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Behavior

Diabrotica virgifera virgifera (LeConte) verwendet Flugmühlen zur Messung der Flugneigung und Leistung des westlichen Maiswurzelwurms

Published: October 29, 2019 doi: 10.3791/59196
Automatic Translation
1, 1, 2
1Department of Entomology, Iowa State University, 2Corn Insects & Crop Genetics Research Unit, USDA-ARS

Summary

Flugmühlen sind wichtige Werkzeuge zum Vergleich, wie Alter, Geschlecht, Paarungsstatus, Temperatur oder verschiedene andere Faktoren das Flugverhalten einesInsektsbeeinflussen können. Hier beschreiben wir Protokolle, um die Flugneigung und Leistung des westlichen Maiswurzelwurms unter verschiedenen Behandlungen zu messen.

Abstract

Der westliche Maiswurzelwurm Diabrotica virgifera virgifera (LeConte) (Coleoptera: Chrysomelidae) ist ein wirtschaftlich wichtiger Maisschädling im Norden der Vereinigten Staaten. Einige Populationen haben Resistenzen gegen Managementstrategien entwickelt, einschließlich transgenen Mais, der insektizide Toxine produziert, die aus dem Bakterium Bacillus thuringiensis (Bt) gewonnen werden. Das Wissen über die Verbreitung westlicher Maiswurzelwürmer ist von entscheidender Bedeutung für Modelle der Widerstandsentwicklung, -ausbreitung und -minderung. Das Flugverhalten eines Insekts, vor allem über eine lange Distanz, ist von Natur aus schwer zu beobachten und zu charakterisieren. Flugmühlen bieten eine Möglichkeit, Entwicklungs- und physiologische Auswirkungen und Folgen des Fluges im Labor direkt zu testen, die in Feldstudien nicht erzielt werden können. In dieser Studie wurden Flugmühlen verwendet, um den Zeitpunkt der Flugaktivität, die Gesamtzahl der Flüge sowie die Entfernung, Dauer und Geschwindigkeit von Flügen zu messen, die von weiblichen Wurzelwürmern während eines 22-stunden-Testzeitraums durchgeführt wurden. Sechzehn Flugmühlen waren in einer Umweltkammer mit programmierbarer Beleuchtung, Temperatur- und Feuchtigkeitskontrolle untergebracht. Die beschriebene Flugmühle ist von einem typischen Design, bei dem ein Flugarm frei um einen zentralen Drehpunkt gedreht werden kann. Die Rotation wird durch den Flug eines Ansekts verursacht, das an ein Ende des Flugarms gefesselt ist, und jede Drehung wird von einem Sensor mit einem Zeitstempel aufgezeichnet. Rohdaten werden per Software zusammengestellt, die anschließend verarbeitet werden, um zusammenfassende Statistiken für Flugparameter von Interesse zu liefern. Die schwierigste Aufgabe für jede Flugmühlenstudie ist die Befestigung des Tethers an das Insekt mit einem Klebstoff, und die verwendete Methode muss auf jede Art zugeschnitten sein. Die Befestigung muss stark genug sein, um das Insekt in einer starren Ausrichtung zu halten und eine Ablösung während der Bewegung zu verhindern, ohne die natürliche Flügelbewegung während des Fluges zu stören. Der Befestigungsprozess erfordert Geschicklichkeit, Finesse und Geschwindigkeit, um Videoaufnahmen des Prozesses für Wurzelwürmer von Wert zu machen.

Introduction

Der westliche Maiswurzelwurm Diabrotica virgifera virgifera LeConte (Coleoptera: Chrysomelidae) wurde 1909 als Schädling von kultiviertem Mais identifiziert1. Heute ist es der wichtigste Schädling von Mais(Zea mays L.) im US-Maisgürtel, mit Larven Fütterung auf Maiswurzeln verursacht den größten Teil der Ertragsverluste mit diesem Schädling verbunden. Die jährlichen Kosten für Management- und Maisproduktionsverluste durch Maiswurzelwürmer werden auf über 1MilliardeUS-Dollar geschätzt. Der westliche Maiswurzelwurm ist sehr anpassungsfähig, und Populationen haben Resistenzen gegen mehrere Managementstrategien entwickelt, einschließlich Insektizide, Fruchtfolge und transgenem Bt-Mais3. Die Bestimmung räumlicher Dimensionen, bei denen Taktiken angewendet werden müssen, um die lokale Entwicklung des Widerstands oder eines Widerstands-Hotspots zu mildern, hängt von einem besseren Verständnis der Dispersion4ab. Minderungsmaßnahmen werden nicht erfolgreich sein, wenn sie auf zu kleine räumliche Skalen um einen Widerstands-Hotspot beschränkt sind, da resistente Erwachsene sich über den Minderungsbereich5verteilen. Das Verständnis des Flugverhaltens des westlichen Maiswurzelwurms ist wichtig, um effektive Resistenzmanagementpläne für diesen Schädling zu erstellen.

Die Zerstreuung durch Den Flug spielt eine wichtige Rolle in der Geschichte und Ökologie des westlichen Maiswurzelwurms im Erwachsenenwesten6, und das Flugverhalten dieses Schädlings kann im Labor untersucht werden. Es können mehrere Methoden zur Messung des Flugverhaltens im Labor verwendet werden. Ein Aktograph, der den Flug in einer vertikalen Ebene einschränkt, kann die Zeit messen, in der ein Insekt im Flug eingesetzt wird. Actographen wurden verwendet, um Flugdauer und Periodizitätsmuster von westlichen Maiswurzelwurmmännchen und -weibchen in verschiedenen Altersstufen, Körpergrößen, Temperaturen, Insektizidanfälligkeit und Insektizidexposition7,8, 9. Flugtunnel, die aus einer Tracking-Kammer und einem gerichteten Luftstrom bestehen, sind besonders nützlich, um das Verhalten von Insektenflugzusteinen zu untersuchen, wenn sie einer Geruchsfahne folgen, wie z. B. Pheromonkomponenten10 oder Pflanzenflüchtige11. Flugmühlen sind vielleicht die häufigste Methode für Laborstudien des Insektenflugverhaltens und können verschiedene Aspekte der Flugneigung und Leistung charakterisieren. Laborflugmühlen wurden in Studien des westlichen Maiswurzelwurms eingesetzt, um die Neigung zu kurzen und anhaltenden Flügen sowie die hormonelle Kontrolle von Dauerflug12,13zu charakterisieren.

Flugmühlen bieten eine relativ einfache Möglichkeit, das Flugverhalten von Insekten unter Laborbedingungen zu untersuchen, indem sie es den Forschern ermöglichen, verschiedene Flugparameter wie Periodizität, Geschwindigkeit, Entfernung und Dauer zu messen. Viele der heute verwendeten Flugmühlen stammen aus den Kreisverkehren Kennedy et al.14 und Krogh und Weis-Fogh15. Flugmühlen können in Form und Größe unterschiedlich sein, aber das Grundprinzip bleibt gleich. Ein Insekt wird gefesselt und an einem radialen horizontalen Arm befestigt, der frei zu drehen ist, mit minimaler Reibung, um eine vertikale Welle. Während das Insekt vorwärts fliegt, ist sein Weg darauf beschränkt, in einer horizontalen Ebene zu kreisen, wobei die zurückgelegte Entfernung pro Drehung durch die Länge des Arms diktiert wird. Ein Sensor wird in der Regel verwendet, um jede Drehung des Arms zu erkennen, die durch die Flugaktivität des Insekts verursacht wird. Zu den Rohdaten gehören Rotationen pro Zeiteinheit und Zeitpunkt des Fluges. Die Daten werden zur Aufzeichnung in einen Computer eingespeist. Daten von mehreren Flugmühlen werden häufig parallel aufgezeichnet, im Wesentlichen gleichzeitig, wobei Banken von 16 und 32 Flugmühlen üblich sind. Die Rohdaten werden von einer benutzerdefinierten Software weiterverarbeitet, um Werte für Variablen wie Fluggeschwindigkeit, Gesamtzahl der getrennten Flüge, Entfernung und Dauer der Geflogene usw. bereitzustellen.

Jede Insektenart ist anders, wenn es um die beste Methode zum Anbinden kommt, wegen morphologischer Variablen wie Gesamtgröße, Größe und Form des Zielbereichs für die Befestigung des Tethers, Weichheit und Flexibilität des Insekts, Bedarf und Methode für Anästhesisierung, Potenzial für Fouling der Flügel und /oder Kopf mit verlegten oder Überlaufkleber, und viele, viele mehr Details. Bei visualisiertem Tethering eines plataspid enbugs16 und eines Ambrosiakäfers17sind die jeweiligen Zielflächen für tether attachment relativ groß und verzeihen eine ungenaue Klebeplatzierung, da Kopf und Flügel etwas gut von der Anlageseite getrennt. Dies soll nicht die Schwierigkeit herunterspielen, diese Insekten zu festzuführen, was für jede Art anspruchsvoll ist. Aber der westliche Maiswurzelwurm ist ein besonders herausforderndes Insekt zum Anfassen: Das Pronotum ist schmal und kurz, so dass eine sehr präzise Befestigung mit einer minimalen Menge klebstoff (in diesem Fall Zahnwachs) notwendig ist, um Störungen beim Öffnen des Elytra zu verhindern. für den Flug und mit dem Kopf, wo der Kontakt mit Augen oder Antennen das Verhalten beeinflussen kann. Gleichzeitig muss der Tether fest befestigt werden, um eine Auflösung durch diesen starken Flyer zu vermeiden. Die Demonstration des Anteders von Wurzelwurm-Erwachsenen ist das wichtigste Angebot in diesem Papier. Es sollte anderen helfen, die mit diesem oder ähnlichen Insekten arbeiten, wo die hier visualisierte Methode eine nützliche Option sein könnte.

Dieser Artikel beschreibt Methoden, die verwendet werden, um effektiv zu hegen und die Flugaktivität von westlichen Maiswurzelwurm-Erwachsenen zu charakterisieren, die in verschiedenen Larvendichten aufgezogen wurden. Die in dieser Studie verwendeten Flugmühlen und Software (Abbildung 1) wurden von Entwürfen abgeleitet, die von Jones et al.18 Tethering-Techniken im Internet veröffentlicht wurden. in einer Umweltkammer untergebracht, die zur Steuerung von Beleuchtung, Feuchtigkeit und Temperatur entwickelt wurde (Abbildung 2). Die Verwendung dieses oder ähnlicher Einrichtung zusammen mit den folgenden Techniken ermöglicht das Testen von Faktoren, die die Flugneigung und Leistung des westlichen Maiswurzelwurms beeinflussen können, einschließlich Alter, Geschlecht, Temperatur, Photoperiode und viele andere.

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Protocol

1. Hinterer westlicher Maiswurzelwurm für Flugtests

HINWEIS: Wenn das Alter des Erwachsenen kontrolliert oder bekannt sein muss, müssen Erwachsene zuerst auf dem Feld gesammelt werden, und dann ihre Nachkommen zur Erprobung ins Erwachsenenalter aufziehen. Wenn das Alter des Käfers oder eine standardisierte Aufzuchtumgebung nicht bedenklich ist, kann es möglich sein, direkt feldeingebundene Erwachsene zu testen, und das Protokoll kann mit Schritt 2 beginnen.

  1. Sammeln Sie mindestens 500 westliche Maiswurzelwurm Erwachsene aus einem Maisfeld von Interesse, um sicherzustellen, dass genügend Eier für die Aufzucht einer ausreichenden Anzahl von Erwachsenen erhalten werden. Verwenden Sie einen manuellen Aspirator, um Erwachsene aus dem Feld zu sammeln.
    HINWEIS: Es wird empfohlen, Erwachsene während der Höchstmenge zu sammeln, etwa Ende Juli im US-Maisgürtel, um die Sammlung beider Geschlechter zu gewährleisten. Die meisten Erwachsenen werden Männlich sein, wenn früher gesammelt, während die meisten Frauen sein, wenn später gesammelt.
  2. Legen Sie die gesammelten männlichen und weiblichen Erwachsenen in einen Maschenkäfig mit gehacktem Maisohr, Maisblattgewebe, 1,5% Agar fest und einem Ovipositionssubstrat. Ein 18 x 18 x 18 cm großer Käfig (Maschenöffnung 44 x 32, 650 m Blende) kann bis zu 500 Erwachsene gleichzeitig aufnehmen.
    1. Verwenden Sie den maisanbauauf dem Feld als Quelle des Maisohrs, das im R3 gepflückt wird, oder Milchstufe der Kernelentwicklung19. Der R3-Kern ist außen gelb, während die innere Flüssigkeit aufgrund der sich ansammelnden Stärke milchig weiß ist. Maisohren können eingefroren und bis zu einem Jahr gelagert werden, bis sie benötigt werden. Um den Wurzelwurm zu füttern, entfernen Sie die Schale und hacken Sie den Mais in horizontale Querschnitte von ca. 3 cm Dicke. Gehackter Mais ist die primäre Ernährung für die Erwachsenen und sollte zweimal pro Woche ausgewechselt werden.
    2. Erhalten Sie Blätter von gewächseigenen Maispflanzen jeden Alters. Die Menge des Blattgewebes variiert mit der Anzahl der Erwachsenen im Käfig. Vermeiden Sie die Verwendung von Feldpflanzen, da sie Krankheiten einführen können.
    3. Um den festen Agar zu machen, mischen Sie 15 g Agarpulver mit 1 L DI-Wasser. Erhitzen Sie die Mischung bis zum Kochen. Gießen Sie die Flüssigkeit in Petrischalen (100 mm x 15 mm), während es heiß ist. Legen Sie einen Deckel auf die Petrischale einmal abkühlen und legen Sie sie in kalte Lagerung (6° C). Agar versorgt Erwachsene mit einer Feuchtigkeitsquelle und sollte zweimal pro Woche ausgewechselt werden.
    4. Um ein Ovipositionssubstrat vorzubereiten, legen Sie 40 g gesiebten Feldboden (<180 m) in eine Petrischale. Befeuchten Sie den Boden mit entionisiertem Wasser. Stellen Sie sicher, dass der Boden am Boden der Petrischale nass erscheint. Erzielen Sie die Spitze des befeuchteten Bodens mit einem Nadelwerkzeug. Entfernen Sie das Ovipositionssubstrat wöchentlich und legen Sie es mindestens einen Monat lang bei 25° C und 60% RH in einen Inkubator.
  3. Nachdem Sie einen Monat lang Eier inkubiert haben, waschen Sie den Inhalt des Ovipositionssubstrats durch ein 250-m-Sieb, bis der gesamte Boden entfernt ist. Quantifizieren Sie die Eier, indem Sie gewaschene Eier in einen 10-ml-Zylinder legen. Es gibt ca. 10.000 Eier pro 1 ml.
  4. Die quantifizierten Eier in einen 44-ml-Behälter geben und mit gesiebtem Feldboden bedecken (<180 m). Westliche Maiswurzelwurmeier durchmachen eine obligate Diapause durch den Winter20. Um die Diapause zu unterbrechen, legen Sie die Eier mindestens 6 Monate in die Kühllagerung (6° C).
    HINWEIS: Eier können länger als 5 Monate im Kühllager aufbewahrt werden, aber die Lebensfähigkeit von Eiern nimmt mit der Zeit ab. Nach 12 Monaten kann es wenig bis gar keine Luke geben.
  5. Nach mindestens 5 Monaten die Eier aus der Kühllagerung entfernen und bei 25° C und 60% RH in einen Inkubator stellen. Neonate schlüpfen bereits 16 Tage nach dem Entfernen aus der Kühllagerung.
  6. Sobald die Eier schlüpfen, legen Sie drei keimende Kerne an den Boden eines 44-ml-Kunststoffbehälters mit freiliegenden Wurzeln (d. h. nicht mit Erde bedeckt). Verwenden Sie eine weiche Borstenbürste, um 12 Neonate auf die Oberfläche der Wurzeln zu übertragen.
  7. 4,5 ml DI-Wasser auf 40 ml gesiebtem Boden (<600 m) geben. Legen Sie den befeuchteten Boden über die keimenden Kerne, die mit Neonaten befallen wurden, und bedecken Sie den Behälter mit Mesh-Gewebe, um zu verhindern, dass Larven entkommen.
  8. Am selben Tag, an dem der 44-ml-Kunststoffbehälter mit Neonaten aufgesetzt ist, bereiten Sie einen 473-ml-Behälter mit Maiskernen vor, die nicht gekeimt sind. Die Wurzelwurmlarven werden später in diesen größeren Behälter überführt. Die Anzahl der Kerne bestimmt die gewünschte Larvendichte pro Pflanze. 120 g Bodenmischung, bestehend aus 50% gesiebten Feldböden (<600 m) und 50% Blumenerde mit 20 ml entionisiertem Wasser befeuchtet hinzufügen.
  9. Übertragen Sie nach 7 Tagen den gesamten Inhalt des 44-ml-Containers in den 473-ml-Container. Die Larven werden zum Zeitpunkt des Transfers die zweite Insterne sein.
    HINWEIS: Diese Übertragung in einen größeren Behälter ist notwendig, um Larven mit genügend Wurzelmasse für die Fütterung durch Verpfupation zu versorgen.
  10. Beobachten Sie das Auftauchen von Erwachsenen in der Regel etwa 26 Tage nach der Eiluke. Erwachsene sind aktive Flieger beim Auftauchen und können dem 473-ml-Container entkommen, wenn sie versuchen, sie von Hand zu sammeln. Verwenden Sie stattdessen ein Vakuum mit einem Aspirator, um Erwachsene zu sammeln.
  11. Segregate Erwachsene nach Geschlecht und / oder Datum, wenn für Vergleichstests erforderlich. Das Geschlecht des westlichen Maiswurzelwurms kann durch Beobachtung der Morphologie des prothorakalen Basitarsi21bestimmt werden. Männchen haben breite, quadratische prothorakale Basitarsi, während die von Weibchen schmal und konisch geformt sind.
    1. Den Käfer in eine 45-ml-klar polystyrol-Kunststoff-Durchstechflasche geben und mit einem Deckel mit 6 kleinen Löchern (1 mm Durchmesser) abdecken.
    2. Anästhesisieren Sie den Käfer. Legen Sie das Ende eines Rohres, das an einemCO2-Tankregler befestigt ist, über die Löcher im Deckel und lassen Sie einen sanftenCO2-Fluss für ca. 10 bis 15 s in das Rohr gelangen, bis der Erwachsene den Halt an der Wand der Durchstechflasche verliert.
      HINWEIS: Das anästhesierte Insekt bleibt ca. 1 min immobilisiert.
    3. Legen Sie den anästhesierten Käfer, ventrale Seite nach oben, auf eine umgekehrte Kunststoff-Petrischale Boden. Legen Sie den nicht invertierten Deckel der Petrischale vorsichtig über den Käfer. Stellen Sie sicher, dass die Tarsi des Käfers gegen den Deckel drücken, so dass eine einfache Beobachtung der prothorakalen Basitarsi unter einem Sezierendes Mikroskop.
  12. Wenn das Experiment erfordert, dass Käfer vor dem Flug gepaart werden, dann verwenden Sie Männchen mindestens 5 Tage alt, um mit den neu entstandenen Weibchen zu paaren.
    HINWEIS: Die Verwendung älterer Männchen stellt sicher, dass sie nach ihrer Einführung in jungfräuliche Weibchen geschlechtsreif sind. Frauen sind nach erwachsenen Aufkommen geschlechtsreif, während Männer 5 bis 7 Tage nach der Entstehung benötigen, um die Geschlechtsreife zu erreichen22,23.

2. Starten Sie das Flugmühlen-Softwareprogramm vor dem Flugtest

HINWEIS: Die Flugmühlenprogrammdateien (.vi Dateierweiterungen, die in einer kommerziellen Softwareplattform laufen, siehe Tabelle der Materialien) und Details für ihre Verwendung werden zum Download über Links zur Verfügung gestellt ("Datenanalyseroutine" und "Circular Flight Mill Instructions", bzw.) im Abschnitt "Flugmühlenverdrahtung und Software" auf der Jones et al.18 Website. Wenn die Programme in neueren oder zukünftigen Versionen der Softwareplattform nicht mehr funktionieren oder wenn der Benutzer neue Funktionen hinzufügen möchte, können die von Jones et al. 18 bereitgestellten Routinen vom Benutzer nach Bedarf geändert werden.

  1. Öffnen Sie das Flugmühlen-Softwareprogramm (Abbildung 3).
  2. Geben Sie die Informationen unter der Registerkarte Initialisierung ein.
    1. Legen Sie die Start- und Endzeit für die gewünschte Dauer des Flugtests fest.
      HINWEIS: Alle Erwachsenen sollten bis 30 min vor der Startzeit an Flugmühlen gefesselt und montiert werden. Es kann eine erfahrene Person 30 min bis 45 min dauern, um zu tether und bereiten 16 Käfer für Flugtests (siehe Abschnitt 3).
    2. Stellen Sie den Min-Schwellenwert (min) auf 0 ein. Dadurch wird sichergestellt, dass jede Erkennung des Flugarms aufgezeichnet wird, und ist die standardempfohlene von Jones et al. 18.
    3. Stellen Sie den Max-Schwellenwert (min) auf 1 ein. Hier wurde 1 min verwendet. Dieser Wert bedeutet, dass 1 min zwischen der Sensorerkennung des Flugarms vergehen muss, um das Ende eines Fluges zu "rufen".
    4. Geben Sie einen Namen für die Datei ein.
    5. Legen Sie das Rohdatenprotokollintervall (min) auf 1 fest. Dieser Wert steuert das Intervall, über das die Rohdaten für die Ausgabeberichterstattung kompiliert werden. Hier ist es auf 1 min eingestellt. So wird z.B. die Ausgabe von Umdrehungen pro Minute protokolliert.
      ANMERKUNG: Das tatsächliche Zeitintervall zwischen dem elektronischen Scannen der Sensoraktivität ist sehr kurz, aber ein Intervall von 1 min ermöglicht die Protokollierung in einem ausreichend großen Maßstab für die meisten Forschungszwecke, während die Anzahl der Zeilen in der Tabellenkalkulation auf eine angemessene Anzahl beschränkt wird. zur Untersuchung mit dem Auge.
  3. Füllen Sie unter der Registerkarte Betreffinformationen die Spalten mit der Bezeichnung ID, Ernährung, Geschlecht, Arten und Kommentare nach Belieben aus.
  4. Klicken Sie auf die START-Schaltfläche auf der linken Seite des Bildschirmdisplays. Das Programm beginnt mit dem Sammeln von Rohdaten, sobald die aktuelle Zeit mit der Startzeitübereinstimmt.

3. Tether westlicher Maiswurzelwurm zur Flugmühle

  1. Biegen Sie einen 40-mm-Längen-Stahldraht mit 28-Spur-Stahl 90° in der Mitte.
    HINWEIS: Der Draht kann auch aus einem anderen Metall wie Kupfer oder Messing sein.
  2. Nehmen Sie eine kleine Menge Zahnwachs, etwas größer als ein Pinhead, und rollen Sie es zwischen den Fingerspitzen, bis eine Kugel gebildet wird. Stellen Sie sicher, dass die Finger sauber sind, um zu verhindern, dass Schmutz, Schmutz und Öl in das Wachs einfließen, da es das Anhaften des Wachses am Insekt verhindern kann.
  3. Schieben Sie ein Ende der 40 mm den gebogenen Draht in die Mitte der Kugel aus Wachs.
  4. Anästhetisieren Sie den Test Erwachsener mit CO2 wie oben beschrieben (siehe 1.11.1 und 1.11.2).
  5. Legen Sie den anästhesierten Erwachsenen auf eine flache Oberfläche und positionieren Sie seine Rückenseite nach oben. Wenn der Käfer nicht ganz flach auf der Oberfläche liegt, positionieren Sie die Beine so, dass sie es tun. Es ist wichtig, dass der Käfer so flach wie möglich auf der Oberfläche liegt, um die korrekte Positionierung des Drahtes zu gewährleisten.
  6. Kurz (< 1 s) erhitzen Sie das Zahnwachs auf dem Draht mit einem Butanfeuerzeug. Wenn das Wachs zu lange erhitzt wird, fällt das geschmolzene Wachs vom Draht ab. Verwenden Sie das Wachs nicht wieder, wenn es vom Draht gefallen ist, da es nicht effektiv an der Insektenhaut haftet.
  7. Legen Sie das Ende des Stahldrahtes mit dem geschmolzenen Zahnwachs vorsichtig auf die dorsale Oberfläche des Pronotums, während Sie das andere Ende des Drahtes (d. h. das Ende ohne Zahnwachs) entlang der Mittellinie des Bauches zeigen. Alternativ weisen Sie auf Wunsch das Ende des Drahtes ohne das Zahnwachs auf den Kopf. In diesem Fall drückt ein fliegender Käfer den Flugarm, anstatt ihn zu ziehen. Achten Sie darauf, dass das geschmolzene Wachs nicht auf das Elytra oder seine Nähte gelangt, da es den Flug verhindern oder behindern kann.
  8. Legen Sie das freie Ende des Drahtes in die Öffnung des Hohlmetallrohrs des Flugmühlenarms. Stellen Sie sicher, dass der Draht so fest sitzt, dass er durch Reibung an Ort und Stelle hält. Der gefesselte Käfer kann so positioniert werden, dass er entweder im Uhrzeigersinn oder gegen den Uhrzeigersinn fliegt.
  9. Unmittelbar nach der Montage eines Käfers, reißen Sie ein kleines Stück (ca. 1 cm Durchmesser) Von Tissuepapier aus einem größeren Gewebe. Bieten Sie das Gewebestück dem gefesselten Käfer an, der an der Flugmühle hängt, für den Tarsalkontakt; Die meisten Käfer greifen das Gewebe und halten es gegen die Schwerkraft, bis sie es zu Beginn ihrer ersten Flugaktivität freisetzen. Dies wird das anfängliche Flucht- oder Landeflugverhalten erheblich reduzieren.
    HINWEIS: Die Anwesenheit des Menschen im Flug-Testraum sollte auf das Anbringen und Entfernen von Erwachsenen aus den Flugmühlen beschränkt sein. Die Testphase beginnt in der Regel erst nach Ablauf von mindestens 30 min seit der Anhaftung (siehe Anmerkung unter 2.2.1), und Der Mensch sollte während dieser Zeit oder während der Testphase selbst nicht im Flugraum anwesend sein.
  10. Entfernen Sie alle fluggeprüften Erwachsenen nach Abschluss eines Flugmühlentests. Entfernen Sie die Wachsperle, die den Tether mit dem Pronotum verbindet, indem Sie den Draht vorsichtig vom Pronotum wegschälen. Das Wachs trennt sich leicht, ohne die Nagelhaut zu beschädigen, so dass das Insekt auf Wunsch für weitere Experimente zur Verfügung steht.

4. Speichern Sie die im Flugmühlenprogramm gesammelten Daten.

  1. Das Programm kann entweder auf MANUAL oder AUTOeingestellt werden. Wenn das Programm auf manuell eingestellt ist, muss der Benutzer das Programm beenden, indem er auf die Schaltfläche STOP klickt. Wenn das Programm auf AUTOeingestellt ist, stoppt das Programm das Sammeln von Rohdaten, sobald die aktuelle Zeit mit der Endzeitübereinstimmt.
  2. Klicken Sie nach Ablauf des Flugtestzeitraums auf EXIT.
  3. Stellen Sie sicher, dass eine TDMS-Datei unter dem Dateinamen gespeichert wird, der während der Programminitialisierung eingegeben wurde (Schritt 2.2).
  4. Klicken Sie auf die TDMS-Datei und speichern Sie das Dokument als Kalkulationstabelle (.xlsx).

5. Flugparameter aus der gespeicherten Kalkulationstabelle abrufen (.xlsx)

HINWEIS: Eine Kalkulationstabelle kann speziell entwickelt werden, um die Rohdatenausgabe der Flugmühlensoftware zu manipulieren. Hier war das Softwareprogramm das gleiche wie von Jones et al. 18beschrieben, aber eine zusätzliche Routine wurde hinzugefügt, um den längsten ununterbrochenen Flug eines einzelnen Insekts während der Testphase zu erkennen und zusammenzufassen.

  1. Für jede Person, die an der Flugaktivität beteiligt ist, enthält die Tabelle die folgenden Informationen: Flugnummer, Gesamtumdrehungen, Startzeit, Endzeit und Flugdauer in Minuten.
    1. Um die im Testzeitraum geflogene Gesamtentfernung zu berechnen, summieren Sie die Spalte mit der Bezeichnung "Total Revs" und multiplizieren Sie sie mit der pro Umdrehung geflogenen Entfernung. Die Entfernung pro Umdrehung hängt von der Länge des Flugarms vom zentralen Drehpunkt zum angeschlossenen Insekt ab. Wenn dieser Abstand beispielsweise 15,9 cm beträgt, entspricht jede Umdrehung einem geflogenen Meter. Die Gesamtzahl der Umdrehungen finden Sie auch auf der Registerkarte "Teststatistiken".
    2. Um die Gesamtdauer des Testzeitraums zu berechnen, summieren Sie die Spalte mit der Bezeichnung "Flugdauer (min)".
    3. Um die Entfernung und Dauer des längsten ununterbrochenen Fluges zu bestimmen, gehen Sie auf die Registerkarte "Teststatistiken" und sehen Sie unter der Spalte mit der Bezeichnung 'Longest Flight'.
    4. Die Fluggeschwindigkeit kann berechnet werden, indem die geflogene Entfernung durch die Flugdauer dividiert wird. Bei Insekten wird die Geschwindigkeit üblicherweise in m/s oder km/h ausgedrückt.

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Representative Results

Abbildung 4 zeigt repräsentative Beispiele für Die ergebnisse, die nach Flugtests erwartet werden. Flugdaten wurden aus experimentellen Arbeiten am Department of Entomology der Iowa State University gewonnen. Die sechs Tage alten, gepaarten weiblichen westlichen Maiswurzelwürmer wurden an Flugmühlen gefesselt und in eine kontrollierte Umweltkammer mit 14:10 L:D, 60 % RH und 25° C gebracht. Die Käfer wurden 22 aufeinanderfolgende Stunden lang auf den Flugmühlen zurückgelassen, beginnend 30 min vor Beginn der simulierten Morgendämmerung, und ihre Flugaktivität wurde aufgezeichnet (Abbildung 4). Dämmerung und Dämmerung wurden durch eine programmierte, allmähliche Änderung der Lichtintensität von voll auf voll in der Morgendämmerung (oder umgekehrt in der Dämmerung) über einen Zeitraum von 30 Minuten simuliert. Die erste Registerkarte in der resultierenden Tabelle fasst die einzelnen Erwachsenen zusammen, die getestet wurden, anhand der informationen aus Schritt 2.3. Die nachfolgenden Registerkarten enthalten Flugdaten für jede Person. Die letzten beiden Registerkarten sind mit "RAW DATA" und "Test Statistiken" beschriftet. "RAW DATA" umfasst die Flugzeit für alle Personen. "Teststatistiken" gibt den längsten ununterbrochenen Flug für jeden Käfer und Zusammenfassungen der Dauer des längsten ununterbrochenen Fluges in Minuten, der Gesamtzeit während des Testzeitraums in Minuten und der Gesamtzahl der Umdrehungen während der Testzeitraum. Zeitstempel für Anfang und Ende jedes unabhängigen Fluges ermöglichen Analysen der Flugperiodizität.

Für den weiblichen Käfer, der an die Flugmühle #2 (Abbildung 4B) gebunden ist, zeigt die Tabelle die Anzahl der Flüge, die Gesamtumdrehungen pro Flug, die Start- und Endzeit jedes Fluges sowie die Dauer jedes Fluges an. Diese Frau nahm an mehreren unabhängigen Flügen teil, von denen die meisten sehr kurz waren. Im Flug #5 das Weibchen jedoch 1.258 m (was in diesem Fall der Anzahl der Umdrehungen entspricht, da die Entfernung pro Umdrehung 1 m betrug) über eine 37,8-min-Periode ununterbrochenen Fluges zurücklegte. Der an Flugmühle gefesselte Käfer #1 (Abbildung 4C) war während des Testzeitraums nicht am Flug beteiligt, so dass eine leere Tabelle angezeigt wird.

Als Beispiel werden die Ergebnisse aus einem einfachen Vergleich der Flugeigenschaften zwischen zwei Gruppen von weiblichen westlichen Maiswurzelwürmern dargestellt. Erwachsene wurden in kommerziellen Maisfeldern von zwei Standorten in Iowa gesammelt und durften im Labor oviposit. Die Eier wurden gesammelt und Nachkommen, wie in Schritt 1 des Protokolls beschrieben, mit einer postneonaten Dichte (Schritt 1,9) von 12 Larven pro 36 Sämlinge aufgezogen. Die resultierenden erwachsenen Weibchen wurden gefesselt und getestet, wie in den Schritten 2 und 3 beschrieben. Tabelle 1 zeigt eine Zusammenfassung der Flugparameter aus den Rohdaten der Flugmühlensoftware, wie in den Schritten 4 und 5 beschrieben. Die Gesamtflugparameter beziehen sich auf die Summe aller Flüge einer Person während des 22-stunden-Testzeitraums, während die längsten Flugparameter auf den längsten ununterbrochenen Flug während des Tests verweisen.

Figure 1
Abbildung 1. Insektenflugmühlen, die für Tethered-Experimente verwendet werden. (A) Gesamte Insektenflugmühle und (B) Arbeitsteil der Flugmühle. (A) Arbeitsteil der Flugmühle ist eingekreist, (B) (1) 1 m hypodermischer Röhrenflugarm, (2, 3) abstoßende Ferritringmagnete, (4) digitaler Hall-Effektsensor, (5) kleiner Nickelringmagnet zum Auslösen des Sensors und (6) hypodermisches Dünnwandrohr ("Zentralstift"), das die abstoßenden Magnete trennt (2,3). Flugmühlen leicht vom ursprünglichen Design von Jones et al.18  Geändert Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

Figure 2
Abbildung 2. Komponenten der Flugmühle Umweltkammer. (A) Zu den Merkmalen der Außenkammer gehören (1) Intellus-Controller, (2) Bedienfeld und (3) Hauptstromtrennung. (B) Zu den Innenkammermerkmalen gehören (1) Einheitenkühler (hinter deckender Platte), (2) LED-Module, (3) Regale und (4) Pan-Luftbefeuchter.  Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

Figure 3
Abbildung 3. Eine Schnittstelle des Flugmühlen-Softwareprogramms. (A) Die erste Registerkarte mit der Bezeichnung "Initialisierung" erfordert Informationen, einschließlich Start- und Endzeiten und dateiname. (B) Die zweite Registerkarte mit der Bezeichnung "Subjektinformationen" verlangt keine Eingabe von Informationen, sondern wird verwendet, um zwischen mehreren Personen zu unterscheiden, die in einem einzigen Flugtest bewertet werden. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

Figure 4
Abbildung 4. Repräsentative Flugdaten von 6 Tage alten weiblichen westlichen Maiswurzelwurmkäfern. (A) Die erste Registerkarte der Ausgabe fasst die Informationen über sieben Personen, die an einem bestimmten Tag getestet wurden. (B) Flugdaten für das Weibchen auf flugmühlen#2 (FM 2), das während des 22-stündigen Testzeitraums mehrere unabhängige Flüge durchgeführt hat. (C) Die Frau, die auf der Flugmühle #1 (FM 1) platziert wurde, war während des 22-stündigen Testzeitraums nicht am Flug beteiligt, was zu einer leeren Kalkulationstabelle führte.  Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

standort
Ames Nashua
Stichprobengröße1  23 31
Flugweite insgesamt (m) 387,83 € 146,21 949,10 bei 267,73
Gesamtflugdauer (min) 14,34 € 5,06 37,01 € 10,51
Gesamtfluggeschwindigkeit (m/s) 0,42 € 0,04 0,44 € 0,06
Längste Flugdistanz (m) 184,48 bei 81,82 590,13 € 186,01
Längste Flugdauer (min) 6,27 x 2,26 22,15 € 7,67
Längste Fluggeschwindigkeit (m/s) 0,46 € 0,04 0,44 € 0,03
1 Flog mindestens 1 Minute

Tabelle 1. Durchschnittliche Leistung auf Flugmühlen von weiblichen westlichen Maiswurzelwürmern von zwei Standorten in Iowa. Der längste Flug bezieht sich auf den längsten ununterbrochenen (d. h. kontinuierlichen) Flug, der von jedem Einzelnen während des Testzeitraums durchgeführt wird.

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Discussion

Die Charakterisierung des westlichen Maiswurzelwurmflugverhaltens ist wichtig für die Entwicklung effektiver Resistenzmanagementpläne. Das Flugverhalten dieses Schädlings wurde im Labor mit verschiedenen Methoden untersucht, darunter Aktographen, Flugtunnel und Flugmühlen. Flugmühlen, wie in diesem Papier beschrieben und veranschaulicht, ermöglichen es Insekten, ununterbrochene Flüge zu machen, so dass Forscher Flugparameter wie Entfernung, Dauer, Periodizität und Geschwindigkeit einzelner Flüge über einen gesamten Testzeitraum quantifizieren können.

Der schwierigste Schritt im Protokoll für Flugmühlenexperimente mit westlichen Maiswurzelwürmern, wie es für die meisten Insektenarten gilt, ist die richtige Anwendung eines Tethers auf den Erwachsenen (Schritt 3). Dies kann aufgrund der geringen Menge an Fläche, die auf dem Pronotum für die Befestigung des Drahtes zur Verfügung steht, sowie der reichlichen Menge an natürlichen Wachsen auf der Nagelhautoberfläche eine schwierige Aufgabe sein. Die Aufgabe wird durch die begrenzte Zeit erschwert, die zur Verfügung steht, um den Tether anzuwenden, bevor das Insekt beginnt zu rühren, wenn es aus der CO2-Anästhesisierung hervorgeht. Es ist wichtig, dass der Tether korrekt aufgereiht ist und während der gesamten Testphase am Pronotum des Käfers haftet. Wenn der Tether falsch ausgerichtet ist, kann es schwierig sein, während der Flugmühle in den Flug zu fliegen, was zu einer artiftatsächlich geringeren Entfernung, Dauer und Geschwindigkeit führt. Der Käfer kann während der Testphase entweichen, wenn das Zahnwachs den Draht nicht stark genug an das Pronotum haftet. Daher ist es wichtig, saubere, ruhige Hände, ein gutes Gespür für die Erwärmung des Wachses auf eine praktikabe Temperatur zu haben, und Vertrauen beim Anstecken von Käfern, die alle mit angemessener Praxis erreichbar sind.

Es muss entschieden werden, was ein unabhängiges Flugereignis ist, damit der Max-Schwellenwert-Wert eingestellt werden kann (Schritt 2.2.3). Je nach Stop-and-Go-Aktivität, aber auch nach dem zugewiesenen Max-Schwellenwert darf eine Person während eines Testzeitraums keine Flüge, keinen Flug oder Dutzende von Flügen durchführen. Der von Jones et al.18 gemeldete Standardwert ist 5 s. In dieser Studie des westlichen Maiswurzelwurms wurde die Max-Schwelle auf 1 min festgelegt. Der geeignetste Rahmen ist ein Urteilsaufruf auf der Grundlage der Insektenart und der Ziele des Forschers. Es gibt Kompromisse. Ein Insekt, das das Fliegen aufgibt, aber aufgrund des Momentums weiterhin für eine oder mehrere Umdrehungen kreist, wird diese Umdrehungen fälschlicherweise als Teil des vorherigen Fluges zählen lassen, wenn der Wert auf 1 min eingestellt ist. Wenn der Wert auf 5 s festgelegt ist, werden die meisten zusätzlichen Nicht-Flugumdrehungen nicht gezählt, und die Protokollierung dieses Fluges wird korrekt beendet. Auf der anderen Seite verlangsamt ein Insekt manchmal seinen Flug erheblich, um seine Richtung zu kontrollieren, zu landen oder aus anderen Gründen, dann wieder mit höherer Geschwindigkeit zu fliegen, ohne jemals den aktiven Flug gestoppt zu haben. Ein solches Verhalten auf Flugmühlen ist üblich und wurde bei westlichen Maiswurzelwürmern beobachtet; es würde oft als zwei separate Flüge protokolliert werden, wenn der maximale Schwellenwert auf 5 s festgelegt ist, aber korrekt als ununterbrochener Flug aufgezeichnet werden, wenn der Schwellenwert 1 min beträgt. Unter der 1-Min-Schwelle würde jedoch der Flug eines Insekts, das wirklich aufhört zu fliegen, den Flug innerhalb von 1 min wieder aufnehmen, fälschlicherweise als nicht gestoppt registriert.

Eine Mindestflugschwelle (z. B. mindestens ein Flug von mindestens einer Minute) kann verwendet werden, um Erwachsene, die während der Handhabung geschädigt wurden oder sich anderweitig in einem schlechten Gesundheitszustand befanden, von weiteren Analysen auszuschließen. Der Kompromiss des Schutzes vor solchen falschen Nullen (oder falschen sehr kurzen Flügen) ist die Möglichkeit, echte Nullen (oder echte sehr kurze Flüge) auszuschließen, d. h. Personen, die gesund waren, aber nicht motiviert waren, zu fliegen. Der Forscher muss entscheiden, wie nulls (oder sehr kurze Flüge) auf der Grundlage der Ziele des Experiments zu behandeln, sowie welche Art von Fehler ist am wahrscheinlichsten und welche am wenigsten wünschenswert ist, wenn es um die Interpretation der Ergebnisse kommt. Darüber hinaus tritt ein häufiges Problem auf, wenn die Position des Flugarms, der einen inaktiven Käfer unterstützt, direkt über oder sehr nahe am Sensor liegt, bei dem kleine Bewegungen des Arms, die durch nicht-flugbewegungen des Insekts oder leichte Luftströmungen im Kammer kann fälschlicherweise als Umdrehungen aufgezeichnet werden. Um zu verhindern, dass dieses methodische Artefakt die Häufigkeit kürzerer Flugdauern aufbläht, wird empfohlen, alle Flüge mit einer Dauer von 1 min von den Analysen auszuschließen. Diese Art der Art der Art der Art der Art und Weise Lesung, wenn es für eine längere Zeit geht, kann auch zu einer unsinnig hohen Geschwindigkeit (z. B. > 2 m/s) für einen aufgezeichneten "Flug" führen; wenn diese "Flug"-Daten erkannt werden, sollten sie für diese Person gelöscht werden.

Obwohl Flugmühlenstudien wichtige Einblicke in das westliche Maiswurzelwurmflugverhalten geliefert haben, gibt es wie bei jeder Art Komplikationen im Zusammenhang mit dem gebundenen Flug zum natürlichen Flug im Feld24. Ein Insekt auf einer Flugmühle wird aufgehängt, was vertikale Unterstützung für sein Gewicht bietet. Daher darf die Energie, die während des natürlichen Fluges für den Aufzug aufgewendet wird, nicht von gefesselten Insekten auf Flugmühlen investiert werden25. Auf der anderen Seite muss ein gefesseltes Insekt mehr Schub als im Freiflug liefern, um Reibung am Drehpunkt, das zusätzliche Gewicht des Flugarms und den aerodynamischen Luftwiderstand vom Flugarm25,26zu überwinden. Der natürliche Flug des westlichen Maiswurzelwurms findet manchmal auch in Höhen oberhalb seiner Fluggrenzschicht27statt, wo die während des Fluges zurückgelegte Entfernung stark durch Windgeschwindigkeiten beeinflusst werden kann, die viel größer sind als die Fluggeschwindigkeit des Insekts. 28. Flugmühlen verhängen einen unidirektionalen Flug, so dass die geflogene Entfernung die Gesamtverschiebung auf dem Feld überschätzen kann, in dem sich die Flugbahn mäandern kann. Die Bereitstellung von Tarsalkontakt mit einem kleinen Stück Gewebe nach der Montage des Insekts auf der Flugmühle (Schritt 3.9) reduziert den ersten Fluchtflug sowie die Flugaktivität im Zusammenhang mit einem Landeversuch. Sobald der Käfer jedoch während eines Experiments das Gewebe fallen lässt, tritt das gleiche Problem der Unfähigkeit auf, den Flug durch Landung zu beenden. Alternative Aktographensysteme wurden in Laborflugexperimenten mitgebundenen 8,9 oder untethered7 westlichen Maiswurzelwürmern eingesetzt. Während sie das Problem der Flugbeendigung durch spontane Tarsalkontakte lindern, ist der Kompromiss die Unfähigkeit, Flugdistanz oder Geschwindigkeit zu messen. Trotz dieser Einschränkungen ist die Flugmühle sehr nützlich als vergleichsmittel, um zu untersuchen, wie eine Vielzahl von entwicklungs-, biotischen und abiotischen Faktoren die Neigung eines Insekts zum Fliegen beeinflussen und wie das Flugverhalten selbst beeinflusst wird. In Kombination mit anderen Beweisen, wie z. B. den Markierungserfassungsexperimenten29, Trapdaten30und Schätzungen des Genflusses31, tragen die einzigartigen Erkenntnisse aus Flugmühlenexperimenten zu einem ganzheitlichen Verständnis der westlichen Maiswurzelwurm-Dispersion auf dem Feld und deren Auswirkungen auf Bevölkerungsebene.

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Disclosures

Die Autoren haben nichts zu verraten.

Acknowledgments

E.Y.Y.s Graduiertenassistenz wurde von der National Science Foundation I/UCRC, dem Center for Arthropod Management Technologies, unter Grant No. IIP-1338775 und Industriepartner.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Butane multi-purpose lighter BIC UXMPFD2DC To soften wax when tethering
Clear polystyrene plastic vial (45-ml) Freund Container and Supply AS112 To hold beetle while anesthetizing
Dehydrated culture media, agar powder Fisher Scientific S14153 To make agar for holding moisture for adults
Delrin rod (1" diameter, 3.75" long) Many suppliers: can use cheapest on the internet. For post of flight mill
Dental wax DenTek 47701000335 Adheres wire tether to prothorax
Ferrite ring magnets (OD: 0.69”, ID: 0.29”, Thickness: 0.118”; 7oz pull) Magnet Shop 63B06929118 Opposing - to generate the float.
Hall effect sensor Optikinc OHN3120U Look under magnetic sensors on the left side of the Optekinc website then look for the part number. A link is given for current suppliers.
Hypodermic tubing (22 gauge; 0.0358” OD x 0.01975” ID x 0.004” wall) Small Parts, Inc. HTX-22T-12 Used for flight mill arms and main axis rod.
Incubator (104.1 x 85.4 x 196.1 cm) Percival Scientific I-41VL
LabVIEW Full Development System software, system-design platform National Instruments (See http://www.ni.com/en-us/shop/labview/select-edition.html) LabVIEW 2018 (Full Edition)  Provides environment needed to run flight mill files (.vi extensions) available for download from Jones et al.18 at http://entomology.tfrec.wsu.edu/VPJ_Lab/Flight-Mill.  LabVIEW 2018 Full is compatible with Win/Mac/Linux operating systems.
Mesh cage (18 x 18 x 18 cm) MegaView Science Co. Ltd. BugDorm-4M1515 mesh size = 44 x 32, 650 µm aperture
Needle tool BLICK 34920-1063 For scoring soil surface for egg laying in laboratory
Nickel ring magnets (3/16” OD x 1/16” ID x: 1/16” thick) K&J Magnetics R311 Used to trigger the digital hall effect sensor.
Petri dish (100 mm x 15 mm) Fisher Scientific S33580A
Plastic container (44-ml) Dart 150PC For initial rearing of young larvae
Plastic container (473-ml) Placon 22885 For rearing of older larvae
Round brush (size 2) Simply Simmons 10472906 For transferring freshly hatched neonates to surface of roots
Sieve (250-µm) Fisher Scientific 08-418-05 To separate eggs from soil
Steel wire (28-gauge) The Hillman Group 38902350282
Teflon rod (3/8" diameter, 3/4" length) United States Plastic Corporation 47503 To accept the rotating arm.
Vacuum  Gast Manufacturing, Inc. 1531-107B-G288X For aspirating adults in laboratory
White poly chiffon fabric Hobby Lobby 194811 To prevent escape of larvae from rearing container

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References

  1. Gillette, C. P. Diabrotica virgifera Lec. as a corn root-worm. Journal of Economic Entomology. 5 (4), 364-366 (1912).
  2. Rice, M. E. Transgenic rootworm corn: assessing potential agronomic, economic, and environmental benefits. Plant Management Network. , (2004).
  3. Gray, M. E., Sappington, T. W., Miller, N. J., Moeser, J., Bohn, M. O. Adaptation and invasiveness of western corn rootworm: Intensifying research on a worsening pest. Annual Review of Entomology. 54 (1), 303-321 (2009).
  4. Martinez, J. C., Caprio, M. A. IPM use with the deployment of a nonhigh dose Bt pyramid and mitigation of resistance for western corn rootworm (Diabrotica virgifera virgifera). Environmental Entomology. 45 (3), 747-761 (2016).
  5. Miller, N. J., Sappington, T. W. Role of dispersal in resistance evolution and spread. Current Opinion in Insect Science. 21, 68-74 (2017).
  6. Spencer, J. L., Hibbard, B. E., Moeser, J., Onstad, D. W. Behaviour and ecology of the western corn rootworm (Diabrotica virgifera virgifera LeConte). Agricultural and Forest Entomology. 11, 9-27 (2009).
  7. VanWoerkom, G. J., Turpin, F. T., Barret, J. R. Jr Influence of constant and changing temperatures on locomotor activity of adult western corn rootworms (Diabrotica virgifera) in the laboratory. Environmental Entomology. 9 (1), 32-34 (1980).
  8. Naranjo, S. E. Comparative flight behavior of Diabrotica virgifera virgifera and Diabrotica barberi in the laboratory. Entomologia Experimentalis et Applicata. 55 (1), 79-90 (1990).
  9. Stebbing, J. A., et al. Flight behavior of methyl-parathion-resistant and -susceptible western corn rootworm (Coleoptera: Chrysomelidae) populations from Nebraska. Journal of Economic Entomology. 98 (4), 1294-1304 (2005).
  10. Dobson, I. D., Teal, P. E. A. Analysis of long-range reproductive behavior of male Diabrotica virgifera virgifera LeConte and D. barberi Smith and Lawrence to stereoisomers of 8-methyl-2decyl propanoate under laboratory conditions. Journal of Chemical Ecology. 13 (6), 1331-1341 (1987).
  11. Spencer, J. L., Isard, S. A., Levine, E. Free flight of western corn rootworm (Coleoptera: Chrysomelidae) to corn and soybean plants in a walk-in wind tunnel. Journal of Economic Entomology. 92 (1), 146-155 (1999).
  12. Coats, S. A., Tollefson, J. J., Mutchmor, J. A. Study of migratory flight in the western corn rootworm (Coleoptera: Chrysomelidae). Environmental Entomology. 15 (3), 620-625 (1986).
  13. Coats, S. A., Mutchmor, J. A., Tollefson, J. J. Regulation of migratory flight by juvenile hormone mimic and inhibitor in the western corn rootworm (Coleoptera: Chrysomelidae). Annals of the Entomological Society of America. 80 (5), 697-708 (1987).
  14. Kennedy, J. S., Ainsworth, M., Toms, B. A. Laboratory studies on the spraying of locusts at rest and in flight. Anti-Locust Bull. L. 2, 64 (1948).
  15. Krogh, A., Weis-Fogh, T. A Roundabout for studying sustained flight of Locusts. Journal of Experimental Biology. 29, 211-219 (1952).
  16. Attisano, A., Murphy, J. T., Vickers, A., Moore, P. J. A simple flight mill for the study of tethered flight in insects. Journal of Visualized Experiments. (106), e53377 (2015).
  17. Okada, R., Pham, D. L., Ito, Y., Yamasaki, M., Ikeno, H. Measuring the flight ability of the ambrosia beetle, Platypus quercivorus (Murayama), using a low-cost, small, and easily constructed flight mill. Journal of Visualized Experiments. (138), e57468 (2018).
  18. Jones, V. P., Naranjo, S. E., Smith, T. J. Insect ecology and behavior: laboratory flight mill studies. , http://entomology.tfrec.wsu.edu/VPJ_Lab/Flight-Mill (Accessed 31 August 2018) (2010).
  19. Abendroth, L. J., Elmore, R. W., Boyer, M. J., Marlay, S. K. Corn Growth and Development. , Iowa State University. Ames, Iowa. PMR 1009 (2011).
  20. Meinke, L. J., Sappington, T. W., Onstad, D. W., Guillemaud, T., Miller, N. J., Komáromi, J., Levay, N., Furlan, L., Kiss, J., Toth, F. Western corn rootworm (Diabrotica virgifera virgifera LeConte) population dynamics. Agricultural and Forest Entomology. 11, 29-46 (2009).
  21. Hammack, L., French, B. W. Sexual dimorphism of basitarsi in pest species of Diabrotica and Cerotoma (Coleoptera: Chrysomelidae). Annals of the Entomological Society of America. 100 (1), 59-63 (2007).
  22. Guss, P. L. The sex pheromone of the western corn rootworm (Diabrotica virgifera). Environmental Entomology. 5 (2), 219-223 (1976).
  23. Hammack, L. Calling behavior in female western corn rootworm beetles (Coleoptera: Chrysomelidae). Annals of the Entomological Society of America. 88 (4), 562-569 (1995).
  24. Minter, M., Pearson, A., Lim, K. S., Wilson, K., Chapman, J. W., Jones, C. M. The tethered flight technique as a tool for studying life-history strategies associated with migration in insects. Ecological Entomology. 43, 397-411 (2018).
  25. Ribak, G., Barkan, S., Soroker, V. The aerodynamics of flight in an insect flight-mill. PLoS One. 12 (11), e0186441 (2017).
  26. Riley, J. R., Downham, M. C. A., Cooter, R. J. Comparison of the performance of leafhoppers on flight mills with that to be expected in free flight. Entomologia Experimentalis et Applicata. 83, 317-322 (1997).
  27. Isard, S. A., Spencer, J. L., Mabry, T. R., Levine, E. Influence of atmospheric conditions on high-elevation flight of western corn rootworm (Coleoptera: Chrysomelidae). Environmental Entomology. 33 (3), 650-656 (2004).
  28. Chapman, J. W., Reynolds, D. R., Wilson, K. Long-range seasonal migration in insects: mechanisms, evolutionary drivers and ecological consequences. Ecology Letters. 18, 287-302 (2015).
  29. Spencer, J. L., Mabry, T. R., Vaughn, T. T. Use of transgenic plants to measure insect herbivore movement. Journal of Economic Entomology. 96 (6), 1738-1749 (2003).
  30. Isard, S. A., Spencer, J. L., Nasser, M. A., Levine, E. Aerial movement of western corn rootworm, Diabrotica virgifera virgifera (Coleoptera: Chrysomelidae): diel periodicity of flight activity in soybean fields. Environmental Entomology. 29 (2), 226-234 (2000).
  31. Kim, K. S., Sappington, T. W. Genetic structuring of western corn rootworm (Coleoptera: Chrysomelidae) populations in the U.S. based on microsatellite loci analysis. Environmental Entomology. 34 (2), 494-503 (2005).

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Verhalten Ausgabe 152 Biologische Wissenschaftsdisziplinen Biologie Ökologie Naturgeschichte Zoologie Entomologie Disziplinen und Berufe Naturwissenschaftliche Disziplinen Biowissenschaften Verhaltenswissenschaften Flugmühle Insektenflugverhalten gefesselt Flug Dispersion Coleoptera westlicher Maiswurzelwurm Käfer
<em>Diabrotica virgifera virgifera</em> (LeConte) verwendet Flugmühlen zur Messung der Flugneigung und Leistung des westlichen Maiswurzelwurms
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Yu, E. Y., Gassmann, A. J.,… More

Yu, E. Y., Gassmann, A. J., Sappington, T. W. Using Flight Mills to Measure Flight Propensity and Performance of Western Corn Rootworm, Diabrotica virgifera virgifera (LeConte). J. Vis. Exp. (152), e59196, doi:10.3791/59196 (2019).

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