Nota: Una spina è lo sperma del maschio nell'orifizio vaginale della femmina.
    1. Iniettare 250 µ l di PBS intraperitonealmente in controllo Cpa3+/+ femmine.
    2. Iniettare 250 µ l di anti-CD122 (0,25 mg) per via intraperitoneale in MC-carenti Cpa3Cre /+ femmine.
      Nota: Un'iniezione di 0,25 mg di anti-CD122 impoverisce NKs periferico e uNKs in Cpa3 MC-carentiCre /+ femmine come descritto in precedenza22.
  3. Attendere gd5.
    Nota: Alle gd5, c'è la possibilità più in anticipo per l'analisi dell'impianto.
    1. Procedere con i passaggi 2-5 per l'analisi di ultrasuono.
  4. Eseguire l'imaging ad ultrasuoni presso gd5, 8, 10, 12 e 14.

2. preparazione del sistema ad ultrasuoni

  1. Accendere il sistema (Figura 1A; alimentazione principale sul retro e computer standby presso il sito di sinistro), la piattaforma riscaldata (Figura 1B; presso il pad di controllo) e il gel più caldo (Figura 1).
    Nota: Il gel per ultrasuoni deve scaldare per circa 0,5 h.
  2. Assicurarsi che l'unità di isoflurane sta riempiendo sufficientemente (Figura 1).
  3. Aprire un Nuovo studio o una Nuova serie in uno studio esistente nel browser. Compilare tutte le informazioni richieste (proprietario, Studio nome, nome della serie, i dati animali) nella finestra Info di studiare . Fare clic su Ok.
  4. Dopo aver cliccato Ok, assicurarsi che viene visualizzata la finestra di imaging B-mode e l'imaging in B-mode inizia automaticamente.

3. Mouse movimentazione

  1. Amputate del mouse
    1. Posizionare il mouse nella casella di atterramento (Figura 1E), chiudere la finestra, aprire il tubetto di isoflurane alla casella di atterramento e accendere l'isoflurano (concentrazione 3,5%).
    2. Quando il mouse è anestetizzato, più bassa (a concentrazione 1,5%) e reindirizzare il flusso di isoflurane aprendo il tubo in direzione della piattaforma riscaldamento e chiudere il flusso alla casella di atterramento.
      Nota: Per raggiungere l'anestesia sufficiente, attendere un ulteriore 10 s dopo il mouse non si muove.
    3. Trasferire rapidamente il mouse dalla casella di knockout per la piattaforma di riscaldamento (Figura 1F) in posizione dorsale e appoggiate delicatamente il naso nel tubo naso anestesia che si trova sulla cima della piattaforma.
  2. Fissazione, depilazione e preparazione del mouse per la misurazione
    1. Posizionare la protezione degli occhi crema in ogni occhio del mouse per impedire gli occhi asciutti.
    2. Depositare una goccia di gel per elettrodi su ciascuna delle quattro aree rame sulla piattaforma riscaldata (Figura 1F).
    3. Toccare le zampe con nastro chirurgico sulle zone degli elettrodi gel-rivestita della piattaforma riscaldamento.
    4. Verifica ECG [valore ottimale = 450-550 battimenti/minuto (BPM)] e fisiologia respiratoria in ogni momento.
      Nota: Usando una sonda rettale, della temperatura corporea è possibile, ma non necessario.
    5. Posto depilatorio crema all'addome del mouse, strofinare la crema con un batuffolo di cotone e attendere circa 1 minuto togliere la crema con un impacco impregnati d'acqua. Ripetere questo passaggio se non tutti i peli sono andati.
    6. Applicare il gel per ultrasuoni pre-riscaldato sulla pelle depilata.

4. misure e acquisizione di immagini e video

  1. Tenere il trasduttore (Figura 1) con la mano o bloccarla nel dispositivo di tenuta (Figura 1 H; detenzione dispositivo è consigliato).
  2. Identificare la vescica con il trasduttore e usarlo come punto di riferimento. Spostare il trasduttore per i siti di sinistro e destro dell'addome per gli impianti di traccia.
  3. B-modalità per la visualizzazione delle strutture anatomiche in 2D in scala di grigi
    1. Spostare il trasduttore o riscaldamento piattaforma tavolo dove il mouse è fissato fino a quando il primo impianto è visibile sullo schermo alle sue dimensioni più grandi.
      1. Selezionare L'etichetta dell'immagine e digitare un nome, o Frame Store (deposito senza nome) per memorizzare singoli fotogrammi o Cine Store per memorizzare un cineloop per le misurazioni dell'intero impianto.
    2. Spostare il trasduttore o tabella per portare la placenta in una posizione dove il flusso sanguigno nell'area di memoria superiore è visibile. Memorizzare un singolo fotogramma o cineloop (Vedi punto 4.3.1.1) per misurazioni placentare.
      Nota: Misure placentare sono possibili da gd10 in poi.
    3. Continuare con tutti gli impianti utilizzando lo stesso metodo.
  4. Modo di doppler di colore per visualizzare e determinare la direzione del flusso sanguigno
    1. Premere il pulsante di colore .
    2. Spostare la casella di colore (in questa zona, il segnale è visibile) nella posizione desiderata utilizzando il trackball. Se necessario, modificare le dimensioni della casella premendo aggiornamento e spostare la trackball (a destra/verso l'alto = più grande; per lo sinistro lato/basso = più piccolo). Quando la casella ha la giusta dimensione, premere Select.
    3. Memorizzare i singoli fotogrammi o cineloops come descritto al punto 4.3.1.1.
  5. Modo di doppler di onda di impulso (PW) per quantificare il flusso di sangue attraverso i vasi in uterina di Arteria (arteria uterina, UA) e UmA
    1. Individuare l'area di interesse per l'acquisizione di doppler di colore.
      Nota: La UA si trova caudale alla vescica, e l'UmA è situato tra il feto e la placenta.
    2. Premere PWe una linea tratteggiata apparirà. Spostare questa linea di vaso sanguigno di interesse e regolare l'angolo della linea tramite la manopola "Doppler angolo" in linea con il flusso di sangue. Premere Update.
      Nota: L'angolo tra la direzione del flusso sanguigno e il trasduttore deve essere coerenza in tutti gli animali, soprattutto quando si utilizzano gli angoli superiori a 60° (qui, sono stati utilizzati i 70° di UAs e 45° per UmAs).
    3. Memorizzare un cineloop delle linee doppler che appare nella finestra di acquisizione doppler PW.

5. Revisione e acquisizione dati di finitura e una serie di risparmio

  1. Per rivedere i dati, premere Gestione studio. Scorrere l'immagine di anteprima di interesse e fare doppio clic su aggiornamento.
  2. Premere prima Studio Gestione quindi Chiudi nella finestra del browser per finire di acquisizione dati e salvare una serie registrata.
    Nota: Dopo la chiusura di una serie, non è possibile memorizzare più cornici o cineloops in questa serie.

6. gestione di acquisizione dei dati del Mouse

  1. Rimuovere il gel dall'animale anestetizzato con l'aiuto di impacchi asciutti.
  2. Rimuovere con cautela il nastro chirurgico dalle zampe.
  3. Chiudere il tubo di isoflurane (concentrazione 0%).
  4. Procedere con la seguente analisi di ultrasuono a gd5, 8, 10 e 12.
    1. Metti l'animale da solo in una gabbia per un minimo di 5 min quindi ha tempo di svegliarsi e orientarsi.
    2. Posizionare il mouse nella gabbia originale.
      Nota: Non spegnere l'isoflurano prima di rimuovere il gel e nastro chirurgico, come topi si sveglia molto rapidamente (circa 20 s) dopo aver spento l'isoflurano.
  5. Procedere con la seguente analisi di ultrasuono a gd14.
    1. Sacrificare la femmina prima che si svegli di dislocazione cervicale. Aprire l'animale, rimuovere l'utero, separare i feti e placente e misurare pesi fetali e placentari.

7. copiare e importare i dati

  1. Contrassegnare una o più serie facendo clic su Esporta e scegliere lo spazio di archiviazione per copiare i dati su un disco rigido.
  2. Aprire il software a un computer e fare clic su Copia da e selezionare la serie di studio/dal disco rigido a importare una studio/serie nel software.
  3. Analizzare i dati con il software.

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Representative Results

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Singoli componenti del sistema ad ultrasuoni utilizzati in questo manoscritto sono mostrati nella Figura 1. La figura 2 Mostra rappresentante immagini ecografiche acquisite in B-mode a gd5, 8, 10 e 12 (B) e misura di zona corrispondente impianto risultati (A), dimostrando una zona significativa riduzione impianto di anti-CD122-trattati Cpa3Cre / + topi da gd10 in poi.

Illustrato nella figura 3 singole parti di un impianto (decidua basalis, placenta, embrione) acquisiti in modalità B (Figura 3A) e condotto in misura placenta (zona, spessore, diametro) (Figura 3B). Misure placentare ha provocato una zona placenta significativamente ridotta (Figura 3A), spessore (Figura 3B) e diametro (Figura 3) in Cpa3 anti-CD122-trattatiCre / + topi confrontati a WTs presso gd10 e gd12. Al contrario, zona placenta e diametro erano comparabili fra i gruppi a gd14 e spessore è stato aumentato significativamente in anti-CD122-trattati Cpa3Cre / + topi rispetto WTs presso gd14.

La figura 4 Mostra il peso fetale e placenta presso gd14. Risultati ha rivelato un peso di decreasedfetal (Figura 4A) significativamente, peso placenta comparabile (Figura 4B) e ha fatto diminuire significativamente Indice feto-placentare (FPI) (Figura 4) in Cpa3 anti-CD122-trattatiCre / + topi rispetto al WTs. Figura 5 Mostra un'immagine di doppler PW rappresentativa dell'UA di un mouse WT (Figura 5A) e misure di velocità di picco sistolico (PSV) (figura 5B), terminare velocità diastolica (EDV) (Figura 5) e la calcolata Indice di resistenza (Figura 5), per cui tutti i valori erano comparabili fra i gruppi. La figura 6 Mostra un'immagine di doppler di colori rappresentativi di un UmA fetale WT presso gd14 (Figura 6A) e rappresentante immagini di doppler PW con normale, assente o invertita alla fine flusso diastolico (Figura 6B) e misure di PVS (Figura 6C), indice di EDV (Figura 6), rapporto sistolica/diastolica (Figura 6E),, e resistenza (Figura 6F). L'indice di resistenza di anti-trattato-CD122 Cpa3Cre / + topi è stato aumentato significativamente rispetto ai topi WT.

Figure 1
Figura 1: il sistema di imaging. Unità di controllo principale (A) con controllo della piattaforma di riscaldamento pad (B), del gel più caldi (C), unità di controllo di isoflurane (D), piattaforma di atterramento casella (E), riscaldata con quattro aree di rame (F; F. 1), trasduttore (G) ed il trasduttore che tiene il dispositivo (H). Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

Figure 2
Figura 2: confronto delle aree di impianto a gd5, 8, 10 e 12. (A) aree di l'impianto da WT Cpa3+ + + topi PBS (topi n = 2-5, attecchimenti n = 6-31 al giorno) e Cpa3 MC/NK-carentiCre / + + anti-CD122 topi (topi n = 3, attecchimenti n = 8-16 al giorno) presso gd5, 8, 10 e 12. Risultati sono presentati come valori singoli per ogni singolo impianto e media. Le differenze statistiche sono state ottenute utilizzando un spaiati t-test (* * p < 0.01, * * * p < 0,001). (B) immagini di ultrasuono rappresentante da Cpa3+ + + topi di PBS a gd5 (i), gd8 (ii), gd10 (iii) e gd12 (iv). GD, giorno di gestazione; WT, wild-type; MC, mastocita; NK, cellule di assassino naturali. Questa figura è ripubblicata da una precedente pubblicazione23. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

Figure 3
Figura 3: misurazioni placentare a gd10, 12 e 14. (A) immagine di ultrasuono rappresentativo di un impianto di WT a gd10 risultati basalis decidua, placenta ed embrione. (B) immagine di ultrasuono rappresentativo di un impianto di WT a gd12 mostrando placenta spessore (spesso) e placenta diametro (dia). Zona placenta (C), spessore placenta (D) e diametro placenta (e) da WT Cpa3+ + + topi PBS (topi n = 3-5, placente n = 12-22 al giorno) e MC / NK-carenti Cpa3Cre / + + anti-CD122 topi (topi n = 3-4, placente n = 8-14 al giorno) presso gd10, 12, e 14. i risultati sono presentati come i singoli valori di ogni singola placenta e media. Le differenze statistiche sono state ottenute utilizzando un spaiati t-test (* p < 0,05, * * p < 0.01). GD, giorno di gestazione; WT, wild-type; spesso, spessore; dia, diametro; MC, mastocita; NK, cellule di assassino naturali. Questa figura è ripubblicata da una precedente pubblicazione23. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

Figure 4
Figura 4: misure del peso fetale e placentare e indice feto-placentare (FPI) presso gd14. Peso fetale (A), placentare pesi (B) e FPIs (C) da progenie di WT Cpa3+ + + topi PBS (topi n = 4, feto/placente n = 35) e MC/NK-carenti Cpa3Cre / + + anti-CD122 topi (topi n = 3, feto/placente n = 28) presso gd14. Risultati sono presentati come media e i singoli valori. Le differenze statistiche sono state ottenute con il test t spaiato (* p < 0,05, * * p < 0.01). GD, giorno di gestazione; WT, wild-type; MC, mastocita; NK, cellule di assassino naturali. Questa figura è ripubblicata da una precedente pubblicazione23. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

Figure 5
Figura 5: analisi delle velocità dell'arteria uterina a gd10. (A) immagini di doppler onda di impulso rappresentante da WT Cpa3+ + + topi PBS risultati PSV ed EDV. Indice di resistenza, EDV (C) e PSV (B) (D) delle arterie uterine da Cpa3+ + + PBS (n = 3) e Cpa3Cre / + + anti-CD122 (n = 3) topi a gd10 della gravidanza. I dati sono presentati come media con analisi SEM. statistica è stata eseguita utilizzando il test di Mann-Whitney U. GD, giorno di gestazione; WT, wild-type; MC, mastocita; NK, cellule di assassino naturali; PSV, picco di velocità sistolica; EDV, fine velocità diastolica. Questa figura è ripubblicata da una precedente pubblicazione23. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

Figure 6
Figura 6: analisi delle velocità di arteria ombelicale presso gd14. (A) immagine rappresentante Color Doppler di una UmA fetale alla gd 14. (B) immagini di doppler onda di impulso rappresentante da Cpa3+ + + PBS (i) e Cpa3Cre / + + anti-CD122 (ii, iii) topi, che mostrano normali finiscono flusso diastolico (i), flusso diastolico fine (ii) assente o invertito fine flusso diastolico (iii). PSV (C), EDV (D), sistolica/diastolica rapporto (E) e alla resistenza indice (F) di UmAs dei feti da Cpa3+ + + PBS (topi n = 3, UmA misure n = 7) e Cpa3Cre / + + anti-CD122 (topi n = 3, UmA misure n = 10) topi a gd14. I dati sono presentati come media con analisi SEM. statistica è stata effettuata usando un spaiati t-test (* p < 0,05). UmA, arteria ombelicale; GD, giorno di gestazione; PSV, picco di velocità sistolica; EDV, fine velocità diastolica. Questa figura è ripubblicata da una precedente pubblicazione23. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

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Discussion

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Utilizzando il nostro sistema di ultrasuono, abbiamo dimostrato la restrizione della crescita fetale nelle madri MC/NK-carenti da gd10 su. Inoltre, a gd10 e 12, abbiamo osservato ridotte dimensioni placentari e alle gd14 l'assenza o la reversione del flusso diastolico fine in UmAs di alcuni feti dei topi uMC/uNK-carenti. Questo segno di scarsa vascolarizzazione è stato associato con un indice di resistenza significativa delle arterie che indica IUGR. Risultati confermano il ruolo importante di uMCs e uNKs in gravidanza e benessere fetale e nella comprensione del corso di IUGR.

Il protocollo è applicabile a ogni giorno di gestazione da gd5 in poi (dopo l'impianto). Ci sono alcuni passaggi critici nel protocollo che dovrà essere presi in considerazione. In primo luogo, la rimozione dei capelli deve essere fatto attentamente. Ad esempio, un contatto eccessivo con la crema depilatoria può causare irritazione cutanea. Tuttavia, depilazione incompleta conduce a un'interferenza visibile come un'ombra sullo schermo del segnale. Un altro motivo per un segnale insufficiente (ombre o immagini sgranate) può anche essere una quantità troppo basso di gel posizionato tra il fascio di mouse e ultrasuoni. Nella nostra esperienza, piuttosto una quantità elevata di gel (circa 10 mL) è necessaria per la visibilità di segnale sufficiente. Secondo, 2D misurazioni possono essere in qualche modo soggetti a imprecisione. Per ridurre al minimo le differenze di misura tra gli impianti, si consiglia l'uso della massima dimensione disponibile quando che circondano l'impianto. Per misurazioni precise della placenta, tutti gli impianti sono stati posizionati in un modo in cui si vedeva il flusso sanguigno UmA. Inoltre, al fine di minimizzare le fonti di errori, misurazioni dovrebbero essere sempre eseguite dallo stesso operatore. In terzo luogo, per le misurazioni doppler onda di impulso, è importante guardare l'angolo tra la direzione del flusso sanguigno e il fascio di ultrasuoni. Un angolo troppo alto o angoli diversi tra gli animali in un singolo esperimento possono portare a misurazioni imprecise. Dovrebbe anche prestare attenzione al rischio di amputate ripetitivo delle femmine. Per ridurre questo rischio e lo stress per la madre, ultrasuono misurazioni dovrebbero essere fatte non più di ogni secondo giorno.

La possibilità di follow-up feti a giorni rilevanti gestazionale durante la gravidanza è un grande vantaggio della tecnologia ad ultrasuoni. Contrariamente a sacrificare topi nelle fasi differenti di gravidanza, la tecnologia consente di eseguire accurate analisi longitudinale dei topi incinto individuali. Nonostante questa forza, ci sono alcune limitazioni del sistema che dovrebbe essere considerato. Ad esempio, i feti possono modificare posizioni durante il corso della gravidanza. Quindi, possono essere difficile da catalogare certi insiemi di dati ottenuti in tempi diversi per singoli feti. Inoltre, a volte non è possibile monitorare alcuni feti a giorni di gestazione più tardi, come i) la loro posizione può essere difficile da raggiungere con il fascio, ii) feti potrebbero essere troppo grandi per adattarla allo schermo, o iii) possono essere nascosti sotto l'intestino. A seconda del ceppo del mouse, l'intero impianto misurazioni sono possibili fino a gd12 o gd14. In seguito solo singoli organi dei feti, compreso il cuore, possono essere misurati e registrati. L'intero impianto stesso è troppo grande alle successive fasi di gravidanza per adattarsi nella schermata.

Al meglio della nostra conoscenza, formazione immagine di ultrasuono è (insieme a risonanza magnetica e tomografia computerizzata) l'unico metodo disponibile per analizzare i parametri indicati durante la gravidanza senza sacrificare animali diversi alle diverse gestazionale giorni. Ciò è particolarmente vero per formazione immagine di doppler, che è l'unico metodo in grado di valutare con precisione il flusso sanguigno e la direzione (rosso = flusso nella direzione degli ultrasuoni fascio; blu = flusso nella direzione opposta del fascio di ultrasuoni). Durante la formazione immagine di doppler di onda di impulso, il fascio di ultrasuoni invia impulsi diversi che vengono restituiti dal tessuto e forniscono informazioni velocità di flusso di sangue24.

Come ultrasuono stesso sembra essere innocuo per la madre ed il feto, ecografia è perfettamente adatto per la ricerca di gravidanza. Tuttavia, i metodi descritti in questo manoscritto possono essere applicati a numerosi altri settori di ricerca, pure; ad esempio, il sistema permette anche di misure 3D, visualizzazione e quantificazione del movimento del tessuto nel corso del tempo, visualizzazione del sangue fluire nei tumori, rilevazione di biomarcatori sulle misurazioni delle cellule superficiali, pressione sanguigna e ultrasuono-guida iniezioni.

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Disclosures

Gli autori non hanno nulla a rivelare.

Acknowledgments

Molte grazie per l'azienda di Imaging dello strumento (soprattutto a Magdalena Steiner, Katrin Suppelt e Sandra Meyer) per il loro supporto piacevole e veloce e per rispondere a tutte le nostre domande riguardanti il sistema di Imaging e il suo utilizzo subito e completamente. Siamo grati al Prof Hans-Reimer Rodewald e Dr. Thorsten Feyerabend (DKFZ Heidelberg, Germania) per fornire la colonia di Cpa3. Inoltre, ringraziamo Stefanie Langwisch, chi era incaricato delle colonie di mouse e chi ha generato le immagini nella figura 1.

Il lavoro e il sistema di Imaging sono stati finanziati mediante sovvenzioni dalla Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) a A.C.Z (ZE526/6-1 e AZ526/6-2) che erano progetti incorporati nei DFG priorità programma 1394 "mastociti nella salute e nella malattia."

Materials

Name Company Catalog Number Comments
LEAF anti-Maus CD122 (IL-2Rb) BioLegend 123204 Klon TM-β1; 500 µg
Vevo 2100 System  FujiFilm VisualSonics Inc. Transducer MS550D-0421
Vevo LAB Software  FujiFilm VisualSonics Inc.
Isoflurane Baxter PZN: 6497131
Electrode gel Parker 12_8
Surgical tape 3M Transpore 1527-1
Eye cream Bayer PZN: 1578675
Cotton tipped applicators Raucotupf 11969 100 pieces
Depilatory cream Reckitt Benckiser 2077626
Compresses Nobamed Paul Danz AG 856110 10 x 10 cm
Ultrasound gel Gello GmbH 246000

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

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Ultrasuono ad alta frequenza per l'analisi dello sviluppo fetale e placentare <em>In Vivo</em>
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Meyer, N., Schüler, T., Zenclussen, A. C. High Frequency Ultrasound for the Analysis of Fetal and Placental Development In Vivo. J. Vis. Exp. (141), e58616, doi:10.3791/58616 (2018).More

Meyer, N., Schüler, T., Zenclussen, A. C. High Frequency Ultrasound for the Analysis of Fetal and Placental Development In Vivo. J. Vis. Exp. (141), e58616, doi:10.3791/58616 (2018).

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