Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
Click here for the English version

Neuroscience

Fare Beyin Dilimlerinde Uzun Menzilli Girdilerin Optogenetik Stimülasyonu için Vivo İntraserebral Stereotaksik Enjeksiyonlarda

doi: 10.3791/59534 Published: September 20, 2019

Summary

Bu protokol, ex vivo beyin dilimlerinde optogenetik stimülasyonlar kullanarak uzak beyin bölgelerinden gelen uzun menzilli girdilerin hücre tipi spesifik fonksiyonel bağlantısını belirlemek için bir dizi yöntemi açıklamaktadır.

Abstract

Hücre tipi spesifik sinaptik bağlantı bilgisi, beyin çapındaki nöronal devreleri anlamak için çok önemli bir ön koşuldur. Uzun menzilli bağlantıların fonksiyonel incelemesi, tanımlanan uzak girdilerin spesifik uyarılmasıyla birlikte tek nöronların hedefli kayıtlarını gerektirir. Bu genellikle geleneksel ve elektriksel stimülasyon teknikleri ile elde etmek zordur, yukarı beyin bölgelerinde yakınsama aksonhedef bölgede iç içe olabilir, çünkü. Işığa duyarlı iyon kanallarının virüs aracılı ekspresyonu için belirli bir beyin bölgesinin stereotaksik hedeflemesi, o bölgeden gelen aksonun ışıkla seçici olarak uyarılmasını sağlar. İntraserebral stereotaksik enjeksiyonlar beyin deki diğer subkortikal veya kortikal alanlara ek olarak, anterior talamik çekirdekleri gibi iyi delimited yapılarda kullanılabilir.

Burada açıklanan fare beyninde channelrhodopsin ifade viral vektörlerin hassas stereotaksik enjeksiyon için teknikler bir dizi, beyin dilimi hazırlanmasında akson terminalleri fotostimülasyon takip. Bu protokoller basit ve yaygın olarak uygulanabilir. Postsynaptically bağlı nöron dan tam hücre yama kıskaç kaydı ile birlikte, aksonların fotostimülasyon fonksiyonel sinaptik bağlantıların tespiti sağlar, farmakolojik karakterizasyon, ve güçlerinin değerlendirilmesi. Buna ek olarak, kaydedilen nöronun biyositin dolgu postinaptik nöronun post-hok morfolojik belirlenmesi için kullanılabilir.

Introduction

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Beyin bölgeleri arasındaki bağlantıyı tanımlamak nöral devreleri anlamak için gereklidir. Klasik anatomik izleme yöntemleri bölgelerarası bağlantının kurulmasına olanak sağlarken, lezyon çalışmaları bilgi akışının hiyerarşik organizasyonunu anlamaya yardımcı olur. Örneğin, uzamsal oryantasyon ve baş yön sinyali için beyin devreleri, talamustan presubiculuma kadar olan bilginin yön akışını içerir. Bu antero-dorsal talamik çekirdeklerin lezyon çalışmaları ile gösterilmiştir (ADN) downstream dorsal presubiculum baş yön sinyalini bozan, yanı sıra parahipokampal ızgara hücre sinyali1,2.

Beyin bölgeleri arasındaki fonksiyonel bağlantı hücresel ve hücre altı düzeyde kurmak daha zordur. Hipokampus, son derece organize anatomi dilim hazırlanmasında elektrik simülasyonu kullanarak yola özgü sinaptik bağlantıları araştırmak için izin verir. CA1'in stratum radyatumuna yerleştirilen stimülasyon elektrotları özellikle CA33'tenSchaffer teminat girdisini uyarmak için kullanılabilir. CA1'in stratum lacunosum molekülerine yerleştirilen uyarıcı elektrotlar, CA14,5'eperforant yol girişini aktive edecektir. Elektriksel stimülasyon akson terminallerinden nörotransmitter salınımı aktive; ancak, stimülasyon bölgesine yakın somata ile nöronlar aktive yanı sıra geçiş aksonları. Bu nedenle, neokortekste olduğu gibi, farklı orijin bölgelerinden liflerin hedef yapıda iç içe geçtiğinde, tanımlanmış beyin bölgelerinden gelen afferentlerin incelenmesinde sınırlı kullanım söz konusudur.

Nöronlar da ışık ile uyarılabilir. Optik yöntemler kafesli glutamat fotoaktivasyonu içerir, hangi bir kombine edilebilir- veya iki foton lazer tarama. Birden fazla yakın aralıklı siteler ardışık olarak uyarılabilir, doku hiçbir mekanik hasar ile6. Bu başarıyla sinaptik reseptörleri harita yanı sıra bireysel nöronlaretkinleştirmekiçin kullanılmıştır 7 . Glutamat uncaging yerel devre analizi için kullanılabilir iken, uzun menzilli girişlerin özel aktivasyonu için izin vermez.

Nöronal devrelerde uzun menzilli bağlantının araştırılması için tercih edilen bir yöntem virüs aracılı kanalrhodopsin ekspresyonu kullanımıdır. Burada açıklandığı gibi in vivo stereotaksik enjeksiyonlar kullanılarak, ışık kapılı iyon kanallarının ifadesi hedeflenebilir ve mekansal olarak istenilen beyin bölgesi ile sınırlı olabilir. Bu şekilde, kanaloidpsinler bir bölgeden hedefine uyarıcı veya inhibitör bağlantı haritalama için etkilidir. Transfected akson terminalleri bir beyin dilimi hazırlık ışık ile uyarılabilir, ve yama-kelepçe kayıtları bir okuma olarak beyindeki belirli devre bileşenlerinin işlevleri ve güçlü lerinin incelenmesine izin8. Optogenetik yaklaşım bir virüsün stereotaksik enjeksiyonu ile birlikte benzeri görülmemiş özgüllük ve genetik kontrol sunuyor9. Ayrıca ışık ile uyarıcı hem yüksek zamansal ve mekansal hassasiyet10,11sağlar.

Presubiculum hipokampus geçiş altı katmanlı kortikal yapı ve para-hipokampal oluşumu12,13. ADN11'den önemli sinaptik giriş alır, aynı zamanda diğer birçok kortikal ve subkortikal bölgeden14. Bu nedenle, bir presubiküler dilim içinde talamik aksonlar terminallerinin seçici stimülasyon elektriksel stimülasyon veya glutamat uncaging ile mümkün değildir. Bu protokolde açıklanan yöntem, ışık kapılı kanalları ifade eden viral vektörlerin hassas stereotaksik enjeksiyonları kullanılarak beyin bölgeleri (ADN ve presubiculum) arasındaki fonksiyonel bağlantıyı belirleme yöntemleridir. Ayrıca açıklanan kendi hedef bölgede nöronlar projektör aksonların terminalleri fotostimülasyon, beyin dilimi hazırlanmasında post-sinaptik nöronların tüm hücre yama-kelepçe kayıtları ile birleştiğinde.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Tüm prosedürler Avrupa Topluluğu Konseyi Direktifi (2010/63/EU) uyarınca gerçekleştirilmiştir ve Paris Descartes Üniversitesi etik komitesi tarafından onaylanmıştır. Deneyci, yerel yönetmeliklere uymak için prosedür için yetki almalıdır.

1. Deneyin planlanması

  1. Hedef alınacak beyin bölgesini tanımlayın. Bir fare beyin atlası15yardımıyla enjeksiyon alanının stereotaksik koordinatlarını belirleyin. Sağ antero-dorsal talamik çekirdek için (ADN), koordinatları şunlardır: -0.82 posterior, 0.75 lateral, -3.2 derinlik (mm) bregma göre. Koordinatların farklı yaş, cinsiyet veya zorlanmadaki hayvanlar için ayarlanması gerekebilir.
  2. Bir pilot deneyde epifloresan mikroskobu ile gözlemlenebilir bir floresan izleyici (150 ila 300 nL) enjekte ederek koordinatların kesinliğini doğrulayın ve belgelayın(Şekil 1A,B).
  3. Enjekte edilecek virüsün türünü tanımlayın. Virüsü üreticinin önerdiği şekilde -80 °C'de 6°L aliquots'ta saklayın. Belirli bir günde bir ila altı hayvan enjeksiyonu için, ameliyathaneye buz üzerine yerleştirilen 1 aliquot getirin. AAV kullanımı için biyogüvenlik düzenlemeleri ülkeye veya kuruma bağlı olabilir ve PSM 2 başlık kullanımı gerekebilir.
    NOT: Burada, Synapsin organizatörü AAV5 kontrolü altında yeşil floresan proteinerimiş hızlı bir channelrhodospin-2 varyantı olan Chronos'u ifade eden Bir AAV2/5 serotipi kullanıyoruz. Syn.Chronos-GFP.WPRE.bGH.

2. Stereotaksik cerrahi

  1. Kararlı bir standart laboratuvar tezgahüzerinde bir pompa tutucu ile donatılmış bir stereotaksik çerçeve yükleyin. Stereoskopu, hayvanın kafasının yerleştirileceği bölgeyi net bir şekilde görebilmek için ayarlayın. Aydınlatma için bir LED ışık kaynağı kullanın. Ameliyatın ilk adımları için gerekli olmayan pompa tutucuya erişmek için stereoskopu uzağa döndürün.
  2. Pompa tutucuya 33 G yontucu metal iğne ile donatılmış 10 μL Hamilton şırıngası takın. Fırlatma sistemini suyla test edin.
  3. Ketamin hidroklorür ve ksilazin karışımının intraperitoneal enjeksiyonu ile 4 ila 5 haftalık C57BL6 fare (sırasıyla 100 mg/kg ve 10 mg/kg) anestezi. 1 mL ketamin ve 0,5 mL xylazine karışımını 8,5 mL %0,9 NaCl olarak hazırlayın. Bu karışımda 10 mg/mL ketamin ve 1 mg/mL xylazine ile sonuçlanır. Bu karışımdan, hayvanın vücut ağırlığının gramı için intraperitoneally 10 μL enjekte edin. Anestezi süresi yaklaşık 1 saattir.
  4. Hayvanın ayak parmak çimdikiyle iyi anesthetize olduğunu doğrulayın. Sonra, nefes kolaylaştırmak için dil çekin. Kafatasının saçlarını tıraş edin.
  5. Lokal anestezi için başın derisinin altına 20 μL lidokain hidroklorür (4 mg/mL; 2 mg/kg) enjekte edin ve etkinin başlaması için 5 dakika bekleyin. Kuruluk nedeniyle göz hasarı önlemek için, topikal oftalmik merhem ile gözleri kaplayın.
  6. Kafatası ortaya çıkarmak için, küçük cerrahi makas ile kafa derisi düz bir kesim oluşturun. Bir stereotaksik çerçeve içinde hayvan yerleştirin, kemik üzerinde dinlenmek ve kafatası için iyi bir erişim oluşturmalıdır deri aşağı çekmek için gerçek kulak biraz rostral kulak çubukları ekleyerek. Yerine sıkın. Burun parçasını töben.
  7. Boy ayarlı bir destek kullanarak hayvanın vücudunu yatay olarak baş seviyesinde koruyun. Fizyolojik sıcaklıkta tutmak için farenin altına bir ısıtma yastığı yerleştirin.
  8. Kemikten yumuşak doku kaldırmak için bir pamuklu bez ile% 0.9 NaCl uygulayarak kafatası temizleyin. Ameliyatın geri kalanında stereoskopu kullan.
  9. Kafatasını, bregma-lambda ekseninin seviyesi, burun ve diş parçasının yukarı veya aşağı hareket ettirilmesi için ayarlayın. Bu bregma ve lamba yinelemeli önlemler gerektirir, her ikisi de burun seviyesinin ayarını takiben değişecek gibi.
  10. Kafatasındaki enjeksiyon yerini bulun. Enjeksiyon iğnesini enjeksiyon bölgesinin üstündeki posterior ve medial koordinatlara göre ayarlayın ve kafatasını tek kullanımlık bir iğneyle işaretleyin. Enjeksiyon iğnesini 4 cm yukarı doğru hareket ettirin.
  11. Maksimum hızın yarısında 1 mm çapında kraniyotomi gerçekleştirmek için matkapla 0,5 mm'lik bir çapak kullanın. Bir kağıt mendil ile nihai kanama swab.
  12. Hamilton şırıngasında bulunan suyu tamamen pompayla dışarı atarak depolamak için boşaltın. Sadece iğne hala suyla dolacak. İğne saf deiyonize su ile her kullanım arasında yıkanır. Sterilizasyon gerekli değildir.
  13. Bu gün için kullanılacak virüs aliquot atın. Viral çözeltinin artık dondurulmadığını ancak soğutulduğundan emin olun (buz üzerinde 0 °C'ye yakın). Sadece kısa bir süre küçük hacimler için bir mikropipet ile 700 nL elde etmek için buz kaldırın. 5 cm x 5 cm'lik parafin filminin üzerine damlayı yatırın. Kabarcıklar oluşturmaktan kaçının. Kalan viral çözeltiyi tekrar buza koy.
    NOT: Damla hacmi istenilen enjeksiyon hacminden daha büyük olmalıdır (enjekte edilen 200 nL için 700 nL). Bu, sıvının bir kısmının aktarım sırasında kaybolması durumunda bir güvenlik marjı sağlar ve devam etmeden önce küçük bir test çıkarma işlemini (adım 2.16) sağlar.
  14. Parafin filmini kraniyotominin üstüne yerleştirin. Antero-posterior ve lateral pozisyondeğiştirmeden viral çözelti damla iğne Dalma.
  15. Fırdamacın parafin filmine atıldığı yaklaşık 500 nL viral çözeltiile doldurmak için pompanın "geri çekme" işlevini kullanın.  Bunu görsel kontrol (stereoskop) altında yapın, damlanın kaybolmasını izleyin ve hava yıkmayın.
  16. Şırınganın doğru doldurulduğundan emin olun. Görsel kontrol altında 50 nL likit küçük bir damla çıkarmak test etmek için piston aşağı sürüş tarafından fırlatma sisteminin işleyişini doğrulayın. Damlayı sil.
  17. Stereotaksik aygıtın dorso-ventral eksenini kontrol eden kalayı saat yönünde çevirerek iğneyi beyne seçili derinliğe yerleştirin. "Çalıştır" düğmesine basın (hız 15 nL/dk hacim başına 150 nL enjekte). Küçük bir hacim (50-300 nL, kullanılan virüse bağlı olarak) yavaş yavaş otomatik bir pompa ile 10 dakika üzerinde atılır.
  18. Enjeksiyon alanından sızmamak için enjeksiyondan sonra 10 dakika bekleyin. Daha sonra, dorso-ventral ekseni saat yönünün tersine kontrol eden tonucu çevirerek 3-5 dk üzerinde yavaş yavaş iğne çıkarın.
  19. Stereotaksik çerçevenin dikey kısmını şırınga yla hayvandan uzaklaştırın. Tıkanmasını önlemek için iğneyi hemen temiz distile suda birkaç kez doldurarak yıkayın. Su dolu şırıngayı saklayın.
  20. Fareyi stereotaksik çerçeveden çıkarın. 4-0 poliamid dikiş filament ile cilt dikiş. 2-1-1 standart cerrahi düğümile bağlı üç veya dört stiches olun.
  21. Tamamen anestezi uyanır kadar ısıtılmış bir kafesiçinde fare yerleştirin ve yere yerleştirilen bir Petri kabında su ve ıslatılmış gıda sağlar. Isı kaynağı kafesin altındaysa, aşırı ısınmayı önlemek için bir spacer ızgarası kullanın.
    NOT: Lokal kılavuzlara göre ağrıyı önlemek için tek doz ketoprofen (2-5 mg/kg, deri altı) veya buprenorfin (0.05-0.1 mg/kg, subkutan olarak) uygulanabilir.
  22. Hayvan tamamen uyanık olduğunda, ev kafesine geri dönün ve özellikle enjeksiyonu takip eden gün, onun refahını izleyin. Ağrı belirtileri olup yok. Herhangi bir davranışsal değişiklik gözlenirse, hayvan vücut ağırlığını izlemek için tartılır.
  23. Kullanılan virüse bağlı olarak, tam ifade süresi değişebilir. Burada, AAV5 ifadesi için 3 hafta izin verir. Syn.Chronos-GFP.

3. Akut dilim kayıtları ve fiksasyon için çözümler

  1. 10x konsantre kesme çözeltisi (125 mM NaCl, 25 mM sakkaroz, 2,5 mM KCl, 25 mM NaHCO3,1,25 mM NaH2PO4 ve 2,5 mM D-glikoz) ve yapay cerebrospinalspinal sıvı (ACSF) çözeltisi (124 mM NaCl, 2.5 mM KCl, 26 mM Elektrofizyoloji deneyleri öncesinde saf deiyonize suda NaHCO3, 1 mM NaH2PO4 ve 11 mM D-glukoz) Bu çözeltileri CaCl2 ve MgCl2olmadan 1 L şişelerde 4 °C'de saklayın.
  2. Deney günü, kesme çözeltisi ve ACSF 10x'in stok çözümlerini her biri 0,5 L'lik son bir hacme seyreltin. Bir manyetik karıştırıcı ile çalkalama ve% 95/5% O2/ CO2ile köpürerek oksijen. Kesme çözeltisi için 0,1 mM CaCl2 ve 7 mM MgCl2, ACSF için 2 mM CaCl2 ve 2 mM MgCl2 son konsantrasyonları elde etmek için divalent iyonlar ekleyin.
  3. Potasyum-glukonat bazlı pipet çözeltisini içerecek şekilde hazırlayın: 135 mM K-glukonat, 1.2 mM KCl, 10 mM HEPES, 0.2 mM EGTA, 2 mM MgCl2, 4 mM MgATP, 0.4 mM Tris-GTP, 10 mM Na2-fosfokreatin ve 2.7-7.1 mM post-hoc hücre için biyositin morfoloji vahiy. Çözeltinin pH'ını 7.3'e, ozmolaritesini 290 mOsm'a ayarlayın. -20 °C'de 1 mL aliquots saklayın.
  4. BupH PBS kuru karışım toz poşetleri 500 mL distile suda seyrelterek 0,1 M PBS hazırlayın ve 0,1 M sodyum fosfat, 0,15 M NaCl, pH 7,2 elde edin.
  5. 1 L %4 PFA çözeltisi hazırlamak için, 111 mL%36 sıvı PFA ve 90 mL 10x PBS çözeltisini damıtılmış suda seyreltin.
  6. 0,1 M PBS'lik 500 mL'de 150 g sakaroz içeren %30 sakaroz çözeltisi hazırlayın.

4. Beyin dilimlerinin hazırlanması

  1. Perfüzyon dan önce emici tezgah kağıdı ile tezgah alanı hazırlayın.
  2. Yerçekimi ile beslenen perfüzyon için tezgah yaklaşık 1 m yukarıda bir damla yükleyin. 24 G kelebek iğnesi takın.
  3. Vibratomun kesme odasını buzla çevreleyin ve dondurucuda saklayın.
  4. Ameliyat için kullanılan aynı ketamin-ksilazin karışımı intraperitoneal enjeksiyon ile fare anestezi. Anestezinin evresini, parmak parmaklarını forceps ile sıkıştırarak değerlendirin. Tam uykudayken, intraperitoneal olarak 100 μL heparin (5000 U.I./mL) enjekte edin.
  5. Hayvanı emici kağıda yapışkan bantla düzeltin. Göğüs kafesini, sol ve sağ taraftaki kaburgaları diyaframdan yukarı doğru küçük makaslarla keserek açın. Yapışkan bant yardımıyla göğüs kafesini açık tut.
  6. İnen aortu hemostat la kenetleyin ve kalbin sol ventrikülünden 4 °C soğutulmuş ve oksijenli (%95/5 O2/CO2)ile perfüzyon ile 24 G kelebek iğnesi ile çözeltiyi keserek sıkıştırın. 5 s sonra, küçük makas ile sağ atriyum açın.
  7. Perfüzyon 5 dakika sonra, organlar kansız olduğunda, perfüzyon durdurun. Hayvanın kafasını büyük makasla ayırın ve kafanızı Petri kabında 4 °C'lik soğutulmuş ve oksijenli kesme çözeltisine batırın.
  8. Beyni çıkarmak için, deriyi boyundan buruna kesmek, sonra da son omurları kafatasından makasla kes. El ile deri geri ve kafatası açmak için küçük makas kullanın, orta hat boyunca kesme, kaudal rostral için, yukarı göz arasında.
  9. Dikkatle kavisli veya kemik forceps ile frontal kemik parietal kemik ve kaudal kısmını çıkarın. Beyin ve kranial zemin arasında alet ekleyerek küçük bir yuvarlak spatula ile beyin ayıklayın, koku ampul kesit, optik sinir ve diğer kranial sinirler, ve beyincik.
  10. Beyni buz gibi kesme çözeltisine (4 °C) yavaşça bir kabın batırın. Kortikal yüzeyi nazikçe kurutmak için beyni filtre kağıdına yerleştirin. Yatay beyin dilimlerini kesmek için beyin korteksini bir vibratomun örnek tutucusuna yapıştırın, kaudal tarafı bıçakla bakacak şekilde.
  11. Kesme odasını buz gibi oksijenli kesme çözeltisi ile doldurun, böylece beyin tamamen gömülmüş olur. Dilimler üzerinde potansiyel sol-sağ belirsizliği önlemek için sol yarımkürede (enjekte edilen tarafa kontralateral) bir kesim yapın.
    DİkKAT: Çözeltiyi her zaman oksijene maruz edin ve dilimleri ışığa maruz kalmaktan koruyun.
  12. 1 mm genlikte 0,07 mm/s hızla 300 μm kalınlığında dilimler vibratom ile kesin. Bu aşamada, floresan el feneri (440-460 nm) ve ilgili filtre gözlükleri (500 nm uzun geçiş) kullanarak talamusta chronos-GFP ifadesini kısaca kontrol etmek önerilir.
  13. Hipokampal bölgeyi neşterle izole edin ve banyo ile dolu bir kabın içinde yer alan bir odaya aktarın (34 °C), oksijenli (%95/5 O2/CO2) ACSF.
  14. 15 dk sonra, ısıtılan su banyosu ndan odayı alın ve dilimlerin oda sıcaklığında dinlenmesine izin verin, kullanıma kadar en az 45 dakika oksijenli olun.

5. Tüm hücreli yama-kelepçe kaydı

  1. Hipokampal kompleksi içeren bir beyin dilimini, özel yapım cam transfer pipetiyle dik bir mikroskoba monte edilmiş kayıt odasına nazikçe aktarın. Transfer pipeti, kauçuk pipet ampule bağlı kısaltılmış pasteur pipetten (iç çap 6,5 mm) yapılır. Kayıt odasını (3 mL) 34 °C (ısıtılmış) ACSF ile %95/5 O2/CO2ile sürekli olarak perfüzyon. Peristaltik pompanın hızını 2-3 mL/dk'ya ayarlayın.
  2. Mavi LED aydınlatma (470 nm) ile ilgi bölgesindeki akson terminallerinde Chronos-GFP ifadesini kısaca inceleyin ve 4x objektif olarak gözlemleyin. GFP floresansı, bilgisayar ekranında görüntülenen bir CCD kamera görüntüsüyle uygun bir emisyon filtresi aracılığıyla görselleştirilir.
  3. Onu korumak için dilimin üzerine, sıkıca aralıklı naylon dizeleri ("arp") ile U şeklinde platin telden yapılmış bir dilim çapa yerleştirin.
  4. 63x daldırma hedefine değiştirin ve odağı ayarlayın. Chronos-GFP ifade aksonları kontrol edin ve yama kaydı için bir piramidal nöron seçin.
  5. Hedefi yukarı doğru hareket ettirin.
  6. Pipetleri borosilikat camdan Kahverengi-Yanan elektrot çekmecesi kullanarak çekin. Çekmece, yaklaşık 1 μm uç çapına sahip pipetler üretecek şekilde ayarlanmıştır. Pipetleri K-glukonat bazlı iç solüsyonla doldurun.
  7. Pipeti pipet tutucuya baş sahnede monte edin. Hazneyi odadaki pipeti indirin ve ucu hedefin altında bulun. Pipet direnci 3-8 MΩ arasında olmalıdır. Pipetten çıkan bir çözelti konisi görmek ve pipeti ve hedefi dilimin yüzeyine kademeli olarak düşürmek için şırınga ile hafif pozitif basınç uygulayın.
  8. Hücreyi voltaj-kıskaç yapılandırmasında yama: tanımlanan nörona yaklaşın ve pipet ucunu soma üzerine hassas bir şekilde bastırın. Pozitif basınç membran yüzeyinde bir gamze üretmelidir. Giga-ohm mührünü (>1 GΩ direnci) oluşturmak için basıncı bırakın. Mühürlendikten sonra tutma gerilimini -65 mV'ye ayarlayın. Negatif basınç keskin bir darbe ile membran break: Bu pipet tutucubağlı bir tüp güçlü emme uygulanarak elde edilir.
  9. Tam hücre akım kelepçe modunda kayıt nöron yanıtları hiperpolarize ve depolarize akım adımları(Şekil 2A).
    NOT: Bu protokol hücrenin aktif ve pasif içsel özelliklerini belirlemek için kullanılacaktır. Özel yazılmış MATLAB yordamları off-line analiz10,16için kullanılır.
  10. Chronos ifade afferent liflerin tüm alan 475 nm LED stimülasyonu için akım veya voltaj-kıskaç postsinaptik tepkiler kayıt. 20 Hz 'de 2 ms süreleri 10 stimülasyon trenler ile uyarın (Şekil 2B,C). Işık yoğunluğu 0.1-2 mW arasında değişebilir.
    NOT: Işık yoğunluğu, hedefe göre konumlandırılmış fotodiyat sensörü ile donatılmış dijital el optik güç konsolu ile ölçüldü. 2-4 ms'lik yanıt gecikmeleri monosinaptik bağlantı için karakteristiktir.
  11. Uzun menzilli afferents ve kayıtlı nöron arasındaki sinaptik iletimin doğasını araştırmak için farklı farmakolojik ajanlar kullanılabilir. Farmakolojik olarak ağ aktivasyonu yoluyla dolaylı yanıtlardan doğrudan, monosinaptik yanıtları ayırt etmek için ACSF'ye 1 μM TTX ve 100 μM 4-AP ekleyin.
    NOT: Glutamat reseptör blokerlerinin banyo uygulaması serbest bırakılan nörotransmitterin doğasını ve postsinaptik reseptörlerin kimliğini belirlemeye olanak sağlar. Örneğin, AMPA tipi glutamat reseptörleri NBQX (10 μM) ve NMDA reseptörleri tarafından APV (100 μM) tarafından bloke edilecektir. Çalışmanın amacına bağlı olarak, sinaptik yanıtların veya yanıt dinamiğinin zaman adedine olan gerilim bağımlılığını araştırmak için protokoller tasarlanabilir.
  12. Başka bir hücreyi yamalamak için orijinal ACSF solüsyonuyla yıkayın veya biyositin dolu bir nöron içeren dilimi %4 PFA ile dolu küçük bir şişeye aktarın.
  13. %4 PFA'da gece fiksasyonundan sonra, dilimi 0,1 M PBS (5 dk için 2 x, 20 dk için 1x) yıkayın.
  14. 4 °C'de %30 sakarozda saklayabilirsiniz.

6. Biocytin vahiy

  1. Biyositin dolu nöronların bulunduğu sabit dilimleri %30 sakaroz damlasında cam bir bıçak üzerine aktarın ve üç kez donma-erime gerçekleştirin: bıçağı sakaroz damlaları tamamen dondurulana kadar 1 dakika boyunca strafor kutusuna atfedilen kuru buzüzerine yerleştirin, sonra erimesi için bıçağı avuç içine bastırın.
  2. 0,1 M PBS (5 dk için 2x, 1 saat ve 50 dakika için 1x), hafifçe ajite dilim 3x yıkayın. Son yıkama için 2 saati geçmeyin.
  3. Membranları 0,1 M PBS'de permeabilize etmek için %2 süt tozu (20 mL'de 0,4 g) ve %0,5 Triton X100 (20 mL'de 0,1 mL) içeren ajite tampon çözeltisi içinde 2 saat boyunca RT'deki dilimi önceden inkübedin.
  4. %2 süt tozu, %1 Triton X100, streptavidin-Cy5 konjuge (1/500) ve DAPI (1/1000) içeren bir çözeltide gece boyunca 0,1 M PBS'de hafifçe ajite edin.
  5. Dilimi 0,1 M PBS 'de üç kez yıkayın (5 dk için 2 kat, 2 saat için 1x). Son yıkama arka plan boyama azaltmak için, 4 saate kadar, daha uzun sürebilir.
  6. Dilimi takmadan önce, PBS ile dolu bir bölmede işaretli hücreyi içeren dilimin yan tarafını belirlemek için Cy5 floresan işaretleyicilerini gözlemlemek üzere yapılandırılmış 10x büyütmede epifloresan mikroskobu kullanın.
  7. Bir bıçak üzerine dilim aktarın, hücre tarafı kadar, bir kağıt mendil ile kuru, ve yüksek dirençli montaj ortamı kullanarak monte.
  8. Hücre gövdesinin konumunu incelemek için Cy5 ve DAPI yapılandırmasında 10x büyütmede epifloresan mikroskobu kullanın ve GFP yapılandırmasında işaretli afferentleri veya ayrıntılı somatik, aksonal ve dendritik morfoloji (Şekil 2D,E). Filtre ayarları Malzemeler Tablosu'ndaayrıntılı olarak açıklanmıştır.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Burada sunulan prosedür, anterograd adeno ilişkili virüsün stereotaksik enjeksiyonu ile talamus (ADN) antero-dorsal çekirdeğinde GFP'ye kaynaşmış mavi ışığa duyarlı channelrhopsin (Chronos) ifade etmek için kullanılmıştır. Stereotaksik koordinatlar fare beyin atlasına göre belirlendi ve 200 nL floresan izleyici floro-yakut enjekte edilerek test edildi. Hayvan enjeksiyondan 10 dakika sonra kurban edildi ve beyin bir gecede çıkarıldı ve sabitlendi. Koronal beyin bölümleri doğru yerleştirilmiş ve ADN ile sınırlı enjeksiyon bölgesini incelemek için hazırlanmıştır(Şekil 1A,B).

KRONOKRON-GFP'yi ADN nöronlarında ifade etmek için 300 nL AAV5 enjekte ettik. Syn.Chronos-GFP.WPRE.bGH. Enjeksiyondan üç hafta sonra akut yatay beyin dilimleri hazırlandı. Şekil 1 C sağ yarımkürede talamik enjeksiyon sitesi içeren bir beyin dilimi gösterir, yeşil GFP ifadesi ile. 4x objektifli bir epi-floresan mikroskobu ile yapılan incelemede presubikülumda GFP etiketli talamik aksonlar gözlenmiştir (Şekil 1C,D). Talamik aksonların presubikülün yüzeysel tabakaları I ve III'ü yoğun olarak innerve ettiği belirtilmiştir (Şekil 1D).

Iii. tabakadaki presubiküler nöronların aktivitesi tüm hücre yama-kıskaç konfigürasyonunda kaydedildi. Membran potansiyel değişimleri kaydedilirken hiperpolarize ve depolarize akım basamakları uygulanmıştır(Şekil 2A). Veriler, aktif ve pasif membran özelliklerinin daha sonra çevrimdışı analizi için bir bilgisayarda depolandı. Presubiküler tabaka III ana hücreleri genellikle -63 mV'ye yakın negatif bir dinlenme potansiyeline sahip ve membran ın ateşleme eşiğine kadar potansiyelini artırmak için depolarize akım enjeksiyonları gerekti. Onların içsel özellikleri tam bir açıklama11yayınlanmıştır .

Chronos-GFP'yi ifade eden ADN akson terminallerinin uyarılması, mevcut klemp modunda presubiküler tabaka III ana hücrelerde uyarıcı post-sinaptik potansiyeller (EPS) ortaya çıkar (Şekil 2B). Işık yoğunluğuna bağlı olarak, EPS eylem potansiyel eşiğine ulaşabilir. Gerilim-klemp modunda da postsinaptik yanıtlar gözlendi, uyarıcı post-sinaptik akımlar (EPSCs) ortaya çıkarıldı(Şekil 2C). Işık uyarımları ile uyarılmayan EPSC'lerin başlangıçlı gecikmeleri kısaydı (ortanca, 1.4 ms10),talamik aksonlar ile tabaka III presubiküler nöronlar arasında doğrudan sinaptik bir temas gösteriyordu. TTX-4AP durumunda kalıcı EPSCs bu monosinaptik aktivasyonu doğruladı. Bu hücrelerin düzenli bir ateşleme deseni ile afferent akson ışık uyarımları güvenilir yanıt dikkat çekicidir.

Figure 1
Şekil 1 : Anterodorsal talamik çekirdekte stereotaksik enjeksiyon (ADN). (A) Enjeksiyonşematik gösterimi. (B) Koronal kesitte floro-yakut enjeksiyon yeri onayı. Inset antero-dorsal seviyesini ve bregma uzaklığı gösterir. (C) Talamusta AAV-Chronos-GFP enjeksiyonundan sonra yatay dilim. Ipsilateral presubiculum aksonal projeksiyonlar unutulmamalıdır. Dilimin sol tarafındaki bir kesi (siyah üçgenle gösterilir) kontralateral yarımküreyi işaretler. (B, C) Ölçek çubuğu 1 mm.(D) (C) inset'in büyütülmüş görünümü, adn projeksiyonları ile presubiküler yüzeysel tabakalara. Ölçek çubuğu = 100 μm. Bu rakamın daha büyük bir sürümünü görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.

Figure 2
Şekil 2 : Presubiküler tabaka III nöron: içsel özellikleri, talamik afferentlerin ışık stimülasyonuna yanıt, ve hücre morfolojisi post-hoc vahiy. (A) Hiperpolarizasyon ve depolarize akım adımları için tabaka III nöron ateşleme deseni ve membran potansiyel varyasyonları. (B, C) Tabaka III nöronun 2 ms ışık stimülasyonuna (mavi çubuklar) talamik aksonların(B)akım-kelepçe ve (C) voltaj-kelepçe modlarında kaydedilen tepkileri. (D, E) Tabaka III piramidal nöron (beyaz, dolgu sarı üçgen ile gösterilir) kronometre-GFP ifade talamik aksonlarla çevrili (yeşil) DAPI boyama ile subiküler yüzeysel tabakalarda (mavi) yatay dilim bir epifloresan mikroskop ile görüntülenmiş ( D, ölçek çubuğu = 100 μm) ve konfokal mikroskop yüksek büyütme(E, ölçek çubuğu = 50 μm). (A) hücre dolu sarı üçgenler ile gösterilir. Boş sarı üçgenlerle gösterilen bu dilimde ikinci, kısmen doldurulmuş bir nöron bulunur. Bu rakamın daha büyük bir sürümünü görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Tanımlanmış bir beyin bölgesinde ışığa duyarlı opsinler ifade etmek için in vivo viral enjeksiyon uzun menzilli fonksiyonel bağlantı10optogenetik analizi için bir seçim yöntemidir,11,17,18. Stereotaksik enjeksiyonlar tam olarak beynin belirli bir alanı hedef imkanı sunuyoruz. Floresan bir muhabir ile bir opsin coexpression uygun başarılı ifade ve kesin enjeksiyon sitenin onayı değerlendirilmesi sağlar. AAV serotip 2/5 kullanımı genellikle hedeflenen beyin bölgesine ifade kısıtlar. Bu şekilde, nöronların sınırlı bir popülasyon transfected, kendi hücre organları ve akson terminalleri ışığa duyarlı iyon kanalları ifade. Sonraki ex vivo dilim deneylerinde, bu akson terminallerini doğrudan hedef alanlarında ışık darbeleri ile uyarmak mümkündür, post-synaptically bağlı nöronun yama-kelepçe kaydı ile başarılı sinaptik iletim okurken. Yukarıdaki protokol sağlam ve kullanışlıdır ve bazı ek notlar başarılı denemelerin performansına yardımcı olabilir.

Farklı anestezi türleri kullanılabilir. Burada açıklanan bir ketamin-ksilazin kombinasyonu intraperitoneal enjeksiyon kolay kullanımlı olarak, uygun analjezi ile kısa süreli anestezi19. Anestezinin derinliği ve süresi bir dereceye kadar değişebilir. Bazı durumlarda, protokol sırasında ketamin-xylazine başka bir yarım doz enjekte etmek gerekebilir. Isoflurananestezi daha hızlı ve daha iyi anestezi derinliğini kontrol etmek için iyi bir alternatif olabilir. Enjeksiyon bölgelerinin koordinatları fare beyin atlası yardımıyla belirlenebilir. Uygulamada, koordinatların test edilmesi ve gerekirse ayarlanması gerekir.

Temiz çalışma koşulları da önemlidir. Eldivenler, bir mafya şapkası ve laboratuvar önlüğü de dahil olmak üzere tek kullanımlık koruyucu giysilerkullanılması tavsiye edilir. Hayvanı stereotaksik çerçeveye yerleştirirken, anestezinin verimliliğini büyük ölçüde artıracak olan hayvanın konforuna özel dikkat edilmelidir. Hayvanın vücudu baş ve boyun ile hizalanmış olmalıdır. HayvanKonumlandırmada ve kraniyotomiden önce en kritik adım bregma-lambda ekseninin ayarlanmasıdır. Özellikle derin beyin yapılarını hedef alırken, küçük bir sapma bile beyne enjeksiyon iğnesi düşürürken hatalara neden olacaktır. Bazı durumlarda, bir kasten seçebilir ve eğik bir iğne yörüngesi hesaplamak.

Enjeksiyon hacmi tam lokalize opsin ekspresyonu elde etmek için belirleyici bir faktördür. Küçük bir hacim, sıkı bir şekilde kısıtlanmış bir transfeksiyon bölgesini ayrıcalıklı kılmıştır. Daha yüksek hacimler, büyük bir hedef alanın tamamını kapsayacak şekilde yararlı olabilir. Septum18gibi geniş bir alanın kapsanması gerekiyorsa, komşu koordinatları bir dizi ile birkaç küçük enjeksiyonlar yerleştirmek yararlı olabilir. Ex vivo elektrofizyolojik kayıt kadar aralık da önemlidir. Tam ifade için en az bir süre gereklidir. 3 hafta bu deneyler için en uygun gecikme gibi görünse de11, gerekli gecikme virüs bağlı olarak değişebilir, onun serotipi, ve postsinaptik beyin bölgesine mesafe.

Burada açıklanan yaklaşım transgenik hayvanlarda enjeksiyonlar ile kombine edildiğinde daha da güçlüdür. Önceki çalışma gabaerjik nöronların alt tipleri için farklı fare hatları istismar etti, özellikle ya PV hedef için- veya Yama-kelepçe kayıtları için SST ifade eden interneurons20. Komşu PV ve piramidal nöronlar veya SST ve piramidal nöronların eşzamanlı çift kayıt sonra iki nöron türleri arasında uzun menzilli girdilerin güçlü karşılaştırma sağlar11. Bu bir nöron türüne göre standart sonuçlar verir. Bu standardizasyon, özellikle opsinlerin ifade düzeylerinin farklı hayvanlar veya farklı dilimler arasında değiştiği durumlarda önemlidir.

Dilim sağlık yüksek kaliteli yama-kelepçe kayıtları için gereklidir. Dilimlerin sürekli oksijenasyonu çok önemlidir ve yavaş kesme hızı dilim yüzey kalitesini önemli ölçüde artırır. 300 μm'lik bir dilim kalınlığı, hücre gövdeleri ile piramidal nöronlar, dendritik ve lokal aksonal ramifications ve lokal sinaptik bağlantılar da dahil olmak üzere yatay presubiküler kesitlerde mikrodevre bütünlüğünü bir dereceye kadar korur. Afferent liflerin aktivasyonunu sağlamak için seçilen ışık kapılı kanalların türü stimülasyon parametrelerini (süre, ışık yoğunluğu) büyük ölçüde etkileyecektir. Chronos mavi ışığa duyarlı bir channelrhodopsin' dir ve aktivasyon için geniş bir aydınlatma dalga boyları kullanılabilir (maksimum hassasiyet 500 nm civarında, minimum ışık yoğunluğu 0,05 mW/mm2olsa bile, ayrıca 405 nm'de aktif tir ve 530 nm21'e kadar ). Ayrıca, Chronos klasik ChR2 ile karşılaştırıldığında hızlı kinetik özelliklere sahiptir, hangi yüksek frekanslı uyarılar ve uzun menzilli projeksiyonlar güvenilir aktivasyon sağlar22. Kırmızı-shifted opsin varyantı Chrimson ifadesi ile birlikte, farklı nöral popülasyonların bağımsız optik uyarma mümkün hale gelir.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Yazarlar hiçbir rakip mali çıkarları beyan.

Acknowledgments

Bertrand Mathon, Mérie Nassar, Li-Wen Huang ve Jean Simonnet'e stereotaksik enjeksiyon protokolünün önceki sürümlerinin geliştirilmesinde yardımcı olmaları için teşekkür ederiz ve Marin Manuel ve Patrice Jegouzo teknik yardım için. Bu çalışma Fransa Eğitim ve Araştırma Bakanlığı (L. R., L. S.), Centre National des Etudes Spatiales (M. B.) ve Agence Nationale de la Recherche Grant ANR-18-CE92-0051-01 (D. F.) tarafından desteklendi.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
0.5 mm bur  Harvard Apparatus 724962
10 µL Hamilton syringe Hamilton 1701 RN - 7653-01
10X PBS solution Thermofisher Scientific AM9624  text
36% PFA Sigma-Aldrich F8775
470 nm LED  Cairn Research P1105/470/LED  DC/59022m use with matched excitation filter 470/40x  and emission filter for GFP 
AAV5.Syn.Chronos-GFP.WPRE.bGH Penn Vector Core AV-5-PV3446 lot V6026R, qTiter GC/ml 4.912e12, ddTiter GC/ml 2.456e13 
All chemicals Sigma
Bath temperature controler Luigs & Neumann SM7 Set at 34°C 
beveled metal needle Hamilton 7803-05 33 gauge, 13mm, point style 4-20°
Big scissors Dahle Allround 50038
Biocytin Sigma B4261 final 1-3 mg/ml
Borosilicate Capillaries Havard Apparatus GC150-10 1.5 mm outer, 0.86 inner diameter
Brown Flaming electrode puller Sutter Instruments P-87
BupH Phosphate Buffered Saline pack Thermofisher Scientific 28372
butterfly needle for perfusion Braun  Venofix A 24G
CCD Camera Andor  DL-604M
Confocal Microscope Zeiss LSM710 20X
curved forceps FST  11011-17
CY5 configuration (confocal) Helium-Neon 633nm (5,0 mW) laser; Mirror: MBS 488/561/633 
CY5 configuration (epifluo) Nikon/Chroma Fluorescent light (Intensilight); Excitation filter: BP645/30; Dichroic mirror: 89100 BS ; Emission filter: BP705/72
DAPI Sigma D9542
DAPI configuration (epifluo) Nikon/Chroma Fluorescent light (Intensilight); Cube: Semrock Set DAPI-5060C-000-ZERO (Excitation: BP 377/50; Mirror: BS 409; Emission: BP 447/60)
Digidata 1440A Axon Instruments
Digital handheld optical meter ThorLabs PM100D Parametered on 475 nm
Double egde stainless steel razor blades Electron Microscopy Sciences 72000 Use half of the blade in the slicer
Dual Fluorescent Protein Flashlight Nightsea DFP-1 excitation, 440-460 nm; emission filter on glasses, 500 nm longpass.
EGTA Sigma E4368 final 0,2 mM
Epifluorescence Microscope Nikon Eclipse TE-2000E 10 or 20X
Filter paper Whatman
Fluoro-Ruby 10% Millipore AG335 disolve 10 mg in 100 µl of distilled water ; inject 150 to 300 nl
GFP configuration (epifluo) Nikon/Chroma Fluorescent light (Intensilight); Cube: Filter Set Nikon B-2E/C FITC (Excitation: BP 465-495; Mirror: BS 505; Emission: BP 515-555)
Heatingplate Physitemp HP4M
Heparin choay 5000 U.I./ml Sanofi 5 ml vial
HEPES Sigma H3375 final 10 mM
High speed rotary micromotor kit Foredom K.1070 maximum drill speed 38,000 rpm
Internal solution compounds :
Isolated Pulse Stimulator A-M Systems 2100
KCl Sigma P4504 final 1,2 mM
Ketamine 1000 Virbac
Ketofen 10% Merial 100 mg/ml : dilute 1 µl in 1ml total (0,1%)
Laocaine (lidocaine) MSD 16,22 mg/ml : dilute 1 ml in 4 ml total (around 4%)
LED hi power spot for surgery Photonic (via Phymep) 10044
LED Power Supply Cairn Research OptoLED Light Source
Manipulators Luigs & Neumann SM-7
Mg-ATP 2H20 Sigma A9187 final 4 mM
MgCl2 Sigma 63069 final 2 mM
Micro temperature controler Physitemp MTC-1
Milk powder Carnation
MultiClamp 700B Axon Instruments
Na Phosphocreatine Sigma P7936 final 10 mM
Na3-GTP 2H20 Sigma G9002 final 0.4 mM
needle holder/hemostat FST 13005-14
pClamp acquisition software Axon Instruments
Peristaltic pump Gilson Minipuls 3 14-16 on the display for 2-3 ml/min 
Potassium gluconate (K-gluconate) Sigma G4500 Final 135 mM
ProLong Gold antifade mounting medium Thermofisher Scientific P36390
Rompun 2% (xylazine) Bayer
small scissors FST 14060-09
Sodium chloride 0.9%  Virbac dilute 8.5 mL in 10 ml total
Stereomicroscope VISISCOPE SZT VWR 630-1584
Stereotaxic frame with digital display Kopf Model 940 Small animal stereotaxic instrument
Streptavidin-Cy3 conjugate Life technologies  434315
Streptavidin-Cy5 conjugate Thermofisher Scientific S32357
Superglue3 Loctite Dutscher 999227 1g tube
Suture filament Ethilon II 4-0 polyamid Ethicon F3210
Syringe pump kdScientific Legato 130 - 788130 Use Infuse and Withdraw modes
Tissue slicer Leica VT1200S speed 0.07, amplitude 1.
tubing Gilson F117942, F117946 Yellow/Black, Purple/Black
upright microscope Olympus BX51W1
Versi-dry bench absorbant paper Nalgene

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Goodridge, J. P., Taube, J. S. Interaction between the postsubiculum and anterior thalamus in the generation of head direction cell activity. The Journal of Neuroscience: The Official Journal of the Society for Neuroscience. 17, (23), 9315-9330 (1997).
  2. Winter, S. S., Clark, B. J., Taube, J. S. Spatial navigation. Disruption of the head direction cell network impairs the parahippocampal grid cell signal. Science. 347, (6224), New York, N.Y. 870-874 (2015).
  3. Fan, Y., et al. Activity-dependent decrease of excitability in rat hippocampal neurons through increases in I(h). Nature Neuroscience. 8, (11), 1542-1551 (2005).
  4. Takahashi, H., Magee, J. C. Pathway Interactions and Synaptic Plasticity in the Dendritic Tuft Regions of CA1 Pyramidal Neurons. Neuron. 62, (1), 102-111 (2009).
  5. Dolleman-van der Weel, M. J., Lopes da Silva, F. H., Witter, M. P. Interaction of nucleus reuniens and entorhinal cortex projections in hippocampal field CA1 of the rat. Brain Structure & Function. 222, (5), 2421-2438 (2017).
  6. Callaway, E. M., Yuste, R. Stimulating neurons with light. Current Opinion in Neurobiology. 12, (5), 587-592 (2002).
  7. Fino, E., et al. RuBi-Glutamate: Two-Photon and Visible-Light Photoactivation of Neurons and Dendritic spines. Frontiers in Neural Circuits. 3, 2 (2009).
  8. Mao, T., et al. Long-range neuronal circuits underlying the interaction between sensory and motor cortex. Neuron. 72, (1), 111-123 (2011).
  9. Zhang, F., et al. Optogenetic interrogation of neural circuits: technology for probing mammalian brain structures. Nature Protocols. 5, (3), 439-456 (2010).
  10. Simonnet, J., et al. Activity dependent feedback inhibition may maintain head direction signals in mouse presubiculum. Nature Communications. 8, 16032 (2017).
  11. Nassar, M., et al. Anterior Thalamic Excitation and Feedforward Inhibition of Presubicular Neurons Projecting to Medial Entorhinal Cortex. Journal of Neuroscience. 38, (28), 6411-6425 (2018).
  12. Fricker, D., et al. Pyramidal cells of rodent presubiculum express a tetrodotoxin-insensitive Na+ current. The Journal of Physiology. 587, Pt 17 4249-4264 (2009).
  13. Simonnet, J., Eugène, E., Cohen, I., Miles, R., Fricker, D. Cellular neuroanatomy of rat presubiculum. The European Journal of Neuroscience. 37, (4), 583-597 (2013).
  14. Simonnet, J., Fricker, D. Cellular components and circuitry of the presubiculum and its functional role in the head direction system. Cell and Tissue Research. 373, (3), 541-556 (2018).
  15. Paxinos, G., Franklin, K. B. J. The Mouse Brain in Stereotaxic Coordinates. Academic. New York. (2013).
  16. Huang, L. -W., et al. Laminar Localization and Projection-Specific Properties of Presubicular Neurons Targeting the Lateral Mammillary Nucleus, Thalamus, or Medial Entorhinal Cortex. eNeuro. 4, (2), (2017).
  17. Cruikshank, S. J., Urabe, H., Nurmikko, A. V., Connors, B. W. Pathway-specific feedforward circuits between thalamus and neocortex revealed by selective optical stimulation of axons. Neuron. 65, (2), 230-245 (2010).
  18. Gonzalez-Sulser, A., et al. GABAergic Projections from the Medial Septum Selectively Inhibit Interneurons in the Medial Entorhinal Cortex. Journal of Neuroscience. 34, (50), 16739-16743 (2014).
  19. Mathon, B., et al. Increasing the effectiveness of intracerebral injections in adult and neonatal mice: a neurosurgical point of view. Neuroscience Bulletin. 31, (6), 685-696 (2015).
  20. Nassar, M., et al. Diversity and overlap of parvalbumin and somatostatin expressing interneurons in mouse presubiculum. Frontiers in Neural Circuits. 9, 20 (2015).
  21. Klapoetke, N. C., et al. Independent optical excitation of distinct neural populations. Nature Methods. 11, (3), 338-346 (2014).
  22. Hass, C. A., Glickfeld, L. L. High-fidelity optical excitation of cortico-cortical projections at physiological frequencies. Journal of Neurophysiology. 116, (5), 2056-2066 (2016).
Fare Beyin Dilimlerinde Uzun Menzilli Girdilerin Optogenetik Stimülasyonu için Vivo İntraserebral Stereotaksik Enjeksiyonlarda
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Richevaux, L., Schenberg, L., Beraneck, M., Fricker, D. In Vivo Intracerebral Stereotaxic Injections for Optogenetic Stimulation of Long-Range Inputs in Mouse Brain Slices. J. Vis. Exp. (151), e59534, doi:10.3791/59534 (2019).More

Richevaux, L., Schenberg, L., Beraneck, M., Fricker, D. In Vivo Intracerebral Stereotaxic Injections for Optogenetic Stimulation of Long-Range Inputs in Mouse Brain Slices. J. Vis. Exp. (151), e59534, doi:10.3791/59534 (2019).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter