Summary
La ricostruzione esofagea è una procedura impegnativa e lo sviluppo di un esofago tissutale che consente la rigenerazione della mucosa e del muscolo esofageo e che può essere impiantato come un innesto artificiale. Qui, presentiamo il nostro protocollo per generare un esofago artificiale, tra cui la produzione di scaffold, la coltivazione di bioreattori e varie tecniche chirurgiche.
Abstract
L'uso di materiali biocompatibili per la ricostruzione esofagea circonferenziale è un compito tecnicamente impegnativo nei ratti e richiede una tecnica di impianto ottimale con supporto nutrizionale. Recentemente, ci sono stati molti tentativi di ingegneria dei tessuti esofagei, ma il tasso di successo è stato limitato a causa della difficoltà nell'epitelizzazione precoce nell'ambiente speciale della peristalsi. Qui, abbiamo sviluppato un esofago artificiale che può migliorare la rigenerazione della mucosa esofagea e degli strati muscolari attraverso uno scaffold tubolare a due strati, un sistema di bioreattore basato su cellule staminali mesenchymal, e una tecnica di alimentazione di bypass con modifica Gastrostomy. L'impalcatura è fatta di nanofibre di poliuretano (PU) in forma cilindrica con un filo policaprolactone stampato tridimensionale (3D) avvolto intorno alla parete esterna. Prima del trapianto, le cellule staminali mesenchimale derivate dall'uomo venivano seminata nel lume dell'impalcatura, e la coltivazione del bioreattore è stata eseguita per migliorare la reattività cellulare. Abbiamo migliorato il tasso di sopravvivenza dell'innesto applicando l'anastomosi chirurgica e coprendo la protesi impiantata con un lembo della ghiandola tiroidea, seguita da alimentazione temporanea della gastrostomia non orale. Questi innesti sono stati in grado di ricapitolare i risultati dell'epitelializzazione iniziale e della rigenerazione muscolare intorno ai siti impiantati, come dimostrato dall'analisi istologica. Inoltre, sono state osservate fibre di elastina aumentate e neovascolarizzazione nella periferia dell'innesto. Pertanto, questo modello presenta una nuova potenziale tecnica per la ricostruzione esofagea circonferenziale.
Introduction
Il trattamento dei disturbi esofagei, come malformazioni congenite e carcinomi esofagei, può portare alla perdita di segmento strutturale dell'esofago. Nella maggior parte dei casi, gli innesti di sostituzione autologia, come condotti gastrici pull-up o interposizioni del colon, sono stati eseguiti1,2. Tuttavia, queste sostituzioni esofagee hanno una varietà di complicazioni chirurgiche e rischi di rioperazione3. Così, l'uso di scaffold di esofago tessuto-ingegnerizzato imitando l'esofago nativo può essere una strategia alternativa promettente per rigenerare i tessuti persi4,5,6.
Anche se un esofago tessuto-ingegnerizzato potenzialmente offre un'alternativa agli attuali trattamenti di difetti esofagei, ci sono barriere significative per la sua applicazione in vivo. Perdite anastomotiche postoperatorie e necrosi dell'impalcatura esofagea impiantata portano inevitabilmente a un'infezione letale dello spazio asettico circostante, come il mediastinum7. Pertanto, è estremamente importante prevenire la contaminazione da cibo o saliva nella ferita e nel tubo nasogastrico. La gastrostomia o la nutrizione endovenosa devono essere considerati fino a quando la guarigione della ferita primaria è completata. Ad oggi, l'ingegneria dei tessuti esofagei è stata eseguita in grandi modelli animali perché i grandi animali possono essere alimentati solo da iperalimentativi per 2-4 settimane dopo l'impianto dell'impalcatura8. Tuttavia, tale modello di alimentazione non orale non è stato stabilito per la sopravvivenza precoce dopo il trapianto di esofageo in piccoli animali. Questo perché gli animali erano estremamente attivi e incontrollabili, quindi non potevano tenere il tubo di alimentazione nello stomaco per un lungo periodo di tempo. Per questo motivo, ci sono stati pochi casi di successo del trapianto esofageo in piccoli animali.
Tenuto conto delle circostanze dell'ingegneria esofagea del tessuto, abbiamo progettato uno scaffold tubolari a due strati costituito da nanofibre elettrospun (strato interno; Figura 1A) e un filo stampato in 3D (strato esterno; Figura 1B) compresa una tecnica di gastrostomia modificata. La nanofibra interna è fatta di PU, un polimero non degradabile, e previene la fuoriuscita di cibo e saliva. I fili stampati in 3D esterni sono fatti di policaprolactone (PCL) biodegradabile, in grado di fornire flessibilità meccanica e adattarsi al movimento peristale. Le cellule staminali mesenchymale di derivazione adiposa umana (hAD-MSC) sono state seminate sullo strato interno dello scaffold per promuovere la ri-epiterizzazione. La struttura in nanofibra può facilitare la rigenerazione iniziale delle mucosali fornendo un ambiente strutturale a matrice extracellulare (ECM) per la migrazione cellulare.
Abbiamo anche aumentato il tasso di sopravvivenza e la bioattività delle cellule inoculate attraverso la coltivazione di bioreattori. L'impalcatura impiantata è stata coperta con un lembo della ghiandola tiroidea per consentire una rigenerazione più stabile della mucosa esofagea e dello strato muscolare. In questa relazione, descriviamo protocolli per tecniche di ingegneria tissutale esofagea, tra cui la produzione di scaffold, la coltivazione di bioreattori basati sulle cellule staminali mesenchymale, una tecnica di alimentazione di bypass con gastrostomia modificata e una anastomosi per la ricostruzione esofagea circonferenziale in un modello di ratto.
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Protocol
Tutti i metodi qui descritti sono stati approvati dall'Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC N. 17-0164-S1A0) del Seoul National University Hospital.
1. Produzione di scaffold
NOTA: gli scaffold esofagei a due strati vengono prodotti combinando l'elettrospinning e la stampa 3D. La membrana interna dell'impalcatura tubolare è stata fabbricata mediante poliuretano elettrostrato (PU) con maciandi rotanti in acciaio inossidabile come i collettori9.
- Per la preparazione di nanofibre tubolari PU, preparare una soluzione del 20% (w/v) di polimero PU mescolando in N,N-dimetilformamide (DMF) per 8 h a temperatura ambiente.
- Posizionare la soluzione PU sulla siringa con un ago metallico smussato (22 G) ed elettrospin su masteri in acciaio inossidabile rotanti (diametro 2 mm) ad una distanza di 30 cm tra la punta dell'ago e il collettore rotante.
NOTA: l'alimentazione è impostata su una corrente diretta ad alta tensione di 15 kV potenziale. Il tasso di alimentazione della soluzione è fissato a 0,5 mL/h utilizzando una pompa di siringa. - Fare uno strato di nanofibra tubolare sulla superficie del mandrel ruotando a 3,14 m / s.
- Asciugare la nanofibra PU in un forno a vuoto a 40 gradi durante la notte per rimuovere completamente il solvente residuo.
NOTA: La parete esterna stampata in 3D dell'impalcatura esofagea viene preparata utilizzando un sistema di prototipazione rapida. L'apparecchiatura di stampa 3D è costituita da un dispenser, ugello, controller di compressione/calore, fase di conversione a 3 assi e sistema software. - I pellet PCL vengono disciolti a 100 gradi centigradi in un cilindro di riscaldamento e quindi stampati sulla superficie delle nanofibre ad alta pressione (7 bar) sotto il controllo di un sistema di bioplotting. La dimensione dell'ugello è di 300 m e la distanza del filo è di 700 m.
- Dopo aver rimosso l'impalcatura a due strati dal mandrel, sterilizzare immergendo in 70% etanolo sotto la luce ultravioletta.
NOTA: Caratteristiche più dettagliate dell'impalcatura sono state riportate in studi precedenti10.
2. Semina a cellule sugli innesti e sulla coltivazione del bioreattore
NOTA: Le cellule staminali mesenchimiche adipose umane (hMSC) acquistate da un'azienda sono state utilizzate senza modifiche.
- Prima del trapianto di cellule, sterilizzare l'impalcatura dell'esofago stampato in 3D per 1 h sotto la luce ultravioletta, umida per 10 minuti con etanolo e lavarla 3 volte con il salina con buffer fosfato (PBS).
- Cultura ed espandere gli hMSC in mezzo di crescita (supplemento basale medio/crescita). Le impalcature tubolari a due strati sono state trasferite in piastre di coltura dei tessuti ben a due strati.
- Per attaccare le cellule alla superficie interna dello scaffold, aggiungere delicatamente la sospensione hMSC ad una densità di 1 x 106 cellule / mL nella matrice della membrana seminterrato contenente il mezzo di crescita.
- Depositare uniformemente la sospensione della matrice della membrana del seminterrato sulla superficie interna dell'impalcatura tubolare a due strati.
- Fissare saldamente l'impalcatura tubolare con semi hMSC al supporto acrilico nella camera di coltura del bioreattore utilizzando un sistema di bioreattore a flusso pulsatile.
NOTA: il sistema di bioreattore su misura è costituito da una pompa, una trappola a bolle, una camera di flusso, un misuratore di pressione, una valvola controllabile e un serbatoio medio. Quando si applica lo stress di taglio nella camera di coltura, lasciare un tempo di riposo di 1-2 min11. - Aggiungere il mezzo di crescita alla camera di coltura e applicare lo stress di taglio indotta dal flusso 0,1 dine/cm2 sotto un'atmosfera umidizzata contenente il 5% di CO210.
NOTA: Il valore dello stress da taglio indotto dal flusso è stato calcolato simulando la peristalsi del tessuto esofageo derivato dal corpo umano da studi precedenti10. - Determinare le risposte delle cellule sulle superfici interne degli scaffold tubolari a due strati senza coltivazione del bioreattore dopo 5 giorni utilizzando un kit di test di sostenibilità LIVE/DEAD secondo le istruzioni del produttore. Ottenere immagini tramite microscopia confocale utilizzando lo strumento stack z.
- Il terzo giorno, osservare la morfologia superficiale dell'impalcatura tubolare con semi hMSC attraverso un microscopio elettronico a scansione (SEM).
- Fissare l'impalcatura che è stata incubata con hMSC con 2,5% glutaraldeide e OsO4 per 24 h e disidratare con etanolo.
- Rivestire gli hMSC fissi con platino utilizzando un rivestimento sputter in condizioni atmosferiche argon e ottenere immagini SEM ad una tensione accelerata di 25 kV.
3. Preparazione chirurgica per la chirurgia animale
NOTA: I preparati chirurgici vengono applicati prima sia della gastrostomia che del trapianto di esofageo.
- Impostare gli strumenti chirurgici sterili: lama Di scalpello, retrattore Weitlaner, portamicroa, pinze a microsutura, pinze mistoli, microscissors, porta aghi Mayo-Hegar, forbici operative, forbici da iride, pinze a medicazione, pinze tissutali, pinze scheggiate, pinze da iride, siringhe da 5 mL (21 G di ago), 10 mL di siringa (22 G di ago), 9-0 sutura poliammide, sutura poliglactina 4-0.
- Anestetizzare l'animale con un'iniezione intramuscolare di tiletamina/zolazepam (dose di 50 mg/g) e 2% di idrocloruro di xilisina (dose di 2 mg/kg).
NOTA: per il trapianto di esofageo sono stati utilizzati ratti Sprague-Dawley (SD) adulti del peso di 398-420 g. - Prima di passare al drappo chirurgico, controllare le condizioni anestetiche appropriate dell'animale pizzicando la coda con le pinze.
- Posizionare l'animale in posizione supina sul drappo sterile e utilizzare i clipper per rimuovere i capelli dal collo (per il trapianto di esofageo) o dall'addome (per la gastrostomia). Quindi strofinare il sito chirurgico con betadine e 70% etanolo.
- Prima dell'incisione, iniettare sottocutaneamente un analgesico come la buprenorfina (0,05-0,1 mg/kg) per alleviare il dolore.
4. Chirurgia della gastrostomia Utilizzando un t-tube in Rats
NOTA: È stata eseguita una gastrostomia modificata in tutti gli animali sperimentali per consentire l'alimentazione temporanea dei tubi non orali di bypass (n ) .
- Avere i ratti veloce il giorno prima dell'intervento chirurgico. Preparare l'intervento chirurgico come nella sezione 3.
- Esporre lo stomaco attraverso un'incisione mediana della pelle e muscoli addominali dei ratti anestesi.
- Creare un orifizio di 3 mm nella parete gastrica anteriore con una lama del bisturi.
- Inserire la punta del tubo T in silicone nel sito del difetto per fissarlo alla parete dello stomaco.
- Sutura correttamente in modo che il tubo T non si stacca dalla parete gastrica.
- Estrarre l'estremità distale del tubo T impiantato attraverso il tunnel sottocutaneo nella parte posteriore del collo.
- Inserire il tappo dell'eparina alla fine del tubo T per evitare che il contenuto dello stomaco scora all'indietro.
NOTA: Utilizzare un angiocatheter per collegare l'estremità del tubo A con il tappo di eparina. - Suturare tutti gli strati della parete addominale e della pelle utilizzando suture di poliglactin 4-0.
- Tenere separati tutti i ratti sperimentali in una gabbia metabolica dopo che la gastrostomia è stata completata.
5. Trapianto esofageo
NOTA: Il trapianto esofageo dell'impalcatura tubolare a due strati viene eseguito 1 settimana dopo la gastrostomia (n . 5). Prima del trapianto, inoculare hMSC (densità cellulare: 1 x 106 cellule /mL nella matrice della membrana seminterrato) nella parete interna di ogni scaffold e incubare per 3 giorni nel sistema di bioreattore. La procedura chirurgica è la seguente.
- Rimuovere i peli del collo degli animali modello ed eseguire drappeggiamento standard del sito chirurgico per la chirurgia asettica.
NOTA: Si consiglia di creare una vasta area di rasatura per mantenere la chirurgia ascetica sull'animale. - Dopo l'incisione mediana anteriore del collo, separare i muscoli della cinghia ed esporre la struttura tracheoesofagea.
- Sezionata mente il nervo vago dall'esofago prima di resedire il segmento, altrimenti la respirazione dell'animale è compromessa.
- Sotto ingrandimento, isolare il lato sinistro dell'esofago dalla trachea e separare con cura la parte superiore dalla ghiandola tiroidea.
- Creare un difetto circonferenziale completo lungo 5 mm contenente tutti gli strati dell'esofago utilizzando forbici chirurgiche.
NOTA: Prima del trapianto esofageo, tagliare le impalcature preparate utilizzando forbici chirurgiche per abbinare la lunghezza del sito di trapianto. - Al microscopio, eseguire microanastomosi a entrambe le estremità del difetto esofageo distale utilizzando un filo di sutura 9-0. Posizionare la prima sutura tra il margine inferoposteriore destro del residuo e l'impalcatura dell'esofago superiore. Continuare a suturare da destra a sinistra tra il residuo dell'esofago superiore e l'impalcatura. Anastomosi l'impalcatura allo stesso modo del margine superiore del residuo dell'esofago inferiore.
NOTA: Eseguire l'anastomosi microvascolare utilizzata nella chirurgia clinica per il trapianto esofageo. Lavorare con un microscopio per una sutura precisa e a tenuta stagna del sito dell'impianto. - Successivamente, posare il lembo della ghiandola tiroidea circostante sul sito trapiantato per garantire una manutenzione stabile e l'approvvigionamento vascolare agli innesti.
- Dopo il trapianto, cucire il muscolo sottocutaneo e il tessuto cutaneo con una sutura vicle 4-0.
- Conservare tutti i ratti sperimentali singolarmente in gabbie metaboliche.
6. Procedure post-operatorie
NOTA: Le procedure postoperatorie vengono eseguite dopo il trapianto di gastrostomia e di esofageo.
- Dopo la chiusura della ferita addominale, mettere i ratti in gabbie metaboliche individuali e posizionare le gabbie su dispositivi di riscaldamento infrarossi per prevenire l'ipotermia.
- Monitorare gli animali fino a quando non raggiungono e mantengono la recumbenza sternale (cioè, sdraiati in posizione verticale sul petto).
- Per ridurre al minimo l'infiammazione nel sito chirurgico, somministrare quotidianamente la gentamicina antibiotica (20 mg/kg) ai ratti.
- Iniziare l'alimentazione liquida orale nel terzo giorno postoperatorio fino al punto finale dello studio. Fornire l'intera formula nutrizionale (20,6 g/100 ml di carboidrati, 3,8 g% di proteine, 0,2 g% di grassi) attraverso il cappuccio dell'eparina 3x al giorno a partire dal giorno dopo l'intervento chirurgico.
- Controllare l'aspetto degli animali e il peso corporeo ogni giorno. Controllare per gestire il comportamento, come il sito di incisione autolesionista o la resistenza all'assunzione del tubo, così come varie complicazioni chirurgiche. Quando il peso corporeo dei modelli di ratto diminuisce rapidamente del 20% o più, eseguire l'eutanasia per inalazione di CO2.
7. Istologia e immunohistochimica
NOTA: Per l'analisi istologica, tutto il tessuto esofageo degli animali eutanasia viene estratto utilizzando forbici chirurgiche. L'ematossilina e la colorazione eosina e la colorazione tricromatica di Masson sono state eseguite utilizzando tecniche istologiche standard. L'immunoistochimica è stata eseguita secondo il seguente protocollo.
- Fissare l'intero esofago contenente i siti trapiantati in 4% paraformaldeide. Creare un blocco di paraffina e tagliare 4 sezioni di spessore.
- Deparaffina le sezioni di tessuto e disidratale in una serie di etanolo. Immergere i vetrini del tessuto nel tampone del citrato e riscaldare per 10 minuti nel microonde. Raffreddare le celle con PBS freddo per 20 min. Immergere nel 3% di perossido di idrogeno per 6 min e lavare con PBS per 10 min.
- Incubare in 3% semaforo bovino albumina (BSA) per 1 h a temperatura ambiente per bloccare le reazioni non specifiche delle sezioni di tessuto.
- Lavare 3x con PBS per 5 min. Incubare con anticorpi primari contro Desmin (diluito a 1:200), cheratina 13 (diluito a 1:100) e von Willebrand Factor (vWF; diluito a 1:100) durante la notte a 4 gradi centigradi.
- Lavare 3x con PBS per 15 min. Incubare con l'anticorpo secondario appropriato ad una concentrazione di 1:500 per Desmin e Keratin 13 a temperatura ambiente. Quindi, lavare i vetrini due volte con PBS per 10 min.
NOTA: le sezioni di tessuto per vWF sono state incubate utilizzando un kit coniugato di rafano (cfr. tabella dei materiali) e quindi visualizzate utilizzando 3,3'-diaminobenzidina (DAB). - Montaggio con coperchio in vetro e 4',6-diamidino-2-phenolindole (DAPI) contenente supporto di montaggio.
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Representative Results
La figura 1 mostra un diagramma schematico del processo di produzione dello scaffold tubolare a due strati PU-PCL. La soluzione PU è stata elettrospun da un ago da 18 G per creare una struttura interna cilindrica con uno spessore di 200 m. Quindi, la PCL fusa è stata stampata sulla parete esterna della nanofibra PU a intervalli regolari. La morfologia superficiale delle pareti interne ed esterne dello scaffold tubolare completato può essere vista nelle immagini a microscopia elettronica a scansione.
La figura 2 mostra il processo di inserimento di un tubo di gastrostomia in un ratto per l'approvvigionamento di nutrienti esterni (Figura 2A). Il tubo in silicone a forma di T è stato inserito nella parete dello stomaco e suturato (Figura 2B). Il tubo è stato poi spostato attraverso il tunnel sottocutaneo alla parte posteriore del collo e collegato con un tappo di eparina (Figura 2C). Il tubo facilita l'iniezione di cibo liquido. Vieta anche il flusso inverso del contenuto gastrico attraverso i tubi.
La figura 3 mostra il processo di inoculazione cellulare sulla parete interna dell'scaffold, la coltivazione del bioreattore e il trapianto di esofageo. La matrice della membrana interrata incorporata in hMSC è stata applicata uniformemente alla parete interna dell'impalcatura tramite iniezione (Figura 3A). L'immagine SEM mostra la morfologia della superficie interna attaccata alle cellule. La colorazione viva/morta per analizzare la vitalità delle cellule sullo scaffold tubolare a due strati (superficie luminosa) indicava che la maggior parte delle cellule erano vitali, e si sono diffuse bene sulla struttura in nanofibra in 5 giorni. L'impalcatura inoculata con le cellule è stata fissata al bioreattore e lo stress di taglio è stato applicato dalla pompa (Figura 3B). Gli scaffold tubolari con semi di hMSC, compresa la coltivazione di bioreattori, sono stati trapiantati in ratti con difetti esofagei circonferenziali completi tramite tecniche di microsutura. L'innesto è stato coperto con un lembo della ghiandola tiroidea per la fissazione stabile e la fornitura vascolare del sito impiantato (Figura 3C). Il cambiamento di peso dei ratti dopo il trapianto è stato osservato fino alla fine dell'esperimento. I ratti trapiantati esofagei sono rimasti a 340 g fino al nono giorno, ma poi sono diminuiti rapidamente di peso a causa di varie cause (Figura 3D). Di conseguenza, la maggior parte degli animali è morta entro 15 giorni.
La figura 4 mostra la rigenerazione esofagea dopo l'impianto dell'innesto. Anche se la maggior parte dei ratti ha sviluppato l'ostruzione neoesofagea causata da palle di pelo, non c'erano prove grossolane di perforazione, perdita di anastomosis con fistola, accumulo di siema, formazione di ascesso, o necrosi dei tessuti molli circostanti in qualsiasi ratto sperimentale. La riepitelializzazione del sito di trapianto è stata confermata dalla colorazione immunofluorescenza per la cheratina 13. La morfologia dello strato di collagene e delle fibre di elastina è stata chiaramente confermata nel sito di rigenerazione. La presenza di abbondanti fibre di elastina e collagene può contribuire a migliorare le proprietà meccaniche. La rigenerazione dello strato muscolare esofageo è stata esibita dall'immunohistochimica desmina, e in questo sito è stata osservata un'abbondante neovascolarizzazione.
Figura 1: Illustrazione schematica del processo utilizzato per fabbricare scaffold tubolari a 2 strati. Dopo aver fabbricato la membrana interna mediante l'elettrospinning con PU (A), la resistenza strutturale dello scaffold tubolare è stata rinforzata aggiungendo fili alla superficie esterna della membrana utilizzando un sistema di stampa 3D senza solvente (B). L'immagine SEM mostra la morfologia degli strati interni ed esterni dello scaffold tubolare a 2 strati. (Abbreviazioni: PU - poliuretano). Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Figura 2: Gastrostomia. (A) Un diagramma schematico che mostra le tecniche di gastrostomia attraverso l'inserimento di tubi a T nella parete gastrica. (B) Un foro di puntura è fatto al centro della parte della forestomach e la punta del tubo T viene inserita nella parte della forestomach. (C) La parte di insediazione del tubo a T si trova con il tappo di eparina al centro dell'occipite. La figura seguente presenta un apparato gastrostomia T-tube con diversi componenti. Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Figura 3: trapianto esofageo. (A) Gli hMSC incapsulati nella matrice della membrana sotterranea sono stati seminati sugli strati interni dell'impalcatura tubolare a due strati. L'immagine SEM mostra la morfologia degli hMSC sulla parete interna. La vitalità delle cellule inoculate è stata confermata anche dalla colorazione morta (verde e cellule vive). Gli scaffold di semi di hMSC sono stati immediatamente incubati in un sistema di bioreattore (B), e poi gli esofago ingegnerizzati con i tessuti sono stati impiantati nell'esofago cervicale (C). Il sito impiantato era coperto da un lembo della ghiandola tiroidea per la ricostruzione esofagea stabile (frecce). (D) Studi di perdita di peso dopo il trapianto esofageo. La perdita di peso è stata determinata come cambiamento assoluto dal peso iniziale dei ratti. Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Figura 4: Interistologia dell'esofago ricostruito 2 settimane dopo l'impianto di scaffold ortotopici. La colorazione tricromatica di Masson mostra la deposizione di collagene intorno ai siti impiantati. La rigenerazione del muscolo esofageo e degli strati mucosi è stata confermata rispettivamente da desmin (verde) e cheratina 13 (rosso). Inoltre, la neovascolarizzazione (frecce) è stata chiaramente osservata intorno allo strato mucosale rigenerato. Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
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Discussion
Gli studi esistenti sugli animali sull'esofago artificiale sono ancora limitati da diversi fattori critici. Lo scaffold esofageo artificiale ideale deve essere biocompatibile e avere eccellenti proprietà fisiche. Dovrebbe essere in grado di rigenerare l'epitelio mucosale nel primo periodo postoperatorio per prevenire perdite anastomiche. La rigenerazione degli strati muscolari longitudinali circolari ed esterni è importante anche per la peristalsi funzionale12,13.
Le caratteristiche meccaniche dell'esofago sono essenziali perché l'esofago collassa durante la respirazione e si apre durante la deglutizione, con costante esposizione al massimo stretching con un fenomeno di rinculo14. Anche l'impalcatura impiantata deve avere queste caratteristiche meccaniche. La viscoelasticità dell'esofago impiantato dovrebbe essere adeguata per il rilassamento ripetitivo della rampa-rilassamento del movimento peristale attraverso l'esofago. Gli scaffold troppo deboli possono rompersi o fuoriuscire e causare gravi condizioni (ad esempio, mediastinite) nel destinatario. Al contrario, un'impalcatura troppo rigida potrebbe rigonfiarsi nel lume esofageo e prevenire il passaggio del cibo. Le nanofibre elettrospun hanno proprietà fisiche molto favorevoli per la ricostruzione esofagea. La natura topografica dell'ECM fornisce un ambiente favorevole per la migrazione e la differenziazione delle cellule epiteliali negli strati esofagei15. Ha anche una struttura nanoporo che previene la fuoriuscita di saliva e vari patogeni16. Tuttavia, gli scaffold fatti di nanofibre elettrospun hanno un uso limitato a causa delle loro proprietà meccaniche morbide. Per risolvere questo problema, abbiamo migliorato la loro resistenza meccanica utilizzando la tecnologia di stampa 3D. Il filo stampato in 3D sullo strato esterno della nanofibra ha una larghezza di 780 m, e la struttura dei pori interni è abbastanza ampia. Fornisce supporto fisico per interventi esofagei piuttosto che guidare la rigenerazione del tessuto circostante.
In questo studio, i difetti esofagei circonferenziali sono stati completamente guariti negli innesti coltivati di bioreattore fino a 2 settimane, ma tutti i ratti sperimentali sono morti entro 15 giorni dall'intervento chirurgico. La maggior parte dei decessi sono stati causati da peritonite e malnutrizione causata da perdite di cibo e saliva prossima al sito di anastomosi. Tutti gli animali consumavano liberamente una dieta liquida fino a una settimana, ma man mano che la guarigione della ferita progrediva, si è verificata un'ostruzione meccanica involontaria nell'esofago ricostruito a causa della deglutizione delle palle di pelo. Questo fenomeno ha dimostrato di causare un disturbo digestivo completo all'interno degli scaffold non dinamici impiantati. Ci sono diverse opzioni per superare questi problemi tecnici. In primo luogo, lo sviluppo di un impianto esofageo altamente elastico in grado di imitare la peristalsi esofagea. In secondo luogo, gli studi sugli animali che utilizzano ratti senza peli per prevenire la deglutizione dei capelli. In terzo luogo, lo stent biliare può essere applicato contemporaneamente con l'impalcatura per ridurre al minimo il collasso dell'impianto e il danno da anastomosi. Inoltre, l'applicazione dell'anastomosi microvascolare all'impianto di scaffold esofageo è importante per prevenire completamente la fuoriuscita di saliva. La tecnica di sutura convenzionale con gli occhi nudi è estremamente difficile da rendere a tenuta stagna nei modelli di ratto.
Un veicolo vascolare affidabile è essenziale per nutrienti, fattori di crescita e fornitura di ossigeno nelle prime fasi della rigenerazione. La ghiandola tiroidea è tessuto vascolare situato vicino all'esofago. Abbiamo usato il lembo della ghiandola tiroidea dopo l'esofagectomia circonferenziale a causa della sua facile accessibilità nel modello di ratto. In conclusione, proponiamo varie tecniche precliniche per superare le difficoltà della ricostruzione esofagea nel modello del ratto. Questo studio presenta una buona alternativa per superare i limiti del trapianto di esofago piccolo animale convenzionale.
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Disclosures
Il sistema di bioreattore progettato per questo studio è stato commercializzato (numero di modello: ACBF-100).
Acknowledgments
Questa ricerca è stata sostenuta dal Progetto di R&S della tecnologia sanitaria coreana attraverso il Korea Health Industry Development Institute (KHIDI), finanziato dal Ministero della Salute & Welfare, dalla Repubblica di Corea (numero di sovvenzione: HI16C0362) e dalla Ricerca Scientifica di base Programma attraverso la National Research Foundation of Korea (NRF) finanziato dal Ministero dell'Istruzione (2017R1C1B2011132). Le biocampioni e i dati utilizzati in questo studio sono stati forniti dalla Biobank dell'Ospedale Nazionale dell'Università di Seoul, membro della Korea Biobank Network.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Metabolic cage | TEUNGDO BIO & PLANT | JD-C-66 | |
| Zoletil (50 mg/g dose) | Virbac | 1000000188 | |
| 0.25% Trypsin-EDTA | Gibco | 25200-056 | |
| 1 mL Syringe | BD | 309659 | |
| 2% xylazine hydrochloride (Rumpun) | Byely | Q-0615-035 | |
| 4% paraformaldehyde | BIOSOLUTION | BP031 | |
| 4-0 Vicryl | ETHICON | W9443 | |
| 9-0 Vicryl | ETHICON | W2813 | |
| Antibiotic gentamicin (Septopal). | Septopal | 0409-1207-03 | |
| Bovine Serum Albumin (BSA) | Sigma | 5470 | |
| Citrate Buffer, ph6.0, 10X | Sigma | C9999 | |
| DAB PEROXIDASE SUBSTRATE KIT | VECTOR | SK4100 | |
| Desmin | Santa Cruz | sc-23879 | |
| Elastic stain kit | ScyTeK | ETS-1 | |
| Ethanol | Merck | 100983 | |
| Ethanol | Merck | 64-17-5 | |
| Fetal Bovine Serun (FBS) | Gibco | 16000-044 | |
| Glutaraldehyde | Sigma | 354400 | |
| Goat anti-Mouse IgG (H+L) Secondary Antibody | ThermoFisher | A-11001 | |
| Heparin cap | Hyupsung Medical | HS-T-05 | |
| hMSC (STEMPRO) / growth medium (MesenPRO RSTM) |
Invitrogen | R7788-110 | |
| Horseradish peroxidase-conjugated kit (Vectastain) | VECTOR | PK7800 | |
| Hydrogen peroxide | JUNSEI | 7722-84-1 | |
| Keratin13 | Novus | NBP1-97797 | |
| LIVE/DEAD Viability Assay Kit | Molecular Probes | L3224 | |
| Matrigel | Corning | 354262 | |
| N,N-dimethylformamide (DMF) | Sigma | 227056 | |
| Nonadherent 24-well tissue culture plates. |
Corning | 3738 | |
| OsO4 | Sigma | O5500 | |
| Petri dish | Eppendorf | 3072115 | |
| Phosphate-buffered saline (PBS) | Gibco | 10010-023 | |
| Phosphate-buffered saline (PBS), 10X | BIOSOLUTION | BP007a | |
| Polycaprolactone (PCL) polymer | Sigma | 440744 | |
| Polyurethane (PU+A2:A24) polymer | Lubrizol | 2363-80AE | |
| Power Supply | NanoNC | HV100 | |
| ProLong Gold antifade reagent with DAPI | Invitrogen | P36931 | |
| Rumpun | Bayer | Q-0615-035 | |
| Silicone T-tube | Sewoon Medical | 2206-005 | |
| Terramycin Eye Ointment | Pfizer Pharmaceutical Korea | W01890011 | |
| Tiletamine/Zolazepam (Zoletil) | Virbac Laboratories | Q-0042-058 | |
| Trichrome stain kit | ScyTeK | TRM-1 | |
| von Willebrand Factor (vWF) | Santa Cruz | sc 14014 |
References
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