Summary
Hier beschreiben wir die Protokolle zur Anwendung definierter mechanischer Belastungen auf Mauskälber und zur Überwachung der gleichzeitigen intramuskulären Druckänderungen. Die experimentellen Systeme, die wir entwickelt haben, können nützlich sein, um den Mechanismus hinter den positiven Auswirkungen von körperlicher Bewegung und Massage zu untersuchen.
Abstract
Massage ist allgemein anerkannt, vorteilhaft für die Linderung von Schmerzen und Entzündungen. Obwohl frühere Studien über entzündungshemmende Auswirkungen der Massage auf die Skelettmuskulatur berichtet haben, sind die molekularen Mechanismen dahinter schlecht verstanden. Wir haben vor kurzem ein einfaches Gerät entwickelt, um lokale zyklische Kompression (LCC) anzuwenden, die intramuskuläre Druckwellen mit unterschiedlichen Amplituden erzeugen kann. Mit diesem Gerät haben wir gezeigt, dass LCC entzündungshemmende Reaktionen von Makrophagen in situ moduliert und immobilisierungsinduzierte Muskelatrophie lindert. Hier beschreiben wir Protokolle zur Optimierung und Anwendung von LCC als massageähnliche Intervention gegen immobilisierungsinduzierte Entzündungen und Atrophie der Skelettmuskulatur von Maushinterbleibs. Das Protokoll, das wir entwickelt haben, kann nützlich sein, um den Mechanismus zu untersuchen, der den positiven Auswirkungen körperlicher Bewegung und Massage zugrunde liegt. Unser experimentelles System bietet einen Prototyp des analytischen Ansatzes zur Aufklärung der mechanischen Regulation der Muskelhomöostase, obwohl eine Weiterentwicklung für umfassendere Studien erforderlich ist.
Introduction
Massage ist allgemein anerkannt, vorteilhaft für Schmerzlinderung und Verbesserung der körperlichen Leistungsfähigkeit bei Leistungssportlern und Nicht-Athleten gleichermaßen1,2. In der Tat, frühere Studien haben gezeigt, dass Massage unterdrückt lokale Entzündung3 und fordert Erholung von der Post-Übung Muskelschäden4,5. Molekulare Mechanismen, die den positiven Wirkungen der Massage zugrunde liegen, bleiben weitgehend unbekannt.
Eine der Schwierigkeiten bei der mechanistischen Untersuchung der Massage betrifft die Reproduzierbarkeit experimenteller Techniken, mit denen massageähnliche Eingriffe getestet werden. In früheren Studien, experimentelle Verfahren, die Massage imitieren meist die Anwendung von körperlichen Eingriffen mit Denkörpern der Praktiker, wie Handflächen und Finger6,7,8. Dies macht es schwierig, ihre Größe, Häufigkeit, Dauer und Ihren Modus genau zu reproduzieren.
Viele Geräte wurden entwickelt, um definierte mechanische Belastungen auf das Zielgewebe anzuwenden. Zeng et al. haben beispielsweise ein pneumatisches System für die längenweise mechanische Belastung der Hinterbeine von Ratten9 entwickelt und Wang et al. haben ein mechatronisches Gerät entwickelt, das massageähnliche mechanische Belastungen auf Hinterbeine von Ratten und Kaninchen mit Echtzeit-Feedback-Steuerung10. Im Vergleich zu ihnen ist unser lokales System der zyklischen Kompression (LCC) viel einfacher und erfordert weit weniger Baukosten. Nichtsdestotrotz können wir die intramuskulären Druckänderungen reproduzieren, die während der leichten Muskelkontraktion entstehen. Mit diesem Gerät haben wir erfolgreich nachgewiesen, dass die massageähnlichen mechanischen Eingriffe die lokale interstitielle Fluiddynamik modulieren und die immobilisierungsinduzierte Muskelatrophie lindern11.
Hier beschreiben wir die Details unseres Geräts und des Protokolls, die helfen können, die molekularen Mechanismen hinter den positiven Effekten von Übungen und Massagen zu erforschen. Die Schaltpläne des Protokolls werden als Ergänzende Abbildung 1dargestellt.
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Protocol
Alle Tierversuche wurden mit Der Genehmigung des Institutionellen Ausschusses für Tierpflege und Nutzung des Nationalen Rehabilitationszentrums für Menschen mit Behinderungen durchgeführt.
1. Immobilisierung der Maus bilaterale Hinterbeine
HINWEIS: Männliche C57BL/6-Mäuse wurden für Experimente im Alter von 11 - 12 Wochen nach der Akklimatisierung für mindestens 7 Tage verwendet.
- Eine Maus mit Natriumpentobarbital (50 mg/kg i.p.) angemessen anästhesieren. Stellen Sie sicher, dass Mäuse nicht auf eine Hinterbalt-Zehen-Pinch reagieren.
HINWEIS: Führen Sie das Immobilisierungsverfahren zwischen 10.00 und 19.00 Uhr durch, um die möglichen Auswirkungen auf die Fütterungsaktivität von Mäusen zu minimieren. - Tragen Sie chirurgische Bänder auf die bilateralen Hinterbeine der Maus in einer Supine-Position mit den Kniegelenken verlängert und Knöchelgelenke pflanzlich gebeugt.
- Legen Sie einen Aluminiumdraht (siehe Materialtabelle) auf den Stamm auf L4-5-Rückenhöhe und wickeln Sie den Draht in einer Spiralkonfiguration um die Hinterbeine mit 5 mm Lücken zwischen jeder Drehung der Spiralschicht (Abbildung 1A). Achten Sie darauf, den Draht nicht zu fest zu wickeln und vermeiden Sie, den lokalen Blutfluss zu stören.
- Um die Möglichkeit eines Entweichens aus der Verdrahtung zu minimieren, immobilisieren Sie die Hüftgelenke in der Position der 90°-Entführung, indem Sie die Konfiguration von Aluminiumdraht manuell einstellen.
- Bringen Sie die Mäuse in ihre ursprünglichen Käfige zurück. 3 H später, stellen Sie sicher, dass sie von der Anästhesie erholen und Zugang zu Nahrung und Wasser wie üblich.
- Haus 3 - 6 immobilisierte Mäuse pro Käfig wie vor der Immobilisierung.
2. Messung des intramuskulären Drucks der Magen-Darm-Muskeln der Maus
HINWEIS: In den mit LCC kombinierten Drucküberwachungsexperimenten wurden verschiedene Gewichte zylindrischer Einheiten (36 g, 66 g und 200 g) getestet. Diese Messung wurde getrennt von den Experimenten zur Analyse von Muskelentzündungen und Atrophie durchgeführt (siehe Schritt 3 - 5 für weitere Details), d.h. die Mäuse, die einer Druckmessung unterzogen wurden, wurden nicht für histologische Analysen verwendet.
- Da die Druckmessung invasivere Verfahren (z. B. Hautschnitt und Nadeleinsatz) im Vergleich zu Hinterbeinerverdrahtung und LCC umfasst, verwenden Sie eine Mischung aus drei Anästhetika (Medetomidin 0,75 mg/kg, Midazolam 4,0 mg/kg und Butorphanol 5,0 mg/kg; i.p.). Stellen Sie sicher, dass Mäuse nicht auf die Hinterlimb-Zehen-Pinch reagieren.
- Legen Sie die Maus in eine anfällige Position, machen Sie einen 2-mm-Schnitt mit einem Skalpell auf dem hinteren Kalb nach dem Enthaaren mit einem elektrischen Rasierer und halbsterilisieren die Hautoberfläche mit 70% Ethanol- und Chlorhexidin-getränkte saugfähige Baumwolle.
- Setzen Sie eine 20 G-Indwelling-Nadel in den Magen-Darm-Muskel in einem stumpfen Winkel (150° – 170°) an die Hautoberfläche.
- Mit der Kunststoffhülle der Nadel als Führung, legen Sie einen Sensor des Blutdrucktelemeters (siehe Tabelle der Materialien) in den Mittleren Bauch des Magens von Gastrocnemius Muskel, und dann entfernen Sie die Hülle aus dem Muskel.
- Nachdem Sie die Haut mit 4-0 Nylon-Nähten bestreuen, lCC mit mehreren verschiedenen Gewichten zylindrischer Einheiten auf das Kalb in den Mäusen auftragen (siehe Schritt 3 für weitere Details), und den intramuskulären Druck mit Einer Software zur biologischen Signalanalyse überwachen (siehe Tabelle Materialien).
- Bringen Sie die Mäuse in ihre ursprünglichen Käfige zurück. 3 H später, stellen Sie sicher, dass sie von anästhesie/Analgesie erholen und haben Zugang zu Nahrung und Wasser wie üblich.
3. Lokale zyklische Kompression (LCC) auf Mauskälbern
- Verwenden Sie mit Ausnahme der intramuskulären Druckmessung und Einschlämung (d. h. der Zervixdislokation) Natriumpentobarbital (50 mg/kg i.p.) zur Anästhesie.
- Lösen Sie die Maus von der Hinterbauchverdrahtung und legen Sie sie in eine anfällige Position mit den Kniegelenken verlängert und die Knöchelgelenke plantar-gebeugt, so dass die Waden nach oben gerichtet. Fixieren Sie die Maushinterbleibs nicht auf der Bühne.
- Tragen Sie LCC auf das Kalb auf, indem Sie eine zylindrische Gewichtseinheit (Abbildung 1B) vertikal bewegen, die mit einem Polster (Abbildung 1C) bei 1 Hz für 30 min pro Tag, 7 Tage bedeckt ist.
- Nach jedem Kampf der täglichen LCC, verdrahten Sie die Maus Hinterbeine.
4. Immunhistochemische Analyse von Gastrocnemius
- Euthanisieren Sie die Maus durch Zervixdislokation unter ausreichender Anästhesie/Analgesie durch intraperitoneale Injektion einer Mischung aus drei Anästhesika (Medetomidin 0,75 mg/kg, Midazolam 4,0 mg/kg und Butorphanol 5,0 mg/kg).
- Nach der Enthaarung der hinteren Wadenoberfläche, machen Sie einen Hautschnitt, und sezieren Gastrocnemius Muskeln durch Trennung von tibio-fibulären Knochen mit einer chirurgischen Schere und schnell einfrieren sie in einer optimalen Schneidtemperatur-Verbindung Lösung.
- Mit einem Kryostat, bereiten Kryo-Sektion Proben von Gastrocnemius-Muskeln auf Glasrutschen. Bewahren Sie die Proben bis zur Analyse in einem Gefrierschrank von -80 °C auf.
- Nehmen Sie die zu analysierenden Gastrocnemius-Kryo-Sektionsproben aus dem Gefrierschrank heraus und dehydrieren Sie sie durch Lufttrocknung bei Raumtemperatur.
- Verwenden Sie einen Flüssigkeitsblockerstift, um einen Bereich zu zeichnen, der alle Kryoabschnitte auf der Folie enthält. Der Kreis verhindert, dass die Lösungen von der Folie abfließen.
- Vermeiden Sie das Trocknen der Proben, indem Sie die Dias in ein Tablett legen, in dem eine feuchte Umgebung mit wassergetränktem Papiertuch entsteht.
- 100 l Sperrpuffer (phosphatgepufferte Saline (PBS) mit 0,25 % Casein, Trägerprotein und 0,015 M Natriumazid) 30 min bei Raumtemperatur auftragen.
- Spülen Sie die Dias zweimal, indem Sie sie mit PBS-T (PBS mit 0,1% Polyoxyethylen-Sorbitanmonolaurat (siehe Materialtabelle)für 5 min inkubieren.
- Tragen Sie 100 l Primärantikörper, der mit PBS verdünnt wird, auf jede Probe auf, bedecken Sie das Tablett mit einem Deckel und inkubieren Sie über Nacht bei Raumtemperatur.
- Waschen Sie 3 mal mit PBS-T (5 min für jede Wäsche).
- Tragen Sie 100 l Sekundärantikörper, der mit PBS verdünnt wird, auf jede Probe auf und brüten Sie 1 h bei Raumtemperatur.
HINWEIS: Für Anti-Lamin-Färbung, verwenden Sie Alexa Fluor 568-konjugierte Sekundärantikörper. Verwenden Sie für Anti-F4/80, Anti-MCP-1 und Anti-TNF-, Alexa Fluor 568- oder 488-konjugierte Sekundärantikörper. - Waschen Sie 3 mal mit PBS-T (5 min für jede Wäsche).
- Tragen Sie 100 L DAPI-Lösung mit PBS-T verdünnt auf jede Probe auf und inkubieren Sie 3 min bei Raumtemperatur.
- Waschen Sie 3 mal mit PBS-T (jeweils 5 min).
- Montieren Sie die Proben mit Montagemedium und bedecken Sie sie mit Decklippen.
5. Histomorphometrische Analyse von Gastrocnemius
- Die Probengletten auf ein Fluoreszenzmikroskop legen (siehe Materialtabelle) und die Proben mit einem 20-Zoll-Objektiv mit geeigneten Filtern (DAPI-B, 360/40 nm zur Anregung und 460/50 nm für Emissionen) betrachten; GFP-B, 470/40 nm für Anregung und 535/50 nm für Emissionen; FRITC, 540/25 nm für Anregung und 605/55 nm für Emissionen.
- Mit der Software für die Bildanalyse (siehe Tabelle der Materialien), messen Sie den Querschnittsbereich (CSA) jedes Myofibers und zählen Sie die Anzahl der F4/80-, MCP-1- und TNF--positiven Zellen.
HINWEIS: Bestimmen Sie CSA jedes Myofibers, indem Sie den inneren Rand der Kellermembran, der mit Anti-Laminin-2-Immunostainierung visualisiert wird, nachverfolgen.
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Representative Results
In Übereinstimmung mit unseren vorherigen Beobachtungen12wurde die CSA von Gastrocnemius-Myofibians durch imbehinderungsimmobilisierende Hinterbeine signifikant verringert (Abbildung 2A,B). Darüber hinaus ergab unsere Immunfluoreszenz-Färbeanalyse, dass Zellen, die MCP-1 und TNF-A exzieren, die beide eine Schlüsselrolle bei der Regulierung entzündlicher Prozesse13,14, signifikant erhöht in Gastrocnemius-Muskel Gewebe von immobilisierten Hinterbleibs (MCP-1: Abbildung 2C,F,H; TNF-Nr:: Abbildung 2D,G,I). Zusammen mit der Zunahme der mit F4/80 positiv gefärbten Zellen, einem Marker für Makrophagen (Abbildung 2C-E,H,I), schien die Immobilisierung des Hinterglieds die Atrophie des Wadenmuskels mit lokalen Entzündungsreaktionen, einschließlich lokaler Entzündungsreaktionen, Makrophagenakkumulation. Wir versuchten dann zu untersuchen, ob LCC, ein massageähnlicher mechanischer Eingriff, diese Immobilisierungs-induzierte Muskelentzündung und Atrophie moduliert hat.
Unter mehreren verschiedenen LCC-Magnituden, die wir durch Änderung des Gewichts der zylindrischen Einheit getestet haben, schien diejenige, die 50 mmHg intramuskulären Druckwellen (LCC mit 66 g, Abbildung 3A) am effizientesten zu lindern, die Immobilisierung-induzierte Abnahme der Myofiber CSA und Erhöhung der Makrophagenakkumulation in den Gastrocnemius-Muskeln (Abbildung 3B). Basierend auf den Ergebnissen der myofiber CSA und Makrophagenakkumulation, verwendeten wir 66 g LCC für weitere Studien. Insbesondere waren die LCC-induzierten intramuskulären Druckwellen, deren Spitzengrößen vom zylindrischen Einheitsgewicht abhängig waren, sehr gleichmäßig (Abbildung 3A), was auf die Konsistenz und Reproduzierbarkeit von LCC als mechanischen Eingriff auf Skelettmuskulatur.
LCC (1 Hz, 30 min pro Tag, 7 Tage) linderte signifikant die Immobilisierungs-induzierten Abnahmen der Myofiber CSA der Gastrocnemius-Muskeln (Abbildung 4A,B). Darüber hinaus milderte LCC teilweise die Immobilisierungs-induzierte Abnahme der Kontraktuskraft der Trizeps-Surae-Muskeln (Abbildung 4C). Darüber hinaus milderte LCC die Zunahmen der F4/80-positiven, TNF--positiven, F4/80-, MCP-1-, und TNF---positiven Zellen in Gastrocnemius-Muskelgeweben von immobilisierten Hinterbleibsen (F4/80, Abbildung 4D,F; MCP-1, Abbildung 4D,G; TNF-Nr., Abbildung 4E,H). Zusammen lCC, das intramuskuläre Druckwellen mit einer Amplitude von 50 mmHg erzeugt, lindert Immobilisierung-induzierte Muskelatrophie und lokale Entzündungsreaktionen einschließlich Makrophagenakkumulation.
Abbildung 1: Maus-bilaterale Immobilisierung und lokale zyklische Kompression (LCC).
(A) Bilaterale Maushinterbeine wurden durch Spiralverdrahtung mit entführten Hüftgelenken, verlängerten Kniegelenken und der Sprunggelenke immobilisiert. (B) LCC-Gerät. (C) Versuchsaufbau für LCC auf dem Mauskalb. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
Abbildung 2: Maus-Hindlimb-Immobilisierung, die Die Wadenmuskulatur atrophiert, induziert eine lokale Entzündungsreaktion.
(A) Querschnittsmikrografische Bilder von Anti-Laminin-2-Immunfluoreszenzfärbung von Gastrocnemius-Muskeln. Bilder mit hoher Vergrößerung (rechts) beziehen sich auf die Bereiche, die durch Rechtecke in Bildern mit niedriger Vergrößerung (links) angezeigt werden. Schuppenstäbe, 100 m . (B) Immobilisierung induzierte Muskelatrophie. CSA von gastrocnemius myofibers verringerte sich mit der Zeit der Immobilisierung des Hinterbleibs. Zur Quantifizierung von CSA wurden 100 Myofiber nach dem Zufallsprinzip ausgewählt. Die Daten werden als Mittel dargestellt: S.D. *, P < 0.05, einwegig ANOVA mit Post-hoc-Bonferroni-Test (n = 3 Mäuse pro Gruppe). (C und D) Mikrografische Bilder von Anti-MCP-1 (grün in C) und Anti-TNF-A (grün in D) und Anti-F4/80 (rot) Immunfärbung. Für die zusammengeführte Darstellung (grün und rot) werden Bilder mit niedriger und hoher Vergrößerung wie in (A) gelegt. Pfeile zeigen auf doppelte positive Zellen für F4/80 und MCP-1 (C) oder TNF-A (D) Scale-Bars, 100 m. (E-I) Quantifizierung von Anti-MCP-1, Anti-TNF-- und Anti-F4/80-Immunostainierung. Die Auswirkungen der Immobilisierung wurden unter Bezugnahme auf die Zeit der bilateralen Immobilisierung des Hinterbeiners analysiert. Die statistische Analyse wurde unter Bezugnahme auf die "Tag 0"-Proben (Gastrocnemius-Muskeln von Mäusen, die keiner Immobilisierung unterzogen wurden) durchgeführt. Die Daten werden als Mittel dargestellt: S.D. *, P < 0.05, einwegig ANOVA mit Post-hoc-Bonferroni-Test (n = 3 Mäuse pro Gruppe). Diese Zahl wurde mit der Berechtigung11geändert. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
Abbildung 3: Auswirkungen von LCC mit unterschiedlichen Größen auf Immobilisierung-induzierte Muskelatrophie und Entzündungsreaktion.
(A) Anwendung unterschiedlicher LCC-Größen durch Änderung des Gewichts der zylindrischen Einheit. Scale bar, 1 s. 36-g, 66-g und 200-g-Zylindereinheiten produzierten 45 mmHg, 50 mmHg bzw. 140 mmHg intramuskuläre Druckwellen. (B) Vergleich der Auswirkungen der LCC-Anwendung auf immobilisierte Hinterbeine mit 36-g-, 66-g- und 200-g-Zylindereinheiten. CSA von gastrocnemius myofibers (links) und F4/80-positive Zellen (rechts) von LCC-angewendetem Kalb wurden als relative Werte zu denen des Kontrollhinterglieds quantifiziert, das nicht LCC ausgesetzt war, in jeder Maus. Die Daten werden als Mittel dargestellt: S.D. *, P < 0.05, einwegig ANOVA mit Post-hoc-Bonferroni-Test (n = 4 Mäuse pro Gruppe). Diese Zahl wurde mit der Berechtigung11geändert. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
Abbildung 4: LCC dämt die Immobilisierung-induzierte Muskelatrophie und Entzündungsreaktion ab.
(A,B) Linderung der Immobilisierung-induzierten Muskelatrophie durch LCC-Anwendung. CSA von Gastrocnemius Myofibers (B) wurde wie in Abbildung 2Banalysiert. Die Daten werden als Mittel dargestellt: S.D. *, P < 0,05; **, P < 0,01, einwegiges ANOVA mit Post-hoc-Bonferroni-Test (n = 6 Mäuse pro Gruppe). (C) Die Abnahme der Kontraktkraft von Trizeps Surae Muskeln nach Immobilisierung und seine teilweise Wiederherstellung durch LCC. Die Daten werden als Mittel dargestellt: S.D. *, P < 0.05, gekoppelter Schüler-t-Test (n = 4 Mäuse zur Kontrolle, n = 5 Mäuse für Immobilisierungsgruppe). (D,E) Mikrografische Bilder von Anti-MCP-1 (grün in D), Anti-TNF--A (grün in E) und Anti-F4/80 (rot) Immunfluoreszenzfärbung von Gastrocnemius-Muskeln von mobilisierten (oben) und immobilisierten Hinterbleibsohne ohne (Mitte) und mit (unten) LCC-Anwendung werden als in Abbildung 2C,D. Skala n, 100 m. (F-H) Quantifizierung von Anti-MCP-1, Anti-TNF-- und Anti-F4/80-Immunostainierung. Wir verglichen Wadenmuskeln von immobilisierten Hinterbleibsen mit und ohne LCC-Anwendung. Die Daten werden als Mittel dargestellt: S.D. *, P < 0,05; **, P < 0,01, einwegiges ANOVA mit Post-hoc-Bonferroni-Test (n = 6 Mäuse pro Gruppe). Diese Zahl wurde mit der Berechtigung11geändert. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
Ergänzende Abbildung 1: Schematische Darstellung experimenteller Protokolle. Bitte klicken Sie hier, um die Figur herunterzuladen.
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Discussion
Wir haben eine Methode zur Anwendung eines massageähnlichen mechanischen Reizes beschrieben, die entzündungshemmende Wirkung hat. Unser System hat auch im Vergleich zu den zuvor gemeldeten Vorteilen folgende Vorteile. Erstens wurden in früheren Studien die angewandten mechanischen Kräfte2 nicht quantitativ definiert oder ihre Größen auf der Grundlage der Messung an der Körperoberfläche, aber nicht innerhalb der Gewebe10definiert. Im Gegensatz dazu haben wir den intramuskulären Druck mit einem Blutdrucktelemeter gemessen. Zweitens ermöglichte uns die einfache Struktur unseres Geräts (Abbildung 1B) das System mit hoher Konsistenz und Reproduzierbarkeit (Abbildung 3A) zu relativ niedrigen Kosten zu konstruieren. Drittens bezieht sich unsere Intervention (LCC) auf körperliche Aktivität (leichte Muskelkontraktion) in Bezug auf intramuskuläre Druckänderungen (50 mmHg15). Unser Ansatz wird eine wissenschaftliche Grundlage für eine massageähnliche Intervention als ein mögliches therapeutisches/präventives Verfahren bieten, das den Niedergang der körperlichen Inaktivität verringert16.
Der wichtigste Schritt in unserem Protokoll ist die Positionierung von Maushinterbleibs (Protokollschritt 3.3). Wir müssen LCC in Richtung senkrecht zu den Wadenmuskeln anwenden; Andernfalls werden Muskelgewebe teilweise zusammengedrückt und beschädigt, auch wenn die 66-g-Zylindereinheit verwendet wird.
Die Einschränkung der LCC-Methode beinhaltet die Anforderung der Anästhesie, die einige Auswirkungen auf den Muskelstoffwechsel haben kann. Außerdem können wir die Einflüsse einer winzigen Muskelkontraktion, die als Reflex auf scharfe Stöße während der LCC-Anwendung verursacht werden können, nicht vollständig ausschließen.
Abschließend haben wir gezeigt, dass interstitielle Flüssigkeitsbewegung die LCC-Effektevermittelt 11. Wir können den interstitiellen Fluss möglicherweise effizienter induzieren, indem wir den Modus der zyklischen Kompression modifizieren. Zum Beispiel kann die Kompression des sinusförmigen Modus besser sein als scharfe Striche, die in unserer aktuellen Studie verwendet werden.
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Disclosures
Die Autoren erklären, dass es keine konkurrierenden Interessen mit dem Manuskript verbunden sind.
Acknowledgments
Wir danken K. Nakanishi, K. Hamamoto, N. Kume und K. Tsurumi für ihre konsequente Unterstützung während des gesamten Projekts. Diese Arbeit wurde zum Teil vom Intramural Research Fund des japanischen Ministeriums für Gesundheit, Arbeit und Wohlfahrt unterstützt; Stipendien für wissenschaftliche Forschung der Japan Society for the Promotion of Science; MEXT-Unterstütztes Programm für die Strategic Research Foundation an Privatuniversitäten, 2015-2019 vom japanischen Ministerium für Bildung, Kultur, Sport, Wissenschaft und Technologie (S1511017).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Aluminum wire | DAISO JAPAN | B028 | An aluminum wire is used to avoid escaping restriction by the wire |
| Blood pressure telemeter | Millar | SPR-671 | A blood pressure telemeter is used to mesure intramuscular pressure. |
| DAPI | Thermo Fisher Scientific | D1306 | DAPI is a fluorescent probe which is commonly used to stain DNA for fluorescent microscopy. |
| Goat anti-rabbit Alexa Fluor 488 (Dilution ratio, 1:500) | Invitrogen | A11034 | Antibody for immunohistochemical staining. |
| Goat anti-rat Alexa Fluor 568 (Dilution ratio, 1:500)) | Invitrogen | A11077 | Antibody for immunohistochemical staining. |
| ImageJ | NIH | N/A | Analysis software for image |
| LabChart8 | ADInstrumens | Analysis software for acquiring biological signals. | |
| Prolong gold | Thermo Fisher Scientific | P36930 | Prolong gold is for mounting stained samples. |
| Protein Block Serum-Free | Dako | X090930-2 | For blocking non-specific background staining in immunohistochemical procedures. |
| Rat monoclonal anti-laminin-2 antibody (Dilution ratio, 1:1000) | Sigma Aldrich | L0663 | Antibody for immunohistochemical staining. |
| Rat monoclonal anti-F4/80 antibody (Dilution ratio, 1:500) | Abcam | ab6640 | Antibody for immunohistochemical staining. |
| Rabbit polyclonal anti-MCP-1 antibody (Dilution ratio, 1:1000) | Abcam | ab25124 | Antibody for immunohistochemical staining. |
| Rabbit polyclonal anti-TNF-α antibody (Dilution ratio, 1:1000) | Abcam | ab66579 | Antibody for immunohistochemical staining. |
| Surgical tape | 3M Japan | 1530EP-0 | Surgical tape is used to restrict joint movement. |
References
- Furlan, A. D., Imamura, M., Dryden, T., Irvin, E. Massage for low back pain: an updated systematic review within the framework of the Cochrane Back Review Group. Spine. 34 (16), 1669-1684 (2009).
- Robertson, A., Watt, J. M., Galloway, S. D. R. Effects of leg massage on recovery from high intensity cycling exercise. British Journal of Sports Medicine. 38 (2), 173-176 (2004).
- Waters-Banker, C., Butterfield, T. A., Dupont-Versteegden, E. E. Immunomodulatory effects of massage on nonperturbed skeletal muscle in rats. Journal of Applied Physiology. 116 (2), 164-175 (2014).
- Haas, C., et al. Massage timing affects postexercise muscle recovery and inflammation in a rabbit model. Medicine & Science in Sports & Exercise. 45 (6), 1105-1112 (2013).
- Crane, J. D., et al. Massage therapy attenuates inflammatory signaling after exercise-induced muscle damage. Science Translational Medicine. 4 (119), 119ra113 (2012).
- Bove, G. M., Harris, M. Y., Zhao, H., Barbe, M. F. Manual therapy as an effective treatment for fibrosis in a rat model of upper extremity overuse injury. Journal of the Neurological Sciences. 361, 168-180 (2016).
- Andrzejewski, W., et al. Increased skeletal muscle expression of VEGF induced by massage and exercise. Folia Histochemica et Cytobiologica. 53 (2), 145-151 (2015).
- Mantovani Junior, N., et al. Effects of massage as a recuperative technique on autonomic modulation of heart rate and cardiorespiratory parameters: a study protocol for a randomized clinical trial. Trials. 19 (1), 459 (2018).
- Zeng, H., Butterfield, S., Agarwal, F., Haq, T., Zhao, Y. An engineering approach for quantitative analysis of the lengthwise strokes in massage therapies. Journal of Medical Devices. 2 (4), (2008).
- Wang, Q., et al. A mechatronic system for quantitative application and assessment of massage-like actions in small animals. Annals of Biomedical Engineering. 42 (1), 36-49 (2014).
- Saitou, K., et al. Local cyclical compression modulates macrophage function in situ and alleviates immobilization-induced muscle atrophy. Clinical Science. 132 (19), 2147-2161 (2018).
- Onda, A., et al. A New mouse model of skeletal muscle atrophy using spiral wire immobilization. Muscle Nerve. 54 (4), 788-791 (2016).
- Luster, A. D.
- Reid, M. B., Li, Y. P. Tumor necrosis factor-α and muscle wasting: a cellular perspective. Respiratory Research. 2 (5), 269-272 (2001).
- Baumann, J. U., Sutherland, M. D., Hangg, A. Intramuscular pressure during walking: An experimental study using the wick catheter technique. Clinical Orthopaedics Related Research. 145, 292-299 (1979).
- Lee, I., et al. Effect of physical inactivity on major non-communicable diseases worldwide: an analysis of burden of disease and life expectancy. Lancet. 380, 219-229 (2012).
