Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
JoVE Journal Medicine
Click here for the English version

Medicine

In vivo musemodel af rygmarvsimplantatinfektion

Published: June 23, 2020 doi: 10.3791/60560
Automatic Translation
1, 1, 1, 1, 1, 1, 1, 1, 1, 1, 1, 2, 3, 2, 2, 2, 2, 2, 1, 1, 1
1Department of Orthopaedic Surgery, University of California Los Angeles, 2David Geffen School of Medicine, University of California Los Angeles, 3University of South Carolina School of Medicine, University of South Carolina

ERRATUM NOTICE

Summary

Protokollen beskriver en ny in vivo musemodel af spinalimplantatinfektion, hvor et rustfrit stål k-wire implantat er inficeret med bioluminescerende Staphylococcus aureus Xen36. Bakteriebyrden overvåges i længderetningen med bioluminescerende billeddannelse og bekræftes med kolonidannende enhedstællinger efter eutanasi.

Abstract

Rygsøjleimplantatinfektioner giver dårlige resultater, da diagnosen er udfordrende, og kirurgisk udryddelse er i modstrid med mekanisk rygmarvsstabilitet. Formålet med denne metode er at beskrive en ny musemodel af rygmarvsimplantatinfektion (SII), der blev oprettet for at give et billigt, hurtigt og præcist in vivo-værktøj til at teste potentielle terapeutiske og behandlingsstrategier for rygmarvsimplantatinfektioner.

I denne metode præsenterer vi en model af posterior-approach spinal kirurgi, hvor en rustfri stål k-wire transfikseres til L4 spinous processen af 12 uger gamle C57BL/6J vildtypemus og podes med 1 x 103 CFU af en bioluminescerende stamme af Staphylococcus aureus Xen36 bakterier. Mus afbildes derefter i længderetningen for bioluminescens in vivo på postoperative dage 0, 1, 3, 5, 7, 10, 14, 18, 21, 25, 28 og 35. Bioluminescensbilleddannelsessignaler (BLI) fra et standardiseret synsfelt kvantificeres for at måle in vivo bakteriel byrde.

For at kvantificere bakterier, der klæber til implantater og periimplantatvæv, aflives mus, og implantatet og det omgivende bløde væv høstes. Bakterier løsnes fra implantatet ved sonikering, dyrkes natten over, og derefter tælles kolonidannende enheder (CFU'er). Resultaterne opnået ved denne metode omfatter langsgående bakterietal målt ved in vivo S. aureus-bioluminescens (gennemsnitlig maksimal flux) og CFU-tællinger efter eutanasi.

Mens tidligere dyremodeller af instrumenteret rygsøjleinfektion har involveret invasiv, ex vivo vævsanalyse, udnytter musemodellen af SII, der præsenteres i dette papir, ikke-invasiv, realtids in vivo optisk billeddannelse af bioluminescerende bakterier til at erstatte statisk vævsundersøgelse. Anvendelser af modellen er brede og kan omfatte anvendelse af alternative bioluminescerende bakteriestammer, inkorporering af andre typer genetisk manipulerede mus til samtidig undersøgelse af værtsimmunrespons og evaluering af nuværende eller undersøgelse af nye diagnostiske og terapeutiske modaliteter såsom antibiotika eller implantatbelægninger.

Introduction

Formålet med denne metode er at beskrive en ny musemodel for rygmarvsimplantatinfektion (SII). Denne model er designet til at give et billigt og præcist værktøj til fleksibelt at vurdere effekten af værts-, patogen- og/eller implantatvariabler in vivo. Test af potentielle terapeutiske og behandlingsstrategier for rygmarvsimplantatinfektioner i denne model har til formål at styre forskningsudviklingen forud for anvendelse i større dyremodeller og kliniske forsøg.

Implantatrelateret infektion efter rygsøjleoperation er en ødelæggende komplikation og forekommer desværre hos ca. 3-8% af patienterne, der gennemgår elektiv rygsøjlekirurgi 1,2,3,4,5 og op til 65% af patienterne, der gennemgår multilevel eller revisionskirurgi6. Behandling af rygmarvsimplantatinfektioner kræver ofte flere indlæggelser, flere operationer og langvarig antibiotikabehandling. SII'er viser dårlige patientresultater, herunder neurologisk kompromis, handicap og en øget risiko for dødelighed. Håndtering af SII er ekstremt dyrt og koster op mod $ 900.000 pr. Patient7.

Staphylococcus aureus er det mest almindelige virulente patogen af SII 8,9,10,11. Bakterier kan frø hardwaren direkte under operationen, gennem såret i den postoperative periode eller senere via hæmatogen spredning. I nærvær af metalimplantater danner S. aureus biofilm, der beskytter bakterierne mod antibiotikabehandling og immunceller. Mens fjernelse af inficeret hardware kan hjælpe med effektivt at udrydde en infektion, er dette ofte ikke muligt i rygsøjlen uden at forårsage destabilisering og risikere neurologisk kompromis12.

I mangel af udplantning af inficeret hardware er der behov for nye tilgange til at forebygge, opdage og behandle SII. Historisk set har der været begrænsede dyremodeller af SII til effektivt at vurdere sikkerheden og effekten af nye terapier. Tidligere dyremodeller af SII kræver et stort antal dyr og indsamling af datapunkter, der kræver eutanasi, herunder kolonitælling, histologi og kultur13,14,15. Da disse modeller mangler langsgående in vivo-overvågning, giver de kun ét datapunkt pr. dyr og er derfor dyre og ineffektive.

Tidligere arbejde, der studerede en musemodel af knæartroplastikinfektion, fastslog værdien og nøjagtigheden af ikke-invasiv in vivo optisk billeddannelse til langsgående overvågning af infektionsbyrden16. Påvisning af bioluminescens gør det muligt at kvantificere bakteriebyrden over et langsgående tidsforløb i et enkelt dyr humant, præcist og effektivt. Desuden har tidligere undersøgelser vist en høj korrelation mellem in vivo-bioluminescens og CFU'er, der klæber til implantater17. Evnen til at spore infektion over tid har ført til en mere nuanceret forståelse af implantatrelateret infektion. Derudover har overvågning af langsgående infektion på denne måde gjort det muligt at vurdere effektiviteten af antibiotikabehandling og nye antimikrobielle stoffer nøjagtigt16,17,18.

Ved at udnytte disse værktøjer udviklede og validerede vi en model for postoperativ spinalimplantatinfektion. I den præsenterede metode bruger vi et inokulum af bioluminescerende S. aureus Xen36 til at etablere en in vivo musemodel af SII til langsgående overvågning af bakteriebyrden16,17,18. Denne nye model giver et værdifuldt værktøj til effektivt at teste potentielle detektions-, forebyggelses- og behandlingsstrategier for SII, inden de anvendes i større dyremodeller og kliniske forsøg.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

Alle dyr blev håndteret i nøje overensstemmelse med god dyrepraksis som defineret i de føderale regler som beskrevet i dyrevelfærdsloven (AWA), 1996-vejledningen til pleje og brug af forsøgsdyr, PHS-politikken for human pleje og brug af forsøgsdyr samt institutionens politikker og procedurer som beskrevet i træningsmanualen for dyrepleje og brug, og alt dyrearbejde blev godkendt af University of California Los Angeles Chancellor's Animal Research Committee (ARC).

1. Valg af S. aureus bioluminescerende stamme

  1. Brug den bioluminescerende S. aureus-stamme Xen36 som inokulum af interesse.
    BEMÆRK: Denne stamme stammer fra forældrestammen S. aureus ATCC-49525, som er et klinisk isolat fra en septisk patient. S. aureus Xen36 udnytter unikt en luxABCDE-operon, som er optimeret og integreret i værtens oprindelige plasmid. 19 Som følge heraf er Xen36-stammen i stand til at frembringe et blågrønt bioluminescerende lys med en maksimal bølgelængdeemission på 490 nm. Dette emissionssignal produceres kun af levende metabolisk aktive bakterieorganismer.

2. Forberedelse af S. Aureus til podning

  1. Tilsæt 200 μg / ml kanamycin til Luria Broth plus 1,5% agar for at isolere S. aureus Xen36 fra potentielle forurenende stoffer ved hjælp af kanamycinresistensgenet forbundet med lux operon19.
  2. Streak S. aureus Xen36 bakterier på tryptiske sojaagarplader (tryptisk sojabouillon [TSB] plus 1,5% agar) og inkuberes ved 37 ° C i 12-16 timer.
  3. Der isoleres enkelte kolonier af S. aureus Xen36 og dyrkes individuelt i TSB i 12-16 timer ved 37 °C i en rysteinkubator (200 omdr./min.).
  4. Fortynd resulterende kultur i forholdet 1:50.
  5. Der dyrkes i yderligere 2 timer ved 37 °C for at isolere bakterier i den midlogaritmiske fase.
  6. Pille, resuspendere og vaske bakterier i fosfatbufret saltvand (PBS) tre gange.
  7. Absorbansen måles ved 600 nm. Den ideelle OD600 er mellem 0,700 og 0,750, hvilket svarer til 4x105 CFU/ml. Udfør serielle fortyndinger for at opnå det ønskede bakterieinokulum (1 x 103 CFU/2 μL).
    BEMÆRK: Den optimale koncentration af Xen36 til etablering af en kronisk infektion viste sig at være 1 x 103 CFU. Lavere dosering af bakterier blev ryddet af værtsimmunsystemet, og højere dosering forårsagede sårnedbrydning. Sårnedbrydning skelner ikke mellem en dyb implantatinfektion og en overfladisk sårinfektion og undgås derfor i denne model (figur 1)20.

3. Mus

  1. Brug 12 uger gamle C57BL/6J vildtypemus.
  2. Husmus i bure med højst 4 ad gangen.
  3. Hold vand tilgængeligt til enhver tid. Oprethold en 12-timers lys / mørk cyklus og udfør ikke eksperimentering i den mørke fase af cyklussen.
  4. Brug lucernefri chow til fodring på grund af potentiel interferens med fluorescerende signalering.
  5. Få forsknings- eller veterinærpersonale til at vurdere mus dagligt for at sikre dyrenes velfærd under hele forsøget.

4. Mus kirurgiske procedurer

  1. Inducer anæstesi ved at placere mus i et isofluran (2%) kammer i ca. 5 minutter. Bekræft passende dybde af anæstesi ved at overvåge åndedrættet for at forblive rytmisk og langsommere, end når de er vågen og ikke ændre sig som reaktion på skadelige stimuli (f.eks. Kirurgisk manipulation, tåklemme).
  2. Overfør bedøvede mus til en forberedelsesstation og fjern hår fra korsbenet til den øvre thoraxrygsøjle med gnaverklippere.
  3. Rens og steriliser huden med tredobbelt vask af skiftevis betadinopløsning og isopropylalkohol.
  4. Overfør bedøvede og steriliserede mus i den udsatte position til et sterilt kirurgisk leje, der opretholder anæstesi med administration af inhaleret isofluran (2%) via næsekegle.
  5. Bøj hofterne maksimalt og identificer knæets position på rygsøjlens niveau for at tilnærme lændehvirvelsøjlen 4.
  6. Lav et langsgående 2 cm snit gennem huden med en 15-bladet kirurgisk skalpel.
  7. Palperer de spinøse processer for at bekræfte midterlinjen og fortsæt snittet ned til knoglen.
  8. Dissekere subperiostealt på højre side af L4 spinøs proces, der strækker sig lateralt til den tværgående proces.
  9. Før en absorberbar flettet sutur størrelse 5-0 cephalad og caudad til L4-kroppen gennem fascia og lad den være åben som forberedelse til fremtidig lukning.
  10. Brug en 25 G spinalnål til at ream den spinøse proces af L4 ved hjælp af en 25 G spinalnål og indsæt et 0,1 mm diameter, 1 cm langt "L-formet" kirurgisk kvalitet rustfrit stål implantat langs lamina med den lange arm lægger cephalad.
  11. Pod implantatet med 1 x 103 CFU'er/2 μL bioluminescerende S. aureus Xen36, og sørg for, at al opløsning kommer i kontakt med implantatet.
  12. Vent ca. 10 sekunder, før du binder den tidligere passerede absorberbare sutur efter podning for at sikre indeslutning af podning på implantatet.
  13. Luk huden på løbende måde med absorberbar sutur.
  14. Administrer smertestillende medicin via subkutan injektion af buprenorphin (0,1 mg/kg) umiddelbart efter og derefter hver 12. time i 3 dage derefter.
  15. Gendan mus på en varmepude og overvåg for at vende tilbage til normal aktivitet.
  16. Få postoperative røntgenbilleder for at bekræfte passende placering af implantatet.

5. Langsgående in vivo bioluminescensbilleddannelse til måling af bakteriel byrde

  1. Bedøv mus med inhaleret isofluran (2%). Bekræft passende dybde af anæstesi ved at overvåge åndedrættet for at forblive rytmisk og langsommere, end når de er vågen og ikke ændre sig som reaktion på skadelige stimuli (f.eks. Kirurgisk manipulation, tåklemme).
  2. Fjern hår fra korsbenet til den øvre thoracale rygsøjle med gnaverklippere.
  3. Indlæs mus i synsfeltet på platformen til bioluminescerende billeddannelse for at udføre in vivo bioluminescensbilleddannelse (BLI)19.
  4. Optag bioluminescerende signal over en 5 minutters anskaffelsestid. Brug store binning-indstillinger med et synsfelt på 15 cm (B).
  5. Gentag trin 5.1-5.4 på postoperative dage 0, 1, 3, 5, 7, 10, 14, 18, 21, 25, 28 og 35 (eller andre dage baseret på specifikt eksperimentelt design) for at overvåge bakteriebelastningen.
  6. Præsenter BLI-data via farveskala og overlejring på et gråtonefotografi. Isoler en standard ovoid region af interesse (ROI) ved hjælp af BLI-software til at kvantificere BLI i total flux (fotoner pr. Sekund) eller gennemsnitlig maksimal flux (fotoner / sekund / centimeter2 / steradian).

6. Kvantificer bakterier, der klæber til implantater og omgivende væv

  1. Aflive mus på POD 35 eller en alternativ postoperativ dato efter eget valg med eksponering for kuldioxid i overensstemmelse med AVMA-retningslinjerne. Bekræft eutanasi med sekundær cervikal dislokation.
  2. Steriliser ryghuden i henhold til trin 4.3, og placer musen udsat på et sterilt kirurgisk felt.
  3. Skær skarpt det forrige snit ved hjælp af en 15-bladet kirurgisk skalpel.
  4. Brug steril saks til stump dissekering til L4 spinøs proces og identificere det kirurgiske implantat.
  5. Brug en nåledriver til forsigtigt at vride og fjerne implantatet fra dets position i L4-spinøs proces.
  6. Brug sterile pincet og saks til at høste ca. 0,1 g spinøs procesknogle og blødt væv umiddelbart omkring det kirurgiske implantat og placere i 1 ml PBS i lille konisk næsehornsrør med 4 skarpe homogeniserende perler.
  7. Optag vægten af blødt væv ved at veje konisk rør før og efter høst.
  8. Placer implantatet i 0,5 ml 0,3% Tween-80 i TSB og soniker i 15 min.
  9. Vortex den resulterende implantatsuspension i 2 minutter og kultur natten over i 12-16 timer.
  10. Homogeniser blødt væv og spinøse processer, der tidligere er anbragt i 1 ml PBS omkring implantatet ved hjælp af homogenisator.
  11. Vortex den resulterende bløddelssuspension i 5 minutter og kultur natten over i 12-16 timer.
  12. Efter dyrkning natten over tæller CFU fra henholdsvis implantatet og omgivende væv. Udtrykkeværdi som total CFU / g høstet for blødt væv og CFU / ml for sonikeret implantat.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

Den procedure, der præsenteres her, blev brugt til at vurdere effekten af antibiotikaregimer i en in vivo musemodel af SII. Specifikt blev effekten af kombination vancomycin og rifampin antibiotikabehandling sammenlignet med vancomycin monoterapi og ubehandlede inficerede kontroller.

Før operationen blev mus randomiseret til enten kombinationsbehandling, monoterapi eller inficeret kontrol. En statistisk effektanalyse blev udført for at beregne stikprøvestørrelsen. Forventede middelværdier for gennemsnitlig maksimal flux 1 x 10 5 ± 3,2 x 10 4 og1,4 x 105 blev anvendt til at bestemme stikprøvestørrelsen, som blev beregnet som N = 10 i hver gruppe. Mus gennemgik kirurgisk implantation, podning med S. aureus Xen36 og blev målt for in vivo S. aureus-bioluminescens på POD 0, 1, 3, 5, 7, 10, 14, 18, 21, 25, 28 og 35. På POD 35 blev mus ofret, og CFU'er for implantatklæbende og omgivende vævsbakterier blev kvantificeret.

Mus i monoterapigruppen fik en terapeutisk dosis vancomycin (110 mg/kg to gange dagligt) leveret subkutant. Denne dosis blev valgt for at tilnærme arealet under kurven for typisk human eksponering for vancomycin21,22,23. Mus i kombinationsbehandlingsgruppen fik en terapeutisk subkutan dosis vancomycin (110 mg/kg to gange dagligt) og rifampin (25 mg/kg dagligt)24. Mus i den inficerede kontrolgruppe modtog falske injektioner af sterilt saltvand. Behandling for alle grupper blev udført fra postoperative dage 7 til 14.

Effekt af antibiotikabehandling på BLI
Inficerede kontrolmus havde BLI-signaler, der toppede på POD 10, der forblev over 1,0 x 105 fotoner / s / cm 2 / sr indtil ofring, med succes modellering af en kronisk SII (figur 2). Mus behandlet med vancomycin monoterapi havde signifikant lavere BLI-signal sammenlignet med inficeret kontrol, med en 2 gange reduktion fra POD 10-21 (p<0,03). Efter POD 21 var der ingen signifikant forskel i BLI mellem monoterapi og inficerede kontrolgrupper. Mus behandlet med vancomycin-rifampin kombinationsbehandling havde et endnu lavere BLI-signal, som var 20 gange lavere end inficeret kontrol på POD 10. En signifikant reduktion fortsatte indtil POD 28 (p<0.01). Efter POD 28 var der ingen signifikant forskel i BLI mellem grupperne. Der var ingen signifikant forskel i BLI mellem nogen af de tre grupper ved endelig billeddannelse på POD35.

CFU'er fra implantater og omgivende væv
Mus blev ofret på POD 35. Implantater og omgivende væv blev høstet og behandlet til CFU-tælling (figur 3). Der blev ikke observeret nogen signifikant forskel i CFU'er mellem inficerede kontrol-, monoterapi- eller kombinationsbehandlingsgrupper.

Figure 1
Figur 1: Sårnedbrydning i højdosis S. aureus Xen36 podning. Billeder af dorsal hud hos mus podet med S. aureus Xen36 under en rygsøjleimplantatinfektion. (A) Mus podet med 1 x 103 CFU'er og intakt dorsal hud. (B) Mus podet med 1 x 104 CFU'er og tegn på betydelig sårnedbrydning. Figur tilpasset og genoptrykt med tilladelse fra Dworsky et al.25Klik her for at se en større version af denne figur.

Figure 2
Figur 2: Måling af bakteriebyrde ved hjælp af in vivo bioluminescens. 1 x 103 CFU af S. aureus, der besidder den bioluminescerende konstruktion i et stabilt plasmid (Xen36), blev podet i L4-spinøs proces hos mus (n = 10 mus pr. Gruppe) i nærværelse af et implantat i rustfrit stål. A) Bakterietal målt ved in vivo S. aureus-bioluminescens (gennemsnitlig maksimal flux [fotoner/s/cm2/sr] ± sem [logaritmisk skala]) med et flowdiagram over forsøgsprotokollen nedenfor. På POD 7 begyndte antibiotikaadministration med vancomycin, en kombination af vancomycin og rifampin eller en steril saltvandskontrol. Antibiotikaadministration blev stoppet på POD 14. På POD 35 blev mus ofret, og CFU'er fra implantatet og omgivende væv blev målt. (B) Repræsentativ in vivo S. aureus-bioluminescens på en farveskala oven på et gråtonebillede af mus. Figur tilpasset og genoptrykt med tilladelse fra Hu et al.25Klik her for at se en større version af denne figur.

Figure 3
Figur 3: Bekræftelse af bakteriebyrde ved hjælp af CFU-tællinger. Ved POD 35 blev mus ofret, stifter blev sonikeret, væv blev homogeniseret, og bakterier blev dyrket og talt. Figur tilpasset og genoptrykt med tilladelse fra Hu et al.25. Klik her for at se en større version af denne figur.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

Implantatrelaterede infektioner i rygsøjlen varsler dårlige resultater for patienter 1,2,3,4,5. I modsætning til mange andre områder i kroppen kan inficeret hardware i rygsøjlen ofte ikke fjernes på grund af risikoen for ustabilitet og neurologisk kompromis. Denne unikke udfordring i forbindelse med indstilling af biofilmbakterier, der er resistente over for systemisk antibiotikabehandling, nødvendiggør nye tilgange til behandling12. Tidligere forskning i nye behandlinger for SII har været begrænset af dyre, ineffektive dyremodeller. For bedre at kunne studere disse infektioner og effektivt vurdere effekten af potentielle behandlinger udviklede vi en ikke-invasiv langsgående musemodel af SII ved hjælp af in vivo bioluminescensbilleddannelse.

Tidligere dyremodeller af instrumenteret rygsøjleinfektion krævede ex vivo vævsanalyse for at evaluere resultaterne, hvilket krævede store kohorter og var ude af stand til at overvåge infektion over tid13,14,26. I modsætning hertil udnytter musemodellen for SII, der præsenteres i dette papir, BLI til pålideligt at overvåge bakteriel byrde over tid16,17,18. Denne nye tilgang gør det muligt for efterforskere at vurdere bakteriernes og værtens reaktion på antibiotika, belægninger eller immunmodulering.

Kritiske trin i protokollen omfatter: passende forberedelse af Xen36 S. aureus og estimering af enkelt podning 1 x 103 CFU'er/2 μL; præcis kirurgisk implantation, podning og lukning; in vivo bioluminescerende billeddannelse; og bekræftelse af bakteriel byrde ved hjælp af CFU-tællinger.

Ændringer af modellen kan omfatte alternative bioluminescerende bakteriestammer, længerevarende tidspunkter eller anvendelse af integration af andre typer genetisk manipulerede mus, såsom dem, der udtrykker grønt fluorescerende protein i myeloide celler (Lys-EGFP) til samtidig måling af neutrofilinfiltration med in vivo-fluorescensbilleddannelse20. Yderligere metoder kan anvendes til at supplere dem, der er beskrevet i protokollen til behandling af processer såsom vertebral osteolyse, diskdegeneration, bløddelsinfektion og implantatbiofilminfektion. Teknikker, der giver kvantitative resultater i disse processer, kan omfatte, men er ikke begrænset til: mikrocomputertomografi, magnetisk resonansbilleddannelse, kvantitativ PCR i realtid, serologi, histologi, immunhistokemi og / eller elektronmikroskopi med variabelt tryk.

Denne model har flere begrænsninger. For det første er modellen for rygkirurgi en grov forenkling sammenlignet med klinisk praksis. I modsætning til omfattende dekompressions- og fusionsoperationer på flere niveauer, der er typiske for patienter med høj risiko rygsøjlekirurgi, involverer modeloperationen minimal knogleresektion med et enkelt rustfrit stålimplantat. Da kliniske rygsøjleimplantater har flere forskellige materialer, kan disse have forskellige modtageligheder for bakteriel infektion og biofilmdannelse. Derudover, som med alle dyremodeller, er værtsresponsen på infektion hos mus anderledes end hos mennesker.

I fremtiden kan denne model bruges til at vurdere behandling af SII med andre antibiotikaleveringsmetoder, herunder vancomycinpulver, antibiotikabelastede perler eller overtrukne implantater. Desuden kan denne model anvendes til at studere det mekanistiske grundlag for værtsresponsen på SII.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Forfatterne har ingen interessekonflikter at oplyse.

Acknowledgments

Forfatterne vil gerne anerkende modtagelsen af både Pediatric Orthopaedic Society of North America Biomet Spine Grant og National Institutes of Health Clinical and Translational Science Institute KL2 Grant og HH Lee Surgical Research Grant som vigtige finansieringskilder til disse eksperimenter.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Analytical Balance ME104 Mettler Toledo 30029067 120 g capacity, 0.1 mg readability, backlit LCD, internal adjustment, metal base
BD Bacto Tryptic Soy Broth Becton Dickinson (BD) BD 211825 BD Bacto Tryptic Soy Broth (Soybean-Casein Digest Medium)
Biomate 3S UV-VIS Spectrophotometer Thermo Scientific 840-208300 Spectrophotometer; Thermo Scientific; BioMate 3S; Six-position cell holder; Spectral bandwidth: 1.8nm; Long-life xenon lamp; Store up to 40 test methods; 16L x 13W x 9 in. H; 19 lb.; 100/240V US line cord
Bioshield 720+ swinging bucket rotor Thermo Scientific 75003183 Rotor, Swinging bucket; Thermo Scientific; BIOShield 720 high speed; Capacity: 4 x 180mL (0.72L); Angle: 90 deg. ; Max. speed/RCF: 6300rpm/7188 x g; Max. radius: 16.2cm
Branson Ultrasonics 2510R-MTH (Sonicator) Branson Ultrasonics CPX952217R *similar model, our model is discontinued* Branson Ultrasonics MH Series Heated Ultrasonic Cleaning Bath, 120V, 0.75 gal
Bullet Blender Storm Homogenizer Next Advance BBY24M The Bullet Blender Storm is the most powerful member of the Bullet Blender family. Homogenize up to 24 of your toughest samples (mouse femur, skin, cartilage, tumor, etc.) in just minutes. Air cooling™ minimizes sample heat up. Uses 1.5ml screw-cap RINO® tubes or snap-cap Eppendorf® Safe-lock™ tubes.
Germinator 500 Electron Microscopy Sciences 66118-10 The Germinator 500 is designed to decontaminate metal micro-dissecting instruments only. It is to be
used exclusively for research purposes. The Germinator 500 should not be used as a substitute for
traditional methods of terminal sterilization. Effective sterilization cannot be assured due to lack of routine
sterilization-efficacy monitoring methods for glass bead sterilization. The Germinator 500 has been
designed and built to pass the Validation of Dry Sterilizer Spore Suspension Test: USP XXIII, Part 1211.
Heracell 150i CO2 Incubator Thermo Scientific 51026282 Single 150L
IVIS Lumina X5 Imaging System Perkin Elmer CLS148590 The IVIS Lumina X5 high-throughput 2D optical imaging system combines high-sensitivity bioluminescence and fluorescence with high-resolution x-ray into a compact system that fits on your benchtop. With an expanded 5 mouse field of view for 2D optical imaging plus our unique line of accessories to accelerate setup and labeling, it has never been easier or faster to get robust data—and answers—on anatomical and molecular aspects of disease.
MAXQ 4450 Digtial Incubating Bench Shaker Thermo Scientific SHKE4450 Shaker, Incubated; Thermo Scientific; Digital; MaxQ 4450; Speed 15 to 500rpm +/-1rpm; 5 deg. C above ambient to 80 deg. C; 120V 50/60Hz
PBS, Phosphate Buffered Saline Fisher Bioreagents BP24384 PBS, Phosphate Buffered Saline, 1X Solution, pH 7.4
Sorvall Legend Micro 21 Centrifuge, Ventilated Thermo Scientific 75002436 24 x 1.5/2.0mL rotor with ClickSeal biocontainment lid
SORVALL LEGEND X1R 120V Centrifuge Thermo Scientific 75004261 Centrifuge, Benchtop; Thermo Scientific; Sorvall Legend X1R (Refrigerated), 1L capacity; Max. Speed/RCF 15,200rpm/25,830 x g; CFC-free cooling -10C to +40C; 120V 60Hz
Staphylococcus aureus - Xen36 Perkin Elmer 119243 Staphylococcus aureus - Xen36 bioluminescent pathogenic bacteria for in vivo and in vitro drug discovery. This product was derived from a parental strain from the American Type Culture Collection, used under license. Staph. aureus-Xen36 possesses a stable copy of the Photorhabdus luminescens lux operon on the native plasmid.
TUTTNAUER AUTOCLAVE 2540E 120V Heidolph Tuttnauer 23210401 Sterilizer, Benchtop; Heidolph; Tuttnauer; Model 2540E; Self-contained design with refillable reservoir controls water purity for sterilization; 120V 50/60Hz; 1400w. With electronic controls
Tween 80 Fisher Bioreagents BP338-500 Tween 80, Fisher BioReagents, Non-ionic detergent for selective protein extraction
Vortex mixer VX-200 Labnet Internation S0200 120V touch or continuous mixer, 230V: 0 - 2,850 rpm,120V: 0 - 3,400 rpm
0.9% Sodium Chloride Pfizer Injectables/Hospira 00409-4888-10 0.9% Sodium Chloride Injection, USP

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Verdrengh, M., Tarkowski, A. Role of neutrophils in experimental septicemia and septic arthritis induced by Staphylococcus aureus. Infection and Immunity. 65 (7), 2517-2521 (1997).
  2. Fang, A., Hu, S. S., Endres, N., Bradford, D. S. Risk factors for infection after spinal surgery. Spine. 30 (12), Phila Pa. 1460-1465 (2005).
  3. Levi, A. D., Dickman, C. A., Sonntag, V. K. Management of postoperative infections after spinal instrumentation. Journal of Neurosurgery. 86 (6), 975-980 (1997).
  4. Weinstein, M. A., McCabe, J. P., Cammisa, F. P. Postoperative spinal wound infection: a review of 2,391 consecutive index procedures. Journal of Spinal Disorders. 13 (5), 422-426 (2000).
  5. Picada, R., et al. Postoperative deep wound infection in adults after posterior lumbosacral spine fusion with instrumentation: incidence and management. Journal of Spinal Disorders. 13 (1), 42-45 (2000).
  6. Smith, J. S., et al. Rates of infection after spine surgery based on 108,419 procedures: a report from the Scoliosis Research Society Morbidity and Mortality Committee. Spine. 36 (7), Phila Pa. 556-563 (2011).
  7. Abbey, D. M., Turner, D. M., Warson, J. S., Wirt, T. C., Scalley, R. D. Treatment of postoperative wound infections following spinal fusion with instrumentation. Journal of Spinal Disorders. 8 (4), 278-283 (1995).
  8. Silber, J. S., et al. Management of postprocedural discitis. Spine Journal. 2 (4), 279-287 (2002).
  9. Pappou, I. P., Papadopoulos, E. C., Sama, A. A., Girardi, F. P., Cammisa, F. P. Postoperative infections in interbody fusion for degenerative spinal disease. Clinical Orthopaedics and Related Research. 444, 120-128 (2006).
  10. Sampedro, M. F., et al. A biofilm approach to detect bacteria on removed spinal implants. Spine. 35 (12), Phila Pa. 1218-1224 (2010).
  11. Pull ter Gunne, A. F., Mohamed, A. S., Skolasky, R. L., van Laarhoven, C. J., Cohen, D. B. The presentation, incidence, etiology, and treatment of surgical site infections after spinal surgery. Spine. 35 (13), Phila Pa. 1323-1328 (2010).
  12. Olsen, M. A., et al. Risk factors for surgical site infection in spinal surgery. Journal of Neurosurgery. 98, 2 Suppl 149-155 (2003).
  13. Ofluoglu, E. A., et al. Implant-related infection model in rat spine. Archives of Orthopaedic and Trauma Surgery. 127 (5), 391-396 (2007).
  14. Guiboux, J. P., et al. The role of prophylactic antibiotics in spinal instrumentation. A rabbit model. Spine. 23 (6), Phila Pa. 653-656 (1998).
  15. Stavrakis, A. I., et al. Current Animal Models of Postoperative Spine Infection and Potential Future Advances. Frontiers in Medicine (Lausanne). 2, 34 (2015).
  16. Pribaz, J. R., et al. Mouse model of chronic post-arthroplasty infection: noninvasive in vivo bioluminescence imaging to monitor bacterial burden for long-term study. Journal of Orthopaedic Research. 30 (3), 335-340 (2012).
  17. Bernthal, N. M., et al. A mouse model of post-arthroplasty Staphylococcus aureus joint infection to evaluate in vivo the efficacy of antimicrobial implant coatings. PLoS One. 5 (9), 12580 (2010).
  18. Niska, J. A., et al. Monitoring bacterial burden, inflammation and bone damage longitudinally using optical and muCT imaging in an orthopaedic implant infection in mice. PLoS One. 7 (10), 47397 (2012).
  19. Francis, K. P., et al. Monitoring bioluminescent Staphylococcus aureus infections in living mice using a novel luxABCDE construct. Infection and Immunity. 68 (6), 3594-3600 (2000).
  20. Dworsky, E. M., et al. Novel in vivo mouse model of implant related spine infection. Journal of Orthopaedic Research. 35 (1), 193-199 (2017).
  21. Hegde, S. S., et al. Activity of telavancin against heterogeneous vancomycin-intermediate Staphylococcus aureus (hVISA) in vitro and in an in vivo mouse model of bacteraemia. Journal of Antimicrobial Chemotherapy. 65 (4), 725-728 (2010).
  22. Crandon, J. L., Kuti, J. L., Nicolau, D. P. Comparative efficacies of human simulated exposures of telavancin and vancomycin against methicillin-resistant Staphylococcus aureus with a range of vancomycin MICs in a murine pneumonia model. Antimicrobial Agents and Chemotherapy. 54 (12), 5115-5119 (2010).
  23. Reyes, N., et al. Efficacy of telavancin in a murine model of bacteraemia induced by methicillin-resistant Staphylococcus aureus. Journal of Antimicrobial Chemotherapy. 58 (2), 462-465 (2006).
  24. Sakoulas, G., Eliopoulos, G. M., Alder, J., Eliopoulos, C. T. Efficacy of daptomycin in experimental endocarditis due to methicillin-resistant Staphylococcus aureus. Antimicrobial Agents and Chemotherapy. 47 (5), 1714-1718 (2003).
  25. Hu, Y., et al. Combinatory antibiotic therapy increases rate of bacterial kill but not final outcome in a novel mouse model of Staphylococcus aureus spinal implant infection. PLoS One. 12 (2), 0173019 (2017).
  26. Poelstra, K. A., Barekzi, N. A., Grainger, D. W., Gristina, A. G., Schuler, T. C. A novel spinal implant infection model in rabbits. Spine. 25 (4), Phila Pa. 406-410 (2000).

Tags

Spinalimplantatinfektion musemodel in vivo terapi behandlingsstrategier rygkirurgi efter bageste tilgang bioluminescerende stamme Staphylococcus aureus xen36-bakterier bioluminescensbilleddannelse bakteriel byrde periimplantatvæv kolonidannende enheder (CFU'er) dyremodeller

Erratum

Formal Correction: Erratum: In vivo Mouse Model of Spinal Implant Infection
Posted by JoVE Editors on 05/05/2023. Citeable Link.

An erratum was issued for: In vivo Mouse Model of Spinal Implant Infection. The Authors section was updated from:

Benjamin V. Kelley1
Stephen D. Zoller1
Danielle Greig1
Kellyn Hori1
Nicolas Cevallos1
Chad Ishmael1
Peter Hsiue1
Rishi Trikha1
Troy Sekimura2
Thomas Olson2
Ameen Chaudry2
Michael M. Le2
Anthony A. Scaduto1
Kevin P. Francis1
Nicholas M. Bernthal1
1Department of Orthopaedic Surgery, University of California Los Angeles
2David Geffen School of Medicine, University of California Los Angeles

to:

Benjamin V. Kelley1
Christopher Hamad1
Stephen D. Zoller1
Danielle Greig1
Zeinab Mamouei1
Rene Chun1
Kellyn Hori1
Nicolas Cevallos1
Chad Ishmael1
Peter Hsiue1
Rishi Trikha1
Troy Sekimura2
Brandon Gettleman3
Autreen Golzar2
Adrian Lin2
Thomas Olson2
Ameen Chaudry2
Michael M. Le2
Anthony A. Scaduto1
Kevin P. Francis1
Nicholas M. Bernthal1
1Department of Orthopaedic Surgery, University of California Los Angeles
2David Geffen School of Medicine, University of California Los Angeles
3University of South Carolina School of Medicine, University of South Carolina

In vivo musemodel af rygmarvsimplantatinfektion
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Kelley, B. V., Hamad, C., Zoller, S. … More

Kelley, B. V., Hamad, C., Zoller, S. D., Greig, D., Mamouei, Z., Chun, R., Hori, K., Cevallos, N., Ishmael, C., Hsiue, P., Trikha, R., Sekimura, T., Gettleman, B., Golzar, A., Lin, A., Olson, T., Chaudry, A., Le, M. M., Scaduto, A. A., Francis, K. P., Bernthal, N. M. In Vivo Mouse Model of Spinal Implant Infection. J. Vis. Exp. (160), e60560, doi:10.3791/60560 (2020).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter