Summary
Ici, nous fournissons une approche utile pour étudier le mécanisme de l'échec ventriculaire droit. Une approche plus pratique et plus efficace de la constriction d'artère pulmonaire est établie utilisant des instruments chirurgicaux faits en interne. En outre, des méthodes pour évaluer la qualité de cette approche par l'échocardiographie et le cathétérisation sont fournies.
Abstract
Le mécanisme de l'échec ventriculaire droit (RVF) exige la clarification due à l'unicité, à la morbidité élevée, à la mortalité élevée, et à la nature réfractaire de RVF. Des modèles précédents de rat imitant la progression de RVF ont été décrits. Par rapport aux rats, les souris sont plus accessibles, économiques et largement utilisées dans les expériences animales. Nous avons développé une approche de constriction d'artère pulmonaire (PAC) qui est composée de bander le tronc pulmonaire chez les souris pour induire l'hypertrophie ventriculaire droite (RV). Une aiguille de loquet chirurgicale spéciale a été conçue qui permet une séparation plus facile de l'aorte et du tronc pulmonaire. Dans nos expériences, l'utilisation de cette aiguille de loquet fabriquée a réduit le risque d'artériorrhexis et a amélioré le taux de réussite chirurgical à 90%. Nous avons utilisé différents diamètres d'aiguille de rembourrage pour créer précisément la constriction quantitative, qui peut induire différents degrés d'hypertrophie de RV. Nous avons quantifié le degré de constriction en évaluant la vitesse de flux sanguin de l'AP, qui a été mesurée par l'échocardiographie transthoracique non invasive. La fonction de RV a été précisément évaluée par le cathéterization droit de coeur à 8 semaines après chirurgie. Les instruments chirurgicaux fabriqués en interne étaient composés de matériaux communs en utilisant un processus simple qui est facile à maîtriser. Par conséquent, l'approche PAC décrite ici est facile à imiter à l'aide d'instruments fabriqués en laboratoire et peut être largement utilisée dans d'autres laboratoires. Cette étude présente une approche PAC modifiée qui a un taux de réussite plus élevé que les autres modèles et un taux de survie post-chirurgicale de 8 semaines de 97,8 %. Cette approche DE PAC fournit une technique utile pour étudier le mécanisme de la FVR et permettra une meilleure compréhension de la FVR.
Introduction
Le dysfonctionnement de RV (RVD), défini ici comme évidence d'une structure ou d'une fonction anormale de RV, est associé aux résultats cliniques pauvres. RVF, comme l'étape finale de la fonction de RV, est un syndrome clinique avec des signes et des symptômes de l'insuffisance cardiaque qui résultent du RVD progressif1. Avec des différences dans la structure et la fonction physiologique, l'échec ventriculaire gauche (LV) et rVF ont des mécanismes pathophysiologiques différents. Quelques mécanismes pathophysiologiques indépendants dans RVF ont été rapportés, y compris la surexpression du récepteur adrénergique de'2signalant 2, inflammation3, remodelage transversal de tubule, et dysfonctionnement de manipulation de Ca2 '4 .
La VVR peut être causée par la surcharge de volume ou de pression du VR. Les modèles animaux précédents ont utilisé SU5416 (un inhibiteur puissant et sélectif du récepteur du facteur de croissance endothéliale vasculaire) combiné avec l'hypoxie (SuHx)5,6 ou la monocrotaline7 pour induire l'hypertension pulmonaire, qui résultats en RVF secondaire à la maladie vasculaire pulmonaire2. Les chercheurs menant ces études se sont concentrés sur la vascularisation au lieu de la progression pathologique de la FVR. En outre, la monocrotaline a des effets extra-cardiaques qui ne peuvent pas représenter précisément la maladie cardiogénique. D'autres modèles ont utilisé des shunts artérioveineux pour induire la surcharge de volume et RVF8. Cependant, cette chirurgie est difficile à effectuer et inappropriée pour les souris, qui nécessitent de longues périodes d'induction pour la production de RVF.
Les modèles Rat PAC utilisant des clips de baguage existent également9,10. Par rapport aux rats, les souris ont de nombreux avantages en tant que modèles animaux de maladies cardiaques, tels que la reproduction plus facile, une utilisation plus répandue, des coûts réduits, et l'accès à la modification des gènes11. Cependant, les diamètres des clips de baguage varient généralement de 0,5 mm à 1,0 mm, qui sont trop grands pour les souris9. En outre, le clip de baguage est difficile à produire, imiter et populariser dans d'autres laboratoires.
Nous fournissons un protocole pour développer un modèle reproducteur modifié de souris de RVF basé sur des études rapportées, qui emploie PAC pour imiter la tétralogie du syndrome de Fallot et de Noonan ou d'autres maladies hypertendues artérielles pulmonaires12,13, 14,15,16,17,18,19. Cette approche PAC est créée en ligaant le tronc pulmonaire des souris à l'aide d'un loquet et d'une aiguille de rembourrage fabriquées à l'interne pour contrôler le degré de constriction. L'aiguille de loquet est faite d'une seringue d'injection incurvée de 90 degrés avec une suture de soie tressée passée à travers la seringue. L'aiguille est faite à partir de matériaux communs en utilisant un processus qui est facile à maîtriser. L'aiguille de rembourrage est courbée à 120 degrés de l'aiguille de la jauge. Des aiguilles de rembourrage de diamètres différents (0,6 à 0,8 mm) sont utilisées, selon le poids des souris (20-35 g). En outre, nous établissons un critère d'évaluation pour déterminer la stabilité et la qualité du modèle de FVR par l'échocardiographie et le cathétérisation de coeur droit. Nous utilisons des souris comme animal modèle en raison de leur utilisation répandue dans d'autres expériences. Les aiguilles fabriquées en laboratoire sont faciles à reproduire et peuvent être largement utilisées dans d'autres laboratoires. Cette étude offre une bonne approche pour les chercheurs d'étudier le mécanisme de la FVR.
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Protocol
Toutes les procédures ont été effectuées conformément aux lignes directrices institutionnelles pour la recherche sur les animaux, qui sont conformes au Guide pour les soins et l'utilisation des animaux de laboratoire publié par les National Institutes of Health des États-Unis (PUBLICATION 85-23 des NIH, révisé en 1996). C57BL/6 souris mâles (8-10 semaines, pesant 20-25 g) ont été fournis par le Centre Animal de l'Université Médicale du Sud. Après l'arrivée, les souris ont été logées sous un cycle sombre/léger de 12/12 h, avec suffisamment de nourriture et d'eau.
1. Préparation des instruments chirurgicaux et fabrication des aiguilles
- Préparer les instruments chirurgicaux stériles (Figure 1A), une suture de soie tressée 6-0 (Figure 1B[a]) pour la ligature, et une suture en nylon 5-0 pour la fermeture de l'incision (Figure 1B[b]).
- Passer la suture de soie tressée 6-0 (figure1B[a]) à travers une aiguille de 25 G démontée d'une seringue d'injection de 1 ml. Ensuite, courbez l'aiguille à 90 degrés avec des forceps hémostatiques pour faire une aiguille de loquet (figure1C[a]). Courbez l'aiguille de 22 G 120 degrés (figure1C b)) pour faire une aiguille de rembourrage.
2. Préparation pour la chirurgie
- Autoclave tous les instruments chirurgicaux avant la chirurgie. Ajuster le coussin chauffant à 37 oC. Anesthésiez les souris par injection intrapéritonéale avec un mélange de xylazine (5 mg/kg) et de kétamine (100 mg/kg) pour soulager la douleur. Placez les souris dans des boîtes individuelles pour attendre l'inset des stupéfiants.
REMARQUE: Il est également recommandé d'utiliser 1,5% isoflurane pour l'anesthésie inhalante. - Surveillez l'adéquation de l'anesthésie par la disparition du réflexe de sevrage de la pédale. Gardez les souris en position de supine sur le coussin chauffant en fixant les incisives avec une suture et en fixant les jambes avec du ruban adhésif. Vérifiez le réflexe à nouveau pour assurer la profondeur de l'anesthésie.
- Appliquer la pâte dépilatoire sur la peau du cou au processus xiphoïde. Désinfecter la zone avec de l'iode suivi de 75% d'alcool.
- Effectuer l'intubation endotrachéale.
- Ajustez les paramètres du miniventilateur animal (figure1D)et fixez le taux respiratoire à 150/min et le volume des marées à 300 l.
- Sortez légèrement la langue à l'aide de pinces pointues, élèvez la mandibule à l'aide d'une spatule faite en laboratoire Figure 1C[c]) pour exposer la glotte, et insérez doucement une canule de trachée faite en laboratoire (figure1C[d]) à travers la glotte pendant qu'une source de lumière froide est dirigé sur le larynx.
- Connectez le tube et le ventilateur pour vérifier si la canule a été insérée dans la trachée. Fixez la trachée à l'aide de ruban adhésif si la canule a été insérée correctement.
3. Chirurgie
- Ouvrez la poitrine.
- Faire une incision dans la peau parallèle à la deuxième côte, d'environ 10 mm de longueur, avec des ciseaux ophtalmiques. Assurez-vous que l'incision commence à partir de l'angle sternal et se termine sur la ligne axillaire antérieure gauche. Identifiez le deuxième espace intercostal en comptant les côtes de l'angle sternal.
- Séparez et coupez les pectoralis majeurs et les pectoralis muscles mineurs avec des ciseaux et des pinces de coude au-dessus du deuxième espace intercostal pour exposer cet espace.
REMARQUE : Il est également recommandé de séparer, de mobiliser et de déplacer les muscles pectoralis vers la droite et cranially. - Pénétrer carrément le deuxième espace intercostal avec des pinces à coude et ouvrir cet espace. Ensuite, séparer carrément le parenchyme et le thymus jusqu'à ce que le tronc pulmonaire soit visible.
- Resserrer l'artère pulmonaire.
- Séparer carrément le tronc pulmonaire et l'aorte ascendante avec une pince à coude. Passer la suture à travers le tissu conjonctif entre le tronc pulmonaire et l'aorte ascendante avec une aiguille de loquet.
- Placez l'aiguille de rembourrage (voir l'étape 1.2) sur le tronc pulmonaire et, ensuite, ligate le tronc pulmonaire avec l'aiguille de rembourrage, en utilisant la suture de soie tressée 6-0. Retirez l'aiguille de rembourrage immédiatement après l'observe du remplissage du conus pulmonaire et coupez les extrémités de la suture.
- Observez le remplissage du conus pulmonaire pour évaluer s'il y a une constriction présente. Évaluer à nouveau le réflexe de l'animal pour assurer le succès de la ligature.
REMARQUE: Effectuer une chirurgie fictive en suivant toutes les étapes ci-dessus, sauf pour la constriction.
- Fermez la poitrine et la peau avec la suture en nylon 5-0. Désinfecter à nouveau la peau avec 75% d'alcool.
- Injecter 0,5 ml de solution saline sous-cutanée pour remplacer tout liquide perdu pendant la chirurgie. Placez la souris dans la cage séparément avec un coussin chauffant pour favoriser la récupération. Retournez les souris dans leurs cages dans une salle de cycle clair/sombre de 12/12 h lorsque la conscience revient. Traiter les souris avec de la buprénorphine via leur eau potable pendant les 3 jours suivants.
- Portez une attention particulière à la guérison de la plaie de thoracotomy en surveillant les souris 2x par jour pendant la première semaine pour détecter tout signe de guérison insuffisante, de mobilité altérée, ou de perte de poids.
4. Évaluation échocardiographique de la fonction de RV après chirurgie
REMARQUE : Des changements échocardiographiques peuvent être détectés 3 jours après la chirurgie.
- Anesthésier les souris avec 3% d'isoflurane par inhalation et maintenir la profondeur de l'anesthésie avec 1,5% d'isoflurane. Fixez une souris sur la plate-forme, collez ses griffes à l'électrode et maintenez l'animal en position de supine. Maintenir la fréquence cardiaque de la souris entre 450-550 battements/min en ajustant la concentration d'isoflurane entre 1,5% et 2,5%.
- Retirez les cheveux sur la poitrine de la souris avec de la crème dépilatoire et appliquez du gel à ultrasons sur la peau de la poitrine.
- Évaluer la constriction pulmonaire du tronc à l'égard d'une sonde de 30 MHz.
- Maintenez la sonde à 30 degrés dans le sens inverse des aiguilles d'une montre par rapport à la ligne parasternale gauche, tout en orientant l'encoche dans la direction caudale. Réguler l'axe yet x-axe sous le mode B jusqu'à ce que la valve mitrale, l'aorte et la chambre LV soient clairement visibles.
- Faites pivoter la sonde de 30 à 40 degrés sur son axe yvers la poitrine. Réguler l'axe yet x-axe jusqu'à ce que le conus pulmonaire soit clairement visible.
- Placez le curseur à l'extrémité des folioles de la valve pulmonaire pour mesurer la vitesse maximale du débit. Utilisez le mode Color Doppler en appuyant sur Color, suivi de PW, puis en déplaçant le curseur pour placer la ligne PW-dashed parallèle à la direction du flux sanguin.
- Mesurez la vitesse maximale de l'artère pulmonaire. Enregistrez les données et l'image avec Cine Store et Frame Store.
- Évaluez les paramètres de RV à l'égard d'une sonde de 30 MHz.
- Ajuster le côté gauche du pad de sorte qu'il soit plus bas que le côté droit. Maintenez la sonde orientée à 30 degrés vers l'horizon le long de la ligne axillaire antérieure droite avec l'encoche pointée dans la direction caudale. Réguler l'axe yet x-axe jusqu'à ce que le RV soit clairement indiqué.
- Appuyez sur M-Mode 2x pour afficher la ligne d'indicateur. Mesurez la dimension de chambre de RV, le raccourcissement fractionnel, et l'épaisseur de mur de RV. Enregistrez les données et l'image avec Cine Store et Frame Store.
- Arrêtez l'inhalation d'isoflurane pour permettre aux souris de reprendre conscience, puis retournez les animaux dans leurs cages dans une salle de cycle de 12 h.
5. Cathétéisme de coeur droit pour évaluer la fonction de RV
REMARQUE : Le cathéterization droit de coeur a été exécuté 8 semaines après chirurgie pour évaluer la fonction de RV, utilisant un cathéter de 1.0 F et un système de surveillance.
- Autoclave tous les instruments chirurgicaux. Anesthésiez l'animal par injection intrapéritonéale avec un mélange de xylazine (5 mg/kg) et de kétamine (100 mg/kg).
- Après la disparition du réflexe de retrait de la pédale, fixez la souris sur la plate-forme, collez ses griffes à l'électrode et maintenez la souris en position de supine. Retirer les cheveux dans la zone chirurgicale avec de la crème dépilatoire.
- Désinfecter la peau de la zone chirurgicale avec 75% d'alcool. À l'aide de pinces pointues, retirez légèrement la langue, élèvez la mandibule à l'aide d'une spatule fabriquée à l'interne pour exposer la glotte, et insérez doucement la canule de trachée faite à l'intérieur par la glotte tandis qu'une source de lumière froide est dirigée sur le larynx. Utilisez un ventilateur (Figure 1E) pour aider à la ventilation.
- Ouvrez la cavité thoracique au moyen d'une incision bilatérale de 1,5 cm sous le processus xiphoïde à travers le diaphragme avec des ciseaux et des forceps ophtalmiques. Couper à travers le diaphragme et les côtes avec des ciseaux ophtalmiques pour exposer le cœur. Pénétrer le mur sans VR avec une aiguille de 23 G et enlever l'aiguille; appuyez doucement sur le point de perforation à l'œil d'un coton-tige pour arrêter tout saignement. Perforer le ventricule avec la pointe du cathéter à travers la plaie.
REMARQUE: Il est également recommandé d'effectuer le cathéterisation du cœur droit via la veine jugulaire droite6. Lorsque la pointe du cathéter est dans le ventricule, le moniteur affiche la courbe de pression du VR. - Enregistrez la pression artérielle systolique de RV, la pression fin-diastolique de RV, le RV dP/dt, la fréquence cardiaque de la souris, et la constante exponentielle de temps de RV de relaxation (Tau) pendant 10 min quand la courbe est stable. À l'aide du logiciel, cliquez sur Sélectionnez, puis cliquez sur Analyser.
- Réguler la pointe du cathéter vers le tube de sortie rv. Retirez le cathéter une fois l'enregistrement terminé. Placez le cathéter en salin lorsque les mesures sont terminées.
- Euthanasier les souris par injections intrapéritonéales de pentobarbital sodium 150 mg/kg, suivies d'une luxation cervicale. Ensuite, récoltez le cœur, les poumons et le tibia pour des analyses histomorphologiques et moléculaires biologiques.
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Representative Results
Dans cette étude, des souris ont été aléatoirement assignées au groupe PAC (n ' 9) ou au groupe d'opération fictif (n - 10). L'échocardiographie a été exécutée à 1, 4, et 8 semaines après la chirurgie. Huit semaines après chirurgie, suivant les dernières évaluations d'échocardiographie et de cathétérisme, les souris ont été euthanasiées, et leurs coeurs ont été moissonnés pour une évaluation morphologique et histologique.
La constriction pulmonaire du tronc a causé une hypertrophie rv (Figure 2). Par rapport au groupe fictif, une vitesse de pointe plus élevée (Figure 2A, C), un gradient de pression plus élevé (Figure 2A,D), et une plus grande épaisseur de mur de RV (Figure 2B,E) de la vue à long axe parasternal ont été 8 semaines après la chirurgie dans le groupe PAC. En outre, la fonction systolique du RV (fraction d'éjection de RV et raccourcissement de fraction de RV) a été sensiblement réduite dans le groupe de PAC comparé au groupe de faux 8 semaines après la chirurgie ( figure2F,G).
Nous avons constaté que la fonction systolique et diastolique de RV était altérée 8 semaines après PAC (Figure 3A-E). Le groupe PAC avait une pression de RV plus élevée dans le systole et le diastole, et l'indice de contractilité a été réduit dans le groupe PAC par rapport à celui du groupe de faux. Le RV Tau était plus grand dans le groupe de PAC que dans le groupe de faux, et LE RV dP/dt était également plus grand que cela dans le groupe de faux. Ces résultats ont prouvé que le dysfonctionnement de RV a été induit chez les souris après 8 semaines de baguage d'artère pulmonaire. Lorsque nous avons effectué des tests hémodynamiques invasifs dans le RV, la fréquence cardiaque, qui a été déterminée à l'aide d'un système d'enregistrement physiologique, est demeurée stable avant et après la surveillance du cathéter (Figure 3F).
Le remodelage du RV induit par le PAC est illustré à la figure 4. Comparé au groupe de faux, la dimension de RV a été sensiblement agrandie, et le poids de RV était plus haut dans le groupe de PAC. Les facteurs qui indiquent le degré d'hypertrophie de RV, tels que le poids de coeur/rapport de poids corporel, RV/(ventricule gauche - septum), et la longueur de RV/tibial, étaient plus grands après 8 semaines de PAC que ceux du groupe de faux. En outre, un examen histologique a prouvé que la fibrose cardiaque et la zone couverte par des cardiomyocytes étaient plus grandes dans le groupe de PAC que dans le groupe de faux. En résumé, nous avons développé un modèle reproducteur, peu coûteux et facile de FVR et établi des critères d'évaluation pour évaluer avec succès le modèle de FVR.
Figure 1 : Instruments chirurgicaux, outils fabriqués en interne et matériaux requis pour les procédures PAC. (A) Les instruments chirurgicaux utilisés pour la procédure PAC. (B) (a) 6-0 la suture médicale tressée de soie et (b) 5-0 la suture médicale de nylon. (C) Outils fabriqués en interne. (a) Aiguille de verrouillage. b) Aiguille de rembourrage. (c) Spatula fait maison. d) Intubation endotrachéale. (D). Mini-ventilateur animal. (E) ventilateur ALC-V8S. Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.
Figure 2 : Résultats représentatifs de l'imagerie par ultrasons du tronc pulmonaire et de la fonction RV des souris fictives et PAC. (A) Couleur et impulsion d'imagerie Doppler du tronc pulmonaire des souris après 8 semaines. Les marques rouges représentaient le flux sanguin vers la sonde; Les marques bleues représentaient le flux sanguin vers l'arrière de la sonde. (B) B-mode et M-mode imagerie par ultrasons du RV des souris de faux et de PAC après 8 semaines. (a) Ventricule droit. b) Ventricule gauche. (C) La vitesse de pointe de RV PLAX (V), (D) gradient de pression (gradient de pression 4 x V2), et (E) épaisseur de la paroi RV de la vue parasternale à long axe ont été considérablement augmenté après 8 semaines. (F) Le taux de raccourcissement court d'axe de RV (RVFS) a été sensiblement réduit après 8 semaines. (G) La fraction d'éjection de RV (RVEF) a été sensiblement réduite après 8 semaines. Pour les panneaux C-G,P lt; 0.01 vs opération de faux (n '9 dans le groupe PAC, n ' 10 dans le groupe de faux). PAC - constriction d'artère pulmonaire. Les données sont présentées comme moyennes - SEM. S'il vous plaît cliquez ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.
Figure 3 : Résultats représentatifs de l'hémodynamique RV chez les souris soumises à PAC ou à une opération fictive, 8 semaines après l'opération. (A) Courbes représentatives de RVP et RV dP/dt chez les souris fictives et PAC à 8 semaines après la chirurgie. (B) Pression artérielle systolique ventriculaire droite (RVSBP) et pression ventriculaire droite de fin-diastolique (RVEDP). (C) RV maximum et minimum dP/dt. (D) RV Tau. (E) Indice de contractilité. (F) Fréquence cardiaque. RVP - pression ventriculaire droite; RVSBP - pression artérielle systolique ventriculaire droite; RVEDP - pression ventriculaire droite de fin-diastolique ; Tau - temps exponentiel constant de relaxation; max et min dp/dt - augmentation maximale et minimale et baisse de la pression ventriculaire droite; PAC - constriction d'artère pulmonaire. Pour les panneaux B-F, n ' 9 dans le groupe PAC et n '10 dans le groupe de faux. P lt; 0.01 vs opération de faux. Les données sont présentées comme moyennes - SEM. S'il vous plaît cliquez ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.
Figure 4 : La constriction pulmonaire d'artère chez les souris mène au remodelage de RV après 8 semaines. (A) Images représentatives du cœur tout entier (la barre d'échelle de 3 mm). (a) Atrium droit, flèche rouge : ligature du tronc de l'artère pulmonaire. (B) Rapport poids/poids corporel du cœur (HW/BW). (C) Ratio de la masse ventriculaire droite à la masse ventriculaire gauche plus la masse septum (RV/[LV-S]). (D) Ratio de la bonne masse ventriculaire à la longueur tibiale (RV/TL). Pour les panneaux B-D, n ' 9 dans le groupe PAC et n '10 dans le groupe de faux. P lt; 0.01 vs opération de faux. (E) Images représentatives de sections transversales cardiaques tachées d'hématoxylin-éosine (première rangée : la barre d'échelle de 2 mm; deuxième rangée : la barre d'échelle à 50 m). (F) Représentant Masson-stained images de la fibrose myocardique dans chaque groupe. La barre d'échelle de 100 m. Pour les panneaux E et F, n ' 4 dans chaque groupe. P lt; 0,01 vs le groupe de faux. RV - ventricule droit; PAC - constriction d'artère pulmonaire. RV/[LV-S] - rapport de la masse ventriculaire droite à la masse ventriculaire gauche plus la masse septum. Les données sont présentées comme moyennes - SEM. S'il vous plaît cliquez ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.
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Discussion
Les augmentations pathologiques des pressions de remplissage de RV ont comme conséquence un décalage vers la gauche du septum, qui peut altérer la géométrie de LV21. Ces changements contribuent à la réduction de la production cardiaque et de la fraction d'éjection LV (LVEF), qui peut causer un trouble hémodynamique du système circulatoire22. Par conséquent, un modèle efficace, stable et économique pour étudier le mécanisme de la FVR est précieux.
Nous avons développé une approche plus efficace et très reproductible du PAC à l'aide d'une aiguille de verrouillage et de rembourrage fabriquée à l'interne. Le loquet fait à l'interne permet une séparation plus facile de l'aorte et du tronc pulmonaire, ce qui réduit le risque d'artériorrhexis et améliore le taux de réussite chirurgicale. En sélectionnant différents diamètres de l'aiguille de rembourrage, nous avons induit différents degrés d'hypertrophie RV.
Même si les procédures générales de baguage du tronc pulmonaire décrites ici sont comme celles décrites dans les rapports précédents4,9,10,14,15, nous avons apporté des améliorations à la instruments chirurgicaux. Ainsi, nous avons réduit la difficulté de l'opération, raccourci le temps d'opération, et augmenté le taux de succès de la chirurgie. Les diamètres des aiguilles de rembourrage que nous avons utilisées variaient de 0,6 mm à 0,8 mm, et ceux-ci ne convenaient que lorsque les souris pesaient entre 20 g et 35 g. Chez les rats, l'application des aiguilles de rembourrage (0,6-0,8 mm) peut entraîner une FVR aigue et la mort. En outre, les aiguilles de rembourrage (0,6-0,8 mm) peuvent ne pas facilement conduire à RVD si les souris pèsent moins de 20 g. Par conséquent, le diamètre correct de l'aiguille de rembourrage doit être choisi en fonction du poids de l'animal.
L'hypertension artérielle pulmonaire (HAP) est habituellement induite par une injection sous-cutanée de l'inhibiteur du facteur de croissance endothéliale vasculaire SU5416 et l'alimentation dans un environnement hypoxique pendant plus de 3 semaines23,24, 25 Annonces , 26 Annonces , 27 Annonces , 28. Ces conditions imitent le processus pathophysiologique de l'ischémie chronique et de l'hypoxie de l'artère pulmonaire pour induire l'HAP et la fibrose pulmonaire d'artère. Cependant, LE remodelage de RV, l'hypertrophie, ou RVF exige plus de 12 semaines pour l'induction par hypoxie chronique dans ces modèles. En outre, SU5416 et le traitement hypoxique peuvent affecter d'autres organes. En outre, des machines coûteuses sont nécessaires pour créer un environnement hypoxique. Par conséquent, un modèle plus rapide et plus efficace de La FVR est nécessaire. Reddy et coll. ont signalé une méthode de remodelage du RV en piégeant les deux dépliants de valve pulmonaire les plus antérieurs13. Au lieu d'utiliser un microscope et coûteux clips vasculaires chirurgicaux29, nous avons utilisé une aiguille de verrouillage et différents types d'aiguilles de rembourrage fait en interne pour créer précisément une constriction quantitative avec une évaluation de la vitesse du flux sanguin par Échocardiographie.
En outre, le loquet et l'aiguille de rembourrage faits à l'interne ont également été employés pour induire la constriction aortique transversale (TAC) chez les souris. Le loquet fait en interne peut également être utilisé pour induire PAC ou TAC chez les rats. Lors de la transposition des grands vaisseaux, le LV ne rencontre pas une résistance suffisante, il doit donc être renforcé par l'application de la constriction de l'artère pulmonaire en préparation pour la chirurgie corrective30,31. L'approche PAC que nous avons fournie peut entraîner une résistance élevée à l'artère pulmonaire, ce qui aidera à étudier les mécanismes sous-jacents. Dans le cadre d'une transplantation cardiaque, le RV de donneur peut être exposé acuité ment à la résistance élevée d'artère pulmonaire dans le destinataire, causant le RV pour échouer. La méthode PAC présentée ici peut aider les études des mécanismes des complications de transplantation post-cœur32,33 et les maladies cardiaques congénitales34.
L'approche DU CCP comporte quelques limites. Tout d'abord, le RVD induit par la ligature autour du tronc pulmonaire ne peut pas imiter RVD dans PAH5,7. Deuxièmement, PAC provoque une augmentation très soudaine de la charge après-charge RV qui est différente de l'augmentation progressive de la résistance vasculaire pulmonaire dans PAH9,19.
Conformément aux résultats présentés ici, les rapports précédents ont montré que les augmentations significatives sous l'essai échocardiographique dans la vitesse de crête de valve pulmonaire, l'épaisseur de mur de RV, et le diamètre interne diastolique de RV démontrent la constriction réussie et l'hypertrophie du RV13,35. Augmentation de la pression RV, RV dP/ dt, et l'indice de contractilité indiquent le développement de la FVR et une période décompensée de la fonction RV36. En conclusion, nous avons démontré l'application de deux nouveaux instruments fabriqués en laboratoire pour établir RVD d'une manière peu coûteuse et pratique. Nous avons employé une technique échocardiographique non invasive et le cathétéris invasif de coeur droit pour évaluer la qualité de la méthode de RVF.
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Disclosures
Les auteurs n'ont rien à révéler.
Acknowledgments
Ces travaux ont été soutenus par des subventions de la National Natural Science Foundation of China (81570464, 81770271; à M. Liao) et par les Projets de planification municipale de la technologie scientifique de Guangzhou (201804020083) (au Dr Liao).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| ALC-V8S ventilator | SHANGHAI ALCOTT BIOTECH CO | ALC-V8S | Assist ventilation |
| Animal Mini Ventilator | Haverd | Type 845 | Assist ventilation |
| Animal ultrasound system VEVO2100 | Visual Sonic | VEVO2100 | Echocardiography |
| Cold light illuminator | Olympus | ILD-2 | Light |
| Heat pad- thermostatic surgical system (ALC-HTP-S1) | SHANGHAI ALCOTT BIOTECH CO | ALC-HTP-S1 | Heating |
| Isoflurane | RWD life science | R510-22 | Inhalant anaesthesia |
| Matrx VIP 3000 Isofurane Vaporizer | Midmark Corporation | VIP 3000 | Anesthetization |
| Medical braided silk suture (6-0) | Shanghai Pudong Jinhuan Medical Supplies Co. | 6-0 | Ligation |
| Medical nylon suture (5-0) | Ningbo Medical Needle Co. | 5-0 | Suture |
| Millar Catheter (1.0 F) | AD instruments | 1.0F | For right heart catheterization |
| Pentobarbital sodium salt | Merck | 25MG | Anesthetization |
| PowerLab multi-Directional physiological Recording System | AD instruments | 4/35 | Record the result of right heart catheterization |
| Precision electronic balance | Denver Instrument | TB-114 | Weighing sensor |
| Self-made latch needle | Separate the aorta and pulmonary trunk | ||
| Self-made padding needle | Constriction | ||
| Self-made tracheal intubation | Tracheal intubation | ||
| Small animal microsurgery equipment | Napox | MA-65 | Surgical instruments |
| Transmission Gel | Guang Gong pai | 250ML | Echocardiography |
| Veet hair removal cream | Reckitt Benchiser | RQ/B 33 Type 2 | Remove hair of mice |
| Vertical automatic electrothermal pressure steam sterilizer | Hefei Huatai Medical Equipment Co. | LX-B50L | Auto clean the surgical instruments |
| Vertical small animal surgery microscope | Yihua Optical Instrument | Y-HX-4A | For right heart catheterization |
References
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