Summary
Este protocolo describe un enfoque reproducible para la cirugía del nervio facial en el modelo de rata, incluyendo descripciones de varios patrones inducibles de lesión.
Abstract
Este protocolo describe métodos consistentes y reproducibles para estudiar la regeneración e inhibición axonal en un modelo de lesión del nervio facial de rata. El nervio facial puede ser manipulado a lo largo de toda su longitud, desde su segmento intracraneal hasta su curso extratemporal. Hay tres tipos principales de lesión nerviosa utilizados para el estudio experimental de propiedades regenerativas: aplastamiento nervioso, transección y brecha nerviosa. La gama de posibles intervenciones es vasta, incluyendo la manipulación quirúrgica del nervio, la administración de reactivos o células neuroactivas, y ya sea manipulaciones centrales o de órganos finales. Las ventajas de este modelo para estudiar la regeneración nerviosa incluyen simplicidad, reproducibilidad, consistencia entre especies, tasas de supervivencia confiables de la rata y un mayor tamaño anatómico en relación con los modelos murinos. Sus limitaciones implican una manipulación genética más limitada frente al modelo de ratón y la capacidad regenerativa superlativa de la rata, de modo que el científico del nervio facial debe evaluar cuidadosamente los puntos de tiempo para la recuperación y si traducir los resultados a animales superiores y estudios en humanos. El modelo de rata para la lesión del nervio facial permite parámetros funcionales, electrofisiológicos e histomorfométricos para la interpretación y comparación de la regeneración nerviosa. Por lo que cuenta con un enorme potencial para promover la comprensión y el tratamiento de las consecuencias devastadoras de la lesión del nervio facial en pacientes humanos.
Introduction
La lesión del nervio craneal en la región de la cabeza y el cuello puede ser secundaria a las etiologías congénitas, infecciosas, idiopáticas, iatrogénicas, traumáticas, neurológicas, oncológicas o sistémicas1. El nervio craneal VII, o el nervio facial, se ve comúnmente afectado. La incidencia de disfunción del nervio facial puede ser significativa, ya que afecta a 20 a 30 por cada 100.000 personas cada año2. Las principales ramas motoras del nervio facial son las ramas temporal, cigomática, bucal, mandibular marginal y cervical; dependiendo de la rama involucrada, las consecuencias pueden incluir incompetencia oral o babeo, sequedad corneal, obstrucción del campo visual secundaria a la ptosis, disartria o asimetría facial2,3. La morbilidad a largo plazo incluye el fenómeno de la sinesquina, o movimiento involuntario de un grupo muscular facial, con intento de contracción voluntaria de un grupo muscular facial distinto. La sinesquina ocular-oral es la más común de la regeneración aberrante como secuencia de lesión del nervio facial y causa deterioro funcional, verguenza, disminución de la autoestima y mala calidad de vida3. Las lesiones a ramas individuales dictan las funciones que se ven comprometidas selectivamente.
El tratamiento clínico de la lesión del nervio facial no está bien estandarizado y necesita más investigación para mejorar los resultados. Los esteroides pueden aliviar la hinchazón aguda del nervio facial, mientras que el Botox es útil para temporizar los movimientos sincinéticos; pero, las principales opciones reconstructivas en el arsenal del practicante implican intervención quirúrgica a través de la reparación de los nervios, la sustitución, o la reanimación3,4,5,6. Dependiendo del tipo de lesión del nervio facial sufrida, el cirujano del nervio facial puede utilizar una serie de opciones. Para la transección simple, la reanastomosis nerviosa es útil, mientras que la reparación del injerto de cable es más adecuada para un defecto nervioso; para una restauración de la función, el cirujano puede elegir procedimientos de reanimación facial estáticos o dinámicos. En muchos casos de lesión del nervio facial y reparación posterior, incluso en las manos de cirujanos de nervio facial experimentados, el mejor resultado todavía resulta en asimetría facial persistente y compromiso funcional7.
Estos resultados subóptimos han estimulado una extensa investigación sobre la regeneración del nervio facial. Los temas de interés amplios incluyen perfeccionar e innovar técnicas de reparación nerviosa, determinar el efecto de varios factores de regeneración nerviosa, y evaluar el potencial de inhibidores neuronales específicos para ayudar a combatir el resultado a largo plazo de la sinisquinesis8,,9,10,11. Mientras que los modelos in vitro se pueden utilizar para evaluar algunas características de los factores pro-crecimiento o inhibitorios, la verdadera investigación traslacional sobre esta materia se logra mejor a través de modelos animales traducibles.
La decisión de qué modelo animal utilizar puede ser difícil, ya que los investigadores han utilizado animales grandes, como modelos de ovejas y animales pequeños, como ratones12,,13. Mientras que los modelos animales grandes ofrecen una visualización anatómica ideal, su uso requiere equipos y personal especializados que no estén disponibles fácilmente o fácilmente. Además, impulsar un estudio para demostrar el efecto podría ser altamente prohibitivo en cuanto a los costos y potencialmente no dentro del alcance factible de muchos centros científicos. Por lo tanto, el modelo animal pequeño se utiliza con mayor frecuencia. El modelo de ratón se puede utilizar para evaluar una serie de resultados relacionados con la cirugía del nervio facial; sin embargo, la longitud limitada del nervio puede restringir la capacidad del científico para modelar ciertos patrones, como la lesión de gran brecha14.
Por lo tanto, el prototipo de murina de rata ha surgido como el modelo de caballo de batalla a través del cual el científico puede realizar procedimientos quirúrgicos innovadores o utilizar factores inhibitorios o pro-crecimiento y evaluar el efecto a través de una amplia gama de parámetros de resultados. La anatomía del nervio facial de la rata se aborda predecible y fácilmente de una manera reproducible. Su mayor escala, en comparación con el modelo de ratón, permite modelar una amplia gama de defectos quirúrgicos, que van desde la simple transección hasta los huecos de 5 mm15,,16. Esto permite además la aplicación de intervenciones complejas en el lugar del defecto, incluyendo la colocación tópica del factor, las inyecciones intraneurales de factor, y la colocación de isoinjertos o puentes17,,18,,19,,20,,21,,22,,23.
La naturaleza dócil de la rata, su anatomía fiable, y su propensión a la regeneración nerviosa eficaz permite la recopilación de muchas medidas de resultado en respuesta a los patrones quirúrgicos de lesión24antes mencionados. A través del modelo de rata, el científico del nervio facial es capaz de evaluar las respuestas electrofisiológicas a lesiones, resultados histológicos de los nervios y los músculos a través de la inmunohistoquímica, resultados funcionales a través del seguimiento del movimiento de la almohadilla vibrisal y la evaluación del cierre de los ojos, y los cambios micro y macroscópicos a través de microscopía fluorescente o confocal, entre otros11,,22,,23,,25,,26,27,28.29 Por lo tanto, el siguiente protocolo esbozará un enfoque quirúrgico para el nervio facial de la rata y los patrones de lesión que se pueden inducir.
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Protocol
Todas las intervenciones se realizaron de acuerdo con las directrices de los Institutos Nacionales de Salud (NIH). El protocolo experimental fue aprobado por el Comité Institucional de Cuidado y Uso de Animales (IACUC) de la Universidad de Michigan antes de su implementación. Se utilizaron ratas hembras Sprague-Dawley adultas de diez semanas de edad.
1. Antes del día operativo
- Asegurar un stock adecuado de instrumentos quirúrgicos esterilizados, medicamentos analgésicos, medicamentos anestésicos y oxígeno antes del día de funcionamiento. Consulte la Tabla de materiales para obtener una lista completa.
2. Configuración preoperatoria
- Asegurar un espacio de trabajo adecuado, incluyendo espacio para al menos dos individuos (el cirujano y un asistente).
NOTA: Es necesario una mesa de operación dedicada, espacio para la configuración de la máquina de anestesia y un espacio de almacenamiento adecuado para los suministros esterilizados y de respaldo. - Calibrar un microscopio de funcionamiento para su uso durante los procedimientos. Asegúrese de que el cirujano tenga la capacidad de ajustar las manijas del microscopio y los botones de zoom/enfoque colocando una cubierta esterilizada sobre las manijas/botones
NOTA: Utilizamos papel de aluminio esterilizado sobre las manijas/ botones.
3. Anestesia y preparación
- Colocar al animal en la cámara de anestesia e inducir anestesia general a través de 1,8% de isoflurano y 0,9 L/min de oxígeno.
- Confirmar un plano adecuado de anestesia a través de una evaluación de la respiración espontánea y una evaluación de la conciencia mediante la evaluación de la respuesta de mueca del animal a un pellizco del dedo del dedo del dedo del dedo del sol.
- Aplicar lubricante para los ojos bilateralmente para protegerse contra la irritación o sequedad de la córnea.
- Afeite los lugares operativos con una maquinilla de afeitar o un cortador automático.
- Establezca un método para la identificación de ratas en este momento, ya sea a través de una etiqueta de oreja o etiqueta/marcado de cola.
- Administrar una inyección subcutánea de 0,05 mg/kg de buprenorfina a lo largo de la espalda del animal para la profilaxis contra el dolor postoperatorio.
4. Enfoque quirúrgico y patrones de lesiones
- Transfiera el animal a la mesa de operaciones y continúe el flujo de gas a través de un nosecone. Asegúrese de que una almohadilla de calentamiento esté colocada debajo del animal y del campo estéril para mantener su temperatura corporal.
- Colocar la gasa esterilizada (enrollada y sujetada con cinta adhesiva) para usarla como rollo de cuello para la rata; esto proporcionará una mayor exposición del campo quirúrgico. Tenga en cuenta que el posicionamiento adecuado del animal es primordial para la identificación y disección eficiente de los nervios.
- Prepare la piel facial del animal para el procedimiento. Utilice clorhexidina o una solución a base de yodo para fregar el sitio quirúrgico 3veces, alternando con 70% de etanol, para asegurar la desinfección.
- Planifique y marque la incisión quirúrgica si lo desea. Manipular el oído ipsilateral en una dirección anterior-posterior para determinar el plegado natural de la piel postauricular.
- Moda una incisión de 4-5 mm en el pliegue postauricular usando tijeras de iris afiladas o una hoja número 15. Esto se puede expandir más adelante en el procedimiento según sea necesario.
- Diseccione con rodeos a través de la fascia subcutánea inmediata y coloque un retractor micro-Weitlaner para mejorar la exposición. Tenga en cuenta que puede haber vasos sanguíneos de pequeño calibre en esta área; estos se evitan mejor retraerse superior o inferiormente a través del retractor Weitlaner.
- Identifique el músculo vaquérico anterior a medida que viaja en una dirección inferior a superior hacia su inserción a lo largo de la base del cráneo.
- Se extiende suavemente a través del vientre muscular a lo largo de su punto de inserción para revelar el tendón del vientre districo anterior. Tenga en cuenta que el tendón aparece como un proceso blanco filmado que emana del músculo con una inserción sólida en la base del cráneo.
- Después de la identificación del músculo vifárico anterior y su tendón, ajuste el retractor Weitlaner para retraer aún más el vientre muscular. Tenga en cuenta que la región expuesta posteriormente es el espacio tridimensional donde se encuentra el tronco principal del nervio facial.
NOTA: Esta región está delimitada superior y medialmente por la base del cráneo, lateralmente por el músculo velórico anterior, posteromedialmente por el canal auditivo, y inferiormente por las estructuras del cuello, incluyendo la arteria temporal superficial. - Después de una exposición adecuada, identifique el tronco principal del nervio facial a medida que viaja inferiormente desde debajo del tendón del músculo vístrico, donde sale del foramen estilmastoide de la base del cráneo. Tenga en cuenta que el nervio aparece como un cordón blanco perlado, encerrado en la fascia parótida-masseteric del animal. Tenga cuidado al exponer más el nervio, por las siguientes razones.
- Evite la disección agresiva, o los diferenciales perpendiculares, para protegerse contra lesiones de neuropraxia mediadas por estiramiento.
- Evite la disección agresiva posterior y medialmente dirigida para protegerse de violar los tejidos delgados que sobrepasan el conducto auditivo, ya que esto podría introducir la flora del oído medio en el campo quirúrgico.
- Evite dañar la arteria temporal superficial a través de disección amplia dirigida medialy e inferiormente. Tenga en cuenta que una lesión se identificará por sangrado rápido y pulsátil.
- Si la arteria está lesionada, aplique presión rápida con un aplicador con punta de algodón o una gasa estéril a través de fórceps. Los agentes hemostáticos o el sellador de fibrina líquida se pueden colocar cerca de las proximidades. Tenga en cuenta que el animal puede requerir una inyección subcutánea de 0.9% solución salina estéril para la estabilización de líquidos.
- Trace el tronco principal districulándose a lo largo del nervio en una dirección inferior, distalmente de la salida del foramen estilomastoideo.
- Extender la incisión original para permitir una exposición completa del nervio y sus ramas. Tenga cuidado de evitar una interrupción de la glándula parótida, ya que esto podría resultar en sialocele postoperatorio.
- Induzca los patrones de lesión deseados de la siguiente manera.
- Para una lesión por aplastamiento, utilice fórceps de joyeros de superficie lisa para agarrar firmemente el nervio y comprimirlo9. Aplique presión constante y reproducible al nervio durante un período de 30 s para asegurar una lesión de aplastamiento adecuada.
- Para una simple transección, agarre la fascia que cubre el nervio, o el epineurio inmediato, con fórceps de dientes finos, y utilice microtijeras afiladas para transditar limpiamente el nervio en el punto deseado con un solo corte. Tenga cuidado de evitar el exceso de tracción en el nervio con los fórceps.
- Para un modelo de brecha nerviosa, cree la brecha nerviosa deseada utilizando un método similar a la lesión de transección simple. Utilice el eje esterilizado de un aplicador con punta de algodón cortado a la longitud de la brecha nerviosa deseada intraoperatoriamente para asegurar la similitud del patrón de lesión entre los animales.
5. Cierre de heridas
- Irrigar la herida con solución salina estéril y secarla con gasa estéril.
- Aproximadamente los bordes de la piel de una manera simple y subcuticular con suturas absorbibles, o utilice pegamento de la piel o clips de la herida, que también son aceptables para el cierre de la herida. Coloque una puntada enterrada tomando una mordida profunda a superficial de un borde de la piel y luego una posterior mordida superficial a profunda del borde opuesto de la piel.
6. Recuperación postoperatoria
- Administrar una inyección subcutánea de analgésico antiinflamatorio no esteroideo (como 0,05 mg/kg de buprenorfina y 0,5 mg/kg de carprofeno) para el control del dolor postoperatorio. Coloque la inyección a lo largo de la espalda del animal.
- Cese la administración del agente anestésico y permita que el animal inhale oxígeno durante 1 min adicional.
- Coloque el animal en un calentado (a través de una lámpara de calor), jaula aséptica desprovista de material de cama para evitar la ingestión accidental. Tenga en cuenta que el animal normalmente demostrará signos de recuperación dentro de 1-2 minutos y puede aparecer desorientado, con una recuperación tardía de la función de las patas traseras.
- Devolver a los animales a sus jaulas en la unidad de alojamiento apropiada y administrar analgésicos postoperatorios el día postoperatorio #1 para asegurar la profilaxis continua contra el dolor.
- Monitoree a los animales 2 veces al día para evaluar los signos de desnutrición, irritación corneal o infección en el sitio quirúrgico, y mantenga registros quirúrgicos adecuados.
- Administrar 0.9% solución salina estéril de una manera subcutánea si hay pérdida de peso significativa.
- Aplique un gesto lubrio a diario hasta que se restablezca el reflejo de parpadeo del animal.
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Representative Results
Después del procedimiento quirúrgico inicial, hay dos tipos principales de medidas de resultado: mediciones en serie en el animal vivo y mediciones que requieren sacrificar el animal. Ejemplos de mediciones en serie incluyen ensayos electrofisiológicos, tales como una medida de potencial de acción muscular compuesta30, evaluaciones del movimiento muscular facial a través de asistida por láser o videografía significa9, o incluso imágenes en vivo repetitivas de recrecimiento del nervio facial en animales transgénicos fluorescentes31,32. La Figura 1 ilustra la imagen en vivo del tronco principal del nervio facial en una rata Thy1-GFP transgénica adulta. Se ha realizado una lesión por aplastamiento en la rama mandibular marginal, aproximadamente 2-3 mm distal hasta el punto de bifurcación de los primeros pes. Utilizando el software de imágenes MetaMorph, pudimos cuantificar la intensidad fluorescente en cualquier punto a lo largo del curso del nervio facial. En particular, es posible cuantificar la fluorescencia proximal y distal a un sitio de lesión, evaluando así en serie el retorno de la fluorescencia como un marcador para la regeneración nerviosa. La Figura 2 ilustra el retorno gradual de la fluorescencia (medida como una relación de fluorescencia distal a fluorescencia proximal a través de un sitio de transección simple) en los puntos de tiempo de 1, 2, 3 y 4 semanas en la rata Thy1-GFP.
El análisis histomorfométrico del nervio adecuado o muscular requiere sacrificar al animal después de un período de tiempo predeterminado para demostrar el efecto deseado en todos los grupos. La Figura 3 muestra imágenes transversales de la división mandibular marginal. Esta técnica requiere un manejo cuidadoso del tejido, almacenamiento, preparación, seccionamiento y tinción para permitir un análisis histomorfométrico en varios grupos. Si se realiza adecuadamente, esta técnica permite la cuantificación del diámetro axonal, la cantidad de escombros, la fibra nerviosa, el porcentaje de nervios y las mediciones de densidad.
Figura 1: Anatomía del nervio facial demostrada en la rata Thy1-GFP 1 semana después de una lesión por aplastamiento en el nervio mandibular marginal. El sitio de la lesión por aplastamiento se demuestra con la flecha blanca. Las secciones del nervio están etiquetadas como ramas MT (tronco principal), B (bucal) y MM (marginal mandibular). La barra de escala representa 1,5 mm. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 2: Cuantificación del retorno de la fluorescencia como proporción de la intensidad fluorescente del sitio inmediatamente distal a la lesión de la transección sobre la intensidad del sitio proximal a la lesión de la transección. Se estudiaron cuatro animales y se modeló una lesión por aplastamiento. El gráfico se traza como proporción media : error estándar de la media. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 3: Sección transversal axial de la rama mandibular marginal del nervio facial de la rata después de mancharse con azul toluidina. La barra de escala representa 100 m. Por favor, haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
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Discussion
El modelo de lesión del nervio facial de rata ha surgido como el sistema más versátil para la evaluación de factores neurotróficos debido a su accesibilidad quirúrgica, patrón de ramificación, y significación fisiológica27,,29,33,34,35,36. La combinación de video demostración y aplicación de datos animales transgénicos abre nuevas posibilidades para el estudio científico de fenómenos regenerativos nerviosos. Este modelo permite la caracterización sistemática y detallada de la respuesta neuronal al trauma, las influencias neurotróficas, las influencias inmunomoduladoras y otros aspectos del microambiente. Aunque el objetivo principal del estudio clínico del nervio facial se relaciona con la recuperación de la función motoneuron, el modelo también se puede utilizar para comprender mejor los eventos en la unión neuromuscular, matices del transporte axonal, y la interacción de las influencias axonales-gliales27,,36,37,38,39,40,41,42,,43,44. Estudio mecánico con nervio facial ha llevado paradójicamente a importantes perspectivas relacionadas con la inflamación central y enfermedades neurodegenerativas, como la enfermedad de Alzheimer y la enfermedad de Parkinson45,,46,47. Allí, las implicaciones médicas del trabajo realizado en este modelo tienen implicaciones notables para una mejor comprensión y, finalmente, mejorar la atención clínica para los pacientes afectados con trastornos periféricos y del sistema nervioso central que afectan tanto a las células de apoyo como a los tejidos neuronales.
Hay una curva de aprendizaje inicial con la realización de cirugía de nervio facial en el modelo de rata. Si bien no es necesario que el científico sea entrenado quirúrgicamente, deben estar cómodos trabajando debajo de un microscopio operativo y utilizando la visión binocular. El científico debe estar además cómodo trabajando con su mano no dominante, ya que ajustar la retracción con el retractor Weitlaner en la mano contralateral puede mejorar significativamente la visualización. Esto es particularmente cierto para identificar el tronco principal del nervio facial, ya que es posible que el cirujano novato pierda puntos de referencia y se desoriente en el espacio tridimensional donde el nervio sale de la base del cráneo. Sin embargo, una vez que se gana experiencia y el cirujano es consistentemente capaz de identificar el tendón del músculo difárico, entonces los procedimientos son bastante directos. Cuando el procedimiento, una simple transección del nervio, podría tardar hasta 30 minutos cuando el científico está aprendiendo inicialmente, en manos de un cirujano experimentado, puede ser tan conveniente como 5 minutos desde la incisión hasta el cierre de la herida. Con un asistente experimentado que gestiona la preparación y la anestesia de los animales, así como la reposición de suministros según sea necesario, es factible operar en varios animales en una sola sesión. Si se realizan maniobras intraoperatorias complejas, como una inyección intraneural estereoonócica, entonces el tiempo requerido aumentará.
Este grupo tiene experiencia trabajando con las ratas adultas Lewis y Sprague-Dawley y la rata adulta Thy1-GFP. Estos modelos han demostrado una resistencia impresionante, tanto intraoperatoria como postoperatoria. Sería prudente dar tiempo a la aclimatación del animal (normalmente 1 semana) si se ordena desde una instalación separada según lo prescrito por la Guía de LOS NIH para el cuidado y el uso de animales de laboratorio, ya que operar demasiado pronto después de una transferencia podría resultar en un estrés excesivo y mala salud postoperatoria. Con una lesión unilateral del nervio facial, la rata no demuestra signos desagradables de desnutrición o irritación corneal postoperatoria. Además, toleran períodos repetitivos de anestesia bastante bien48,ya que los protocolos anteriores han exigido análisis electrofisiológicos en serie del retorno de la función del bigote hasta su sacrificio final. Aunque los operadores deben intentar mantener la esterilidad intraoperatoria al máximo de sus capacidades, no hemos observado infecciones postoperatorias con ninguno de los animales operados. En ocasiones, el animal intentará rascarse en su lugar de incisión; sin embargo, por lo general vuelve al estado basal con el recrecimiento del cabello dentro de 1-2 semanas postoperatoria. Si la glándula parótida se lesiona o se extirpa inadvertidamente, entonces el sialocele resultará, lo que puede requerir anestesia repetida para el drenaje.
Se pueden hacer modificaciones en la ubicación de la lesión, el tipo de lesión o la intervención realizada. La lesión se puede inducir en cualquier punto a lo largo del nervio facial, desde la transección del nervio facial intracraneal hasta la lesión en el tronco principal o en cualquiera de sus ramas periféricas49. Los patrones amplios de lesión incluyen lesiones por aplastamiento, transección simple con o sin reparación, y defecto de brecha con o sin reparación o puente11. La gama de posibles intervenciones es exhaustiva. En resumen, la intervención se puede llevar a cabo a nivel del nervio adecuado17, en el sitio de la lesión23, o en el órgano final muscular50. La lista de posibles parámetros de resultado es igualmente larga. Los parámetros histomorfométricos del caballo de batalla incluyen la cuantificación axial del recuento de nervios, la densidad nerviosa y el porcentaje de nervio, entre otros. Otras medidas incluyen análisis histológicos de secciones longitudinales para ilustrar el grado de regeneración y cuantificación de la unión neuromuscular para demostrar la reinnervación de la musculatura facial objetivo51. Se siguen desarrollando nuevos métodos de evaluación de los resultados22. Por ejemplo, Hadlock y otros han demostrado un método complejo para evaluar la contractura de las zonas faciales independientes mediante reacciones inducidas por olores o soplos; esto tiene potencial para la evaluación y el tratamiento eventual de la regeneración sincinética problemática11.
Al igual que con cualquier modelo animal, existen limitaciones en la traducción de los resultados a pacientes humanos. Los modelos de ratón y rata exhiben el potencial regenerativo superior inherente al sistema nervioso de roedores; esta propiedad permite al roedor demostrar resultados regenerativos que no podrían lograrse en humanos y animales superiores24. Por lo tanto, el científico del nervio facial debe seleccionar cuidadosamente los puntos de tiempo apropiados para la evaluación de la regeneración y recuperación nerviosa; si se selecciona un plazo prolongado, la estrecha ventana de oportunidad en la que los grupos experimentales pueden demostrar fiablemente el efecto de su intervención única puede perderse24.
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Disclosures
Los autores no tienen nada que revelar.
Acknowledgments
S.A.A. está financiado por el Programa de Subvenciones Leslie Bernstein de la Academia Americana de Cirugía Plástica Facial y Reconstructiva Leslie Bernstein.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 1.8% isoflurane | VetOne | 13985-030-40 | |
| 11-0 nylon microsutures | AROSuture | TK-117038 | |
| 4-0 monocryl suture | VWR | 75982-084 | |
| Buprenorphine SR | ZooPharm | MIF 900-006 | |
| Carprofen | Sigma-Aldrich | MFCD00079028 | |
| Chlorhexidine | VWR | IC19135805 | |
| Jeweler forceps | VWR | 21909-458 | |
| Micro Weitlaner retractor | VWR | 82030-146 | |
| Micro-scissors | VWR | 100492-348 | |
| Mini tenotomy scissors | VWR | 89023-522 | |
| Number 15 scalpel blade | VWR | 102097-834 | |
| Operating microscope | Leica | ||
| Petrolatum eye gel | Pharmaderm | B002LUWBEK | |
| Sterile water | VWR | 89125-834 | |
| Tissue adhesive | Vetbond, 3M | NC9259532 | |
| Water conductor pad | Aqua Relief System | ARS2000B | |
| Bupivacaine | Use as a local analgesic |
References
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