Summary
여기에서는 마우스 종아리에 정의된 기계적 하중을 적용하고 수반되는 근육 내 압력 변화를 모니터링하기 위한 프로토콜을 설명합니다. 우리가 개발 한 실험 시스템은 운동과 마사지의 유익한 효과 뒤에 메커니즘을 조사하는 데 유용 할 수 있습니다.
Abstract
마사지는 일반적으로 통증과 염증을 완화하는 데 도움이 되는 것으로 인식됩니다. 이전 연구는 골격 근육에 마사지의 항 염증 효과 보고 하지만, 뒤에 분자 메커니즘은 제대로 이해. 우리는 최근에 다양한 진폭을 가진 근위내 압력파를 생성할 수 있는 국부적인 주기적 압축 (LCC)를 적용하는 간단한 장치를 개발했습니다. 이 장치를 사용하여, 우리는 LCC가 대식세포의 염증 반응을 계조시키고 고정으로 인한 근육 위축을 완화한다는 것을 입증했습니다. 여기에서는, 우리는 마우스 뒷다리의 골격 근육의 고정화 유도한 염증 그리고 위축에 대하여 마사지 같이 내정간섭으로 LCC의 최적화 그리고 적용을 위한 프로토콜을 기술합니다. 우리가 개발 한 프로토콜은 운동과 마사지의 근본적인 유익한 효과를 조사하는 데 유용 할 수 있습니다. 우리의 실험 시스템은 근육 항상성의 기계적 조절을 해명하기 위한 분석 접근법의 프로토타입을 제공하지만, 더 포괄적인 연구를 위해 추가 개발이 이루어져야 합니다.
Introduction
마사지는 일반적으로 통증 완화와 경쟁 선수와 비 운동 선수 모두 모두 신체 성능의 개선에 도움이 될 것으로 인식1,2. 사실, 이전 연구는 마사지가 국소 염증을 억제하는 것으로 나타났습니다3 운동 후 근육 손상에서 회복을 자극4,5. 마사지의 유익한 효과의 근간이 되는 분자 메커니즘은 크게 알려지지 않았습니다.
마사지에 대한 기계적 조사의 어려움 중 하나는 마사지와 같은 중재를 테스트하는 실험 기술의 재현성과 관련이 있습니다. 이전 연구에서는, 마사지를 모방하는 실험 절차는 주로 손바닥과 손가락과 같은 실무자의 신체 부위를 사용하여 물리적 인 개입의 적용을 포함6,7,8. 따라서 크기, 빈도, 지속 시간 및 모드를 정확하게 재현하기가 어렵습니다.
많은 장치가 대상 조직에 정의된 기계적 하중을 적용하도록 개발되었습니다. 예를 들어, Zeng 등은 쥐의 뒷다리에 길이 가변 적재를 위한 공압 시스템을 개발하였고, 왕 등은 쥐와 토끼의 뒷다리에 마사지와 같은 기계적 하중을 적용할 수 있는 메카트로닉 장치를 개발했습니다. 실시간 피드백 제어10. 이에 비해, 우리의 로컬 주기적 압축 (LCC) 시스템은 훨씬 간단, 건설에 대한 훨씬 적은 비용을 요구. 그럼에도 불구 하 고, 우리는 가벼운 근육 수축 하는 동안 생성 되는 근육 압력 변화를 재현할 수 있습니다. 이 장치를 사용하여, 우리는 성공적으로 마사지와 같은 기계적 개입이 국소 간질 유체 역학을 조절하고 고정 유도 근육 위축을 완화한다는 것을입증했다 11.
여기에서는 운동과 마사지의 긍정적 인 효과 뒤에 분자 메커니즘을 탐구하는 데 도움이 될 수있는 장치 및 프로토콜의 세부 사항을 설명합니다. 프로토콜의 회로도는 보충 그림 1로표시됩니다.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
모든 동물 실험은 국가 장애인 재활 센터의 기관 동물 관리 및 사용위원회의 승인하에 수행되었습니다.
1. 마우스 양측 뒷다리의 고정
참고: 남성 C57BL/6 마우스는 적어도 7일 동안 적응 후 11-12주 후에 실험에 사용하였다.
- 나트륨 펜토바르비탈 (50 mg /kg i.p.)을 사용하여 마우스를 적절하게 마취하십시오. 쥐가 뒷다리 발가락 핀치에 반응하지 않도록 하십시오.
참고: 오전 10시부터 오후 7시 사이에 고정 절차를 수행하여 마우스의 먹이 활동에 미치는 영향을 최소화하십시오. - 무릎 관절이 연장되고 발목 관절이 발바닥이 구부러진 척추 위치에 놓인 마우스의 양측 뒷다리에 수술 테이프를 적용하십시오.
- L4-5 척추 레벨의 트렁크에 알루미늄 와이어(재료 표 참조)를 놓고 나선형 층의각 회전 사이에 5mm 간격으로 뒷다리 주위의 나선형 구성으로 와이어를 코일합니다(그림1A). 와이어를 너무 단단히 코일하지 말고 국부적인 혈류를 방해하지 않도록하십시오.
- 배선에서 탈출할 가능성을 최소화하기 위해 알루미늄 와이어의 구성을 수동으로 조정하여 90° 납치 위치에서 고관절을 고정시됩니다.
- 마우스를 원래 케이지로 되돌아갑니다. 3 시간 후, 그들은 마취에서 회복하고 평소와 같이 음식과 물에 액세스 할 수 있는지 확인하십시오.
- 집 3 - 6 고정하기 전에 케이지 당 고정 마우스.
2. 마우스 위장관 근육의 근육 내 압력 측정
참고: LCC와 결합된 압력 모니터링 실험에서 원통형 단위(36 g, 66 g 및 200g)의 여러 다른 분동을 테스트했습니다. 이러한 측정은 근육 염증 및 위축을 분석하기 위한 실험과 는 별도로 수행되었다(자세한 내용은 3-5단계 참조) 즉, 압력 측정을 받은 마우스는 조직학적 분석에 사용되지 않았다.
- 압력 측정은 뒷다리 배선 및 LCC에 비해 더 침습적 인 절차 (예 : 피부 절개 및 바늘 삽입)를 포함하기 때문에 세 가지 마취제 (메데토미딘 0.75 mg / kg, midazolam 4.0 mg / kg 및 butorphanol 5.0 mg / kg, butorphanol) 혼합물을 사용합니다. i.p.)를 참조하십시오. 쥐가 뒷다리 발가락 핀치에 반응하지 않도록 하십시오.
- 마우스를 쉬운 위치에 놓고 전기 면도기로 탈모한 후 후 종아리에 메스로 2mm 절개를 하고 70 % 에탄올 및 클로르헨시딘 흡수 면으로 피부 표면을 반 살균하십시오.
- 피부 표면에 둔각 (150 ° - 170 °)에서 위장혈증 근육에 20G 주유징 바늘을 삽입하십시오.
- 바늘의 플라스틱 칼집을 가이드로 사용하여 위천혈의 중간 배에 혈압 텔레미터 (재료 표참조)의 센서를 배치한 다음 근육에서 칼집을 제거합니다.
- 4-0 나일론 봉합사로 피부를 봉합한 후, 마우스의 종아리에 원통형 단위의 여러 가지 가중치로 LCC를 적용하고(자세한 내용은 3단계 참조), 생물학적 신호 분석을 위한 소프트웨어를 사용하여 근육 내 압력을 모니터링합니다(표 표 참조 재료)를참조하십시오.
- 마우스를 원래 케이지로 되돌아갑니다. 3 시간 후, 그들은 마취 / 진통에서 회복하고 평소와 같이 음식과 물에 액세스 할 수 있는지 확인하십시오.
3. 마우스 종아리의 국소 주기적 압축(LCC)
- 근육 내 압력 측정 및 안락사 (즉, 자궁 경부 탈구)를 제외하고 마취를 위해 펜토 바르 비탈 나트륨 (50 mg / kg i.p.)을 사용하십시오.
- 뒷다리 배선에서 마우스를 분리하고 무릎 관절이 확장되고 발목 관절이 발목 관절이 구부러져 종아리가 위쪽으로 향할 수 있도록 경향이있는 위치에 놓습니다. 무대에서 마우스 뒷다리를 고정하지 마십시오.
- LCC를 10분 동안 1Hz에서 쿠션패드(그림 1C)로덮인 원통형 중량 단위(그림1B)를수직으로 이동하여 종아리에 7일 동안 적용한다.
- 매일 LCC의 각 시합 후, 마우스 뒷다리를 다시 와이어.
4. 위장관의 면역성 화학적 분석
- 세 가지 마취제 (메데토미딘 0.75 mg /kg, 미다졸람 4.0 mg / kg, 및 butorphanol 5.0 mg / kg)의 혼합물의 복강 내 주입에 의해 적절한 마취 / 진통하에 자궁 경부 탈구에 의해 마우스를 안락사.
- 후방 종아리 표면을 제모 한 후, 피부 절개를하고, 수술 가위를 사용하여 티바이오 섬유 뼈에서 분리하여 위장 근육을 해부하고 신속하게 최적의 절삭 온도 화합물 용액에 동결.
- 저온 극저온을 사용하여 유리 슬라이드에 위장내 근육의 저온 섹션 샘플을 준비하십시오. 시료를 분석할 때까지 -80°C 냉동고에 보관합니다.
- 냉동실에서 분석할 위장혈성 저온절 샘플을 꺼내 실온에서 공기 건조시켜 탈수한다.
- 액체 차단펜을 사용하여 슬라이드의 모든 저온 단면이 포함된 영역을 그립니다. 원은 솔루션이 슬라이드에서 흐르는 것을 방지합니다.
- 물에 젖은 종이 천으로 촉촉한 환경을 조성하는 트레이에 슬라이드를 놓아 시료의 건조를 피하십시오.
- 실온에서 30분 동안 차단 완충액(0.25% 카제인, 담체 단백질 및 0.015 M 나트륨 아지드을 함유하는 인산완충식염수)의 100 μL을 적용합니다.
- PBS-T (0.1 % 폴리 옥시에틸렌 소르비탄 모노 라우 레이트 (재료 표참조)를 함유 한 PBS로 배양하여 슬라이드를 두 번 헹구십시오.
- 각 샘플에 PBS로 희석된 1차 항체 100 μL을 적용하고, 트레이를 뚜껑으로 덮고, 실온에서 밤새 배양합니다.
- PBS-T로 3회 세척하십시오(세척시 5분).
- 각 샘플에 PBS로 희석된 이차 항체 100 μL을 적용하고 실온에서 1시간 동안 배양합니다.
참고: 항 라미닌 염색의 경우 Alexa Fluor 568-컨쥬게이팅 이차 항체를 사용하십시오. 안티 F4/80, 안티 MCP-1 및 안티 TNF-α의 경우, 알렉사 플루어 568- 또는 488-컨쥬게이트 이차 항체를 사용한다. - PBS-T로 3회 세척하십시오(세척시 5분).
- 각 시료에 PBS-T로 희석한 DAPI 용액 100 μL을 적용하고 실온에서 3분 동안 배양합니다.
- PBS-T로 3회 세척하십시오(각 5분).
- 시료를 마운팅 매체로 장착하고 커버립으로 덮습니다.
5. 위장관의 히스토 형태 분석
- 형광 현미경에 샘플 슬라이드를 배치 (재료의 표참조) 적절한 필터와 20 × 목표를 사용하여 샘플을 볼 (DAPI-B, 여기 360/ 40 nm 및 방출460/50 nm; GFP-B, 470/40 여기및 방출을 위한 535/50 nm를 위한 nm; FRITC, 540/25 nm 여기 및 방출을 위한 605/55 nm.
- 이미지 분석을 위한 소프트웨어를 사용하여(재료 표참조), 각 근화섬유의 단면적(CSA)을 측정하고, F4/80-, MCP-1-및 TNF-α 양성 세포의 수를 계산한다.
참고 : 항 라미닌-2 면역 염색으로 시각화 된 지하 막의 내부 마진을 추적하여 각 myofiber의 CSA를 결정합니다.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
우리의 이전 관찰과 일치12,위장혈성 myofibers의 CSA는 뒷다리 고정에 의해 현저하게 감소되었다(그림 2A, B). 또한, 우리의 면역 형광 염색 분석은 MCP-1과 TNF-α를 발현하는 세포가 염증 과정 조절에 중요한 역할을한다는 것을 밝혀13,14,위암혈성 근육에서 크게 증가 고정 된 뒷다리의 조직 (MCP-1 : 그림 2C, F, H; TNF-α: 그림 2D, G,I). F4/80으로 긍정적으로 염색된 세포의 증가와 함께, 대식세포에 대한마커(그림 2C-E, H,I)는뒷다리 고정화를 통해 국소 염증 반응을 수반하는 종아리 근육 위축을 유도하는 것으로 나타났다. 대식세포 축적. 그런 다음 마사지와 같은 기계적 개입인 LCC가 이 고정화로 인한 근육 염증과 위축을 조절했는지 여부를 조사하고자 했습니다.
원통형 유닛의 무게를 변경하여 테스트한 여러 가지 LCC 크기 중에서, 50 mmHg 근육 내 압력파(LCC 66 g, 도 3A)에대응하는 것이 가장 효율적으로 완화되는 것으로 나타났다. 가조 섬유 CSA의 고정화 유발 감소 및 위장혈증 근육의 대식세포 축적 증가(그림 3B). myofiber CSA 및 대식세포 축적의 결과에 기초하여, 우리는 추가 연구를 위해 66 g LCC를 고용했습니다. 특히, LCC-유도 근육 내 압력 파, 그의 피크 크기는 원통형 단위 무게에 의존 했다, 매우 균일 했다(그림 3A),LCC의 일관성과 기계적 개입으로 재현성을 나타내는 골격 근육.
LCC (1 Hz, 1 일 30 분, 7 일)는 위장성 근육의 myofiber CSA의 고정 유발 감소를 현저하게 완화시켰습니다(도 4A, B). 더욱이, LCC는 삼두근 수라근의 수축력의 고정-유도된 감소를 부분적으로 강화하였다(도4C). 또한, LCC는 고정화 된 뒷다리의 위혈혈성 근육 조직에서 F4/80 양성, TNF-α 양성, F4/80-, MCP-1-및 TNF-α 양성 세포의 증가를 강화시켰다(F4/80, 도 4D,F; MCP-1, 그림 4D, G; TNF-α, 그림 4E,H). 총칭적으로, LCC는 50 mmHg의 진폭으로 근육 내 압력파를 생성하며, 대식세포 축적을 포함한 고정유도 근육 위축 및 국부적인 염증 반응을 완화시된다.
그림 1: 마우스 양측 뒷다리 고정 및 국소 주기적 압축(LCC) 애플리케이션.
(a)양측 마우스 뒷다리는 고관절을 납치하고, 무릎 관절을 연장시키고, 발목 관절을 발바닥-구부리면서 나선형 배선에 의해 고정되었다. (B)LCC 장치. (C)마우스 종아리에 LCC에 대한 실험 적 설정. 이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.
그림 2: 종아리 근육을 위축시키는 마우스 뒷다리 고정은 국부적인 염증 반응을 유도한다.
(A)위근의 항 라미닌-2 면역형형 염색의 단면 미세 영상. 고배율 이미지(오른쪽)는 낮은 배율 이미지(왼쪽)의 사각형으로 표시된 영역을 나타냅니다. 스케일 바, 100 μm.(B)고정화 유도 근육 위축. 위장혈성 근섬유의 CSA는 뒷다리 고정 기간과 함께 감소하였다. CSA를 정량화하기 위해 100개의 묘섬유를 무작위로 선택했습니다. 데이터는 ±S.D. *, P< 0.05, 포스트 호크 본페로니 시험(n=각 그룹에 대한 3마우스)을 가진 편도 ANOVA로 제시된다. (C와 D) 안티-MCP-1 (C에서 녹색) 및 반대로 TNF-α (D에 녹색) 및 반대로 F4/80 (적색) 면역 염색의 마이크로 그래픽 이미지. 병합된 프레젠테이션(녹색 및 빨간색)의 경우 낮음 및 고배율 이미지가 (A)로 배치됩니다. 화살표는 F4/80 및 MCP-1 (C) 또는 TNF-α (D) 스케일 바, 100 μm.(E-I)항 MCP-1, 항 TNF-α 및 항 F4/80 면역 염색에 대한 이중 양성 세포를 가리킨다. 고정화의 효과는 양측 뒷다리 고정의 기간을 참조하여 분석되었다. 통계 분석은 'Day 0' 샘플(고정되지 않은 마우스의 위장혈성 근육)을 참조하여 수행하였다. 데이터는 ±S.D. *, P< 0.05, 포스트 호크 본페로니 시험(n=각 그룹에 대한 3마우스)을 가진 편도 ANOVA로 제시된다. 이 그림은 권한11로수정되었습니다. 이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.
그림 3: 고정 유도 근육 위축 및 염증 반응에 다른 크기의 LCC의 효과.
(a)원통형 유닛의 중량을 변경하여 LCC의 다른 크기의 적용. 스케일 바, 1 s. 36-g, 66-g 및 200g 원통형 단위는 각각 45 mmHg, 50 mmHg 및 140 mmHg 근육 내 압력 파를 생산했습니다. (B)36g, 66g 및 200g 원통형 단위로 고정화 된 뒷다리에 대한 LCC 적용의 효과비교. LCC 적용 송아지의 위장혈증(왼쪽) 및 F4/80 양성 세포(오른쪽)의 CSA를 각 마우스에서 LCC에 노출되지 않은 대조군 뒷다리의 상대값으로 정량화하였다. 데이터는 ±S.D. *, P< 0.05, 포스트 호크 본페로니 시험(n=각 그룹에 대한 4마우스)을 가진 편도 ANOVA로 제시된다. 이 그림은 권한11로수정되었습니다. 이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.
그림 4: LCC는 고정유도 근육 위축 및 염증 반응을 감쇠시한다.
(A, B) LCC 적용에 의한 고정화 유도 근육 위축의 경감. 위장혈성 근섬유(B)의 CSA는 도 2B에서와같이 분석하였다. 데이터는 ±S.D. *, P< 0.05; **, P< 0.01, 포스트 혹 본페로니 시험이 있는 편도 ANOVA(n=각 그룹에 대한 마우스 6개). (C)LCC에 의한 고정화 및 부분 복원 후 삼두근 의 수축력의 감소. 데이터는 ± S.D. *, P < 0.05, 쌍을 이루는 학생t 시험(대조를 위한 n=4 마우스, 고정화 기의 경우 5마우스)으로 제시된다. (D,E) 안티 MCP-1의 마이크로 그래픽 이미지 (D에서 녹색), 안티 TNF-α (E녹색) 및 안티 F4/80 (빨간색) 위증 근육의 면역 형광 염색 (상단) 및 (중간) 및 (아래쪽) LCC 응용 프로그램과 함께 그림 2C,D에서 스케일 바, 100 μm.(F-H)항 MCP-1, 안티 TNF-α 및 항 F4/80 면역 염색의 정량화. 우리는 LCC 적용유무에 관계없이 고정된 뒷다리의 종아리 근육을 비교했습니다. 데이터는 ±S.D. *, P< 0.05; **, P< 0.01, 포스트 혹 본페로니 시험이 있는 편도 ANOVA(n=각 그룹에 대한 마우스 6개). 이 그림은 권한11로수정되었습니다. 이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.
추가 그림 1: 실험 프로토콜의 개략적 표현. 그림을 다운로드하려면 여기를 클릭하십시오.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
우리는 항 염증 효과가있는 마사지와 같은 기계적 자극을 적용하는 방법을 설명했습니다. 우리의 시스템은 이전에보고 된 것과 비교할 때에도 다음과 같은 장점이 있습니다. 먼저, 이전 연구는 적용된 기계적 힘을 정량적으로 정의하지 않았거나2를 적용하거나 체표면에서의 측정에 기초하여 그들의 크기를 정의하되, 조직내부(10)는정의하지 않았다. 대조적으로, 우리는 혈압 텔레미터를 사용하여 근육 내 압력을 측정했습니다. 둘째, 우리 장치의 간단한 구조(그림 1B)는우리가 상대적으로 저렴한 비용으로 높은 일관성과 재현성(그림 3A)으로시스템을 구성 할 수있었습니다. 셋째, 우리의 개입 (LCC)은 근육 내 압력 변화와 관련하여 신체 활동 (가벼운 근육 수축)에 관한 것입니다 (50 mmHg15). 우리의 접근은 물리적 인 비활동의 단점을 줄이는 가능한 치료 / 예방 절차로 마사지와 같은 개입을위한 과학적 근거를 제공 할 것입니다16.
우리의 프로토콜에서 가장 중요한 단계는 마우스 뒷다리의 위치 입니다 (프로토콜 단계 3.3). 우리는 종아리 근육에 수직 방향으로 LCC를 적용해야합니다; 그렇지 않으면, 근육 조직은 부분적으로 압착되고 66g 원통형 단위가 사용되는 경우에도 손상될 것입니다.
LCC 방법의 한계는 근육 대사에 어떤 영향을 미칠 수 있는 마취의 필요를 포함합니다. 또한, 우리는 완전히 LCC 응용 프로그램 동안 날카로운 충격에 반사로 발생할 수 있습니다 작은 근육 수축의 영향을 배제 할 수 없습니다.
결론적으로, 우리는 간질 유체 운동이 LCC 효과11을중재한다는 것을 입증했습니다. 우리는 주기적 압축 모드를 수정하여 간질 흐름을 보다 효율적으로 유도할 수 있습니다. 예를 들어, 현재 연구에서 사용되는 날카로운 스트로크에 비해 정현파 모드의 압축이 더 좋을 수 있습니다.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
저자는 원고와 관련된 경쟁적인 이해관계가 없다고 선언합니다.
Acknowledgments
나카니시 K. 하마모토, 구메, K. 츠루미 가 프로젝트 전반에 걸쳐 꾸준히 지원해 주신 것에 감사드립니다. 이 작품은 일본 후생노동성의 교내 연구 기금에 의해 부분적으로 지원되었습니다. 일본과학진흥학회과학연구지원부 2015-2019년도 일본 문부과학성(S1511017)의 사립대학 전략연구재단 MEXT 지원 프로그램.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Aluminum wire | DAISO JAPAN | B028 | An aluminum wire is used to avoid escaping restriction by the wire |
| Blood pressure telemeter | Millar | SPR-671 | A blood pressure telemeter is used to mesure intramuscular pressure. |
| DAPI | Thermo Fisher Scientific | D1306 | DAPI is a fluorescent probe which is commonly used to stain DNA for fluorescent microscopy. |
| Goat anti-rabbit Alexa Fluor 488 (Dilution ratio, 1:500) | Invitrogen | A11034 | Antibody for immunohistochemical staining. |
| Goat anti-rat Alexa Fluor 568 (Dilution ratio, 1:500)) | Invitrogen | A11077 | Antibody for immunohistochemical staining. |
| ImageJ | NIH | N/A | Analysis software for image |
| LabChart8 | ADInstrumens | Analysis software for acquiring biological signals. | |
| Prolong gold | Thermo Fisher Scientific | P36930 | Prolong gold is for mounting stained samples. |
| Protein Block Serum-Free | Dako | X090930-2 | For blocking non-specific background staining in immunohistochemical procedures. |
| Rat monoclonal anti-laminin-2 antibody (Dilution ratio, 1:1000) | Sigma Aldrich | L0663 | Antibody for immunohistochemical staining. |
| Rat monoclonal anti-F4/80 antibody (Dilution ratio, 1:500) | Abcam | ab6640 | Antibody for immunohistochemical staining. |
| Rabbit polyclonal anti-MCP-1 antibody (Dilution ratio, 1:1000) | Abcam | ab25124 | Antibody for immunohistochemical staining. |
| Rabbit polyclonal anti-TNF-α antibody (Dilution ratio, 1:1000) | Abcam | ab66579 | Antibody for immunohistochemical staining. |
| Surgical tape | 3M Japan | 1530EP-0 | Surgical tape is used to restrict joint movement. |
References
- Furlan, A. D., Imamura, M., Dryden, T., Irvin, E. Massage for low back pain: an updated systematic review within the framework of the Cochrane Back Review Group. Spine. 34 (16), 1669-1684 (2009).
- Robertson, A., Watt, J. M., Galloway, S. D. R. Effects of leg massage on recovery from high intensity cycling exercise. British Journal of Sports Medicine. 38 (2), 173-176 (2004).
- Waters-Banker, C., Butterfield, T. A., Dupont-Versteegden, E. E. Immunomodulatory effects of massage on nonperturbed skeletal muscle in rats. Journal of Applied Physiology. 116 (2), 164-175 (2014).
- Haas, C., et al. Massage timing affects postexercise muscle recovery and inflammation in a rabbit model. Medicine & Science in Sports & Exercise. 45 (6), 1105-1112 (2013).
- Crane, J. D., et al. Massage therapy attenuates inflammatory signaling after exercise-induced muscle damage. Science Translational Medicine. 4 (119), 119ra113 (2012).
- Bove, G. M., Harris, M. Y., Zhao, H., Barbe, M. F. Manual therapy as an effective treatment for fibrosis in a rat model of upper extremity overuse injury. Journal of the Neurological Sciences. 361, 168-180 (2016).
- Andrzejewski, W., et al. Increased skeletal muscle expression of VEGF induced by massage and exercise. Folia Histochemica et Cytobiologica. 53 (2), 145-151 (2015).
- Mantovani Junior, N., et al. Effects of massage as a recuperative technique on autonomic modulation of heart rate and cardiorespiratory parameters: a study protocol for a randomized clinical trial. Trials. 19 (1), 459 (2018).
- Zeng, H., Butterfield, S., Agarwal, F., Haq, T., Zhao, Y. An engineering approach for quantitative analysis of the lengthwise strokes in massage therapies. Journal of Medical Devices. 2 (4), (2008).
- Wang, Q., et al. A mechatronic system for quantitative application and assessment of massage-like actions in small animals. Annals of Biomedical Engineering. 42 (1), 36-49 (2014).
- Saitou, K., et al. Local cyclical compression modulates macrophage function in situ and alleviates immobilization-induced muscle atrophy. Clinical Science. 132 (19), 2147-2161 (2018).
- Onda, A., et al. A New mouse model of skeletal muscle atrophy using spiral wire immobilization. Muscle Nerve. 54 (4), 788-791 (2016).
- Luster, A. D.
- Reid, M. B., Li, Y. P. Tumor necrosis factor-α and muscle wasting: a cellular perspective. Respiratory Research. 2 (5), 269-272 (2001).
- Baumann, J. U., Sutherland, M. D., Hangg, A. Intramuscular pressure during walking: An experimental study using the wick catheter technique. Clinical Orthopaedics Related Research. 145, 292-299 (1979).
- Lee, I., et al. Effect of physical inactivity on major non-communicable diseases worldwide: an analysis of burden of disease and life expectancy. Lancet. 380, 219-229 (2012).
