Summary
O objetivo deste manuscrito e protocolo é explicar e demonstrar detalhadamente o procedimento cirúrgico do transplante renal ortotópico em ratos. Este método é simplificado para alcançar a perfusão correta do rim doador e encurtar o tempo de reperfusão usando a técnica de anastomose do manguito venoso e ureteral.
Abstract
O transplante renal oferece aumento das taxas de sobrevida e melhora da qualidade de vida para pacientes com doença renal terminal, em comparação com qualquer tipo de terapia de reposição renal. Ao longo das últimas décadas, o modelo de transplante de rim de rato tem sido utilizado para estudar os fenômenos imunológicos de rejeição e tolerância. Este modelo transformou-se uma ferramenta indispensável para testar fármacos e regimes imunomoduladores novos antes de prosseguir com os grandes estudos animais pré-clínicos caros.
Este protocolo fornece uma vista geral detalhada de como executar confiantemente a transplantação ortotópico do rim nos ratos. Este protocolo inclui três etapas distintas que aumentam a probabilidade de sucesso: perfusão do rim doador por rubor através da veia porta e o uso de um sistema de manguito para anastomose as veias renais e ureteres, diminuindo assim frio e quente tempos de isquemia. Usando esta técnica, nós alcançamos taxas de sobrevivência além de 6 meses com a creatinina sérica normal nos animais com transplantes syngeneic ou tolerantes do rim. Dependendo do objetivo do estudo, este modelo pode ser modificado por tratamentos pré ou pós-transplante para estudar a rejeição aguda, crônica, celular ou mediada por anticorpos. É um modelo animal reprodutível, confiável e econômico para estudar diferentes aspectos do transplante renal.
Introduction
Historicamente, os primeiros estudos de rejeição ao transplante foram realizados por Brent e Medawar usando transplantes de pele em roedores1. Tornou-se logo desobstruído que a pele tem características imunológicas distintas, fazendo lhe um órgão altamente imunogênica que seja diferente na rejeição de outros órgãos contínuos vascularizado2. Estudos de ratos de rejeição de transplante de órgão sólido são habitualmente limitados a transplantes de coração, fígado e rim. Embora cada um desses órgãos seja adequado para estudar rejeição, há vantagens e desvantagens para cada um deles. Os transplantes cardíacos são freqüentemente transplantados para o abdome e anastomose para a aorta e veia cava, com o coração nativo do receptor no lugar3. Isso não recria as condições clínicas, anatômicas e fisiológicas humanas. Adicionalmente, os corações são muito sensíveis à isquemia fria e têm que ser reperfundidos preferencialmente dentro de 1 h a fim poder recuperar sua função4. Transplantes hepáticos são geralmente considerados para ser cirurgicamente mais desafiador e sensível ao tempo para executar. Após a remoção do fígado nativo, o fígado doador tem de ser implantado e reperfundidos dentro de 30 min como os receptores não podem durar mais tempo sem um fígado funcional5. A artéria hepática, veia porta, e especialmente a reconstrução do ducto biliar requer habilidades cirúrgicas refinadas. Além dos desafios cirúrgicos, o fígado é conhecido por possuir Propriedades tolerogênicas e roedores e os seres humanos podem se tornar operacionalmente tolerantes6,7,8. O rim, ao contrário dos referidos órgãos, pode ser transplantado de forma ortotópica, é conhecido por ser um órgão imunogênico com episódios de rejeição consistentes e reprodutíveis (se não imunossuprimidos), e permite tempos de isquemia fria prolongados de vários Horas. Isto faz a transplantação do rim do rato um modelo ideal para estudar a rejeição e a tolerância do allograft.
A transplantação do rim (KT) é a escolha preferida do tratamento para pacientes com doença renal da fase final. Ao longo das últimas décadas, os resultados de sobrevivência a curto prazo após a KT melhoraram dramaticamente, mas os resultados de sobrevivência a longo prazo são estagnados9. Os regimes imunossupressores convencionais permanecem a terapia antirejeição padrão. Entretanto, o uso crônico de terapias imunossupressoras provoca morbidade e mortalidade significativas, como nefrotoxicidade, diabetes e malignidades secundárias10,11,12. No longo prazo, o anticorpo crônico e a rejeição celular-negociada ameaçam a sobrevivência da corrupção, com as opções terapêuticas limitadas disponíveis.
Um grande objetivo no transplante é a indução da tolerância ao transplante, a fim de obviar à necessidade de imunossupressão crônica. O modelo KT de ratos é uma ferramenta robusta para investigar o processo de rejeição imunológica e avaliar novas abordagens para a imunomodulação e tolerância ao transplante. O rato também serve como um modelo adequado para o estudo de rejeição aguda e crônica mediada por célulase anticorpos,13,14,15,16,17. Este modelo cirúrgico provou ser uma ferramenta de confiança, reprodutível, e rentável para estudar vários aspectos da rejeição e da tolerância do allograft. Ele é freqüentemente usado para testar novos protocolos de indução de tolerância antes de empreender estudos caros e pesados de animais de grande porte. A realização de KT em ratos requer treinamento cirúrgico extensivo e expertise para atingir taxas de sobrevida de > 90%. Neste manuscrito e no vídeo instrucional que acompanha, nós fornecemos um esboço passo a passo para KT ortotópico no rato, como realizado com sucesso por muitos anos em nossa instituição.
Antes de iniciar qualquer procedimento, a seleção de doadores e receptores é crítica e depende da natureza do experimento. Idealmente, os doadores e os receptores devem pesar entre 220 – 260 g e ter entre 8 – 12 semanas de idade. Animais 220 g têm artérias de pequeno diâmetro, veias e ureteres, tornando a anastomose no receptor particularmente desafiador. A perda sanguínea menor pode causar o hipovolemia e conduzir à morte em animais menores. Animais mais pesados do que 260 g exibem mais gordura em torno de seus vasos, e isolamento do navio exigirá mais tempo operatório e aumentar o tempo de isquemia fria.
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Protocol
Os ratos Lewis (RT11) e Dark Agouti (da) (rt1a interruptora) foram comprados de vendedores comerciais (veja a tabela de materiais). Estas tensões inteiramente MHC-incompatíveis são usadas frequentemente para estudar a rejeição renal aguda do allograft. Todos os animais foram alojados e mantidos de acordo com as diretrizes dos institutos nacionais de saúde (NIH) em uma instalação específica sem patógenos na Universidade Johns Hopkins. Todos os procedimentos foram aprovados pelo Comitê de cuidado e uso de animais institucionais.
1. procedimento de doação
- Prepare e autoclave todos os instrumentos cirúrgicos a serem utilizados neste procedimento como um meio de esterilização e usar luvas estéreis descartáveis para prevenir complicações infecciosas.
- Anestesizar o rato doador por inalação de isoflurano (indução a 3% – 4% e manutenção a 1% – 2%) para o resto do procedimento. Dê a todos os animais doadores e receptores a buprenorfina preemptiva por via subcutânea em 0,1 mg/kg de peso corporal para analgesia.
- Agora, coloque o rato em uma posição supina e imobilize os membros com fita adesiva estéril.
- Use uma tosquiadeira mecânica para remover o cabelo da área abdominal.
- Aplique um lubrificante ocular e use gaze estéril embebido em povidona-iodo, seguido de gaze embebido em álcool isopropílico, para esterilizar o campo cirúrgico.
- Antes da primeira incisão, certifique-se de que o rato está adequadamente anestesiado, verificando a ausência do reflexo de retirada da pinça do dedo do pé.
- Usando tesouras, comece fazendo uma grande pele longitudinal do linha média e incisão do músculo do púbis da sínfise ao xiphoid, e incorpore a cavidade peritoneal.
- Inserir dois retratores em ambos os lados da parede abdominal, a fim de expor a cavidade intra-abdominal.
- Cubra o intestino com uma gaze estéril úmida e mude-o para o lado direito lateral do abdômen, expondo a aorta, veia cava, e rim esquerdo. Aplique 1 mL de soro fisiológico pré-aquecido com uma seringa de 1 cc para manter os intestinos e os órgãos abdominais húmidos e a uma temperatura normal.
- Aplique uma segunda gaze úmida para cobrir e mobilizar o estômago e baço craniano para o rim e uma pequena gaze úmida para cobrir o rim exposto (Figura 1a).
- Use o fórceps de dissecação microsurgical para isolar e mobilizar a artéria e a veia renais esquerdas do tecido conexivo e de se. Isole a veia renal esquerda Cauterizando a veia gonadal esquerda e isole a artéria renal esquerda Cauterizando a artéria ad-renal. Em seguida, mobilizar a aorta e a veia cava superior e inferior do pedículo renal esquerdo dissecando o tecido conjuntivo com fórceps de dissecação (Figura 1B).
- Divida e mobilize o ureter do tecido conjuntivo usando fórceps dissecante, e faça uma incisão diagonal a um comprimento de 2 cm medido a partir da pélvis renal, usando Microtesoura. Inserir um manguito de poliamida (ver tabela de materiais) a meio caminho para o ureter e fixar o manguito, colocando um nó com 8-0 sutura de seda (Figura 1C).
Nota: é importante não remover toda a gordura e o tecido conexivo do uréter, porque fornecem a proteção de encontro à obstrução causada por adesões, e sua remoção pode causar a necrose ureteral. Preste atenção extra para preservar a embarcação de fornecimento de oxigênio para o ureter. - Mobilize o rim esquerdo separando-o da gordura perinephric usando o fórceps ou as Microtesouras de dissecação. Deixe a cápsula adiposa do rim anexado e use esse local para segurar o rim.
- Expor a veia cava inferior.
- Administrar 200 unidades de heparina usando uma seringa com uma agulha de 27 G através da veia peniana. Pressione o local da injeção com um cotonete de algodão por pelo menos 1 minuto para evitar sangramento.
- Identificar a veia porta (PV) e a veia cava inferior (IVC) (Figura 1D). Lave o rim injetando 50 mL de soro fisiológico frio misturado com 500 unidades de heparina na veia porta usando uma agulha de 16 G (Figura 1E). Antes de rubor, cortar a veia cava inferior no nível infra-hepática e a veia porta caudal no local de inserção da agulha para permitir que o sangue para sair da circulação. Comece a lavar o rim gradualmente inutilizando a solução salina. Observar uma mudança de cor do rim do vermelho escuro para uma cor cinzenta uniforme e pálida (Figura 1F).
- Após a lavagem, ligadura a artéria renal e veia proximal à aorta e veia cava e coloque o rim liberado em uma placa de Petri em soro fisiológico frio no gelo. Figura 2 A representa a síntese esquemática do procedimento doador.
- Uma vez que o rim está em soro fisiológico frio, fixar e imobilizar o punho do manguito da veia (ver a tabela de materiais) e puxe suavemente a veia renal através do manguito. Em seguida, fixar a veia renal sobre o manguito, colocando três nós usando oito-zero sutura de seda (Figura 2b).
Nota: Preste especial atenção à orientação da veia enquanto a segura no lugar. As veias giradas causam uma obstrução do fluxo sanguíneo e levam à trombose.
2. procedimento de beneficiário
- Repita as etapas 1.1 – 1.11 do procedimento do doador.
- Coloque dois grampos atraumatic da microembarcação na artéria renal esquerda e veia proximal à aorta e à veia cava (Figura 3A).
- Ligate a veia renal receptora proximal à entrada do rim. Lave a veia renal com soro fisiológico heparinizado para remover todo o sangue restante do vaso.
- Deslize a veia renal ligado sobre a veia renal algemada previamente posicionada no rim doador e prenda-a com um 8-0 sutura de seda (Figura 3B). Manter a mesma orientação posicional ao fixar a veia renal sobre o manguito.
- Ligate o uréter ao nível do pólo inferior do rim esquerdo. Mobilize o rim da gordura perinephric.
- Ligate a artéria renal proximal à entrada do rim receptor. Lave-o com soro fisiológico heparinizado para remover qualquer excesso de sangue no vaso. Realizar uma anastomose de ponta a ponta da artéria renal com 8 a 10 suturas interrompidas usando uma sutura de nylon 10-0 (Figura 3C). Manobrar a artéria usando a camada adventícia.
- Retire os grampos da embarcação para reiniciar a reperfusão do rim. Começar removendo o grampo na veia seguida do grampo na artéria (Figura 3D). Use uma compressa de algodão estéril para pressionar levemente todas as áreas de oozing em torno da região da anastomose. Alguns minutos devem ser suficientes para conseguir uma anastomose de patente.
- Observar brevemente o rim para avaliar a perfusão adequada. Imediatamente após a reperfusão, o rim deve mudar de cor e gradualmente recuperar a sua cor vermelha escura natural após alguns minutos (Figura 3E). O peristaltismo visível do ureter e a produção de urina no local são observados às vezes.
- Termine introduzindo a ponta exposta do punho ureteral no ureter do receptor e prenda o uréter do receptor com um 8-0 sutura de seda (Figura 2C e Figura 3F).
- A fim de manter os ureteres doador e receptor em posição, amarrar as extremidades de cada lado do ureter uns aos outros.
- Opcionalmente, o rim direito pode ser nefrectomized amarrando fora da artéria e da veia renais direitas com uma sutura de seda 4-0 e removendo o rim.
- Retire todos os gazes da cavidade abdominal, devolver todos os órgãos à sua posição natural, esguicho 1 mL de soro fisiológico sobre os intestinos para mantê-los húmidos, e fechar o abdômen usando uma sutura absorvível 4-0 no músculo reto e uma sutura de seda 4-0 para fechar a pele leigos de forma interrompida.
3. cuidados pós-operatórios
- Coloc o animal em uma gaiola limpa com acesso à água e aos alimentos do libitum do anúncio e permita a recuperação em uma almofada de aquecimento do ° c 37.
- Injete 0,1 mg/kg de buprenorfina por via subcutânea para analgesia e monitore o animal para recuperação. A administração adicional de analgésicos pode ser necessária nos próximos dias, dependendo de sinais de desconforto ou dor. Os antibióticos não são administrados rotineiramente, porque as complicações infecciosas são raras.
- Observe a recuperação para 1 – 2 h antes de devolver o animal de volta para a instalação animal. Inspecione o animal 2x – 3x por dia durante os primeiros 24 h, seguido de uma inspecção diária. Preste atenção aos sinais de dor e angústia, ingestão oral e débito urinário.
- Retire os pontos 7 – 10 dias após a operação.
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Representative Results
Foram realizados Transplantes renais singeneicos (n = 5) e alogénicos (n = 5). Os animais com uma transplantação syngeneic alcançaram a sobrevivência a longo prazo sem nenhum tratamento imunossupressores. Os animais que receberam um transplante alogênico sem imunossupressão rejeitaram seu enxerto e sucumbiu à insuficiência renal com sobrevida mediana de 8 dias (Figura 4a). A creatinina sérica média aumentou modestamente no grupo singeneico, enquanto que aumentou 14 vezes no grupo alogênico (0,5 mg/dL versus 7,0 mg/dL, p < 0,01) (Figura 4B). Em cima do Explantation, a vista macroscópica do allograft syngeneic do rim não mostrou nenhuma anomalia. A cor do rim e as estruturas internas permaneceram intactas. Em contrapartida, os aloenxertos renais de animais rejeitados apresentaram manchas hemorrágicas vermelhas com a destruição das estruturas internas (Figura 4C). As manchas do hematoxylin e da eosina de corrupções syngeneic mostraram laços capilares glomerular finos com números normais de pilhas endothelial e mesangial. Os aloenxertos rejeitados apresentaram estruturas glomerulares destruídas com sinais de inflamação e tubulite (Figura 4D). Para confirmar a rejeição mediada por células T, nós executamos a mancha de CD8 +. Quando os alloenxertos syngeneic mostraram muito poucas pilhas positivas de T CD8 +, os alloenxertos rejeitados mostraram um número significativamente mais elevado de pilhas de CD8 + em e em torno dos glomérulos e dos tubuli (Figura 4e), confirmando a rejeição célula-t-negociada.
Figura 1 : Nephrectomy doador. (A) ao abrir o abdômen, o rim esquerdo é isolado com gazes húmidos. (B) a artéria e a veia renais esquerdas são isoladas e mobilizadas da gordura circunvizinha. (C) o ureter é ligado, algemado e fixado com uma única sutura de seda. (D) a veia porta (PV) e a veia cava inferior (IVC) são identificadas e o rim é perfundido através da veia porta. (E) a perfusão é executada com sucesso, uma vez que o rim e o fígado certos estão a ficar pálidos ao nivelar a veia porta do animal. (F) a perfusão bem-sucedida demonstra um rim pálido e vasos prontos para transplante. Estale por favor aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 2 : Visão esquemática do procedimento de transplante renal. A) síntese esquemática do procedimento do dador. (B) síntese esquemática de uma veia de doador algemada. (C) síntese esquemática da anastomose do receptor e da veia doador algemada e anastomose dos ureteres. Estale por favor aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 3 : Transplante renal no receptor. (A) a artéria e a veia do receptor são mobilizadas da gordura circunvizinha e fixadas depois da separação. (B) o rim doador é introduzido, e as veias são conectadas através da técnica do manguito e fixadas com um 8-0 Sutura. (C) as artérias são suturadas em uma forma de ponta a ponta. (D) as braçadeiras são removidas. (E) o rim é reperfundidos e recupera sua cor natural sem nenhum sangramento. (F) finalmente, os ureteres são anastomoados usando o manguito previamente colocado e fixados com um 8-0 Sutura. Estale por favor aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 4 : Sobrevivência do transplante renal. (A) a figura de Kaplan-Meyer demonstra a sobrevida de ratos com transplantes renais singeneicos ou alogénicos ao longo do tempo. (B) mensuração e comparação da creatinina sérica em ratos com transplantes renais sinogênicos ou alogénicos em comparação com animais não transplantados. (C) visão macroscópica de rins explantados de transplante renal singênico (superior) e alogênico (inferior) no dia 8. Os animais foram perfundidos com soro fisiológico antes da explanting. Os dois últimos painéis mostram uma visão geral microscópica de (D) coloração de hematoxilina e eosina e (e) CD8 + de explantes renais (superior) e alogénicos (inferiores). As imagens são tomadas ampliação 200x. * Os resultados foram considerados estatisticamente significantes se p < 0, 5. Estale por favor aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 5 : Instrumentos cirúrgicos necessários . (1) tesoura reta. (2) tesouras finas. (3) micro-mola tesoura 1 (ligadura do ureter). (4) micro-tesoura Primavera 2. (5) micro-tesoura Primavera 3. (6) pequeno-animal retratores cirúrgicos. (7) fórceps. (8) microfórceps, reto, liso. (9) fórceps de dissecação, curvo. (10) micro-suporte da agulha. (11) suporte da agulha. (12) 8-0 sutura de seda trançada sem agulha. (13) 4-0 sutura de seda. (14) micro-braçadeiras para vasos (um par). (15) micro-aplicador da braçadeira do navio. (16) pinça de ponta fina. (17) heparina. (18) braçadeira da embarcação (tamanho médio). (19) braçadeira da embarcação (grande). (20) cotonetes estéreis do algodão. (21) 10-0 microsutura com agulha. (22) gaze estéril. (23) seringa de descarga salina heparinizada. (24) 60 cc seringa com agulha. (25) seringa de 10 cc. (26) seringa de 1 cc. (27) 25 G 5/8 polegadas agulhas. (28) agulhas de 19 G. (29) aparador. (30) sistema bipolar do cauterização. (31) fita adesiva. (32) prato de Petri com soro fisiológico 0,9% normal. (33) seringa 60 cc com solução salina heparinizada 50 cc para perfusão. (34) seringa de 10 cc com descarga salina heparinizada de 5 cc. (35) manguito ureter. (36) braçadeira da veia. Estale por favor aqui para ver uma versão maior desta figura.
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Discussion
Neste manuscrito, descrevemos o método cirúrgico para KT ortotópico em ratos em detalhes, incluindo todos os equipamentos necessários para a realização desse procedimento (Figura 5). Em 1965, Fisher e Lee publicaram o primeiro relato de KT em ratos, que se tornou o início de um excitante campo investigativo18. Desde então, muitas modificações foram introduzidas para melhorar a reprodutibilidade deste modelo. Serviu como um modelo animal eficaz para estudar ferimento da isquemia-reperfusão e a rejeição e a tolerância renais da transplantação, agradecimentos à disponibilidade de diversas tensões linhagens e outbred com combinações parciais e cheias da má combinação de MHC19. O modelo do KT do rato pode servir como uma ferramenta para testar hipóteses antes de estender investigações aos modelos suínos e primatas do primata do KT. as opções para estudar a rejeição de transplante renal ou tolerância em roedores são limitadas. O modelo de transplante renal em camundongos é tecnicamente muito desafiador e requer um longo período de treinamento para atingir taxas de sobrevida de > 80%20. Uma outra limitação do modelo do rato é a aceitação renal espontânea do allograft sem a necessidade para o imunossupressão em aproximadamente 30% dos receptores. Entretanto, outros transplantes de órgãos em camundongos, como pele e coração, são rejeitados dentro de 10 dias, sugerindo que a rejeição de aloenxertos renais em camundongos totalmente incompatíveis com MHC é fraca e não representativa da situação clínica21. No entanto, se o desafio técnico pode ser superado, os modelos de camundongos são preferidos para estudos de mecanismo de rejeição de aloenxerto devido à disponibilidade de camundongos de Knock-in ou knock-out geneticamente modificados.
KT em ratos pode ser realizada em um número de maneiras. Discutiremos algumas vantagens e desvantagens destes vários métodos. Independentemente da técnica preferida, é sempre crítico reduzir o tempo morno da isquemia e evitar ferimento irreversível ao enxerto e ao receptor.
Direito versus rim esquerdo
A anatomia abdominal de ratos é muito semelhante à dos seres humanos. O rim esquerdo está localizado superior em comparação com o rim direito por causa da posição anatômica do fígado. Uma das vantagens de usar o rim esquerdo é o comprimento dos vasos. Geralmente, a artéria e a veia renais esquerdas são duas vezes o comprimento dos vasos renais direitos. Isto é especial benéfico ao executar a anastomose onde o comprimento dos vasos não é um fator limitante. No entanto, existem relatos de recuperação e transplante de rim doador do lado direito22,23. As aproximações que usam ambos os rins para a transplantação foram descritas igualmente24.
Liberando rim doador através da veia porta
Uma das etapas chaves deste procedimento é a perfusão do rim do doador. A perfusão é necessária para remover todos os doadores de sangue dos vasos e rins e para esfriar o órgão para baixo para retardar a deterioração biológica. Existem vários métodos descritos para perfusing o rim. Nós experimentamos com rubor o rim de diferentes maneiras e concluiu que a lavagem do rim através da veia porta oferece vantagens e consistentemente leva a perfusão completa do rim e vasos. As abordagens convencionais descritas na literatura implicam a liberação do rim doador após a ligação da artéria e veia renais ou retrógrada pela aorta infrarrenal24,25,26,27 , 28. essas abordagens podem levar a danos endoteliais e vasoconstrição renal devido ao aumento das pressões locais ou à perfusão incompleta devido à baixa pressão de perfusão29,30.
Ao liberar o rim através da veia porta, a pressão é administrada pelo coração. Durante a perfusão, o coração ainda está ativo e bombeia o fluido de perfusão de forma normal para a aorta e rim com fluxo pulsatil, evitando danos capilares e glomérulos devido ao fluxo de pressão de cisalhamento. Ao transplantar rins en Bloc ou usando o rim direito para a transplantação, este método é apropriado conseguir a perfusão uniforme e colher ambos os rins ao mesmo tempo.
Anastomoses arteriais e venosas
Uma das etapas as mais críticas no modelo do KT do rato está realizando uma anastomose microvascular de confiança em uma maneira tempo-eficiente. A artéria renal doadora pode ser anastomal à artéria renal do receptor ou à aorta. A anastomose dos vasos doadores para a aorta e a veia cava inferior provoca lesão isquêmica nos órgãos do receptor. Neste protocolo, demonstramos a anastomose de ponta a ponta das artérias renais, uma vez que evita lesão isquêmica a outros órgãos. Durante a anastomose arterial, é importante não danificar a superfície endotelial do lúmen ao manusear o vaso. Para a anastomose venosa, utilizamos uma técnica de manguito para reduzir o tempo de isquemia quente e encurtar o procedimento operatório. Isto provou ser um método muito de confiança e durável para assegurar o fluxo venoso adequado. Para garantir o fluxo venoso adequado, é imperativo para as veias não ser torcido ou torcida quando estes são fixados em conjunto. Alternativamente, uma anastomose de ponta a ponta ou de uma veia de ponta-a-lado é possível, dependendo da preferência do cirurgião. Idealmente, a anastomose arterial e venosa do vaso deve demorar entre 20 – 30 min.
Pahlavan et al. resumiram as complicações de cada tipo de técnica com base na triagem da literatura31. Uma das principais complicações que podem ocorrer após qualquer anastomose de vasos microcirúrgicos é a trombose. A ligadura e o nivelamento adequado dos vasos receptores reduzem significativamente a formação de trombose, e certamente não é uma complicação freqüentemente observada. Outras complicações são vazamento ou ruptura da anastomose após a reperfusão. Isso está relacionado à técnica microcirúrgica inadequada ou manuseio inadequado dos vasos.
Anastomoses ureteral
O uréter tem de ser manuseado com o máximo cuidado, especialmente durante o isolamento do uréter no doador. Ferimento às estruturas periureteric pode causar a isquemia ureteral que conduz às estenoses e à obstrução e, no scenario o mais mau da situação, necrose ureteral. A literatura relata métodos diferentes para a anastomose ureteral. End-to-end, Cuff-assistida ponta-a-ponta, remendo da bexiga, e inserção da bexiga são os mais comumente usados19,32,33. Em estudos anteriores, usamos um manguito com bordas oblíquas em ambas as extremidades para facilitar a entrada no ureter em ambas as extremidades. Não observamos nenhum vazamento de urina ou formação de coágulo sanguíneo. Entretanto, as complicações a longo prazo (> 30 dias) desta técnica incluem o hidronefrose e ocasionalmente o nephrolithiasis, que pode ser explicado pela formação do estenose, pela deslocação, ou pela obstrução do punho devido às pedras ureteral. Este achado é consistente com outros relatos e nossos próprios achados de realização de anastomose ureteral com um manguito. As complicações ureteral são observadas frequentemente postoperatively após ferimento significativo ao rim, são unsalvageable, e exigem o animal a ser eutanasiado.
Cuidados pós-operatórios e sobrevida
O cuidado pós-operatório de animais transplantados requer manejo adequado da dor e observações detalhadas da atividade geral dos animais, observações de peso e produção de urina. As complicações postoperative adiantadas comuns incluem o sangramento da anastomose arterial ou venosa, o escapamento da urina, a obstrução ureteral, ou a função atrasada da corrupção por causa do tempo prolongado da isquemia. Os animais com estas complicações mostram a atividade modesta e permanecem geralmente em uma posição hunched-traseira sem a saída urinária e a entrada nutriente. Geralmente, é favorável administrar até 1 – 5 mL de soro fisiológico aos animais no pós-operatório para acelerar sua recuperação e prevenir a desidratação. Os animais que não recebem imunossupressão podem sobreviver entre 7 a 10 dias, o que permite uma janela terapêutica suficiente para testar novas drogas ou outros métodos. Se os animais forem adequadamente imunossuprimidos (1,0 mg/kg/dia FK506 por via subcutânea) ou tolerantes, podem ser monitorados a longo prazo passados 6 meses como relatado anteriormente13. O modelo de transplante renal de ratos permitiu a definição dos mecanismos de tolerância induzidos pelo uso de uma abordagem única de mobilização de células-tronco antes de confirmar esse fenômeno em animais de grande porte34. Rat KT forneceu informações cruciais para os investigadores há décadas, e continuará a fazê-lo no futuro.
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Disclosures
Os autores não têm nada a divulgar.
Acknowledgments
Este trabalho foi financiado por um presente generoso da propriedade familiar Bombeck.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Buprenorphine HCL | Reckitt Benckiser Healthcare UK | NDC12496-0757-5 | |
| Dissecting forceps, curved | Zhenbang, China | 11cm Flat handle | |
| Heparin sodium injection USP | Sagent Pharmaceuticals | NDC25021-400-10 | |
| Micro-forceps, straight, smooth | Jingzhong, China | WA3010 | |
| Micro needle holder | Jingzhong, China | WA2010 | |
| Micro vessel clamps | Jingzhong, China | WA40120 | |
| Micro spring sciccor 1 | ROBOZ | RS-5620 | |
| Micro spring sciccor 2 | F.S.T. | 91501-09 | |
| Micro spring sciccor 3 | Zhenbang, China | 8.5cm Vannas,curved | |
| Prograf (Tacrolimus/FK506) | Astellas | ||
| Rats | Charles River & Taconic Biosciences | LEW/Crl & DA-M | |
| Shaver | Wahl | 79600-2101 | |
| Suture 4-0 | Ethicon | J304H | |
| Suture, 4-0 | Ethicon | 683G | |
| Suture, 10-0 | Ethicon | 2820G | |
| Syringes & Needles | BD | ||
| Thread, 8-0 | Ashaway | 75290 | |
| Ureteral cuff | Microlumen | 160-1 | Polymide Tubing, Diameter 0.41 mm |
| Venous cuff | Intramedic BD | 7441 | PE-200 Non-radiopaque polyethylene tubing ID: 1.4 mm, OD: 1.9 mm |
References
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