Fabrication rapide d'appareils microfluidiques personnalisés pour la recherche et les applications éducatives

Summary

Ici, nous présentons un protocole pour concevoir et fabriquer des dispositifs microfluidiques personnalisés avec un minimum d'investissement financier et de temps. L'objectif est de faciliter l'adoption de technologies microfluidiques dans les laboratoires de recherche biomédicale et les milieux éducatifs.

Abstract

Les dispositifs microfluidiques permettent la manipulation de fluides, de particules, de cellules, d'organes ou d'organismes de taille micrométrique dans des canaux allant des échelles nanométriques aux échelles submillimétriques. L'augmentation rapide de l'utilisation de cette technologie dans les sciences biologiques a incité un besoin de méthodes accessibles à un large éventail de groupes de recherche. Les normes de fabrication actuelles, telles que la liaison PDMS, exigent des techniques lithographiques et de liaison coûteuses et longues. Une alternative viable est l'utilisation d'équipements et de matériaux qui sont facilement abordables, nécessitent une expertise minimale et permettent l'itération rapide des conceptions. Dans ce travail, nous décrivons un protocole pour la conception et la production de PET-laminates (PETLs), des dispositifs microfluidiques qui sont peu coûteux, faciles à fabriquer, et consomment beaucoup moins de temps à générer que d'autres approches de la technologie microfluidique. Ils se composent de feuilles de film thermiquement collées, dans lesquelles les canaux et autres caractéristiques sont définies à l'aide d'un coupeur d'artisanat. Les PETL résolvent des défis techniques spécifiques au terrain tout en réduisant considérablement les obstacles à l'adoption. Cette approche facilite l'accessibilité des dispositifs microfluidiques dans les milieux de la recherche et de l'éducation, offrant ainsi une plate-forme fiable pour de nouvelles méthodes de recherche.

Introduction

La microfluidique permet le contrôle des fluides à petite échelle, avec des volumes allant de microlitres (1 x 10^-6 L) à picoliters (1 x 10^-12 L). Ce contrôle a été rendu possible en partie grâce à l'application de techniques de microfabrication empruntées à l'industrie des microprocesseurs¹. L'utilisation de micro-réseaux de canaux et de chambres permet à l'utilisateur de profiter des phénomènes physiques distincts caractéristiques des petites dimensions. Par exemple, à l'échelle du micromètre, les fluides peuvent être manipulés à l'aide d'écoulement laminaire, où les forces visqueuses dominent les forces inertielles. En conséquence, le transport diffusif devient la caractéristique principale de la microfluidique, et peut être étudié quantitativement et expérimentalement. Ces systèmes peuvent être correctement compris en utilisant les lois de Fick, la théorie du mouvement Brownian, l'équation de la chaleur, et / ou les équations Navier-Stokes, qui sont des dérivés importants dans les domaines de la mécanique des fluides et des phénomènes de transport².

Étant donné que de nombreux groupes des sciences biologiques étudient des systèmes complexes au niveau microscopique, on pensait à l'origine que les dispositifs microfluidiques auraient un impact immédiat et significatif sur les applications de recherche en biologie^2,3. Cela est dû au fait que la diffusion est dominante dans le transport de petites molécules à travers les membranes ou à l'intérieur d'une cellule, et que les dimensions des cellules et des micro-organismes correspondent parfaitement aux systèmes et dispositifs de sous-millimètres. Par conséquent, il y avait un potentiel important pour améliorer la façon dont l'expérimentation cellulaire et moléculaire est menée. Cependant, l'adoption massive de technologies microfluidiques par les biologistes a pris du retard par rapport aux attentes⁴. L'absence de transfert de technologie peut être une raison simple pour laquelle il n'y a pas de transfert de technologie. La conception et la fabrication d'appareils personnalisés sont restées juste en dehors des capacités de la plupart des groupes de recherche biologique, ce qui les rend dépendants de l'expertise et des installations externes. Le manque de familiarité avec les applications potentielles, le coût et le temps requis pour la conception-itération sont également des obstacles importants pour les nouveaux adoptants. Il est probable que ces obstacles ont eu pour effet de perturber l'innovation et d'empêcher l'application généralisée de la microfluidique pour relever les défis dans les sciences biologiques.

Un exemple : depuis la fin des années 1990, la photolithographie douce est la méthode de choix pour la fabrication d'appareils microfluidiques. Le PDMS (polydimethylsiloxane, un polymère organique à base de silicone) est un matériau largement utilisé en raison de ses propriétés physiques, telles que la transparence, la déformation et la biocompatibilité⁵. La technique a connu un grand succès, avec lab-on-a-chip et organ-on-a-chip dispositifs continuellement en cours de développement sur cette plate-forme⁶. La plupart des groupes travaillant sur ces technologies, cependant, se trouvent dans les départements d'ingénierie ou ont des liens étroits avec eux⁴. La lithographie nécessite généralement des salles blanches pour la fabrication de moules et d'équipements de collage spécialisés. Pour de nombreux groupes, cela rend les périphériques PDMS standard moins qu'idéal en raison de leurs coûts d'investissement et de temps de plomb, en particulier lorsqu'il est nécessaire d'apporter des modifications de conception répétées. En outre, la technologie est pour la plupart inaccessible au biologiste moyen et aux étudiants qui n'ont pas accès à des laboratoires d'ingénierie spécialisés. Il a été proposé que pour que les dispositifs microfluidiques soient largement adoptés, ils doivent imiter certaines des qualités des matériaux couramment utilisés par les biologistes. Par exemple, le polystyrène utilisé pour la culture cellulaire et les bioessais est peu coûteux, jetable et propice à la production de masse. En revanche, la fabrication industrielle de microfluidiques à base de PDMS n'a jamais été réalisée en raison de sa douceur mécanique, de l'instabilité du traitement de surface et de la perméabilité des gaz⁵. En raison de ces limitations, et dans le but de résoudre les défis techniques à l'aide d'appareils personnalisés construits "en interne", nous décrivons une méthode alternative qui utilise la xurographie^7,8,9 protocoles et laminage thermique. Cette méthode peut être adoptée avec peu de capital et d'investissement en temps.

Les PETL sont fabriqués à l'aide de film de polyéthylène téréphtalate (PET), recouvert de l'acétate thermoadhésif-vinyle (EVA). Les deux matériaux sont largement utilisés dans les produits de consommation, sont biocompatibles et sont facilement disponibles à un coût minimal¹⁰. Le film PET/EVA peut être obtenu sous forme de sachets ou de rouleaux laminants. À l'aide d'un coupe-artisanat contrôlé par ordinateur que l'on trouve couramment dans les magasins d'amateurs ou d'artisanat, les canaux sont découpés dans une seule feuille de film pour définir l'architecture de l'appareil¹¹. Les canaux sont ensuite scellés en appliquant des couches supplémentaires de film (ou de verre) qui sont collées à l'aide d'un laminateur thermique(bureau)( Figure 1A). Des pare-chocs en vinyle perforés et autoadhésifs sont ajoutés pour faciliter l'accès aux canaux. Les temps de fabrication varient de 5 à 15 min, ce qui permet une itération rapide de la conception. Tous les équipements et matériaux utilisés pour fabriquer les PETL sont commercialement accessibles et abordables (coût de départ de 350 USD, contre des milliers d'USD pour la lithographie). Par conséquent, les PETL constituent une solution novatrice à deux problèmes principaux posés par la microfluidique conventionnelle : l'abordabilité et l'efficacité du temps (voir la comparaison PDMS/PETL dans les tableaux complémentaires 1, 2).

En plus de donner aux chercheurs la possibilité de concevoir et de fabriquer leurs propres appareils, les PETL peuvent être facilement adoptés en classe parce qu'ils sont simples et intuitifs à utiliser. Les PETLpeuvent peuvent être inclus dans les programmes d'études secondaires et collégiales⁸, où ils sont utilisés pour aider les élèves à mieux comprendre les concepts physiques, chimiques et biologiques, comme la diffusion, le flux laminaire, le micromélange, la synthèse des nanoparticules, la formation de gradients et la chimiotaxie.

Dans ce travail, nous illustrons le flux de travail global pour la fabrication de puces PETLs modèle avec différents niveaux de complexité. Le premier dispositif est utilisé pour faciliter l'imagerie des cellules et des micro-organes dans une petite chambre. Le deuxième dispositif, plus complexe se compose de plusieurs couches et matériaux, et est utilisé pour la recherche en mécanobiologie⁹. Enfin, nous avons construit un dispositif qui affiche plusieurs concepts de dynamique des fluides (mise au point hydrodynamique, flux laminaire, transport diffusif et micromixage) à des fins éducatives. Le flux de travail et les conceptions d'appareils présentés ici peuvent être facilement adaptés à un large éventail de fins dans les milieux de recherche et de classe.

Protocol

1. Conception

1. Identifiez une application pour les appareils et dressez la liste des composants de canal/chambre qui seront nécessaires.
   REMARQUE : Tous les appareils nécessiteront des canaux d'entrée et de sortie. Les appareils utilisés pour la microscopie nécessiteront une chambre d'imagerie. Les périphériques plus complexes nécessiteront des canaux et des chambres situés en plusieurs couches.
2. Commencez par dessiner à la main chaque couche, en tenant compte de la façon dont la fonctionnalité de l'appareil est affectée par la superposition des couches.
3. Dessinez les dessins finaux sur un ordinateur à l'aide de n'importe quel logiciel qui permet de dessiner des lignes et des formes.
   1. Dessinez chaque couche séparément en utilisant des lignes et des formes noires et solides dépourvues de nuances. L'épaisseur de la ligne de 6 points ou plus est recommandée. À ce stade, les dimensions des caractéristiques du canal et de la chambre sont moins importantes que les proportions globales.
   2. Utilisez la fonction copier-coller lors de la création de fonctionnalités et de la superposition de couches. Voir Figure 1B pour des exemples de dessins de couches.
4. Importer chaque couche dans le logiciel de coupeur d'artisanat (Figure 1C). Pour ce faire, en effectuant une capture d'écran de la conception dessinée et en utilisant une approche de glisser et de laisser tomber.
   1. Créez un nouveau document dans le logiciel de coupeur d'artisanat (téléchargement gratuit). Déposez le fichier d'image sur le tapis affiché. Le logiciel reconnaîtra la plupart des fichiers d'images.
   2. Élargissez l'image pour faciliter le traitement en tirant d'un coin. La conception peut maintenant être reconnue par le logiciel utilisant la fonction trace.
      REMARQUE: Les utilisateurs peuvent produire des dessins de novo directement sur ce logiciel (utiliser des outils de dessin dans la palette de conception).
5. Pour tracer la conception, sélectionnez l'icône Trace (forme d'un papillon) sur le côté droit de la fenêtre et sélectionnez complètement les dessins importés.
   1. Sélectionnez l'option Trace Preview étiquetée contour. Ajuster (si nécessaire) les paramètres Seuil et Échelle pour ajuster la trace jaune en fonction de la conception.
   2. Sélectionnez Trace dans le menu Trace une fois que la trace jaune correspond à la conception. Les canaux sont maintenant montrés comme un contour rouge. Si le contour rouge correspond à la conception, l'image importée peut être sélectionnée et supprimée. La conception est maintenant importée et prête pour le dimensionnement.
6. Taille de l'appareil en sélectionnant la conception tracée et en utilisant la grille fournie par le logiciel. Tirez pour modifier la largeur et la longueur des canaux et des chambres.
   REMARQUE : Le logiciel fournit des mesures, et de petites lignes peuvent être dessinées temporairement (utiliser la palette de conception sur le côté gauche de la fenêtre) pour mesurer les dimensions à l'intérieur de l'appareil. Les dimensions fonctionnelles de la largeur du canal varient de 100 à 900 m. Les dimensions peuvent devoir être ajustées après avoir testé les prototypes initiaux. Il est important que toutes les couches soient dimensionnées proportionnellement, afin d'assurer un alignement adéquat pendant l'assemblage.
   1. Une fois que la conception est correctement dimensionnée, sélectionnez l'outil carré sur le menu de dessin de forme pour dessiner un carré/rectangle autour de chaque couche de l'appareil. Cette forme doit être de la même taille pour toutes les couches. Voir Figure 1C pour des exemples.
7. Créez une couche supérieure séparée contenant des ports d'accès aux canaux. Les conceptions simples seront composées d'une couche de canal principale (au milieu), d'une couche d'étanchéité inférieure (souvent en verre) et d'une couche supérieure qui devrait contenir des perforations circulaires pour accéder aux canaux (entrées/sorties).
   REMARQUE : Les conceptions contenant plus de trois couches nécessiteront des perforations d'inlet/de sortie en plusieurs couches (voir la figure 1C, figure 5A). Ces perforations peuvent déjà être incluses dans la conception, ou peuvent être ajoutées à ce moment.
   1. Sélectionnez l'outil de dessin sur le côté gauche de l'écran. Dessinez des cercles sur les ports d'entrée et de sortie de la conception.
   2. Copier et coller à la fois la conception originale et les cercles. Effacer les canaux de l'appareil sous-jacent.
      REMARQUE : Cela laisse les ports d'entrée/sortie dans la bonne position correspondant à la conception originale. Des formes peuvent également être ajoutées à la périphérie de chaque couche pour faciliter l'alignement.
8. Disposer toutes les couches à couper sur le tapis affiché. L'appareil est maintenant prêt pour la coupe.

2. Coupe

1. Appliquer un seul film PET/EVA (ou autre matériau) d'épaisseur préférée (3 mil est standard) sur le tapis de coupe adhésif. Assurez-vous que le côté adhésif (matte) fait face vers le haut et que le côté plastique (brillant) se fait face vers le bas.
   REMARQUE : Utilisez des gants propres pour éviter d'introduire des huiles et des microparticules dans les couches.
2. Aplatir le film contre le tapis (Figure 1D), en enlevant tout l'air qui pourrait avoir été piégé. Cela peut être fait à l'aide de mains gantées ou d'un rouleau.
3. Aligner le bord du tapis de coupe sur la ligne indiquée sur le cutter. Chargez le tapis en appuyant sur le tapis de charge sur le cutter. Gardez le réglage sur la lame de coupe entre 3 et 5, selon l'épaisseur du film.
4. Connectez le câble USB de coupeur à l'ordinateur.
   1. Sélectionnez l'onglet SEND et sélectionnez un paramètre de coupe.
      REMARQUE : Une multitude de paramètres sont disponibles sur le menu en cascade. Le -Sticker Paper, Clear- est un décor qui fonctionne bien avec le film PET/EVA qui a une épaisseur de 3 à 5 mil (75 à 125 m). Modifiez les paramètres pour différents matériaux et enregistrez les paramètres personnalisés pour une utilisation future.
5. Cliquez sur Envoyer. La coupe commencera (Figure 1E). Assurez-vous qu'il y a assez de place à l'arrière du cutter pour que le tapis se déplace sans entrave. Lorsque le cutter est terminé, déchargez le tapis en sélectionnant Décharger sur le cutter. Ne retirez pas le tapis avant le déchargement.

3. Alignement

1. Placer le tapis de coupe à côté d'une surface propre. Avec les mains gantées, utilisez une paire de pinces pour soulever chaque couche de l'appareil microfluidique du tapis coupé (Figure 1F). Soyez particulièrement prudent dans les virages et les virages dans le chenal; ceux-ci sont particulièrement délicats et sensibles aux déchirures et aux déformations.
2. Placez les couches de l'appareil microfluidique sur une surface propre. Commandez-les en fonction de leur position de haut en bas dans l'appareil (Figure 1G, Figure 2A, Figure 5A et Figure 7A).
3. Couper de petits morceaux de ruban adhésif recto-verso qui seront utilisés pour attacher temporairement les couches ensemble.
4. Superposez les couches une par une, en commençant par la couche inférieure. Ajouter un petit morceau de ruban adhésif recto-verso dans un coin entre les couches, loin de tous les canaux ou entrées/sorties (Figure 1G, flèche). La bande, bien qu'elle ne soit pas nécessaire, immobilise les couches et assure qu'elles ne se déplaceront pas pendant le laminage. Utilisez un gabarit de fil pour faciliter l'alignement des couches dans les dispositifs avec plus de 4 couches (Figure supplémentaire 3).
5. Assurez-vous que le côté adhésif (matte-EVA) du film fait toujours face à l'intérieur (partie à l'intérieur des couches) de l'appareil.
   CAUTION: L'adhésif exposé fondra contre les parties internes du laminateur et y adhérera, ce qui entraînera non seulement la perte de l'appareil, mais affectera également les performances futures du laminateur.
6. Une fois que toutes les couches ont été superposées, inspectez l'appareil. Il devrait y avoir au moins un côté EVA entre toutes les couches, et aucune EVA ne doit être exposée. Lors de l'introduction de matériaux non recouverts d'EVA (p. ex., film de chlorure de polyvinyle (PVC), un film recouvert d'EVA des deux côtés pourrait être nécessaire, en particulier dans le cas d'appareils plus complexes (figure 5).

4. Laminage

1. Allumez et réglez le laminateur au réglage d'épaisseur désiré. Certains laminateurs offrent des réglages 3 et 5 mil, tandis que d'autres ne le font pas. Pour n'importe quel appareil avec 4 couches ou plus, utilisez le réglage de 5 mil.
2. Une fois que le laminateur est prêt, exécutez l'appareil à travers les rouleaux de laminage (Figure 1H-I). Placez l'extrémité à laquelle la bande double face a été ajoutée pour de meilleurs résultats.
   REMARQUE : Lors de la fabrication d'appareils de cinq couches ou plus, ils peuvent être exécutés à travers le laminateur plus d'une fois.
3. Récupérer l'appareil stratifié.
   REMARQUE : Il est conseillé que les appareils soient suffisamment grands pour faciliter leur récupération à partir du laminateur. Cette considération n'affecte pas la taille des canaux ou de l'architecture de puce, elle appelle simplement à un « cadre » qui peut facilement passer par le laminateur sans rester à l'intérieur.

5. Ports d'entrée/sortie

1. Utilisez un outil rotatif et un 1/32 po. foret bit pour couper un petit trou à travers le centre d'un pare-chocs de meubles. Vous pouvez également utiliser un poinçon de biopsie de 1 mm pour perforer les pare-chocs.
   REMARQUE : Une presse de forage est recommandée. Bien que les tailles varient, des pare-chocs de 2 mm x 6 mm de diamètre sont recommandés. Évitez simplement de « poignarder » le pare-chocs. À moins que le matériel ne soit enlevé, le pare-chocs scellera à nouveau(figure supplémentaire 1). Les perforations indiquées ci-dessus sont destinées à l'interface avec la polyetheretherketone (PEEK) tube, une pipette et la pointe, ou une aiguille émoussée (16-18 G). De plus grandes perforations peuvent être réalisées à l'aide de pinces à poinçon tournant(figure supplémentaire 1). Ceux-ci sont utiles lorsque le pare-chocs est utilisé comme un «réservoir» pour les liquides ou d'autres biologiques.
2. Assurez-vous que l'orifice est complètement clair en enlevant les débris (causés par le forage ou le poinçonnage) avec une paire de petites pinces.
3. Une fois que les ports d'entrée/sortie sont dédouanés avec succès, alignez soigneusement les pare-chocs avec les ports d'entrée/de sortie sur l'appareil stratifié (Figure 1J-K). Cette étape est essentielle pour avoir un bon flux de liquides à l'intérieur et à l'extérieur de l'appareil. Tenez le pare-chocs derrière l'appareil, placez le visage adhésif face à l'entrée ouverte/sortie sur l'appareil, puis alignez et adhèrez. L'assemblage de l'appareil est maintenant terminé.

6. Test

1. Accédez aux architectures de canal/chambre par les pare-chocs perforés (ports). Il existe plusieurs options concernant la façon d'introduire des fluides et des produits biologiques dans les dispositifs.
2. Utilisez des tubes de laboratoire ou médicaux/chirurgicaux en le attachant à un connecteur en plastique (p. ex., adaptateurs Luer) ou à une aiguille émoussée. Une pipette standard et un tube de pointe ou peek sans adaptateurs peuvent également être utilisés (Figure supplémentaire 2).
3. Effectuer l'infusion ou le dessin de fluides avec des seringues et des tubes à l'aide de seringues ou de pompes péristétiques.
   REMARQUE : Il existe de nombreuses options sur le marché, à partir de 300 USD au moment de la rédaction.
4. Définir différents paramètres de débit en fonction de l'appareil et de l'expérience.
   REMARQUE : Nous utilisons régulièrement des paramètres de débit de l'ordre de 0,01 à 100 l/min, mais d'autres taux peuvent être utilisés.

Figure 1 : Fabrication. (A) Un laminateur de bureau et un coupeur d'artisanat sont les deux seules pièces d'équipement nécessaires à la fabrication. Les deux sont disponibles en ligne ou dans les magasins d'artisanat / fournitures de bureau. D'autres outils requis incluent des ciseaux et des pincettes. (B) Les architectures de canal et de chambre peuvent être composées numériquement à l'aide de n'importe quel logiciel qui comprend des outils de dessin (les graphiques vectoriels peuvent être préférés par certains utilisateurs, mais ne sont pas requis). Les lignes et les formes sont dessinées en noir avec un fond blanc. Le fichier ou une capture d'écran de la conception peut être importé dans le logiciel de coupeur d'artisanat en traînant et en tombant. (C) Le logiciel de coupeur d'artisanat est disponible gratuitement au téléchargement et est nécessaire pour contrôler le coupeur. Le logiciel acquiert la conception et permet des modifications, comme le dimensionnement. Il fournit également des outils de dessin. (D) Le tapis de coupe porte le film pour la coupe. Il est légèrement adhésif, ce qui permet l'immobilisation des matériaux à couper. La figure montre quatre matériaux différents prêts à être chargés : 3 mil d'épaisseur PET/EVA film (en haut), 5 mil-épais PET/EVA film (milieu), 6 mil-épais EVA/PET/EVA (en bas à gauche) et film PVC (en bas à droite). (E) Le cutter est ouvert pour afficher la lame (en noir) et le tapis chargé. (F) Après la coupe, les couches individuelles sont soulevées à l'aide d'une pince à épiler. Les découpes des canaux et des chambres restent attachées au tapis et sont ensuite enlevées et jetées. (G) Les couches individuelles sont alignées et superposées pour le laminage. De petits morceaux de ruban à double face (flèche) sont souvent utilisés pour aider à aligner et empêcher le déplacement de la couche pendant le laminage. (H, Je) L'appareil est alimenté en haut du laminateur et récupéré à travers la fente. Le laminage fournit un joint robuste, laissant les chemins de canal ouverts. (J, K) Pour accéder aux canaux, il est nécessaire d'ajouter des pare-chocs en vinyle perforés et autoadhésifs. L'image dans (J) affiche l'approche « inverse » pour l'alignement, dans laquelle le pare-chocs est placé à partir de l'arrière, permettant l'alignement visuel de l'inlet/sortie avec la perforation de pare-chocs. Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.

Representative Results

En plus d'un coût faible et d'une itération rapide, la technologie PETL peut être facilement personnalisée pour résoudre des défis spécifiques. Tout d'abord, nous décrivons un dispositif simple composé d'un bordereau de verre, d'une couche de chambre, d'une couche de canal et d'une couche d'esperon/sortie (Figure 2). Ce dispositif a été conçu pour faciliter l'imagerie des cellules et des micro-organes sous flux constant. Le milieu de culture est réapprovisionné à faible débit pour encourager l'échange de nutriments et de gaz. La chambre ronde dispose d'un fond de verre, ce qui permet l'imagerie à l'aide d'un microscope inversé. Il ya au moins deux raisons pour l'utilisation de verre dans cet appareil. Le premier est l'optique. PET et EVA sont des thermoplastiques utilisés pour leur transparence optique et la flexibilité, et peut être utilisé comme une interface pour l'imagerie (en particulier à faible grossissements⁹. La transmission de lumière de TEP dans le spectre visible varie de 87 à 90 %¹². Le verre, cependant, a de meilleures propriétés optiques et est la norme utilisée dans l'imagerie biologique. La deuxième raison d'utiliser le verre est que les cellules testées jusqu'à présent (lignées cellulaires de mammifères) ont tendance à s'y attacher plus facilement qu'à la TEP/EVA (non traitée).

Figure 2 : Chambre simple pour la microscopie inversée. (A) L'appareil se compose d'une couche de verre et de trois couches PET/EVA (3 mil d'épaisseur). Un couvercle en verre (24 mm x 60 mm) est la couche inférieure. La couche suivante comporte le fond de la chambre d'imagerie. La couche suivante comporte la moitié supérieure de la chambre et la connecte au canal d'in/outlet. Ainsi, la hauteur du canal n'est que de 75 m, tandis que la hauteur de la chambre est de 150 m. La largeur du canal est déterminée par l'utilisateur (500 m est affiché ici). La couche supérieure scelle la voie de la chambre/canal et donne accès à l'escalde/points de vente. Les couches superposées sont affichées vers la droite. (B) L'appareil fini est montré infusé de colorant rouge pour la visualisation. Le chargement peut être réalisé à l'aide d'une micropipette et d'une pointe, d'un tube de laboratoire ou médical/chirurgical équipé d'une aiguille émoussée, ou d'un tube PEEK, comme indiqué. (C) La conception du canal/chambre peut être itérée en un seul appareil (p. ex., pour faciliter l'observation de plusieurs spécimens individuels). Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.

Les dimensions des canaux et de la chambre de cet appareil valent la peine d'être décrites. La hauteur dans les PETLs est toujours fonction de l'épaisseur du film ou de la couche. Pet/EVA disponible dans le commerce a une épaisseur mesurée en millièmes de pouce (1 mil et 25 m). Par conséquent, les hauteurs des canaux et des chambres sont généralement multiples de 25 m. Les PETL standard sont construits à l'aide d'un film PET/EVA de 3 ou 5 mil, ce qui donne à des entités d'une hauteur de 75 ou 125 m. L'appareil indiqué dans la figure 2 a des canaux d'une hauteur de 75 m, et une chambre définie par deux couches, avec une hauteur totale de 150 m. Il convient de noter, cependant, que les couches peuvent être composées de différents matériaux (p. ex. verre, papier d'aluminium, PVC, papier) et peuvent présenter des épaisseurs variables, généralement allant de 25 à 250 m.

Figure 3 : Imagerie cellulaire. (A) La chambre simple PETL peut être utilisée pour la culture à court terme des cellules adhérentes. Les cellules adhèrent au verre exposé dans la chambre et peuvent être observées à l'aide d'un microscope inversé. (B) Les basophiles de rat ont été souillés avec des colorants fluorescents de Hoechst (bleu) et de membrane de plasma (rouge) pour la visualisation sur un microscope confocal inversé. (C) Image de champ lumineuse des cellules dans un dispositif simple de chambre. (D) Image de contraste de phase. La barre d'échelle blanche est de 200 m. S'il vous plaît cliquez ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.

La nature de la fabrication de PETL permet une complexité significative dans la conception des chemins fluides. Le dispositif de chambre simple se compose de quatre couches contenant des dispositifs dans deux niveaux de l'axe z (canal et haut de la chambre dans un niveau, bas de la chambre dans le deuxième niveau). Un avantage fourni par PETLs est la facilité avec laquelle les architectures de canal/chambre tridimensionnelles peuvent être construites. L'ajout de caractéristiques comme les canaux de refroidissement ou de chauffage, les membranes de dialyse, les circuits électriques ou les lignes de pression (voir Figure 5) est réalisé en connectant plusieurs couches en trois dimensions. Une mise en garde rencontrée jusqu'à présent est la limite du nombre de couches qui peuvent être stratifiées. Le transfert de chaleur nécessaire à la conservation de l'EVA a été jugé insuffisant dans les dispositifs dont l'épaisseur globale est supérieure à 800 m. Cette limitation peut être abordée dans certains appareils. Dans de nombreux cas, il est possible de stratifié chaque fois qu'une nouvelle couche est ajoutée. Cela n'est pas possible lorsqu'une nouvelle couche nécessite que le thermoadhésif (EVA) affronte l'extérieur de l'appareil.

Figure 4 : Imagerie micro-organe. (A) La simple chambre PETL est utilisée pour l'image d'un disque d'aile de l'embryon de Drosophila melanogaster (2x grossissement). Les dimensions du disque d'aile sont d'environ 90 m x 250 m x 500 m. Un ou plusieurs organes peuvent être représentés à travers la fenêtre de couverture. Les grossissements accrus d'un autre disque d'aile sont indiqués dans (B) 20x/0.75-air, (C) 40x/1.30-huile, et (D)100x/1.49-huile objectifs utilisant une microscopie confocale de disque de filature. Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.

L'étude des cellules dans la culture bénéficie d'outils qui fournissent des conditions d'état dynamiques comme le flux constant ou des stimuli mécaniques. La figure 3 fournit un exemple dans lequel une lignée cellulaire de mammifères est cultivée et représentée dans un simple dispositif de chambre. Le milieu peut être constamment échangé pendant l'imagerie, permettant non seulement de maintenir des conditions de croissance idéales, mais aussi pour l'introduction contrôlée de stimuli chimiques tout en imagerie en temps réel. Cela est également vrai pour l'imagerie de micro-organes ex-vivo, comme le montre la figure 4. Les structures des canaux et des chambres peuvent être conçues avec des dimensions spécifiques pour s'adapter à différents spécimens biologiques, des organes ou tissus aux organismes entiers (p. ex., embryons de Drosophila et disques imaginaires ou C. elegans).

Figure 5 : Mechano-PETL. La chambre simple PETL est modifiée en ajoutant une chambre de compression. (A) L'appareil se compose de sept couches comportant quatre matériaux différents : une couche de fond en verre (couverture, non montrée), quatre couches PET/EVA 3 mil (couches de canal/chambre, couche d'espaceur et couche d'inlet/sortie), une couche EVA/PET/EVA 6 mil (étanchéité de canal/chambre et adhérence pvC) et une couche de PVC déformable (pour la compression). (B, C) Le canal de spécimen/chemin de chambre est visualisé à l'aide de colorant rouge. Le canal de compression/chemin de chambre ne contient que de l'air. (D) La pression d'air est appliquée manuellement (ou mécaniquement) sur la trajectoire de compression, ce qui entraîne l'expansion du film en PVC en haut de la chambre. L'expansion déplace le colorant dans la chambre. Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.

La perturbation mécanique des spécimens biologiques améliore notre compréhension de la physiologie cellulaire et éclaire des processus tels que le développement embryonnaire et la différenciation. La figure 5 décrit un dispositif PETL composé d'un simple réseau de canaux/chambres et d'une chambre de compression. Il se compose (dans sa forme la plus simple) de six couches, dont l'une est un film en PVC. Le film en PVC dévie lorsque la pression d'air est appliquée, ce qui le fait comprimer les spécimens à l'intérieur de la chambre. Cet appareil est un exemple de l'utilisation de matériaux autres que le PET/EVA, et il a été utilisé avec succès⁹ pour remplacer les dispositifs PDMS/verre utilisés pour étudier la charge mécanique sur les micro-organes Derosophila ¹³ (comme le montre la figure 6). Les appareils PETL sont réutilisables. Cependant, en raison du faible coût de fabrication, de la réduction de l'empreinte et du risque de délamination après manipulation ou lavage continu, nous recommandons l'utilisation de nouveaux appareils au début de chaque procédure.

Figure 6 : Imagerie mécanologique. (A) Un DE-cadherin ::GFP exprimant le disque d'aile de Drosophila est imagedans un mechano-PETL utilisant un microscope confocal de disque tournant à le grossissement 20x. (B) La pression à travers la membrane au-dessus de la chambre peut être appliquée en actionnant manuellement une seringue remplie d'air ou en utilisant une pompe à seringues. La loi idéale sur le gaz est utilisée pour estimer la quantité de force appliquée à la membrane⁹. La surface de poche de disque (ligne pointillée blanche) a augmenté d'environ 30% (ligne pointillée rouge) avec l'application de 4 psi. Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.

En raison de la facilité de fabrication des dispositifs PETL, nous avons exploré leur utilisation dans des milieux éducatifs comme la chimie, la biologie et les salles d'ingénieurs et les laboratoires d'enseignement. Un exemple de PETL éducatif est montré à la figure 7. L'appareil est conçu pour afficher certaines des caractéristiques de base de l'écoulement du fluide à l'échelle micro (par exemple, le flux laminaire). Il se compose de quatre couches de 5 mil PET/EVA film (Figure 7A) et une architecture de canal qui comprend trois canaux d'entrée convergents et une structure serpentine. Des étapes circulaires « dépressions » ou « descendantes » ont été ajoutées au chemin pour promouvoir le micromixing¹⁴. À l'aide d'une pompe à seringues, la solution rouge phénol est infusée à travers les ports extérieurs tandis que la solution pH 9 est infusée à travers le port central. La mise au point hydrodynamique¹⁵ est visualisée avec le flux de fluide externe forçant le flux intérieur dans un plus petit flux (figure 7C). Le débit laminaire dans l'appareil empêche le mélange convectif, et le mélange diffusif progressif est montré le long de la longueur du canal (flèches). Des appareils comme celui montré peuvent être utilisés pour enseigner des concepts (p. ex., diffusion, flux laminaire) dans la dynamique des fluides et la biotransport. Alternativement, les étudiants peuvent être invités à concevoir et fabriquer leurs propres appareils, un projet qui peut être entrepris dans une session de laboratoire régulière d'une durée de deux à trois heures⁸.

Figure 7 : PETLs en classe. (A) L'appareil est fabriqué à l'aide de quatre couches de 5 mil PET / EVA film. La deuxième couche (de droite à gauche) comporte des chambres circulaires qui seront placées sous le chemin du canal. (B) L'appareil fini a été chargé avec le pH pH indicateur rouge (2 mM, jaune) et une solution de pH 9 transparente (canal central). Le rouge phénol tourne le magenta lorsqu'il est en contact avec des solutions de base. Les cases indiquent les zones indiquées dans (C) à travers (F). (C) Mise au point hydrodynamique. (D, E) flux laminaire et diffusion. (E, F) micromixing. La barre d'échelle blanche est de 2 mm dans tous les panneaux. Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.

Figure supplémentaire 1 : Perforation pare-chocs/port. (A) Une configuration de presse de forage retenant un outil rotatif facilite la perforation de pare-chocs. Des bits de forage de tailles 1/32" et 3/64" sont utilisés. (B) Le processus est efficace, et un grand nombre de pare-chocs peuvent être traités dans un court laps de temps. (C) La perforation de poinçon de biopsie est une alternative au forage. (D) Une pince à poinçon tournante est utilisée pour les perforations plus grandes. Ces perforations peuvent être utilisées pour charger de gros spécimens (par prélèvement liquide au lieu d'infusion) ou comme réservoirs de médias. S'il vous plaît cliquez ici pour télécharger ce chiffre.

Figure supplémentaire 2 : Tubing. (A) Le tube de laboratoire ou médical/chirurgical (1/32" ID, 3/32" OD) est l'option la plus simple. Il est flexible et facile à couper. Il nécessite l'utilisation d'aiguilles émoussées (18 G). (B) Une des aiguilles est fixée à la seringue à l'aide de l'adaptateur Luer (rose), qui est retiré d'une deuxième aiguille afin qu'elle puisse être fixée à la tuyauterie. (C) Les chercheurs déjà familiers avec les tubes PEEK (0,010" ID, 1/32" OD) peuvent l'utiliser avec des PETLs. (D) Raccords PEEK. (E) La pompe à seringues mise en place est la même pour les deux types de tubes. (F) La mise en place de tubes de laboratoire ou médicaux/chirurgicaux nécessitera des perforations avec un morceau de foret de 3/64 po, tandis que les tubes PEEK auront besoin de perforations de 1/32 po. Perforations faites avec un poinçon de biopsie de 1 mm peut accueillir les deux ensembles de tubes. S'il vous plaît cliquez ici pour télécharger ce chiffre.

Figure supplémentaire 3 : Alignement à l'aide d'un gabarit métallique. La conception de l'appareil peut inclure des perforations qui peuvent servir de guides pour l'alignement de plusieurs couches. Les gabarits de fil sont disponibles dans le commerce pour environ 20 USD. S'il vous plaît cliquez ici pour télécharger ce chiffre.

Figure supplémentaire 4 : Limites de taille. Bien que les coupeurs d'artisanat soient capables de couper des canaux droits qui sont de 100 m de largeur (A), la précision des modèles de coupe est considérablement diminuée pour les caractéristiques qui mesurent 150 m ou moins (B). Les dimensions à côté des formes indiquent la largeur du canal. S'il vous plaît cliquez ici pour télécharger ce chiffre.

Tableau supplémentaire 1 : Temps et coût pour la fabrication de la puce microfluidique dans le SMD PDMS. Temps de fabrication lorsque la plaquette/moule est facilement disponible et que le PDMS peut être durci à l'aide d'un four. Toute modification de conception représente un délai de plusieurs jours. Veuillez cliquer ici pour télécharger ce tableau.

Tableau supplémentaire 2 : Temps et coût pour la fabrication de la puce microfluidique PETL. Veuillez cliquer ici pour télécharger ce tableau.

Discussion

Alors que la microfluidique est de plus en plus présente dans la boîte à outils des laboratoires du monde entier, le rythme d'adoption a été décevant, étant donné le potentiel de son impact positif¹⁶. Le faible coût et l'efficacité élevée de la fabrication d'appareils microfluidiques sont essentiels pour accélérer l'adoption de cette technologie dans le laboratoire de recherche moyen. La méthode décrite ici utilise plusieurs couches de film pour créer des dispositifs en deux et trois dimensions à une fraction du temps et du coût requis par les méthodes lithographiques. La lithographie standard coûte des milliers de dollars (USD) au démarrage, et nécessite des jours pour fabriquer, le coût de démarrage de fabrication PETL est inférieur à 350 USD et les appareils peuvent être fabriqués en quelques minutes. Cela facilite leur adoption non seulement dans le laboratoire de recherche, mais aussi dans les milieux où l'itération rapide est avantageuse (par exemple, le prototypage pour les dispositifs PDMS standard), ou où la production industrielle d'appareils jetables peu coûteux sont nécessaires. Par exemple, les PETL peuvent être fabriqués à l'aide de matériaux biodégradables et peuvent être adaptés à leur utilisation dans le domaine de la santé, ce qui les rend idéales comme outils de diagnostic. Ils peuvent être utilisés en classe, soit comme matériel d'apprentissage préfabriqué ou comme un défi créatif, dans lequel les élèves conçoivent, fabriquent et testent leurs propres appareils.

La fabrication de PETL est censée être simple. Il est toutefois utile d'identifier les étapes critiques et les limites actuelles de cette technique. Certains utilisateurs constateront que l'échange de gaz dans les appareils PETL est réduit par rapport aux appareils PDMS, qui est compensé par un flux continu de médias pendant l'expérimentation. Une autre limitation est le dimensionnement. Les canaux et autres entités de moins de 150 m sont inférieurs à la limite de résolution du coupeur (Figure supplémentaire 4). Nous vous recommandons de travailler avec des canaux d'une largeur de l'ordre de 200 à 900 m. Ces limites sont souples et ont tendance à varier particulièrement au seuil supérieur. Par exemple, les canaux d'une hauteur de 75 m s'effondrent lorsque la largeur du chenal est de 950 m ou plus, mais restent ouverts si la hauteur augmente. Bien que l'architecture de l'appareil varie en fonction de l'application, nous utilisons régulièrement des canaux d'une hauteur de 75 ou 125 m, et une largeur de 400 à 600 m.

Il est important d'accorder des détails lors de l'alignement des couches et des pare-chocs. La plupart des quelques complications résultant de la fabrication de PETL sont le résultat de problèmes d'alignement. Eva exposés au moment du laminage peut adhérer aux rouleaux internes et les rendre inutilisables. L'infusion de liquide peut être bloquée par un pare-chocs mal positionné. Heureusement, les PETLs ne sont pas seulement bon marché, mais sont également rapidement construits, donc les appareils défectueux peuvent être facilement remplacés ou modifiés.

Les PETL peuvent résister à des débits d'infusion similaires à ceux utilisés dans d'autres dispositifs microfluidiques. Bien que la plage utilisée par notre groupe soit de 0,01 à 100 l/min, on peut utiliser des débits allant jusqu'à 500 l/min (et peut-être plus élevé lors de l'utilisation de micropipettes actionnés à la main). Nous avons constaté que les PETL peuvent résister à des pressions de l'ordre de 30 à 57 psi⁸. Les pompes à seringues sont recommandées pour la plupart des réglages expérimentaux, bien qu'elles ne soient pas une exigence absolue. Dans la salle de classe, des burettes ont été utilisées pour tester les appareils de l'élève¹⁵. Les pompes péristaltiques sont utiles dans certains contextes comme la culture cellulaire, d'autant plus que l'échange de gaz est limité dans les PETLs. PDMS peut être plus avantageux à cet égard, bien que le lessivage peut être une préoccupation⁵. Nous avons essayé de produire hybride PET/EVA-PDMS, mais EVA n'adhérera pas directement au PDMS ; il est possible que la modification de surface de ce dernier (par exemple, traitement plasmatique ou traitements de surfactant) puisse résoudre ce problème. Une autre approche qui peut être comparée aux PETLs est la micro-usinage des canaux utilisant l'ablation laser CO₂ ^17,18 de PMMA. Nous avons constaté que la découpe au laser est incompatible avec le film PET/EVA, puisque la chaleur produite tend à guérir l'EVA et à produire des bords de canaux inégaux. L'utilisation d'équipements laser adéquats pourrait également augmenter considérablement les coûts de fabrication.

En résumé, les PETL offrent de multiples avantages par rapport aux technologies actuelles : (i) Les coûts sont nettement inférieurs aux méthodes traditionnelles en raison de l'utilisation de matériaux et d'équipements de qualité grand public, ce qui le rend facilement accessible aux chercheurs et aux étudiants. (ii) Les appareils peuvent être conçus, coupés et assemblés en quelques minutes, ce qui permet une itération rapide des prototypes et facilite l'expérimentation efficace dans le temps. (iii) Plusieurs appareils peuvent être fabriqués simultanément, ce qui permet une production à haut débit. (iv) Une variété de matériaux peut être incorporée, ajoutant la polyvalence et permettant la personnalisation étendue. Le développement actuel et futur de nouvelles fonctionnalités utilisant cette technologie repose sur la créativité et les exigences des nouveaux utilisateurs. L'adoption massive d'appareils microfluidiques PETL entraînera probablement l'inclusion de nouveaux matériaux et configurations, à mesure que les utilisateurs développeront de nouvelles conceptions et approches pour leurs besoins particuliers.

Materials

Name	Company	Catalog Number	Comments
Biopsy punch (1mm)	Miltex	33-31AA	Optional, replaces rotary tool set up
Blunt needles	Janel, Inc.	JEN JG18-0.5X-90	Remove plastic and attach to Tygon tubing
Coverslips	Any		24 x 60 mm are preferred
Cutting Mat and blades	Silhouette America or Nicapa	www.silhouetteamerica.com/shop/blades-and-mats	Re-use/Disposables
Double-sided tape	Scotch/3M	667	Small amounts, any width or brand
PEEK tubing	IDEX/any	1581L	Different configurations available. Consider using Tygon tubing intead, if not already using PEEK
PET/EVA thermal laminate film	Scotch/3M & Transcendia	TP3854-200,TP5854-100 & transcendia.com/products/trans-kote-pet	3 - 6 mil (mil = 1/1000 inch) laminating pouches or rolls.
PVC film - Cling Wrap	Glad / Any		Food wrapping
Rotary tool-drill	Dremel/Any	200-121 or other	1/32 and 3/64" drill bits from Dremel recommended
Rubber Roller	Speedball	4126	To facilitate adhesion, any brand will work
Scissors & tweezers	Any	Fiskars-Inch-Titanium-Softgrip-Scissors |Cole-Parmer –# UX-07387-12	Quality brands are recommended
Silhouette CAMEO Craft cutter	Silhouette America	www.silhouetteamerica.com/shop/cameo/SILHOUETTE-CAMEO-3-4T	Preferred craft cutter
Silhouette Studio software	Silhouette America	www.silhouetteamerica.com/software	Controls the craft cutter and provides drawing tools (free download MAC and PC)
Syringe Pump	Harvard Apparatus or New Era	70-4504 or NE-300	Pumps are ideal, pipettes or burettes can be used.
Syringes	Any		1-3mL
Thermal laminator	Scotch/3M	TL906	Standard home/office model
Tygon tubing (E-3603)	Cole-Parmer	EW-06407-70	Use with blunt needle tips
Vinyl furniture bumpers	DerBlue/3M/ Everbilt	Clear, self-adhesive (6 x 2 mm and 8 x 3 mm)	Round bumpers are recommended