Summary
Aqui, apresentamos um protocolo para avaliar a fagocitose de macrófagos peritoneais de rato usando reforçada fluorescência verde proteína-expressando a Escherichia coli.
Abstract
Este manuscrito descreve um método simples e reprodutível para realizar um ensaio de fagocitose. A primeira parte deste método envolve a construção de um vetor de animal de estimação-sumô-EGFP (sumô = pequeno ubiquitin-como modificador) e expressando reforçada proteínas fluorescência verde (EGFP) em Escherichia coli (BL21DE). EGFP-expressando a Escherichia coli é coincubated com macrófagos durante 1 h a 37 ° C; o grupo de controle negativo é incubado no gelo para a mesma quantidade de tempo. Em seguida, os macrófagos estão prontos para avaliação. As vantagens desta técnica incluem seus passos simples e direto, e fagocitose pode ser medida por ambos os microscópio de fluxo citômetro e fluorescência. O EGFP-expressando Escherichia coli são estáveis e exibir um sinal forte fluorescência mesmo depois que os macrófagos são fixos com paraformaldeído. Este método não é apenas adequado para a avaliação da linha de celular de macrófagos ou macrófagos primários em vitro mas também apropriado para a avaliação de fagocitose de granulócitos e monócitos em células mononucleares de sangue periférico. Os resultados mostram que a capacidade fagocítica de macrófagos peritoneais de ratos jovens de (oito semanas de idade) é maior que a de macrófagos de ratos envelhecidos de (16 meses). Em resumo, este método mede a fagocitose de macrófagos e é adequado para estudar a função do sistema imune inato.
Introduction
Ensaios de fagocitose de macrófagos são frequentemente utilizados para estudar a função imunitária inata. A resposta imune inata pode indicar a susceptibilidade à infecção. Linhas de células de macrófagos são amplamente utilizadas em estudos de Imunologia. No entanto, a passagem prolongada pode causar perda de gene e comprometidas as funções imunológicas nestas linhas de célula. Assim, os macrófagos peritoneais primários são o objeto ideal em que para estudar a célula função1.
Embora a resposta imune inata, pensava-se estar intacta no corpo envelhecido, a capacidade fagocítica pode diminuir em relação ao que no mais novo corpo de2,3. Aqui, vamos demonstrar um método para avaliar a fagocitose de macrófagos peritoneais de jovens (oito semanas de idade) e idosos (16 meses) rato usando EGFP-expressando Escherichia coli, que é conveniente, rápido e economicamente viável.
O uso de uma estirpe de EGFP-expressando a Escherichia coli é uma das vantagens deste teste porque estas bactérias são estáveis e exibir um sinal forte fluorescência, mesmo depois de macrófagos são fixados pelo paraformaldeído 4% (p/v). Além disso, usando o EGFP-expressando Escherichia coli, os pesquisadores não precisa manchar ainda mais após a fagocitose, o que economiza tempo. Além disso, os macrófagos são immunoresponsive para o antígeno de superfície de e. coli , tornando Escherichia coli mais adequada para o ensaio de fagocitose do que usando o EGFP-expressando fungos ou grânulos de fluoresceína-rotulados.
Com EGFP-expressando Escherichia coli, um ensaio de fagocitose pode ser facilmente realizado em 2h e medido por ambos fluxo cytometry e fluorescência microscopia, dependendo da finalidade do pesquisador. Desde que este método mede diretamente a capacidade fagocitária, os resultados são mais reprodutíveis do que outros métodos indirectos.
Este método também foi validado em uma linhagem de células RAW264.7 e mononucleares do sangue periférico humano células4. O texto abaixo fornece as instruções detalhadas passo a passo para a realização deste ensaio e destaca as etapas críticas que os pesquisadores podem modificar para atender às necessidades de seus experimentos.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Todos os procedimentos foram realizados sob os institutos nacionais de saúde orientações para o cuidado e o uso de animais de laboratório, e os protocolos foram aprovados pelo Comitê de uso de Dalian médica Universidade e cuidado Animal. Dezesseis meses (com um peso de 30-35 g) e oito semanas de idade (específicos-isentos de organismos patogénicos) masculinos ratos de C57BL/6 (20-25 g) SPF foram obtidos do centro animal SPF da universidade médica de Dalian. Todos os ratos foram mantidos no alojamento dos animais com acesso a comida e água ad libitum. A temperatura foi mantida entre 20-24 ° C, umidade era de 40% - 70%, e iluminação foi 12h luz/12h escuro. Os animais foram autorizados a se adaptar ao ambiente pelo menos 7 dias antes do experimento.
1. construção do animal de estimação-sumô-EGFP plasmídeo e indução da expressão EGFP
- Sintetizar o fragmento de gene EGFP (uma sequência de bp 717 sintetizado por um serviço de síntese do gene personalizado, consulte Tabela de materiais e complementares 1 arquivo para a sequência) e amplificar o fragmento com o avançar da primeira demão ( 5'-ATGGTGAGCAAGGGCGAGGAGC-3') e inverter a primeira demão (5'-CTTGTACAGCTCGTCCATGCCG-3'), usando a alta fidelidade Taq DNA polimerase.
- Para garantir que os produtos de reação em cadeia (PCR) polimerase tem 3 single' adenina saliências para a clonagem de TA na próxima etapa, use uma extensão de 30 min a 72 ° C, após o último ciclo (ver arquivo complementar 1 para condições PCR). Verifique o produto PCR por eletroforese em gel de agarose.
- Clonar o produto do PCR para o vetor de animal de estimação-sumô (ver Tabela de materiais) usando o TA clonagem método5 com T4 DNA ligase. Incube a reação à temperatura ambiente (20-25 ° C) por 30 min. O vetor é linearizado entre nucleotídeos 653 e 654 com um 1 bp 5 ' T-saliência em cada vertente.
- Transformar o produto de ligadura da estirpe BL21(DE) Escherichia coli quimicamente competente como segue: Adicione 5 µ l (100 ng) do produto PCR para 100 µ l de BL21(DE) células competentes através de choque térmico a 42 ° C por 90 s; manter a mistura no gelo por 3 min e em seguida, adicione 400 µ l de caldo (LB) de lisogenia médio pré-aquecido a 37 ° C, durante 1 h a 37 ° C e 120 rpm a abanar.
- Inocule a 100 µ l das bactérias na superfície de uma placa de LB-canamicina (100 µ g/mL) com a lactose do indutor (0,5 mmol/L), rendendo a estirpe de expressão EGFP. Incube a placa a 37 ° C durante a noite.
Nota: Se o EGFP é expresso com êxito, algumas colônias podem ser observadas como brilhante luz verde no escuro.- Opcionalmente, selecione colônias para verificar se o fragmento EGFP inserido por sequenciamento de DNA. São os primers para sequenciamento de DNA: avanço, 5'-AGATTCTTGTACGACGGTATTAG-3'; reversa, 5'-TAGTTATTGCTCAGCGGTGG-3'.
- Inocule uma colônia positiva em 5 mL de meio LB com 100 canamicina µ g/mL. Faça a incubação a 37 ° C, agitando a incubadora a 120 rpm por 2 h e em seguida, adicionar a lactose indutor para uma concentração final de 0.5 mmol/L e continuar a agitar durante 6 h, induzindo a expressão de EGFP. Empiricamente, quando a agitação por 6h, a densidade óptica em 600 nm (OD600) pode chegar a 0.7 ou superior.
- Adicionar 10 µ l do meio de cultura bacteriano numa lâmina, cobrir com uma lamínula e examinar a expressão de EGFP sob um microscópio de fluorescência invertido. As bactérias EGFP-expressando podem ser armazenadas no meio de 2-8 ° c durante várias semanas.
2. mouse isolamento de macrófagos peritoneais e cultura primária
- Adicione 3,5 g de tioglicolato para 100 mL de água destilada e autoclave a mistura à esterilidade antes do uso. Bomba de meio de tioglicolato para a seringa de 1 mL estéril de capuz para a injeção de rato peritoneal. Use um mouse por seringa para evitar a infecção. O uso de tioglicolato pode aumentar o número de macrófagos. Os macrófagos peritoneais residentes podem ser isolados sem tioglicolato, mas com menor macrófago produz.
- Anestesia o mouse usando um método aprovado pelo Comitê de uso e cuidados de animais locais. Injecte 1 mL de meio de tioglicolato de 3,5% na cavidade peritoneal do rato com a seringa de 1 mL, usando uma agulha 23G.
Nota: Através da indução de anestesia, a injeção peritoneal pode ser facilmente executada e reduz o risco de lesões nos órgãos internos causados por injeção. - Manter o mouse com água e comida ad libitum por 3 dias. Monitore a ingestão de comida e o peso do corpo do animal todos os dias. Se a perda de peso do corpo for superior a 10% dentro de 3 dias, exclua os animais do experimento.
- Depois de 3 dias, eutanásia o mouse por deslocamento cervical após induzir rapidamente a anestesia por sevoflurano em uma caixa fechada. Como alternativa, use um método que foi aprovado pelo animal cuidados e uso comitê local para abater o mouse.
- Coloque o mouse em um prato (com um diâmetro de 10 cm) com 75% de etanol para esterilizar e transferir imediatamente para o capuz. Coloque o mouse sobre um prato e coloque a pata dianteira à diretoria para corrigir a posição do mouse.
- Utilizando uma seringa de 5 mL, anexada a um 20g agulha, colocando o bisel da agulha acima em um ângulo de 30° - 40°, injeta soro fisiológico 5 mL de frio (4-10 ° C) tamponada fosfato (PBS) na parte inferior do abdome cavidade peritoneal do rato, evitando perfurar o intestino. Se é perfurado o intestino (ou qualquer outro órgão), o mouse e suas células podem já não ser utilizadas para experiências, como isso pode ativar as células que não são apropriadas para cultura de células primárias.
- Realize uma massagem suave nos dois lados do abdômen do rato. Em seguida, Aspire o líquido devagar e com cuidado. Dispense o fluido peritoneal em um tubo de centrífuga de 50 mL. Repita estes passos 2x ou 3x.
- Centrifugar as células suspensas por 10 min a 400 x g numa centrifugadora refrigerada (4-8 ° C). Desprezar o sobrenadante e ressuspender as células em meio RPMI 1640 com 10% de soro fetal bovino (FBS). Conte as células. Empiricamente, a densidade celular é aproximadamente igual a 5 x 106 células/mL, quando as células são resuspended em 10 mL de meio.
- Adicione 5 x 106 células em cada poço de uma placa de 6 para o ensaio de citometria de fluxo e 5 x 105 células por poço em uma placa de 24 para um microscópio de fluorescência. As células a 37 ° C numa incubadora 5% CO2 cultura durante a noite. O meio de cultura pode ser atualizado após 3h para remover células de porque a maioria destes é linfócitos. As células aderentes são principalmente os macrófagos, e eles podem aderir bem plástico tecido-cultura-tratados.
3. ensaio de fagocitose de macrófagos usando o microscópio de fluorescência
- Observe as células sob um microscópio de campo claro para avaliar a viabilidade celular e densidade celular.
- Remova a placa de 24, o meio de cultura. Adicione 100 µ l de meio de cultura fresco e 10 µ l da suspensão bacteriana (cerca de 2 x 107 células) em cada poço, conforme descrito na tabela 1. Incube durante 1 h em um 37 ° C, 5% CO2 incubadora.
- Lave suavemente x-5 3x com 500 µ l de PBS frio por alvéolo para lavar as bactérias noninternalized.
- Incube as celulas com 4% de formaldeído em PBS em temperatura ambiente por 30 min.
- Lavar as células fixas 3 x com PBS (500 µ l/poço).
- Adicionar 200 µ l de fluorescência faloidina 633 tingir conjugados solução de trabalho (consulte a Tabela de materiais) para manchar a F-Actina. Loja em um lugar escuro e úmido (60-80%) à temperatura de 60 min. enxaguar as células 3 x com PBS (500 µ l/poço) para remover qualquer excesso faloidina. Pela coloração da F-Actina, o citoplasma pode ser delineada e ajudar a distinguir as bactérias interiorizadas.
- Adicione 200 µ l de solução de trabalho de DAPI (4, 6-diamidino-2-phenylindole) (1 µ g/mL) para manchar o núcleo da célula e incubar durante 5 min em um lugar escuro, úmido, à temperatura ambiente. Lave 1 x com PBS (500 µ l/poço) e 1 x com o mesmo volume de água destilada. Em seguida, as células estará prontas para observação sob um microscópio de fluorescência invertido.
4. ensaio de fagocitose de macrófagos usando citometria de fluxo
- Para minimizar os erros experimentais e fazer uma adequada interpretação dos resultados, definir os grupos e controlar os tubos para o experimento, conforme listado na tabela 2.
- Para o grupo de controle, que será colocado no gelo (grupo 4 na tabela 2), remova a placa de 6 o meio e lavá-lo 1x com PBS. Em seguida, adicione 1 mL de EDTA frio 70 mM dentro do poço para separar as células e transferi-los para o tubo de citometria de fluxo. Adicionar 50 µ l de suspensão bacteriana no tubo e coloque-o no gelo por 1h.
- Para os outros grupos, remova o meio de cultura. Adicione 1 mL de meio fresco em cada poço. Adicione 50 µ l de suspensão bacteriana nos poços de acordo com a configuração de grupo, conforme descrito na tabela 2. Em seguida, coloque a placa de 6-poços na 37 ° C, 5% CO2 incubadora por 1h.
- Para saciar a fluorescência de noninternalized e. coli, adicionar 200 µ l de solução de água de cristal violeta (CV) de 0,8% para o poço e balançar em breve, evitando-se assim um resultado falso-positivo pela ligação à superfície da EGFP-expressando Escherichia coli o os macrófagos mas não internalizada. Lavar as células 3 x com PBS para remover qualquer CV residual.
- Em seguida, adicione 1 mL de EDTA frio 70 mM dentro do poço para separar as células e transferi-los para o tubo de citometria de fluxo.
- Centrifugar os tubos a 400 x g por 5 min e descartar o sobrenadante.
- Adicione 100 µ l de PBS para Ressuspender as células. Adicione 5 µ l de F4/80-PE-conjugado anticorpo (um antigénio de superfície expressado em macrófagos de rato) em tubos, o isotipo do uso IgG2a-PE, de acordo com a configuração do grupo. Vórtice brevemente e incubar as amostras no gelo por 5-10 min no escuro.
- Adicionar 1 mL de PBS em cada tubo e centrifugar 400 x g por 5 min. descartar o sobrenadante. Resuspenda as pelotas de célula com 200-300 µ l de PBS para análise de citometria de fluxo. Executar a cada tubo e adquirir dados para pelo menos 10.000 eventos de células F4/80+ .
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
O vetor de animal de estimação-sumô utiliza um modificador ubiquitin-como pequeno para permitir a expressão de proteínas nativas na e. coli. Fusão de sumô pode melhorar consideravelmente a solubilidade EGFP, permitindo-lhe ser detectado facilmente. Se a expressão EGFP com êxito é induzida pela lactose, colônias verdes podem ser observadas no escuro (figura 1A). Pontos verdes, que representam o EGFP-expressando Escherichia coli, podem ser observados sob um microscópio de fluorescência usando uma lente objetiva de 40x (figura 1B).
Análise de microscopia mostra imagens de fluorescência (Figura 1) de macrófagos peritoneais de grupos de jovens e idosos. A Figura 1 mostra a fluorescência vermelha de F-Actina, a fluorescência verde de EGFP-expressando Escherichia coli, a fluorescência azul de DAPI coloração nuclear e a imagem mesclada de todos os três canais de fluorescência. Os ratos de 16 meses de idade, que foram considerados como os ratos envelhecidos, eram equivalentes dos seres humanos de 60 a 65 anos de idade. Estas imagens sugerem que macrófagos de ratos jovens apresentaram uma capacidade de fagocitose mais forte do que aqueles de ratos envelhecidos.
Citometria de fluxo (Figura 2) foi utilizada para quantificar e comparar a fagocitose de macrófagos do grupo de jovens e idosos. Figura 2A mostra uma análise de citometria de fluxo representativo dos jovens, idosos e grupos de controle. O anticorpo de F4/80-PE foi usado para identificar e portão os macrófagos, e EGFP-positivo sinais indicam os macrófagos que fagocitados e. coli. A proporção de F4/80+ e células EGFP+ indicam a capacidade fagocítica de macrófagos. O resultado (Figura 2B) do grupo de jovens foi de 62,7% ± 5,1% (média ± SEM), que foi significativamente maior do que a 35,2% ± 2,9% (média ± SEM) do grupo envelhecido. Estes resultados são consistentes com a tendência dos resultados de microscopia de fluorescência.
Figura 1 : EGFP-expressando Escherichia coli e sua fagocitose por macrófagos. (A) colônias EGFP-expressando Escherichia coli . O plasmídeo de animal de estimação-sumô-EGFP transformou-se em células BL21(DE); as bactérias foram inoculadas em um prato (100 µ g/mL) do LB-canamicina. Um revestimento de 0,5 à lactose mmol/L, na superfície da placa LB foi usado como o indutor, rendendo a expressão EGFP. Se o EGFP é expresso com êxito, são observadas colónias verdes amareladas usando UV luz no escuro. (B) microscopia de fluorescência de EGFP-expressando Escherichia coli. O sinal verde representa EGFP-expressando Escherichia coli. Barra de escala = 50 µm. (C) fluorescência multicanal imagens de macrófagos que foram fagocitose Escherichia coli. As células foram incubadas com EGFP-expressando Escherichia coli (verde) para 1 h, seguida de uma lavagem com PBS, fixação com paraformaldeído 4% e mancha para F-Actina usando faloidina 633 trabalho solução de conjugado (vermelha) e DAPI (azul). Barra de escala = 100 µm. clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 2 : Resultados de citometria de fluxo. (A) análise de citometria de fluxo representativo dos jovens, idosos e grupos de controle. Os macrófagos peritoneais foram corados com F4/80-PE após coincubation com EGFP-expressando Escherichia coli. F4/80+ e células EGFP+ eram raras negativa controle e controle (grupo 4: grupo jovem no gelo) grupos. As jovem e envelhecida fluxo cytometric parcelas representam grupos 5 e 6, respectivamente. (B) os resultados da análise de citometria de fluxo dos grupos de jovens e idosos. Um teste de Mann-Whitney foi utilizado para examinar a diferença entre estes dois grupos. A proporção de F4/80+ e células EGFP+ no grupo jovem foi significativamente maior do que no grupo de idade (*P < 0,05). As barras de erro representam o erro padrão da média (SEM). Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
| Grupo | Nome | Células | EGFP E. coli | Tempo de incubação co |
| 1 | Young | 2 x 105 | 2 x 107 | 1 h |
| 2 | Com idade | 2 x 105 | 2 x 107 | 1 h |
Tabela 1: grupo de configuração para microscopia de fluorescência. Dois grupos, o grupo envelhecido (16 meses C57BL/6, n = 3) e o grupo jovem (8 semanas de idade C57BL/6, n = 3), foram usados para preparar os macrófagos peritoneais. Os macrófagos peritoneais de cada rato foram adicionados aos diferentes. Cerca de 2 x 105 células em um volume de 100 µ l foram adicionadas a cada poço; Então, cerca de 2 x 107 EGFP-expressando Escherichia coli de células em um volume de 10 µ l foram adicionadas a cada bem e coincubated para 1 h a 37 ° C.
| Grupo | Nome e condição | Células | EGFP | F4/80-PE | O ISOTIPO DO PE |
| Escherichia coli | |||||
| 1 | Isotipo controle a 37° C | 2 x 106 | — | — | Adicionar 5 μL |
| 2 | Controlo positivo PE a 37° C | 2 x 106 | — | Adicionar 5 μL | — |
| 3 | Controlo positivo EGFP a 37° C | 2 x 106 | 1 x 108 | — | — |
| 4 | Grupo de jovens no gelo | 2 x 106 | 1 x 108 | Adicionar 5 μL | — |
| 5 | Grupo de jovens a 37° C | 2 x 106 | 1 x 108 | Adicionar 5 μL | — |
| 6 | Faixa etária a 37° C | 2 x 106 | 1 x 108 | Adicionar 5 μL | — |
Tabela 2: grupo de configuração por citometria de fluxo. Os macrófagos peritoneais primários de ratos jovens e idosos foram definidos seis grupos. Grupo 1 foi definido como isotipo controle; grupos 2 e 3 foram definidos como único controle positivo para o canal do PE ou EGFP, respectivamente. Para garantir que a fluorescência interiorizada é específica para a fagocitose, o grupo 4 foi incubado no gelo. A fagocitose é interrompida no gelo devido a baixa temperatura. O tempo de incubação foi de 1 h para todos os grupos.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
As etapas neste protocolo são bastante simples e direta. Um dos passos essenciais é induzir a expressão EGFP em Escherichia coli. Geralmente, quando um gene de eucariotas, como EGFP, é planejado para expressar em procariontes como e. coli, há um risco de que a proteína irá formar agregados inativos (corpos de inclusão), que altera a estrutura nativa da proteína e atividade. Usando o vetor de animal de estimação-sumô e construindo o plasmídeo de animal de estimação-sumô-EGFP, a proteína de fusão EGFP-sumô expressa com sucesso, e o sinal luminoso foi forte o suficiente para ser detectado por um microscópio de fluorescência e um citômetro de fluxo.
O outro passo crítico é para saciar a fluorescência de bactérias que não foram internalizados pelos macrófagos. Embora Trypan azul tem sido mostrado para saciar a fluorescência de isotiocianato de fluoresceína (FITC)-rotulados, calor-matou as bactérias, não funcionou para o ao vivo e. coli. Usar uma solução de água de cristal violeta 0,8% pode saciar a maioria da fluorescência da e. coli , que se ligam na superfície das células. Alguma literatura sugere que a lavagem com antibióticos, em vez de com Trypan azul podem ajudar a saciar a fluorescência, mas isso não foi eficaz no presente experimento10.
A densidade da pilha pode limitar esta técnica. Porque as células consistem de uma mistura de linfócitos e macrófagos, os macrófagos são geralmente mais baixos do que a densidade de célula calculada a partir do hemocytometer ao colher as células da cavidade peritoneal de rato, que pode resultar em um número insuficiente de células para a citometria de fluxo e a microscopia de fluorescência. No caso de número insuficiente de macrófagos, células de dois a três ratos dentro do mesmo grupo podem misturar para o ensaio de fagocitose. Quando esta técnica é aplicada a linha celular do macrófago, tais como RAW264.7, a perda de células pode ser uma preocupação, porque estas células são relativamente de; assim, as células podem ser perdidas durante o procedimento de lavagem. Lave suavemente ou usar placas de cultura com célula-Tratado de superfícies, podem aumentar a aderência de célula.
Existem muitos outros métodos para avaliar a capacidade de fagocitose. Como um dos métodos clássicos, eritrócitos de galinha ou manchadas de células mortas foram utilizadas como marcadores de fagocitose. A sensibilidade desses métodos foi limitada pela considerável variação dos resultados. Outro método alternativo para examinar a fagocitose é a utilização de células infectadas com bactérias por várias horas e, em seguida, lisar as células com Triton X-100 e placa em um ágar LB de Petri durante a noite a 37 ° C. A capacidade fagocitária é determinada pela contagem do número de formadoras de unidades (CFUs)6. Este método necessário contanto que 2 dias para obter os dados do UFC, e a variação dos números contados era grande porque os lisados celulares são diluídos várias vezes. Em seguida, marcado com FITC grânulos7 ou e. coli foram introduzidos para a fagocitose ensaios8. Porque estes grânulos carecia de antígenos de superfície específicos, preopsonization adicional foi necessária para a absorção ideal. Além disso, o método de usar as bactérias FITC-etiquetadas pode dificultar a fagocitose porque o FITC comprometida a virulência bacteriana9.
Outro método recém-introduzidos é usar corantes comercializados, que são pH sensível e fluorescem somente uma vez que estão dentro da lisossoma ácida, eliminando assim o resfriamento passo10. No entanto, o kit comercializado pode ser custo proibitivo. Uma vez que a tensão de EGFP-expressando Escherichia coli é construída, as bactérias são facilmente reproduzidas, e a fluorescência é estável durante várias semanas, o que torna este método simples e econômico. Porque o EGFP tem uma forte fluorescência, esse método também pode ser modificável a uma técnica de fluorométrica de alta produtividade para avaliar a fagocitose de macrófagos, que pode ser executada em uma placa de 96 poços opaco11.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Os autores não têm nada para divulgar.
Acknowledgments
A Fundação Nacional de ciências naturais da China (n. º 31800046) e a ciência Natural Fundação da província de Liaoning (n º 20170540262) com suporte a este trabalho. Este trabalho foi realizado nos laboratórios do centro de pesquisa científica na Universidade segundo Hospital de Dalian Medical. Os autores gostaria agradecer Xiao-Lin Sang pela sua assistência com a citometria de fluxo e Bo Qu e Dong-Chuan Yang por sua assistência na produção do vídeo.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| BD FACSCanto II Flow cytometer | BD Biosciences | - | |
| Biotin anti-mouse CD16/32 Antibody | Biolegend | Cat101303 | |
| Champion pET SUMO Protein Expression system | Invitrogen | K300-01 | |
| Custom Gene Synthesis Service | Takara Biotech. | - | |
| DAPI(4',6-Diamidino-2-Phenylindole, Dihydrochloride) | ThermoFisher | D1306 | |
| F4/80-PE anti-mouse antibody for FACS | Biolegend | Cat123110 | |
| Leica DMI3000 B Inverted Microscope | Leica Microsystems | - | |
| PE Rat IgG2a, κ-isotype control | Biolegend | Cat400507 | |
| Phalloidin 633 fluorescence dye conjugated working solution | AAT Bioquest | Cat23125 | |
| Thioglycollate medium | Sigma-Aldrich | T9032 |
References
- Layoun, A., Samba, M., Santos, M. M. Isolation of murine peritoneal macrophages to carry out gene expression analysis upon Toll-like receptors stimulation. Journal of Visualized Experiments. 98, e52749 (2015).
- Iskander, K. N., et al. Sepsis: multiple abnormalities, heterogeneous responses, and evolving understanding. Physiological Reviews. 93 (3), 1247-1288 (2013).
- Girard, T. D., Opal, S. M., Ely, E. W. Insights into severe sepsis in older patients: from epidemiology to evidence-based management. Clinical Infectious Diseases. 40 (5), 719-727 (2005).
- Bicker, H., et al. A simple assay to measure phagocytosis of live bacteria. Clinical Chemistry. 54 (5), 911-915 (2008).
- Zhou, M. Y., Gomez-Sanchez, C. E.
- Chen, Q., et al. Triggering receptor expressed on myeloid cells-2 protects against polymicrobial sepsis by enhancing bacterial clearance. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 188 (2), 201-212 (2013).
- Lamberti, G., de Araujo, M. E., Huber, L. A. Isolation of Macrophage Early and Late Endosomes by Latex Bead Internalization and Density Gradient Centrifugation. Cold Spring Harbor Protocols. (12), (2015).
- Miksa, M., Komura, H., Wu, R., Shah, K. G., Wang, P. A novel method to determine the engulfment of apoptotic cells by macrophages using pHrodo succinimidyl ester. Journal of Immunological Methods. 342 (1-2), 71-77 (2009).
- Weingart, C. L., et al. Fluorescent labels influence phagocytosis of Bordetella pertussis by human neutrophils. Infection and Immunity. 67 (8), 4264-4267 (1999).
- Neaga, A., Lefor, J., Lich, K. E., Liparoto, S. F., Xiao, Y. Q. Development and validation of a flow cytometric method to evaluate phagocytosis of pHrodo BioParticles(R) by granulocytes in multiple species. Journal of Immunological Methods. 390 (1-2), 9-17 (2013).
- Ninkovic, J., Roy, S. High throughput fluorometric technique for assessment of macrophage phagocytosis and actin polymerization. Journal of Visualized Experiments. (93), e52195 (2014).
