Summary
쥐에서 실험제의 INTracheal (IT) 투여는 종종 말단 폐에 비대칭 전달을 초래한다. 이 보고에서는, 우리는 살아있는 마우스에 있는 각 폐를 비 작동가능하게 캐뉼기 위하여 직접적인 기관내 (IB) 접근을 기술합니다. 이러한 접근법은 하나의 폐에 제제를 선택적으로 투여하기 위해 사용될 수 있거나 또는 두 폐에 대한 대칭에이전트 전달을 개선하기 위해 적응될 수 있다.
Abstract
실험제의 INTratracheal (IT) 투여는 출혈성 폐 섬유증과 같은 확산 폐 질환의 뮤린 모델에서 필수적인 기술이다. 그러나, 말단 마우스 폐에 경부 투여 에이전트의 분포는 종종 비대칭, 폐 실치 농도가 마우스의 작은 (그러나 동등하게 접근) 왼쪽 폐에서 증가와. 본 보고서에 기재된 것은 살아있는 마우스의 왼쪽 및/또는 우측 폐를 비수술적으로 캐뉼로 하는 새로운 기관내(IB) 접근법이다. 또한 이 접근법이 실험제의 폐 전달의 좌우 대칭성을 개선하기 위해 하나의 폐에 제제를 선택적으로 투여하거나 적응(투여량 조정 IB 전달을 통해)하는 데 사용될 수 있는 방법을 입증하여 확산 모델을 개선하는 방법을 입증하였다. 청혈유도 폐 섬유증과 같은 폐 질환.
Introduction
마우스에서 실험제의 직접 폐 투여는 폐 면역 반응, 급성 폐 손상, 및 폐 섬유증의 연구를 허용한다. 직접 폐 투여는 전형적으로 설명된 바와 같이, 내강내(IT) 주입을 통해 수행된다1,2,3. 그러나, 이 접근은 비선택적이고, 비표적및 수시로 비대칭 적인 방식으로 두 폐에 영향을 미칩니다. 폐 손상의 실험 적인 모델링은 선택적으로 대조군으로 반대쪽 폐의 사용을 허용하는 1개의 특정 폐를 표적으로 하는 기능에서 유익할 수 있습니다. 반대로, 인간 확산 폐 질환의 정확한 모델링은 양측 폐 실치종에 대한 실험제의 대칭 분포로부터 유익합니다.
이 보고서의 전체적인 목표는 마우스의 왼쪽 또는 오른쪽 폐에 실험제제를 선택적으로전달하는 방법을 설명하는 것이다(도 1). 이러한 기관내(IB) 투여 접근법은 마우스 폐의 일방적인 치료를 허용하고 양측 메인스템 기관지에게 제제의 동등한 전달을 보장하기 위해 용이하게 적응될 수 있다. IB 투여를 사용하여 더 큰 우측 폐에 더 큰 용량의 실험제제를 전달하고 더 작은 좌측 폐(즉, 투여량 조정 IB 투여)에 더 작은 부피를 전달함으로써, 이 보고서에서 입증된 폐의 균질성의 개선은 폐의 균질성의 개선이다. 실험 에이전트의 전달, 마우스에서 확산 폐 손상의 모델을 최적화. 이와 같이, 이 보고는 마우스에 실험에이전트를 일방적으로 관리하거나 두 폐에 있는 약 증착의 대칭을 향상하기 위하여 노력하는 조사자들을 위한 가치를 보유할 수 있습니다.
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Protocol
모든 동물 프로토콜은 콜로라도 덴버 대학 기관 동물 관리 및 사용위원회 (IACUC)에 의해 승인되었습니다. 아래에 설명 된 모든 절차 (섹션 4-7) 남성과 여성 C57BL/6 마우스를 사용 하 여 최적화 되었습니다. 이 접근은 체중에 있는 19-40 g에 구역 수색하는 마우스를 사용하여 유효했습니다.
1. IB경영을 위한 플랫폼 구축
- 기저 날개와 스탠딩 윙 사이의 원래 90° 각도에서 북엔드를 70°(그림2A)로구부립니다.
- 금속 북엔드의 스탠딩 윙중앙에 구멍을 뚫습니다(그림2A).
- 플라스틱 보드의 해당 위치에서 동일한 크기의 구멍을 뚫습니다. 두 개의 작은 구멍을 열등하고 측면으로 드릴합니다(그림2A).
- 플라스틱 보드의 작은 구멍 사이에 4:0 실크 봉합사를 드레이프(그림2A).
- 후크와 루프 테이프를 플라스틱 보드 의가장자리에 놓습니다(그림 2A).
- 플라스틱 보드를 나사로 금속 북엔드에 조립합니다(그림2B). 필요한 경우 나사 너트가 보드를 제자리에 고정할 수 있도록 충분히 단단히 고정하고 각도를 조정할 수 있는지 확인합니다.
- 플라스틱 보드의 회전이 시계 방향과 반시계 방향으로 자유롭게 움직이도록 하십시오.
주: 시계 방향 모션은 이 보고서에서 (+) 정도 회전으로 표시되고 시계 반대 방향은 (-) 정도 회전으로 표시됩니다. - 각도 각도기를 사용하여 플라스틱 보드를 +30°, +86°, -30°및 -74°로 배치하고 북엔드에 각각 표시합니다.
2. IB 제제 투여를 위한 확장 카테터 생성
- 원래 22G 카테터 (25mm, 재료 표참조)의 끝에 날카로운 블레이드로 직각 컷을 합니다 (그림3, 단계 1a).
- 블레이드가 있는 다른 원래 카테터(25mm)의 팁을 베벨(~50°-60°)한 다음 허브에서 직각으로 잘라냅니다(그림3, 1b 단계).
- 무딘 끝에 두 카테터를 180 ° 각도보다 약간 적게 붙입니다 (그림3, 2 단계).
- 저온 소작으로 녹여 서 절제 된 팁을 무디게하십시오 (재료 표참조).
- 확장 카테터를 접착 된 부위와 확장 카테터의 경종 끝에 "0"크기의 사포로 연마하십시오 (그림3, 단계 3).
- 확장된 카테터에 25mm, 30mm 및 35mm(그림3, 3단계)로 서로 다른 색상으로 표시합니다.
- 허브에 마커로 레이블을 지정하여 확장 카테터의 경사면을 표시합니다.
- 확장 된 카테터를 DI 물로 헹구고 카테터 내부를 70 % 에탄올로 씻어 내세요. 카테터를 에어드라이.
- 사용하기 전에 10 분 동안 자외선으로 살균하십시오.
3. 사전 절차 준비
- 멸균 기술하에 생물학적 안전 후드에 투여된 모든 제제를 만드십시오.
- 70% 에탄올로 작업공간을 청소하십시오.
- 70% 에탄올로 모든 수술 도구를 살균하십시오.
- C-클램프를 북엔드의 기초 날개에 부착하여 작업 플랫폼의 베이스를 연구원 바로 앞의 벤치에 고정합니다.
- 마우스의 조수 기류를 감지할 수 있는 장치인 여러 임시 척추계를 생성합니다. 간단히, 겔 로딩 팁으로 멸균 된 식염수 60 μL을 1 mL 주사기 (플런저 제거)에 침전.
참고 : 식염수의 증착 된 방울은 배럴을 가리고 조수 환기에 노출될 때 위쪽과 아래쪽으로 이동합니다3. - 22G 확장 카테터의 허브를 임시 폐활량계에 느슨하게 부착합니다.
- 접근의 용이성을 위해 각 유리 드롭퍼를 플랫폼의 각 측면에 놓습니다.
- 이소플루란 유도 챔버를 설치류 마취 기계에 연결합니다(재료 표참조)를 이소플루란 호환 생물학적 안전 캐비닛에 연결합니다.
4. 비운영 IT 삽관 접근 방식
- C57BL/6 마우스(남성 또는 여성, 8-10주, ~25g)를 산소(2L/min) 및 5% 이소플루란(재료 표참조)으로 4분 동안 유도 챔버에 마취시요.
- 전달될 실험제(예를 들어, 에반스블루 염료 또는 FITC-dextran)를 두 개의 파이펫으로 전달한 다음, 침전 동안 플랫폼의 각 측면에 배치한다.
- 마취 유도실에서 마우스를 제거하기 전에 약 24-30 호흡 / 분의 호흡 속도를 확인합니다.
참고: 이소플루란 마취는 일반적으로 4분 동안 지속되며 모든 IB 절차에 충분합니다. 작업자가 이 기술에 능숙하지 않은 경우 케타민/자일라진(80 mg/kg 및 10 mg/kg 의 복강 내)은 더 장기간 마취에 사용될 수 있습니다. - 스파인 자세의 드레이프 봉합사 라인의 앞니에 마우스를 일시 중단합니다. 2~3개의 후크로 마우스를 고정하고 테이프를 느슨하게 반복하여 환기의 제한을 피하십시오.
- LED 광섬유 조명을 켭니다(재료 표, 그림 2C참조).
- 운영자를 플랫폼 뒤에 배치합니다(마우스에 등대).
- 피부를 통해 후두 영역을 조명되도록 조명기의 구즈넥을 배향하십시오. 마우스와 광원 사이의 거리는 2-3cm(그림 2C)입니다.
- 아래의 모든 절차를 수행하기 전에 발가락 / 발 핀치로 마취의 깊이를 확인하십시오.
- 지배적 인 손으로 멸균 집게를 잡고 집게로 구강에서 혀를 꺼낸다.
- 비지배적 인 손으로 멸균 우울기를 잡고, 구인두를 널리 노출시키기 위해 우울기로 혀의 뿌리를 평평하게하십시오. 그런 다음 집게를 풀어 주어 지배적인 손을 자유롭게 할 수 있습니다.
- 지배적 인 손을 사용하여 구강을 통해 기관으로 확장 된 카테터를 삽관하십시오 (그림2C).
- 주사기의 거품이 숨을 쉴 때마다 위아래로 움직이는지 관찰하여 배치를 확인합니다.
- IT 삽관에 대한 추가 세부정보는 이전에 3. 마취를 제외한 총 시술 시간은 잘 훈련된 작업자의 경우 10-15s입니다.
5. 비수술적 IB 삽관 및 납품 접근법
- IB 접근법은 말단 우측 폐의 선택적 엽 통조림에 대한 접근법
- IT 캐니풀을 수행한 후(단계 4.11), 플라스틱 보드+30°(그림 4A)를 회전시다.
- 카테터의 허브를 잡고 마우스 미드라인에 병렬로 자연스럽게 안내하여 표1에 설명된 대로 중량 기반 깊이로 확장합니다.
참고 : 이러한 깊이에서 저항을 주목해야한다. 이 시점에서, 마우스는 대표결과에 설명된 바와 같이 약간 빈시프니가 될 것이다. 숙련 된 연산자의 경우 약 90 %의 시도가 오른쪽 폐를 성공적으로 캔누 (빈시 프네아)로 할 것입니다. - 젤 로딩 팁으로 0.3% 에반스 블루 염료(EBD, 재료 표참조)의 20 μL을 전달합니다.
- 유리 드롭퍼를 사용하여 공기의 1-2 알리쿼트 (각각 0.1 mL)를 분배하십시오.
참고: 이는 카테터 내부에서 잔류 EBD 용액(또는 실험제)의 클리어런스를 보장합니다. - 카테터를 철회한 다음 마우스 위치를 30s로 유지합니다.
- 동물을 의식을 되찾을 때까지 따뜻하게 담요에 놓습니다. 복구는 일반적으로 2 분 이내에 완료됩니다.
- 말단 좌폐의 선택적 세그먼트 캐널에 대한 IB 접근법
- IT 캐니풀을 수행 한 후 (단계 4.11),플라스틱 보드 -74 ° 회전 (그림 4B).
- 카테터의 허브를 잡고 카테터를 왼쪽 메인 스템 기관지로 전진시키기 위해 부드러운 압력을 가하면서 아래쪽 (90°)과 북엔드쪽으로 적당한 압력을 가합니다. 표1에 기거된 깊이에서, 작업자는 왼쪽 폐의 하부 세그먼트가 관여할 때 저항을 주목해야 한다. 빈시프네가 발생하면 카테터를 20-25mm 위치로 철회하고 다시 시도하십시오.
- 왼쪽 하부 폐 세그먼트를 캐뉼링 한 후 에이전트 관리를위한 중력 지원을 허용하려면 위치 변경이 필요합니다. 플라스틱 보드를 회전 -30° (그림 4B).
- 겔 로딩 팁으로 0.3% EBD의 40 μL을 전달합니다.
참고 : 왼쪽 폐에는 하나의 엽만 있기 때문에 더 많은 양의 제를 전달하는 것이 가능합니다. - 유리 드롭퍼를 사용하여 공기의 1-2 알리쿼트 (각각 0.1-0.3 mL)를 분배하십시오.
참고: 이는 카테터 내부에서 잔류 EBD(또는 실험제)의 클리어런스를 보장합니다. - 카테터를 철회한 다음 마우스 위치를 30s로 유지합니다.
- 동물을 의식을 되찾을 때까지 따뜻하게 담요에 놓습니다. 복구는 일반적으로 2 분 이내에 완료됩니다.
- 왼쪽 또는 오른쪽 폐 전체에 에이전트의 전달을 허용하는 IB 행정의 적응
참고: 작업자가 특정 우측 폐 엽 또는 좌폐 세그먼트가 아닌 전체 폐(오른쪽 또는 왼쪽 폐)에 제제를 전달하려는 경우 카테터는 다음과 같이 각 메인스템 기관지로 약간 인출되어야 합니다.-
오른쪽 전체 폐 관리
- 4.11단계 후 플라스틱 보드 +30°(그림5A)를돌이키십시오.
- 카테터의 허브를 잡고 마우스 미드라인에 평행하게 자연스럽게 안내하여, 오른쪽 양면 말단 엽 캐니언에필요한 깊이까지 도달합니다(표 1).
- 타키프네아 기호의 모양을 확인합니다.
- 마우스를 -74° 회전하여 에이전트 전달을위한 중력 지원을 활성화합니다(그림 5B).
- 카테터를 오른쪽 주스템 기관지의 이륙에 대응하는 위치로 인출한다(표 1). 카테터의 경사가 아래쪽을 향하도록 합니다(그림5B).
- 오른쪽 폐에 겔 로딩 팁을 사용하여 0.3% EBD의 30 μL을 전달합니다.
- 유리 드롭퍼를 사용하여 공기1-2알구(각각 0.1-0.3 mL)를 분배합니다.
- 카테터를 철회한 다음 마우스 위치를 30대 유지합니다. 복구는 일반적으로 2 분 이내에 완료됩니다.
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왼쪽 전체 폐 관리
- 4.11단계 후 플라스틱 보드를 -74°(그림6A)로돌이십시오. 대안적으로, 5.3.1.8 단계 후에 카테터를 기관으로 인출하여, 양측 IB 제제 투여를 가능하게 함으로써 회전이 발생할 수 있다.
- 카테터의 허브를 잡고 카테터를 왼쪽 메인 스템 카테터로 전진시키기 위해 부드러운 압력을 가하면서 아래쪽 (90°)과 북엔드쪽으로 적당한 압력을 가합니다. 삽관 깊이는 표 1에의해 안내됩니다.
- 타키프네아 기호없음을 확인합니다.
- 마우스 +86°를 회전하여 에이전트 관리에 중력을 지원합니다.
- 카테터를 왼쪽 메인스템 기관지(오른쪽 폐와 동일한 거리가 충분하다, 표1)로 철회하고 카테터의 경사를 아래쪽으로 회전시다(도6B).
- 왼쪽 폐에 겔 로딩 팁을 사용하여 0.3% EBD의 30 μL을 전달합니다.
- 유리 드롭퍼를 사용하여 공기1-2알구(각각 0.1-0.3 mL)를 분배합니다.
- 카테터를 철회한 다음 마우스 위치를 30대 유지합니다. 복구는 일반적으로 2 분 이내에 완료됩니다.
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오른쪽 전체 폐 관리
6. 각 폐에 투여 량 조정 된 양의 에이전트를 전달하기 위해 순차적 인 IB 캐니언 접근법사용
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IT 관리 그룹
- 4.1-4.11 단계에 설명된 대로 IT 캐니언을 수행합니다.
- 0.05% FITC-dextran(재료 표참조)의 60 μL을 젤 로딩 팁(그림1B)으로전달합니다.
- 유리 드롭퍼를 사용하여 공기의 1-2 알리쿼트 (각각 0.1-0.3 mL)를 분배하십시오.
- 60s의 위치를 유지하고 위에서 설명한 대로 마우스 복구를 허용합니다.
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대칭 양측 IB 관리
- 단계 5.3.1.1-5.3.1.8(오른쪽 폐)을 수행하고 5.3.2.1-5.3.2.8(왼쪽 폐)을 수행합니다.
- 폐의 각 측면에 0.05% FITC-dextran (또는 실험제)의 동일한 부피 (30 μL)를 투여하십시오.
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투여량 조정 양측 IB 투여
- 단계 5.3.1.1-5.3.1.8 (오른쪽 폐)을 수행하고 단계 5.3.2.1-5.3.2.8 (왼쪽 폐)을 수행합니다.
- 더 큰 우측 폐에 0.05% FITC-dextran의 더 큰 부피(40 μL)를 투여하고, 더 작은 부피(20 μL)를 0.05% FITC-dextran의 더 작은 좌측 폐에 투여한다. FITC-dextran 대신에, 실험제가 투여될 수 있다.
7. 단일 용량 블로마이신 (BLM)-유도 폐 손상의 대칭을 개선하기 위해 투여 량 조정 IB 투여의 사용
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BLM 관리 그룹
- 투여량-조정 된 IB-BLM (1.2 mg/kg, 재료 표참조) 투여 군: 60 μL (좌측 폐에 대한 20 μL 및 우측 폐에 대한 40 μL 각각) BLM 용액을 마우스에 전달하였다 (n = 5). 컨트롤(n = 5)은 비슷한 양의 식염수를 받았습니다.
참고: 5.3.1 단계와 5.3.2 단계를 참조하십시오. - IT 투여 군: 60 μL의 BLM 용액을 IT 투여 기술로 마우스에 전달하였다.
참고: 6.1.1-6.1.4 단계를 참조하십시오.
- 투여량-조정 된 IB-BLM (1.2 mg/kg, 재료 표참조) 투여 군: 60 μL (좌측 폐에 대한 20 μL 및 우측 폐에 대한 40 μL 각각) BLM 용액을 마우스에 전달하였다 (n = 5). 컨트롤(n = 5)은 비슷한 양의 식염수를 받았습니다.
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폐 기능 측정
- BLM 또는 식염수 후 21일째에 케타민(160 mg/kg)과 자일라진(32 mg/kg)을 주입한 복강 내(IP) 주사로 마우스를 마취시다.
- 발 / 발가락 핀치로 마취의 깊이를 확인 한 후 18 G 캐뉼라로 기관 절제술을 수행하십시오 (재료 표참조).
- 마우스를 인공호흡기에 연결하고 앞서 설명한 대로호흡 역학을 측정합니다 4.
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폐 조직 수집 및 처리
- 폐 역학의 측정에 따라, 심장 천자에 의해 마취 된 마우스를 안락사.
- 가슴 벽을 열고 양측 기흉을 유도합니다.
- 일관된 압력(42 cm H2O)에서 PBS에서 1% 낮은 용융 아가로즈(40°C)로 폐를 팽창시.
- 긴 축을 따라 폐의 4 ~5 개를 가로로 자르고 10 % 포르말린을 수정하고 파라핀에 포함시다.
- 콜라겐 침착을 시각화하기 위해 5 μm 섹션을 자르고 마손의 삼조로 얼룩을 가합니다.
8 절차 후 관리
- 생존 절차가 끝나면 동물을 의식을 되찾을 때까지 따뜻하게 담요에 놓습니다. 복구는 일반적으로 2 분 이내에 완료됩니다.
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Representative Results
선택적 IB 삽관은 특정 로브 (오른쪽 폐) 또는 바실라 세그먼트 (왼쪽 폐)를 대상으로합니다.
오른쪽 폐에 대한 EBD의 IB 투여는 섹션 5.1에 기재된 바와 같이 수행되었다. 실험이 완료된 후, 마우스는 복강내 케타민/자일라진의 치명적인 용량을 투여하였고, 폐는 EBD 분포의 데모를 위해 수확되었다(도4A,오른쪽). 폐의 총 외관은 시도의 90%가 오른쪽 폐의 작은 후방 엽을 수액으로 하는 반면, 시도의 10%는 열등한 로브를 표적으로 한다는 것을 보여줍니다. 이러한 로브의 작은 부피가 말단 캐nulation 동안 마우스의 보상 빈맥을 설명하는 것으로 추측됩니다 (카테터를 통한 미세 환기를 유지하기 위해).
좌측 폐에 대한 EBD의 IB 투여는 섹션 5.2에 기재된 바와 같이 수행되었다. 시도의 100%는 좌측 폐의 열등한세그먼트를 표적으로 한다(도 4B). 우측 삽관과는 달리, 더 큰 좌측 폐 세그먼트의 삽관 (및 환기)을 반영하는이 약혼으로 더 빈시 프네아가 발생하지 않습니다.
선택적 IB 캐너레이션 기술의 적응은 전체 좌측 또는 우측 폐를 표적으로 할 수 있다.
IB 캐널레이션이 수행되면, IB 카테터의 철수 (및 섹션 5.3에 자세히 설명된 바와 같이 마우스 위치의 변화)는 오른쪽 폐의 모든 로브 (및 왼쪽 폐의 모든 세그먼트)에 에이전트의 전달을 개선하는 데 사용할 수 있습니다. 오른쪽 폐에 EBD 용액의 주입 (섹션 5.3.1)은 도 5C에서입증 된 바와 같이 모든 오른쪽 엽을 성공적으로 표적으로 삼았습니다. 왼쪽 폐에 EBD 용액의 주입 (섹션 5.3.2) 성공적인모든 왼쪽 세그먼트를 대상으로 (그림 6C).
IT 관리 또는 대칭 IB 관리 비대칭 폐를 산출 실치제 농도, 이는 IB 투여 량 조정에 의해 수정될 수 있다.
마우스는 섹션 6.2에 기재된 바와 같이 좌측 폐에 0.05% FITC-dextran의 30 μL 및 0.05% FITC-dextran의 30 μL의 양측 투여를 겪었다. 대안적으로, 마우스는 섹션 6.1에 따라 0.05% FITC-dextran 내의 60 μL을 받았다. 실험의 끝에서, 마우스는 말기 마취 과다 복용 (케타민 / 자일라진)을 통해 안락사되었다. 폐를 즉시 수확하고 균질화시켰다. FITC 형광(광학 밀도에 의해 정량화)을 96웰 플레이트 리더로 측정하였다. 날짜는 2그룹 비교를 위해 학생의 t-test로 분석되었습니다.
도7에 자세히 설명된 바와 같이, FITC-dextran의 IT(그림7A)및 대칭 IB 투여(도7B)는비대칭 폐 실치형 FITC 형광을 주도했으며, 더 큰 상대 농도(중량로 정규화)를 왼쪽 폐. 이는 IT 투여 후 실험제의 비대칭 폐 전달이 이들 제제를 각 주스템 기관지에게 비대칭으로 프리젠테이션한 결과아님을 시사한다. 오히려, 표2에서 관찰된 바와 같이, 동등한 주스템 전달(대칭 IB 투여에 의해 보장된 바와 같이)이 폐 중량/질량의 차이에 의해 희석되었다는 가설을 세웠다.
대칭 전달에서 이러한 차이를 극복하기 위해, 40 μL의 0.05% FITC-dextran을 섹션 6.3에 따라 더 큰 우측 폐 및 20 μL을 더 작은 좌측 폐에 투여하였다. 이러한 "투여량 조절 IB 투여"는 폐 실치제 전달의대칭을 향상하였다(도 8A). 이러한 보정에도 불구하고, 우리는 우측 폐의 상이한 로브 내에서지속적인 이질성을 관찰하였다(도 8B).
다른 전달 시스템에서 BLM 유도 폐 손상:
실험제의 투여량 조정 IB 투여가 확산 폐 질환의 모델링을 개선할 수 있음을 입증하기 위해, 우리는 BLM(폐 손상의 마우스 모델)을 경내 또는 투여량 조정 IB 투여를 통해 투여했습니다. 7. 부상의이 모델로 예상대로, BLM의 IT 및 IB 주사는 폐 부상과 전신 질환으로 이어졌다 (체중 감소). 이 전신 질환은 7 일 만에 해결되었습니다. 21일 사망률은 IT 그룹에서 20%(1/5) 및 투여량 조정 IB 그룹에서 0%(0/5)였다.
IT-또는 IB-BLM 투여 후 21일, 마우스를 폐 역학을 위해 수확하였다. 대표적인 역학 이미지에서 입증된 바와 같이(그림9A),
이러한 개선된 좌우 섬유성 폐 손상의 좌우 균질성이 생리학적으로 관련이 있는지 를 확인하기 위해, BLM의 투여량 조정 IB 투여가 흡인 용량(IC) 및 호흡기 시스템 순응도의 보다 일관된 손실을 부여한 것으로 관찰되었다. (Crs), 뿐만 아니라 호흡기 엘라스테스 (Ers)의일치증가(도 9B).
그림 1: 마우스 기도 통조림의 해부학. (A) 마우스 기도 주조는 실리콘 엘라스토머로 마우스 폐(25 g 마우스로부터 수확)를 팽창시킴으로써 이루어졌다. (B) 표준 IT 관리를 위한 카테터 배치. (C) IB 관리를 위한 카테터 배치. 이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.
그림 2: 작업 플랫폼에 대한 설정입니다. (A) 금속 북엔드(90° 각도)가 70°로 구부러져 있습니다. 스크류 구멍은 상단 미드라인에 배치되어 이동식(80mm x 150mm)을 고정합니다. 후크 및 루프 테이프와 서스펜션 봉합사가 배치되어 마취 된 마우스를 보드에 배치 할 수 있습니다. (B) 플라스틱 보드는 금속 북엔드에 나사로 고정되어 있습니다. 나사는 시계 방향(+) 또는 시계 반대 방향(-) 방향으로 보드를 회전할 수 있도록 충분히 느슨합니다. (C) 마취 된 마우스는 IT / IB 에이전트 관리를위한 후크 및 루프 테이프 (0.75 "W)와 함께 배치됩니다. 봉합사는 머리 안정화를 허용하기 위해 마우스 절개 아래에 전달됩니다. 운전자는 마우스의 등가 측면에 위치하고 목은 거위 넥 램프를 통해 조명됩니다. 이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.
그림 3: IB 관리를 위한 맞춤형 카테터 생성. (1단계) 메인스템 기관지와 결합하기에 충분한 카테터 길이를 가능하게 하기 위해 두 개의 카테터가 결합됩니다. (2단계) 카테터는 약간의 각도로 연결되어 메인 스템 기관지의 선택적 삽관을 용이하게합니다. (3단계) 또한, 원위 카테터 팁은 기도 점착의 더 나은 방향 제어를 허용, 경사진된다. 이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.
그림 4: 선택적 우/좌 폐 엽 캐넨 화 및 투여에 대한 접근법. (A) 오른쪽 폐를 대상으로 플라스틱 보드가 +30°로 회전하여 오른쪽 주기관지의 선택적 관여 의 용이성을 향상시입니다. 카테터는 우측 로브를 선택적으로 교부하기 위해 진보(표 1에제안된 거리당)이다. 20 μL 의 0.3% EBD를 투여하였다. 시도의 ~ 90 %에서, 후방 엽은 캐뉼된다. 시도의 나머지 10 %는 열등한 로브를 참여시다. (B) 왼쪽 폐를 대상으로 하기 위해 플라스틱 보드가 먼저 좌측 메인스템 결합을 위해 -74°로 회전합니다. 카테터를 성공적으로 삽관한 후 회전을 -30°로 줄여 중력이 에이전트 전달을 돕습니다. 좌측의 선택적 결합을 증명하기 위해, 0.3% EBD의 40 μL을 전달하였다. 이 접근법은 일관되게 (시도의 100%)는 좌측 폐 바실라 세그먼트를 표적으로 했습니다. 이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.
도 5: 전체 우측 폐에 일방적으로 제제를 전달하는 대칭 투여 접근법. (a) 우측 IB 삽관을 +30°에서 수행하였고, 선택적 우측 엽 주조와 동일하다(도4A). (B) 플라스틱 보드를 -74°로 회전하여 에이전트 관리 중에 중력 지원을 허용했습니다. 카테터 팁은 오른쪽 메인스템 기관지와 상응하는 표1에 자세히 설명된 깊이로 인출됩니다. 팁의 경사는 카테터 허브를 회전시켜 아래쪽으로 배치됩니다. (C) 30 μL의 EBD를 -74°에서 전달하였고, EBD의 확산 우측 폐 투여를 입증하였다. 이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.
그림 6: 대칭 관리 접근 방식 좌폐 전체에 에이전트를 일방적으로 투여하기 . (a) 좌측 IB 삽관을 -74°에서 수행하였고, 선택적 좌엽 주조와 동일하다(도4B). (B) 성공적인 삽관 후, 플라스틱 보드는 에이전트 관리 중에 중력 지원을 허용하기 위해 +86 °를 회전시켰습니다. 카테터 팁은 표1에 자세히 설명된 깊이로 인출됩니다. 팁의 경사는 카테터 허브를 회전시켜 아래쪽으로 이동합니다. (C) 30 μL의 EBD는 겔 로딩 팁과 함께 전달되었고, EBD의 확산 좌측 폐 투여를 입증하였다. 이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.
도 7: 실험제의 IT 투여는 메인스템 기관지로 동등하게 전달되고, 아직 상이한 폐 실치 농도로 이끈다. (A) 0.05% FITC-dextran (60 μL)의 IT 투여는 왼쪽 폐에서 더 높은 형광을 부여하여 전달된 제제의 고르지 않은 폐 농도를 시사한다. (B) 이러한 불평등한 폐 자구형 형광은 0.05% FITC-dextran (30 μL)의 동일한 부피가 각 메인스템 기관지에 투여되는 경우에도 지속된다. 이 지속적인 실치 불균형은 동등한 우측/좌식 메인스템 전달에도 불구하고, 폐에이전트 농도의 차이가 더 큰 우측 폐에서 희석을 반영한다는 것을 시사한다(그룹당 n = 10). 이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.
그림 8: 투여량 조정 IB에 의한 제제 증착의 균질성 향상 관리. (A) 폐 실치전달의 비대칭은 더 큰 중화질(40 μL 의 0.05% FITC-dextran)이 더 작은 좌측 폐에 더 큰 우측 폐및 더 적은 비율의 제제(0.05% FITC-dextran)에 투여될 때 개선된다. (B) 이러한 개선된 좌우 대칭에도 불구하고, 에이전트 증착의 로바 이질성이 남아 있다(검정: 우수한 로브; 노랑: 중간 엽; 청색: 열등한 로브; 녹색: 후방 엽; 적색: 왼쪽 폐). 이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.
도 9: 투여량 조절 IB 투여를 이용한 마우스 BLM-유도 폐 섬유증 모델의 개선. (A) BLM의 IT 투여 (60 μL 용액에서 1.2 mg / kg)는 21 일 후 좌측 우세한 폐 손상 / 섬유증을 유발하며,이 작은 폐에서 에이전트의 높은 폐 농도와 일치합니다. 좌우 대칭은 폐의 각 측면에 BLM의 부피를 조정함으로써 향상된다: 용액의 40 μL은 더 큰 우측 폐에 투여되고 용액의 20 μL은 더 작은 좌측 폐에 투여된다. I: 열등한 로브, M: 중간 엽, S: 우수한 로브, P: 후방 로브. 이미지는 하나의 대표 마우스에서 로브를 나타냅니다. (B) 분포의 개선된 대칭과 일치, BLM의 투여 량 조정 IB 투여는 폐 섬유증의 생리적 모델링을 향상시키고, 호흡기 계량 의 증가(Ers)와 감소한다. 흡인 용량 (IC) 및 동적 호흡 시스템 준수 (Crs) 이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.
| 본체 중량(g) | 테스트된 마우스 수 | 카테터 깊이(mm) 선택적 캐니언을 위한 |
전체 폐 통조림에 대한 카테터 깊이 (mm) | |
| 오른쪽 폐 | 왼쪽 폐 | |||
| 15 - 19 | 17세 | 37세 | 38세 | 26세 |
| 20 - 25 | 22세 | 38세 | 39세 | 27세 |
| 25 - 30 | 29세 | 39세 | 40 | 28세 |
| > 30 | 11세 | 40 | 41세 | 31세 |
표 1: 카테터 삽입의 제안 깊이. 원위 및 근위 폐를 선택적으로 캐뉼에 필요한 예측 카테터 깊이는 다양한 가중치의 C57BL/6 마우스를 사용하여 경험적으로 결정하였다(총 = 79마우스).
| 본체 중량(g) | 테스트된 마우스 수 | 폐 무게의 비율 |
| 14 - 10 | 25개 | 2.01 ± 0.16 |
| 20 - 25 | 35세 | 1.88 ± 0.27 |
| 25 - 30 | 15세 | 1.88 ± 0.27 |
| > 30 | 6개 | 2.03 ± 0.09 |
표 2: 오른쪽:왼쪽 폐 중량 비율. 81 C57BL/6 마우스에서 관찰된 폐 중량의 차이는 교정된 IB 약물 투여에 대한 근거를 입증한다. 폐는 케타민과 자일라진의 치명적인 투여 후 해부되고 무게를 달았다.
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Discussion
폐 상해는 BLM 6과 같은 해로운 에이전트의 IT 행정을사용하여 설치류에서 고전적으로 모델링되었습니다. 그러나 이러한 IT 관리는 이러한 접근법을 통해 폐 전달의 비표적 특성을반영하여 누덕거리는 상해로 이어질 뿐이다 7. 폐 상해 모델링의 이러한 제한은 약물, siRNA 또는 세포 치료와 같은 비 해로운 실험 에이전트의 IT 전달을 시도할 때 직면한 유익한 과제입니다.
이 보고서에서는 실험 에이전트의 직접 IB 관리에 대해 설명합니다. 이 접근 방식은 IT 관리에 대한 고전적인 접근 방식에 비해 두 가지 뚜렷한 이점을 제공합니다. 첫째, 접근은 반대쪽 폐의 절약을 허용하는 1개의 폐에 선택적인 일방적인 행정을 허용합니다. 이러한 접근법은 일방적으로 손상된 폐(예를 들어, 허혈 재관류 상해 8)로약물을 선택적으로 투여하여, 손상되지 않은 폐에서 비특이적 효과를 피하는 데 유용하다. 더욱이, 종양 세포의 지시된 투여는 1차 종양 성장을 반대, 전이성 확산9,10과구별하는데 사용될 수 있다.
둘째, 보고서는 IB 관리의 이전에 인식되지 않은 이점을 자세히 설명합니다. 도 7A에상세히 설명된 바와 같이, IT 투여는 상대적으로 작은 좌측 폐 내의 실험적 제제를 집중시다. 이러한 비대칭은 더 큰 우측 폐에 비교적 더 큰 부피를 투여함으로써 교정될 수 있다(표2),작은 좌측 폐에 더 작은 부피를 전달하면서(도8A). BLM-유도 섬유성 폐 손상에 대한 이러한 투여량 조정 IB 투여의 관련성이 여기에서 입증되었다. 투여량 조정은 왼쪽 폐에 대한 상해를 완화(BLM이 적게 받은), 우측 폐에 대한 부상을 증가시키면서 (도9A). 이 증가된 대칭은 폐 기능의 측정에 의해 정량화됨에 따라 폐손상의 가변성 감소와 일치합니다(도 9B).
프로토콜에는 동물 위치(즉, 회전)를 쉽고 반복적으로 변경할 수 있는 스탠드가 있어야 하는 필요성을 포함하여 몇 가지 중요한 단계가 있습니다. 더 중요한 것은 선택적 폐 통조림이 달성된 시기를 결정하는 능력입니다. 섹션 4.12에 설명된 바와 같이, 폐활량계(물 기둥이 조수 환기를 나타내는)의 사용은성공적인 기관 통조림을 보장한다 3. 마우스 빈맥의 관찰은 말단 우측 폐 세그먼트 캐너레이션과 일치하며, 호흡 곤란의 부재 (카테터 삽입에 대한 저항감에도 불구하고) 왼쪽 폐의 통조림을 제안했습니다. 이러한 비작동 적 지역화 기술을 사용하여 운영자는 IB 캐닝 및 실험 에이전트 증착을 정확하게 안내 할 수 있어야합니다.
이 방법에는 몇 가지 제한 사항이 있습니다. 에이전트 배달의 IT 모델은 단순함에서 매력적입니다. 숙련 된 운영자는 여전히 이소플루란 마취의 창 내에서이 기술을 신속하게 수행 할 수 있지만 적당한 수준의 연습과 기술 기술이 필요합니다. 그러나 필요한 추가 기술/실습은 선택적 제제/siRNA/세포 전달 또는 에이전트 증착의 균질성 증가를 우선시하는 실험에서 이 접근법의 이점에 의해 쉽게 상쇄될 수 있습니다. 이 방법의 추가 제한은 카테터 삽입 길이에 대한 불확실성입니다. 표1, 79마리의 수컷 및 암컷 마우스에 상세히 설명된 바와 같이 선택적 IB 캐넬레이션에 필요한 카테터 삽입의 깊이를 추정하였다. 이러한 데이터는 운영자가 프로토콜을 수행하도록 안내하는 리소스 역할을 합니다. 그러나, 우리는 자신있게 다른 마우스 균주 (녹아웃 마우스 포함) 또는 병적으로 뚱뚱한 마우스에 우리의 자원을 추정할 수 없습니다. 또한 무게에 따라 달라지는 영공 부피(로바, 세그먼트)에 차이가 있는지 측정하지 않았습니다. 이와 같이, 큰 마우스는 IB 투여와 함께 더 큰 증원 량을 수용할 수 있을 수 있다. 따라서 운영자는 EBD 주입을 사용하여 초기 최적화/문제 해결 단계를 수행하여 당사의 기술이 원하는 마우스 모델에 잘 적응되도록 해야 합니다.
요약하면, 본 보고서는 실험제를 단일 폐에 선택적으로 투여하거나 두 폐 전체에 걸쳐 대칭 분포를 보장하기 위해 적응하는 데 사용될 수 있는 새로운 IB 기술을 기술한다. 이러한 이점은 표준 IT 기술과 비교하여 복잡성의 한계 증가를 정당화합니다.
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Disclosures
저자는 그들이 경쟁 적인 재정적 이익이 없다고 선언합니다.
Acknowledgments
이 작품은 NHLBI 교부금 HL125371에 의해 E.P.S.와 DOD (CDMRP) 교부금 W81XWH-17-1-0051Y에 의해 지원되었다.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 22 G shielded IV Catheter | BD | 381423 | |
| Bleomycin | Enzo life sciences | BML-AP302-0010 | |
| Compact Mini rodent anesthesia machine | DRE Veterinary | 9280 | |
| Evans blue dye | Sigma-Aldrich | E2129 | |
| FITC-dextran | Sigma-Aldrich | FD150 | |
| Isoflurane | Piramal Critical Care | NDC | |
| LED-30W Fiber Optic Dual Gooseneck Lights Microscope Illuminator | AmScope | LED-30W | |
| Low temperature cautery with fine tip | Bovie | AA02 | |
| Precisionglide needle, 18G x 1" | BD | 305195 | Beveled tip, 12 mm in length |
| Xylazine | AKORN | NDC 59399-110-20 | |
| Zatamine | VetOne | NDC 13985-702-10 | Ketamine |
References
- MacDonald, K. D., Chang, H. Y., Mitzner, W. An improved simple method of mouse lung intubation. Journal of Applied Physiology. 106 (3), 984-987 (2009).
- Thomas, J. L., et al. Endotracheal intubation in mice via direct laryngoscopy using an otoscope. Journal of Visualized Experiments. (86), (2014).
- Vandivort, T. C., An, D., Parks, W. C. An Improved Method for Rapid Intubation of the Trachea in Mice. Journal of Visualized Experiments. (108), 53771 (2016).
- McGovern, T. K., Robichaud, A., Fereydoonzad, L., Schuessler, T. F., Martin, J. G. Evaluation of respiratory system mechanics in mice using the forced oscillation technique. Journal of Visualized Experiments. (75), e50172 (2013).
- Halbower, A. C., Mason, R. J., Abman, S. H., Tuder, R. M. Agarose infiltration improves morphology of cryostat sections of lung. Laboratory Investigation. 71 (1), 149-153 (1994).
- Thrall, R. S., McCormick, J. R., Jack, R. M., McReynolds, R. A., Ward, P. A. Bleomycin-induced pulmonary fibrosis in the rat: inhibition by indomethacin. American Journal of Pathology. 95 (1), 117-130 (1979).
- Matute-Bello, G., Frevert, C. W., Martin, T. R. Animal models of acute lung injury. American Journal of Physiology Lung Cellular and Molecular Physiology. 295 (3), L379-L399 (2008).
- Del Sorbo, L., et al. Intratracheal Administration of Small Interfering RNA Targeting Fas Reduces Lung Ischemia-Reperfusion Injury. Criticial Care Medicine. 44 (8), e604-e613 (2016).
- McLemore, T. L., et al. Novel intrapulmonary model for orthotopic propagation of human lung cancers in athymic nude mice. Cancer Research. 47 (19), 5132-5140 (1987).
- Vertrees, R. A., et al. Development of a human to murine orthotopic xenotransplanted lung cancer model. Journal of Investigative Surgery. 13 (6), 349-358 (2000).
