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Medicine

Modelo in vivo de infecção de implante espinhal em camundongos

Published: June 23, 2020 doi: 10.3791/60560
Automatic Translation
1, 1, 1, 1, 1, 1, 1, 1, 1, 1, 1, 2, 3, 2, 2, 2, 2, 2, 1, 1, 1
1Department of Orthopaedic Surgery, University of California Los Angeles, 2David Geffen School of Medicine, University of California Los Angeles, 3University of South Carolina School of Medicine, University of South Carolina

ERRATUM NOTICE

Summary

O protocolo descreve um novo modelo in vivo de infecção de implante espinhal em camundongos, onde um implante de fio k de aço inoxidável é infectado com Staphylococcus aureus Xen36 bioluminescente. A carga bacteriana é monitorada longitudinalmente com imagens bioluminescentes e confirmada com contagens de unidades formadoras de colônias após a eutanásia.

Abstract

As infecções por implantes na coluna vertebral pressagiam resultados ruins, pois o diagnóstico é desafiador e a erradicação cirúrgica está em desacordo com a estabilidade mecânica da coluna vertebral. O objetivo deste método é descrever um novo modelo de camundongo de infecção por implante espinhal (SII) que foi criado para fornecer uma ferramenta in vivo barata, rápida e precisa para testar potenciais estratégias terapêuticas e de tratamento para infecções de implantes espinhais.

Neste método, apresentamos um modelo de cirurgia espinhal por abordagem posterior, no qual um fio k de aço inoxidável é transfixado no processo espinhoso L4 de camundongos selvagens C57BL/6J com 12 semanas de idade e inoculado com 1 x 103 UFC de uma cepa bioluminescente da bactéria Staphylococcus aureus Xen36. Os camundongos são então fotografados longitudinalmente para bioluminescência in vivo nos dias de pós-operatório 0, 1, 3, 5, 7, 10, 14, 18, 21, 25, 28 e 35. Sinais de imagem de bioluminescência (BLI) de um campo de visão padronizado são quantificados para medir a carga bacteriana in vivo.

Para quantificar as bactérias aderidas aos implantes e ao tecido peri-implantar, camundongos são eutanasiados e o implante e o tecido mole circundante são colhidos. As bactérias são destacadas do implante por sonicação, cultivadas durante a noite e, em seguida, as unidades formadoras de colônias (UFCs) são contadas. Os resultados obtidos a partir deste método incluem contagens bacterianas longitudinais medidas pela bioluminescência de S. aureus in vivo (fluxo máximo médio) e contagens de UFC após eutanásia.

Enquanto modelos animais anteriores de infecção instrumentada da coluna vertebral envolveram análise invasiva ex vivo de tecido, o modelo de SII em camundongos apresentado neste artigo aproveita imagens ópticas in vivo não invasivas e em tempo real de bactérias bioluminescentes para substituir o estudo de tecido estático. As aplicações do modelo são amplas e podem incluir a utilização de cepas bacterianas bioluminescentes alternativas, a incorporação de outros tipos de camundongos geneticamente modificados para estudar contemporaneamente a resposta imune do hospedeiro e avaliar as atuais ou investigar novas modalidades diagnósticas e terapêuticas, como antibióticos ou revestimentos de implantes.

Introduction

O objetivo deste método é descrever um novo modelo de infecção de implante espinhal (LIP) em camundongos. Esse modelo foi projetado para fornecer uma ferramenta barata e precisa para avaliar de forma flexível o efeito de variáveis do hospedeiro, patógeno e/ou implante in vivo. Testar potenciais estratégias terapêuticas e de tratamento para infecções de implantes espinhais neste modelo visa orientar o desenvolvimento de pesquisas antes da aplicação em modelos animais maiores e ensaios clínicos.

A infecção relacionada ao implante após cirurgia de coluna é uma complicação devastadora e, infelizmente, ocorre em aproximadamente 3% a 8% dos pacientes submetidos à cirurgia eletiva da colunavertebral 1,2,3,4,5 e em até 65% dos pacientes submetidos à cirurgia multinível ou de revisão6. O tratamento de infecções de implantes espinhais geralmente requer várias hospitalizações, múltiplas cirurgias e antibioticoterapia prolongada. As SIIs pressagiam resultados ruins para os pacientes, incluindo comprometimento neurológico, incapacidade e aumento do risco de mortalidade. O manejo da LIF é extremamente caro, custando mais de US$ 900.000 por paciente7.

Staphylococcus aureus é o patógeno virulento mais comum da LIF8,9,10,11. As bactérias podem semear o hardware diretamente durante a cirurgia, através da ferida durante o período pós-operatório, ou mais tarde via disseminação hematogênica. Na presença de implantes metálicos, o S. aureus forma biofilme que protege as bactérias da antibioticoterapia e das células imunes. Embora a remoção de hardware infectado possa ajudar efetivamente a erradicar uma infecção, isso frequentemente não é viável na coluna vertebral sem causar desestabilização e risco de comprometimento neurológico12.

Na ausência de explantio de hardware infectado, novas abordagens são necessárias para prevenir, detectar e tratar SII. Historicamente, há modelos animais limitados de SII para avaliar eficientemente a segurança e eficácia de novas terapias. Modelos animais anteriores de LIF requerem grande número de animais e coleta de pontos de dados que requerem eutanásia, incluindo contagem de colônias, histologia e cultura13,14,15. Na falta de monitoramento longitudinal in vivo, esses modelos fornecem apenas um ponto de dados por animal e, portanto, são caros e ineficientes.

Trabalhos anteriores estudando um modelo de infecção por artroplastia de joelho em camundongos estabeleceram o valor e a acurácia da imagem óptica in vivo não invasiva para monitorar longitudinalmente a carga de infecção16. A detecção de bioluminescência permite que a carga bacteriana seja quantificada ao longo de um curso longitudinal de tempo em um único animal de forma humana, precisa e eficiente. Além disso, estudos prévios demonstraram alta correlação entre bioluminescência in vivo e UFCs aderentes a implantes17. A capacidade de rastrear a infecção ao longo do tempo, levou a uma compreensão mais sutil da infecção relacionada ao implante. Além disso, monitorar a infecção longitudinal dessa forma permitiu avaliar com precisão a efetividade da antibioticoterapia e de novos antimicrobianos16,17,18.

Aproveitando essas ferramentas, desenvolvemos e validamos um modelo de infecção pós-operatória de implante espinhal. No método apresentado, utilizamos um inóculo de S. aureus Xen36 bioluminescente para estabelecer um modelo in vivo de SII em camundongos para monitorar longitudinalmente a carga bacteriana16,17,18. Este novo modelo fornece uma ferramenta valiosa para testar eficientemente potenciais estratégias de detecção, prevenção e tratamento para SII antes de sua aplicação em modelos animais maiores e ensaios clínicos.

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Protocol

Todos os animais foram manuseados em estrita conformidade com as boas práticas animais, conforme definido nas regulamentações federais, conforme estabelecido na Lei de Bem-Estar Animal (AWA), no Guia para o Cuidado e Uso de Animais de Laboratório de 1996, na Política PHS para o Cuidado e Uso Humano de Animais de Laboratório, bem como nas políticas e procedimentos da instituição, conforme estabelecido no Manual de Treinamento de Cuidados e Uso de Animais, e todo o trabalho com animais foi aprovado pelo Comitê de Pesquisa Animal (ARC) da Universidade da Califórnia em Los Angeles.

1. Escolha da cepa bioluminescente de S. aureus

  1. Utilizar a cepa bioluminescente de S. aureus Xen36 como inóculo de interesse.
    NOTA: Esta cepa foi derivada da cepa parental S. aureus ATCC-49525, que é um isolado clínico de um paciente séptico. S. aureus O Xen36 utiliza exclusivamente um operon ABCDE lux, que é otimizado e integrado ao plasmídeo nativo do hospedeiro. 19 Como resultado, a cepa Xen36 é capaz de produzir uma luz bioluminescente azul-esverdeada com um comprimento de onda de pico de emissão de 490 nm. Este sinal de emissão só é produzido por organismos bacterianos vivos metabolicamente ativos.

2. Preparação de S. aureus para inoculação

  1. Adicionar 200 μg/mL de canamicina ao Caldo Luria mais ágar 1,5% para isolar S. aureus Xen36 de potenciais contaminantes, utilizando o gene de resistência à canamicina ligado ao operon lux 19.
  2. Streak S. aureus Xen36 bactérias em placas de ágar de soja tríptica (caldo de soja tríptico [TSB] mais 1,5% de ágar) e incubar a 37 °C por 12-16 h.
  3. Isolar colônias únicas de S. aureus Xen36 e cultivar individualmente em TSB por 12-16 h a 37 °C em incubadora de agitação (200 rpm).
  4. Diluir a cultura resultante na proporção de 1:50.
  5. Cultura por mais 2 h a 37 °C para isolamento de bactérias da fase midlogarítmica.
  6. Pellet, ressuspender e lavar bactérias em solução salina tamponada com fosfato (PBS) três vezes.
  7. Medir a absorbância a 600 nm. O OD600 ideal está entre 0,700 e 0,750, o que corresponde a 4x105 UFC/mL. Realizar diluições seriadas para obter o inóculo bacteriano desejado (1 x 103 UFC/2 μL).
    NOTA: A concentração ideal de Xen36 para o estabelecimento de uma infecção crônica foi encontrada para ser 1 x 103 UFC. Doses mais baixas de bactérias foram eliminadas pelo sistema imunológico do hospedeiro e doses mais altas causaram a quebra da ferida. A quebra da ferida não diferencia entre uma infecção profunda do implante e uma infecção superficial da ferida e, portanto, é evitada neste modelo (Figura 1)20.

3. Ratos

  1. Use camundongos selvagens C57BL/6J machos de 12 semanas de idade.
  2. Ratos domésticos em gaiolas com um máximo de 4 de cada vez.
  3. Mantenha a água sempre disponível. Mantenha um ciclo claro/escuro de 12 horas e não realize experimentação durante a fase escura do ciclo.
  4. Use ração livre de alfafa para alimentação devido à interferência potencial com a sinalização fluorescente.
  5. Peça à equipe de pesquisa ou veterinária que avalie os camundongos diariamente para garantir o bem-estar dos animais durante todo o experimento.

4. Procedimentos cirúrgicos em camundongos

  1. Induzir anestesia colocando camundongos em uma câmara de isoflurano (2%) por aproximadamente 5 minutos. Confirme a profundidade apropriada da anestesia monitorando as respirações para que permaneçam rítmicas e mais lentas do que quando acordadas e não mudem em resposta a estímulos nocivos (por exemplo, manipulação cirúrgica, pinça dos dedos).
  2. Transfira camundongos anestesiados para uma estação de preparação e remova pelos do sacro para a coluna torácica superior com cortadores de roedores.
  3. Limpar e esterilizar a pele com lavagens triplas de solução alternada de betadina e álcool isopropílico.
  4. Transferir camundongos anestesiados e esterilizados em decúbito ventral para leito cirúrgico estéril mantendo anestesia com administração inalatória de isoflurano (2%) via cone nasal.
  5. Flexionar ao máximo os quadris e identificar a posição do joelho ao nível da coluna vertebral para aproximar o corpo vertebral lombar 4.
  6. Fazer uma incisão longitudinal de 2 cm através da pele com bisturi cirúrgico de 15 lâminas.
  7. Palpar os processos espinhosos para confirmar a linha média e continuar a incisão até o osso.
  8. Dissecar subperiostealmente no lado direito do processo espinhoso de L4, estendendo-se lateralmente ao processo transverso.
  9. Passar uma sutura absorvível trançada tamanho 5-0 cefálica e caudada ao corpo de L4 através da fáscia e deixar aberta, em preparação para futuro fechamento.
  10. Usando uma agulha espinhal de 25 G, resma o processo espinhoso de L4 usando uma agulha espinhal de 25 G e insira um implante de aço inoxidável de grau "L" de 0,1 mm de diâmetro e 1 cm de comprimento ao longo da lâmina com o braço longo posicionando cefálica.
  11. Inocular o implante com 1 x 103 UFC/2 μL bioluminescente S. aureus Xen36, tendo o cuidado de garantir que toda a solução entre em contato com o implante.
  12. Aguarde aproximadamente 10 segundos antes de amarrar a sutura absorvível previamente passada após a inoculação para garantir a contenção do inóculo no implante.
  13. Feche a pele de forma corrida com sutura absorvível.
  14. Administrar medicamentos para a dor através de injeção subcutânea de buprenorfina (0,1 mg/kg) imediatamente após a paragem e, em seguida, a cada 12 horas durante 3 dias subsequentes.
  15. Recupere ratos em uma almofada de aquecimento e monitore para retornar à atividade normal.
  16. Obter radiografias pós-operatórias para confirmar o posicionamento adequado do implante.

5. Imagem longitudinal de bioluminescência in vivo para medir a carga bacteriana

  1. Anestesiar camundongos com isoflurano inalatório (2%). Confirme a profundidade apropriada da anestesia monitorando as respirações para que permaneçam rítmicas e mais lentas do que quando acordadas e não mudem em resposta a estímulos nocivos (por exemplo, manipulação cirúrgica, pinça dos dedos).
  2. Remova os pelos do sacro para a coluna torácica superior com cortadores de roedores.
  3. Carregue camundongos no campo de visão da plataforma de imagem bioluminescente para realizar imagens de bioluminescência in vivo (BLI)19.
  4. Capture o sinal bioluminescente durante um tempo de aquisição de 5 min. Utilize configurações de binning grandes com um campo de visão de 15 cm (B).
  5. Repita as etapas 5.1-5.4 nos dias 0, 1, 3, 5, 7, 10, 14, 18, 21, 25, 28 e 35 do pós-operatório (ou outros dias com base no planejamento experimental específico) para monitorar a carga bacteriana.
  6. Apresente dados BLI por meio de escala de cores e sobreposição em uma fotografia em tons de cinza. Isolar uma região ovoide padrão de interesse (ROI) usando o software BLI para quantificar o BLI em fluxo total (fótons por segundo) ou fluxo máximo médio (fótons/segundo/centímetro2/esteradiano).

6. Quantificar bactérias aderentes aos implantes e tecidos circundantes

  1. Eutanásia de camundongos no POD 35 ou em uma data pós-operatória alternativa de escolha com exposição ao dióxido de carbono de acordo com as diretrizes da AVMA. Confirmar eutanásia com luxação cervical secundária.
  2. Esterilizar a pele dorsal de acordo com o Passo 4.3 e posicionar o camundongo em decúbito ventral em um campo cirúrgico estéril.
  3. Incisar bruscamente a incisão anterior com bisturi cirúrgico de 15 lâminas.
  4. Use tesoura estéril para dissecar bruscamente o processo espinhoso de L4 e identificar o implante cirúrgico.
  5. Use um driver de agulha para torcer e remover suavemente o implante de sua posição no processo espinhoso L4.
  6. Com pinça e tesoura estéreis, retirar aproximadamente 0,1 g de osso espinhoso e tecido mole imediatamente ao redor do implante cirúrgico e colocar 1 mL de PBS em rinotubo cônico pequeno com 4 esferas homogeneizadoras afiadas.
  7. Registrar o peso dos tecidos moles pesando o tubo cônico antes e depois da colheita.
  8. Colocar o implante em 0,5 mL de Tween-80 a 0,3% em TSB e sonicar por 15 min.
  9. Vórtice a suspensão resultante do implante por 2 min e cultura durante a noite por 12-16 h.
  10. Homogeneizar os tecidos moles e os processos espinhosos previamente colocados em 1 ml de PBS ao redor do implante com homogeneizador.
  11. Vórtice a suspensão de tecidos moles resultante por 5 min e cultura durante a noite por 12-16 h.
  12. Após a cultura noturna, conte as UFC do implante e dos tecidos circundantes, respectivamente. Valor expresso como UFC total/g colhido para tecido mole e UFC/mL para implante sonicado.

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Representative Results

O procedimento aqui apresentado foi utilizado para avaliar a eficácia de esquemas de antibióticos em um modelo in vivo de SII em camundongos. Especificamente, a eficácia da antibioticoterapia combinada vancomicina e rifampicina foi comparada à vancomicina em monoterapia e controles infectados não tratados.

Antes da cirurgia, os camundongos foram randomizados para terapia combinada, monoterapia ou controle infectado. Uma análise de poder estatístico foi realizada para calcular o tamanho da amostra. Para determinar o tamanho da amostra, foram utilizadas as médias antecipadas dos fluxos máximos médios 1 x10 5 ± 3,2 x 10 4 e1,4 x 105 , calculadas como N=10 em cada grupo. Camundongos foram submetidos a implante cirúrgico, inoculação com S. aureus Xen36 e medidos para bioluminescência de S. aureus in vivo nas POD 0, 1, 3, 5, 7, 10, 14, 18, 21, 25, 28 e 35 . No POD 35, camundongos foram sacrificados e UFCs para bactérias aderentes ao implante e tecido adjacente foram quantificadas.

Os camundongos do grupo monoterapia receberam uma dose terapêutica de vancomicina (110 mg/kg duas vezes ao dia) administrada por via subcutânea. Essa dose foi selecionada para aproximar a área sob a curva de exposição humana típica à vancomicina21,22,23. Os camundongos do grupo de terapia combinada receberam uma dose terapêutica subcutânea de vancomicina (110 mg/kg duas vezes ao dia) e rifampicina (25 mg/kg ao dia)24. Os camundongos do grupo controle infectado receberam injeções simuladas de solução salina estéril. O tratamento para todos os grupos foi realizado do 7º ao 14º dia de pós-operatório.

Efeito da antibioticoterapia no ILB
Camundongos controles infectados apresentaram pico de sinais de BLI no POD 10 que permaneceram acima de 1,0 x10 5 fótons/s/cm 2/sr até o sacrifício, modelando com sucesso um SII crônico (Figura 2). Camundongos tratados com vancomicina em monoterapia tiveram sinal de BLI significativamente menor em comparação com o controle infectado, com uma redução de 2 vezes do POD 10–21 (p<0,03). Após o DPO 21, não houve diferença significativa no IPR entre os grupos controle em monoterapia e infectado. Camundongos tratados com terapia combinada vancomicina e rifampicina tiveram um sinal de BLI ainda menor, que foi 20 vezes menor do que o controle infectado no POD 10. A redução significativa persistiu até o 28º DPO (p<0,01). Após o 28º DPO, não houve diferença significativa no IPB entre os grupos. Não houve diferença significativa no LBI entre nenhum dos três grupos no momento final do exame de imagem no POD35.

CFUs de implantes e tecidos circundantes
Os camundongos foram sacrificados no POD 35. Os implantes e o tecido circunjacente foram retirados e processados para contagem de UFC (Figura 3). Nenhuma diferença significativa foi observada nas UFCs entre os grupos controle infectado, monoterapia ou terapia combinada.

Figure 1
Figura 1: Quebra da ferida em inóculo Xen36 em altas doses de S. aureus.  Imagens da pele dorsal de camundongos inoculados com S. aureus Xen36 durante infecção de implante de coluna. (A) Camundongo inoculado com UFC 1 x 103 e pele dorsal íntegra. (B) Camundongo inoculado com 1 x 104 UFC, e evidência de considerável ruptura da ferida. Figura adaptada e reimpressa com permissão de Dworsky et al.25Clique aqui para visualizar uma versão ampliada desta figura.

Figure 2
Figura 2: Medição da carga bacteriana utilizando bioluminescência in vivo. 1 x 103 UFC de S. aureus possuindo a construção bioluminescente em um plasmídeo estável (Xen36) foram inoculadas no processo espinhoso L4 de camundongos (n = 10 camundongos por grupo) na presença de um implante de aço inoxidável. (A) Contagem bacteriana medida pela bioluminescência in vivo de S. aureus (fluxo máximo médio [fótons/s/cm2/sr] ± sem [escala logarítmica]), com um fluxograma do protocolo experimental abaixo. No DPO 7, iniciou-se a administração de antibióticos com vancomicina, uma combinação de vancomicina e rifampicina ou um controle salino estéril. A administração de antibióticos foi interrompida no 14º DPO. No POD 35, camundongos foram sacrificados e UFCs do implante e tecido circundante foram medidas. (B) Bioluminescência representativa in vivo de S. aureus em escala de cores sobreposta sobre uma imagem em tons de cinza de camundongos. Figura adaptada e reimpressa com permissão de Hu et al.25Clique aqui para visualizar uma versão ampliada desta figura.

Figure 3
Figura 3: Confirmação da carga bacteriana por meio da contagem de UFC. No POD 35, camundongos foram sacrificados, pinos foram sonicados, tecido homogeneizado e bactérias foram cultivadas e contadas. Figura adaptada e reimpressa com permissão de Hu et al.25. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

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Discussion

Infecções relacionadas ao implante na coluna vertebral pressagiam maus resultados para os pacientes 1,2,3,4,5. Ao contrário de muitas outras áreas do corpo, o hardware infectado na coluna frequentemente não pode ser removido devido ao risco de instabilidade e comprometimento neurológico. Esse desafio único no cenário de bactérias do biofilme resistentes à antibioticoterapia sistêmica requer novas abordagens para o tratamento12. Pesquisas anteriores em novos tratamentos para SII foram limitadas por modelos animais caros e ineficientes. Para melhor estudar essas infecções e avaliar eficientemente a eficácia de potenciais tratamentos, desenvolvemos um modelo longitudinal não invasivo de SII em camundongos usando imagens de bioluminescência in vivo.

Modelos animais anteriores de infecção instrumentada da coluna vertebral exigiram análise tecidual ex vivo para avaliar os resultados, exigindo grandes coortes e foram incapazes de monitorar a infecção ao longo do tempo13,14,26. Em contraste, o modelo de SII em camundongos apresentado neste trabalho aproveita o LBI para monitorar de forma confiável a carga bacteriana ao longo do tempo16,17,18. Essa nova abordagem permite que os pesquisadores avaliem a resposta das bactérias e do hospedeiro a antibióticos, revestimentos ou modulação imunológica.

As etapas críticas do protocolo incluem: preparação adequada de Xen36 S. aureus e estimativa de inóculo único 1 x 103 UFC/2 μL; implante, inoculação e fechamento cirúrgicos precisos; imagem bioluminescente in vivo; e confirmação da carga bacteriana por meio da contagem de UFC.

Modificações no modelo podem incluir cepas bacterianas bioluminescentes alternativas, pontos de tempo de longo prazo ou o uso de integração de outros tipos de camundongos geneticamente modificados, como aqueles que expressam proteína fluorescente verde em células mieloides (Lys-EGFP) para medir contemporaneamente a infiltração de neutrófilos com imagens de fluorescência in vivo20. Metodologias adicionais podem ser utilizadas para complementar as descritas no protocolo para abordar processos como osteólise vertebral, degeneração discal, infecção de tecidos moles e infecção do biofilme do implante. Técnicas que fornecem resultados quantitativos nesses processos podem incluir, mas não estão limitadas a: microtomografia computadorizada, ressonância magnética, PCR quantitativo em tempo real, sorologia, histologia, imuno-histoquímica e/ou microscopia eletrônica de varredura de pressão variável.

Este modelo tem várias limitações. Primeiro, o modelo de cirurgia da coluna vertebral é uma simplificação grosseira em comparação com a prática clínica. Em contraste com extensas cirurgias de descompressão e fusão multinível típicas de pacientes de cirurgia de coluna de alto risco, a cirurgia modelo envolve ressecção óssea mínima com um único implante de aço inoxidável. Como os implantes clínicos da coluna vertebral têm vários materiais diferentes, estes podem ter diferentes suscetibilidades à infecção bacteriana e à formação de biofilme. Além disso, como acontece com todos os modelos animais, a resposta do hospedeiro à infecção de camundongos é diferente da dos humanos.

No futuro, esse modelo poderá ser usado para avaliar o tratamento da LIF com outras modalidades de liberação de antibióticos, incluindo pó de vancomicina, esferas carregadas de antibióticos ou implantes revestidos. Além disso, esse modelo pode ser usado para estudar as bases mecanicistas da resposta do hospedeiro ao SII.

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Disclosures

Os autores não têm conflitos de interesse a declarar.

Acknowledgments

Os autores gostariam de acusar o recebimento da Pediatric Orthopaedic Society of North America Biomet Spine Grant e do National Institutes of Health Clinical and Translational Science Institute KL2 Grant, e do HH Lee Surgical Research Grant como principais fontes de financiamento para esses experimentos.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Analytical Balance ME104 Mettler Toledo 30029067 120 g capacity, 0.1 mg readability, backlit LCD, internal adjustment, metal base
BD Bacto Tryptic Soy Broth Becton Dickinson (BD) BD 211825 BD Bacto Tryptic Soy Broth (Soybean-Casein Digest Medium)
Biomate 3S UV-VIS Spectrophotometer Thermo Scientific 840-208300 Spectrophotometer; Thermo Scientific; BioMate 3S; Six-position cell holder; Spectral bandwidth: 1.8nm; Long-life xenon lamp; Store up to 40 test methods; 16L x 13W x 9 in. H; 19 lb.; 100/240V US line cord
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PBS, Phosphate Buffered Saline Fisher Bioreagents BP24384 PBS, Phosphate Buffered Saline, 1X Solution, pH 7.4
Sorvall Legend Micro 21 Centrifuge, Ventilated Thermo Scientific 75002436 24 x 1.5/2.0mL rotor with ClickSeal biocontainment lid
SORVALL LEGEND X1R 120V Centrifuge Thermo Scientific 75004261 Centrifuge, Benchtop; Thermo Scientific; Sorvall Legend X1R (Refrigerated), 1L capacity; Max. Speed/RCF 15,200rpm/25,830 x g; CFC-free cooling -10C to +40C; 120V 60Hz
Staphylococcus aureus - Xen36 Perkin Elmer 119243 Staphylococcus aureus - Xen36 bioluminescent pathogenic bacteria for in vivo and in vitro drug discovery. This product was derived from a parental strain from the American Type Culture Collection, used under license. Staph. aureus-Xen36 possesses a stable copy of the Photorhabdus luminescens lux operon on the native plasmid.
TUTTNAUER AUTOCLAVE 2540E 120V Heidolph Tuttnauer 23210401 Sterilizer, Benchtop; Heidolph; Tuttnauer; Model 2540E; Self-contained design with refillable reservoir controls water purity for sterilization; 120V 50/60Hz; 1400w. With electronic controls
Tween 80 Fisher Bioreagents BP338-500 Tween 80, Fisher BioReagents, Non-ionic detergent for selective protein extraction
Vortex mixer VX-200 Labnet Internation S0200 120V touch or continuous mixer, 230V: 0 - 2,850 rpm,120V: 0 - 3,400 rpm
0.9% Sodium Chloride Pfizer Injectables/Hospira 00409-4888-10 0.9% Sodium Chloride Injection, USP

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References

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Infecção por Implante Espinhal Modelo de Camundongo In Vivo Terapêutica Estratégias de Tratamento Cirurgia Espinhal de Abordagem Posterior Tensão Bioluminescente Bactérias Staphylococcus Aureus Xen36 Imagem por Bioluminescência Carga Bacteriana Tecido Peri-implantar Unidades Formadoras de Colônias (UFCs) Modelos Animais

Erratum

Formal Correction: Erratum: In vivo Mouse Model of Spinal Implant Infection
Posted by JoVE Editors on 05/05/2023. Citeable Link.

An erratum was issued for: In vivo Mouse Model of Spinal Implant Infection. The Authors section was updated from:

Benjamin V. Kelley1
Stephen D. Zoller1
Danielle Greig1
Kellyn Hori1
Nicolas Cevallos1
Chad Ishmael1
Peter Hsiue1
Rishi Trikha1
Troy Sekimura2
Thomas Olson2
Ameen Chaudry2
Michael M. Le2
Anthony A. Scaduto1
Kevin P. Francis1
Nicholas M. Bernthal1
1Department of Orthopaedic Surgery, University of California Los Angeles
2David Geffen School of Medicine, University of California Los Angeles

to:

Benjamin V. Kelley1
Christopher Hamad1
Stephen D. Zoller1
Danielle Greig1
Zeinab Mamouei1
Rene Chun1
Kellyn Hori1
Nicolas Cevallos1
Chad Ishmael1
Peter Hsiue1
Rishi Trikha1
Troy Sekimura2
Brandon Gettleman3
Autreen Golzar2
Adrian Lin2
Thomas Olson2
Ameen Chaudry2
Michael M. Le2
Anthony A. Scaduto1
Kevin P. Francis1
Nicholas M. Bernthal1
1Department of Orthopaedic Surgery, University of California Los Angeles
2David Geffen School of Medicine, University of California Los Angeles
3University of South Carolina School of Medicine, University of South Carolina

Modelo in vivo de infecção de implante espinhal em camundongos
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Kelley, B. V., Hamad, C., Zoller, S. … More

Kelley, B. V., Hamad, C., Zoller, S. D., Greig, D., Mamouei, Z., Chun, R., Hori, K., Cevallos, N., Ishmael, C., Hsiue, P., Trikha, R., Sekimura, T., Gettleman, B., Golzar, A., Lin, A., Olson, T., Chaudry, A., Le, M. M., Scaduto, A. A., Francis, K. P., Bernthal, N. M. In Vivo Mouse Model of Spinal Implant Infection. J. Vis. Exp. (160), e60560, doi:10.3791/60560 (2020).

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