Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
JoVE Journal Medicine
Click here for the English version

Medicine

In vivo musemodell av spinalimplantatinfeksjon

Published: June 23, 2020 doi: 10.3791/60560
Automatic Translation
1, 1, 1, 1, 1, 1, 1, 1, 1, 1, 1, 2, 3, 2, 2, 2, 2, 2, 1, 1, 1
1Department of Orthopaedic Surgery, University of California Los Angeles, 2David Geffen School of Medicine, University of California Los Angeles, 3University of South Carolina School of Medicine, University of South Carolina

ERRATUM NOTICE

Summary

Protokollen beskriver en ny in vivo musemodell av spinalimplantatinfeksjon der et rustfritt stål k-wire implantat er infisert med bioluminescerende Staphylococcus aureus Xen36. Bakteriebelastning overvåkes longitudinelt med bioluminescerende avbildning og bekreftes med kolonidannende enhetstall etter eutanasi.

Abstract

Spine implantatinfeksjoner gir dårlige resultater ettersom diagnosen er utfordrende og kirurgisk utryddelse er i strid med mekanisk spinalstabilitet. Hensikten med denne metoden er å beskrive en ny musemodell av spinalimplantatinfeksjon (SII) som ble opprettet for å gi et billig, raskt og nøyaktig in vivo-verktøy for å teste potensielle terapier og behandlingsstrategier for spinalimplantatinfeksjoner.

I denne metoden presenterer vi en modell av posterior-tilnærming spinalkirurgi der en rustfritt stål k-wire blir transfiksert inn i L4 spinøs prosess av 12 uker gamle C57BL / 6J villtype mus og inokulert med 1 x 103 CFU av en bioluminescerende stamme av Staphylococcus aureus Xen36 bakterier. Mus blir deretter langsgående avbildet for bioluminescens in vivo på postoperative dager 0, 1, 3, 5, 7, 10, 14, 18, 21, 25, 28 og 35. Bioluminescens imaging (BLI) signaler fra et standardisert synsfelt er kvantifisert for å måle in vivo bakteriell byrde.

For å kvantifisere bakterier som fester seg til implantater og peri-implantatvev, blir mus avlivet og implantatet og omkringliggende bløtvev høstes. Bakterier løsnes fra implantatet ved sonikering, dyrket over natten og deretter telles kolonidannende enheter (CFUer). Resultatene fra denne metoden inkluderer langsgående bakterietall målt ved in vivo S. aureus bioluminescens (gjennomsnittlig maksimal fluks) og CFU-tall etter eutanasi.

Mens tidligere dyremodeller av instrumentert ryggradsinfeksjon har involvert invasiv, ex vivo vevsanalyse, utnytter musemodellen av SII presentert i dette papiret ikke-invasiv, sanntids in vivo optisk avbildning av bioluminescerende bakterier for å erstatte statisk vevsstudie. Anvendelser av modellen er brede og kan omfatte bruk av alternative bioluminescerende bakteriestammer, inkorporering av andre typer genetisk utviklede mus for samtidig å studere vertsimmunrespons, og evaluere nåværende eller undersøke nye diagnostiske og terapeutiske modaliteter som antibiotika eller implantatbelegg.

Introduction

Hensikten med denne metoden er å beskrive en ny musemodell av spinalimplantatinfeksjon (SII). Denne modellen ble designet for å gi et billig og nøyaktig verktøy for fleksibel vurdering av effekten av verts-, patogen- og/eller implantatvariabler in vivo. Testing av potensielle terapeutiske midler og behandlingsstrategier for spinalimplantatinfeksjoner i denne modellen er rettet mot å veilede forskningsutvikling før bruk i større dyremodeller og kliniske studier.

Implantatrelatert infeksjon etter ryggkirurgi er en ødeleggende komplikasjon og forekommer dessverre hos ca. 3–8 % av pasientene som gjennomgår elektiv ryggkirurgi 1,2,3,4,5 og opptil 65 % av pasientene som gjennomgår flernivå- eller revisjonskirurgi 6. Behandling av spinalimplantatinfeksjoner krever ofte flere sykehusinnleggelser, flere operasjoner og langvarig antibiotikabehandling. SIIs gir dårlige pasientutfall, inkludert nevrologisk kompromiss, funksjonshemming og økt risiko for dødelighet. Behandling av SII er ekstremt dyrt, og koster oppover $ 900,000 per pasient7.

Staphylococcus aureus er det vanligste virulente patogenet av SII 8,9,10,11. Bakterier kan frø maskinvaren direkte under operasjonen, gjennom såret i den postoperative perioden, eller senere via hematogen spredning. I nærvær av metallimplantater danner S. aureus biofilm som beskytter bakteriene mot antibiotikabehandling og immunceller. Mens fjerning av infisert maskinvare kan bidra til effektivt å utrydde en infeksjon, er dette ofte ikke mulig i ryggraden uten å forårsake destabilisering og risikere nevrologisk kompromiss12.

I fravær av eksplanting infisert maskinvare, er det nødvendig med nye tilnærminger for å forebygge, oppdage og behandle SII. Historisk sett har det vært begrensede dyremodeller av SII for effektivt å vurdere sikkerheten og effekten av nye terapier. Tidligere dyremodeller av SII krever et stort antall dyr og innsamling av datapunkter som krever avlivning inkludert kolonitelling, histologi og kultur13,14,15. Disse modellene mangler langsgående in vivo-overvåking, og gir bare ett datapunkt per dyr og er derfor dyre og ineffektive.

Tidligere arbeid som studerte en musemodell av knæprotesinfeksjon, etablerte verdien og nøyaktigheten av ikke-invasiv in vivo optisk avbildning for å overvåke infeksjonsbyrden i lengderetningen16. Påvisning av bioluminescens gjør det mulig å kvantifisere bakteriell byrde over et langsgående tidsforløp i et enkelt dyr humant, nøyaktig og effektivt. Videre har tidligere studier vist en høy korrelasjon mellom in vivo bioluminescens og CFUer som følger implantater17. Kapasiteten til å spore infeksjon over tid, har ført til en mer nyansert forståelse av implantatrelatert infeksjon. I tillegg har overvåking av langsgående infeksjon på denne måten gjort det mulig å vurdere effektiviteten av antibiotikabehandling og nye antimikrobielle stoffer nøyaktig16,17,18.

Ved hjelp av disse verktøyene utviklet og validerte vi en modell for postoperativ spinalimplantatinfeksjon. I metoden som presenteres, bruker vi et inokulum av bioluminescerende S. aureus Xen36 for å etablere en in vivo musemodell av SII for å overvåke bakteriebelastning i lengderetningen16,17,18. Denne nye modellen gir et verdifullt verktøy for effektivt å teste potensielle deteksjons-, forebyggings- og behandlingsstrategier for SII før de brukes i større dyremodeller og kliniske studier.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

Alle dyr ble håndtert i strengt samsvar med god dyrepraksis som definert i de føderale forskriftene som angitt i dyrevelferdsloven (AWA), 1996-veiledningen for omsorg og bruk av forsøksdyr, PHS-retningslinjer for human omsorg og bruk av forsøksdyr, samt institusjonens retningslinjer og prosedyrer som angitt i opplæringshåndboken for dyrepleie og bruk, og alt dyrearbeid ble godkjent av University of California Los Angeles Chancellor's Animal Research Committee (ARC).

1. S. aureus bioluminescerende belastningsvalg

  1. Bruk den bioluminescerende S. aureus-stammen Xen36 som inokulum av interesse.
    MERK: Denne stammen ble avledet fra foreldrestammen S. aureus ATCC-49525, som er et klinisk isolat fra en septikpasient. S. aureus Xen36 bruker unikt en luxABCDE operon, som er optimalisert og integrert i vertens opprinnelige plasmid. 19 Som et resultat er Xen36-stammen i stand til å produsere et blågrønt bioluminescerende lys med en topp bølgelengdeutslipp på 490 nm. Dette utslippssignalet produseres bare av levende metabolsk aktive bakterielle organismer.

2. Forberedelse av S. aureus for inokulering

  1. Tilsett 200 μg / ml kanamycin til Luria buljong pluss 1,5% agar for å isolere S. aureus Xen36 fra potensielle forurensninger, ved bruk av kanamycinresistensgenet knyttet til lux operon19.
  2. Strip S. aureus Xen36 bakterier på tryptiske soya agar plater (tryptisk soyabuljong [TSB] pluss 1,5% agar) og ruge ved 37 ° C i 12-16 timer.
  3. Isoler enkeltkolonier av S. aureus Xen36 og dyrkning individuelt i TSB i 12-16 timer ved 37 °C i en ristende inkubator (200 rpm).
  4. Fortynn resulterende kultur i forholdet 1:50.
  5. Dyrkning i ytterligere 2 timer ved 37 °C for å isolere bakterier i midlogaritmisk fase.
  6. Pellet, resuspendere og vaske bakterier i fosfatbufret saltvann (PBS) tre ganger.
  7. Mål absorbansen ved 600 nm. Den ideelle OD600 er mellom 0.700 og 0.750, noe som tilsvarer 4x105 CFU / ml. Utfør seriefortynninger for å oppnå ønsket bakteriell inokulum (1 x 103 CFU/2 μL).
    MERK: Den optimale konsentrasjonen av Xen36 for etablering av en kronisk infeksjon ble funnet å være 1 x 103 CFU. Lavere dosering av bakterier ble fjernet av vertsimmunsystemet, og høyere dosering forårsaket sårnedbrytning. Sårnedbrytning skiller ikke mellom dyp proteseinfeksjon og overfladisk sårinfeksjon og unngås derfor i denne modellen (figur 1)20.

3. Mus

  1. Bruk 12 uker gamle hannmus C57BL/6J villtypemus.
  2. Husmus i bur med maksimalt 4 om gangen.
  3. Hold vann tilgjengelig til enhver tid. Oppretthold en 12-timers lys / mørk syklus og ikke utfør eksperimentering i den mørke fasen av syklusen.
  4. Bruk alfalfafri chow til fôring på grunn av potensiell interferens med fluorescerende signalering.
  5. Få forskning eller veterinærpersonell til å vurdere mus daglig for å sikre dyrenes velvære gjennom hele forsøket.

4. Mus kirurgiske prosedyrer

  1. Indusere anestesi ved å plassere mus i et isofluran (2 %) kammer i ca. 5 minutter. Bekreft passende dybde av anestesi ved å overvåke respirasjonene for å forbli rytmiske og langsommere enn når våken og ikke endres som respons på skadelige stimuli (f.eks. kirurgisk manipulasjon, tåklemme).
  2. Overfør bedøvede mus til en forberedelsesstasjon og fjern hår fra korsbenet til den øvre thoracale ryggraden med gnagerklippere.
  3. Rengjør og steriliser huden med trippelvask av vekslende betadinoppløsning og isopropylalkohol.
  4. Overfør bedøvede og steriliserte mus i mageleie til en steril kirurgisk seng som opprettholder anestesi med administrering av inhalert isofluran (2%) via nesekjegle.
  5. Bøy hoftene maksimalt og identifiser kneets posisjon på ryggradsnivået for å tilnærme lumbale 4 vertebrale kroppen.
  6. Lag et langsgående snitt på 2 cm gjennom huden med en 15-blads kirurgisk skalpell.
  7. Palpere de spinøse prosessene for å bekrefte midtlinjen og fortsett snittet ned til beinet.
  8. Dissekere subperiostealt på høyre side av L4 spinøs prosess, som strekker seg lateralt til tverrgående prosessen.
  9. Pass en absorberbar flettet sutur størrelse 5-0 cephalad og caudad til L4-kroppen gjennom fascia og la den være åpen, som forberedelse til fremtidig lukking.
  10. Bruk en 25 G spinalnål, ream den spinøse prosessen med L4 ved hjelp av en 25 G spinalnål og sett inn et 0,1 mm diameter, 1 cm langt "L-formet" kirurgisk rustfritt stålimplantat langs lamina med den lange armen som legger cephalad.
  11. Inokuler implantatet med 1 x 103 CFU / 2 μL bioluminescerende S. aureus Xen36, og pass på at all løsning kommer i kontakt med implantatet.
  12. Vent ca. 10 sekunder før du knytter den tidligere passerte absorberbare suturen etter inokulering for å sikre inneslutning av inokulum på implantatet.
  13. Lukk huden i løpende mote med absorberbar sutur.
  14. Gi smertestillende legemiddel via subkutan injeksjon av buprenorfin (0,1 mg/kg) umiddelbart postop og deretter hver 12. time i 3 dager.
  15. Gjenopprett mus på en varmepute og overvåke for å gå tilbake til normal aktivitet.
  16. Få postoperative røntgenbilder for å bekrefte riktig plassering av implantatet.

5. Langsgående in vivo bioluminescensavbildning for å måle bakteriell belastning

  1. Bedøv mus med inhalert isofluran (2%). Bekreft passende dybde av anestesi ved å overvåke respirasjonene for å forbli rytmiske og langsommere enn når våken og ikke endres som respons på skadelige stimuli (f.eks. kirurgisk manipulasjon, tåklemme).
  2. Fjern hår fra sakrummet til øvre thorax ryggrad med gnagerklippere.
  3. Last mus på synsfeltet til bioluminescerende bildebehandlingsplattform for å utføre in vivo bioluminescensavbildning (BLI)19.
  4. Ta bioluminescerende signal over en 5 min innsamlingstid. Bruk store binninginnstillinger med et synsfelt på 15 cm (B).
  5. Gjenta trinn 5.1-5.4 på postoperative dager 0, 1, 3, 5, 7, 10, 14, 18, 21, 25, 28 og 35 (eller andre dager basert på spesifikk eksperimentell design) for å overvåke bakteriebelastning.
  6. Presenter BLI-data via fargeskala og overlapping på et gråtonefotografi. Isoler en standard ovoid region av interesse (ROI) ved hjelp av BLI-programvare for å kvantifisere BLI i total fluks (fotoner per sekund) eller gjennomsnittlig maksimal fluks (fotoner / sekund / centimeter2 / steradian).

6. Kvantifiser bakterier som fester seg til implantater og omkringliggende vev

  1. Avlive mus på POD 35 eller en alternativ postoperativ valgdato med eksponering for karbondioksid i samsvar med AVMA-retningslinjene. Bekreft eutanasi med sekundær cervikal dislokasjon.
  2. Steriliser dorsalhuden i henhold til trinn 4.3 og plasser musen utsatt på et sterilt kirurgisk felt.
  3. Snitt det forrige snittet skarpt ved hjelp av en 15-blads kirurgisk skalpell.
  4. Bruk steril saks til å dissekere den spinøse L4-prosessen og identifisere det kirurgiske implantatet.
  5. Bruk en kanyledriver til å vri og fjerne implantatet forsiktig fra posisjonen i L4 spinøs prosess.
  6. Bruk steril tang og saks, høst ca. 0,1 g spinøs prosessbein og bløtvev umiddelbart rundt det kirurgiske implantatet og legg i 1 ml PBS i lite konisk neshornrør med 4 skarpe homogeniserende perler.
  7. Registrer vekt av bløtvev ved å veie konisk rør før og etter høsting.
  8. Plasser implantatet i 0,5 ml på 0,3% Tween-80 i TSB og sonicate i 15 minutter.
  9. Vortex den resulterende implantatsuspensjonen i 2 minutter og kultur over natten i 12-16 timer.
  10. Homogeniser bløtvev og spinøse prosesser som tidligere er plassert i 1 ml PBS som omgir implantatet ved hjelp av homogenisator.
  11. Vortex den resulterende bløtvevssuspensjonen i 5 minutter og kultur over natten i 12-16 timer.
  12. Etter dyrkning over natten, telle CFU fra implantatet og omkringliggende vev, henholdsvis. Ekspressverdi som total CFU / g høstet for bløtvev og CFU / ml for sonikert implantat.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

Prosedyren som presenteres her ble brukt til å vurdere effekten av antibiotikaregimer i en in vivo musemodell av SII. Spesielt ble effekten av kombinasjonsbehandling med vankomycin og rifampicin sammenlignet med vankomycin monoterapi og ubehandlede infiserte kontroller.

Før operasjonen ble mus randomisert til enten kombinasjonsbehandling, monoterapi eller infisert kontroll. En statistisk styrkeanalyse ble utført for å beregne utvalgsstørrelse. Forventede gjennomsnitt av gjennomsnittlig maksimal fluks 1 x 10 5 ± 3,2 x 10 4 og1,4 x 105 ble brukt til å bestemme utvalgsstørrelsen, som ble beregnet som N = 10 i hver gruppe. Mus gjennomgikk kirurgisk implantasjon, inokulasjon med S. aureus Xen36, og ble målt for in vivo S. aureus bioluminescens på POD 0, 1, 3, 5, 7, 10, 14, 18, 21, 25, 28 og 35. På POD 35 ble mus ofret og CFUer for implantatadherente og omkringliggende vevsbakterier ble kvantifisert.

Mus i monoterapigruppen fikk en terapeutisk dose vankomycin (110 mg/kg to ganger daglig) levert subkutant. Denne dosen ble valgt for å tilnærme arealet under kurven for typisk human eksponering for vankomycin21,22,23. Mus i kombinasjonsbehandlingsgruppen fikk en terapeutisk subkutan dose vankomycin (110 mg/kg to ganger daglig) og rifampicin (25 mg/kg daglig)24. Mus i den infiserte kontrollgruppen fikk narreinjeksjoner av sterilt saltvann. Behandling for alle gruppene ble utført fra postoperative dager 7 til 14.

Effekt av antibiotikabehandling på BLI
Infiserte kontrollmus hadde BLI-signaler på topp på POD 10 som holdt seg over 1,0 x 105 fotoner / s / cm 2 / sr til ofring, vellykket modellering av en kronisk SII (figur 2). Mus behandlet med vankomycin monoterapi hadde signifikant lavere BLI-signal sammenlignet med infisert kontroll, med en 2-dobling reduksjon fra POD 10–21 (p<0,03). Etter POD 21 var det ingen signifikant forskjell i BLI mellom monoterapi og infiserte kontrollgrupper. Mus behandlet med vankomycin-rifampicin kombinasjonsbehandling hadde et enda lavere BLI-signal, som var 20 ganger lavere enn infisert kontroll på POD 10. En signifikant reduksjon vedvarte til POD 28 (s<0,01). Etter POD 28 var det ingen signifikant forskjell i BLI mellom gruppene. Det var ingen signifikant forskjell i BLI mellom noen av de tre gruppene ved endelig avbildning på POD35.

CFU fra implantater og omkringliggende vev
Mus ble ofret på POD 35. Implantater og omkringliggende vev ble høstet og prosessert for CFU-telling (figur 3). Ingen signifikant forskjell ble observert i CFU mellom infiserte kontroll-, monoterapi- eller kombinasjonsbehandlingsgrupper.

Figure 1
Figur 1 Sårnedbrytning ved høy dose S. aureus Xen36 inokulum. Bilder av dorsalhuden hos mus inokulert med S. aureus Xen36 under en ryggradsimplantatinfeksjon. (A) Mus inokulert med 1 x 103 CFU, og intakt dorsalhud. (B) Mus inokulert med 1 x 104 CFUer, og tegn på betydelig sårsammenbrudd. Figur tilpasset og gjengitt med tillatelse fra Dworsky et al.25Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.

Figure 2
Figur 2: Måling av bakteriell belastning ved bruk av in vivo bioluminescens. 1 x 103 CFU av S. aureus som hadde den bioluminescerende konstruksjonen i et stabilt plasmid (Xen36) ble inokulert i L4-spinøs prosess hos mus (n = 10 mus per gruppe) i nærvær av et rustfritt stålimplantat. (A) Bakterietall målt ved in vivo S. aureus bioluminescens (gjennomsnittlig maksimal fluks [fotoner / s / cm2 / sr] ± sem [logaritmisk skala]), med et flytskjema av den eksperimentelle protokollen nedenfor. På POD 7 begynte antibiotikaadministrasjon med vankomycin, en kombinasjon av vankomycin og rifampicin eller en steril saltvannskontroll. Antibiotikaadministrering ble stoppet på POD 14. På POD 35 ble mus ofret og CFUer fra implantatet og omkringliggende vev ble målt. (B) Representativ in vivo S. aureus bioluminescens på en fargeskala overlagt på toppen av et gråtonebilde av mus. Figur tilpasset og gjengitt med tillatelse fra Hu et al.25Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.

Figure 3
Figur 3: Bekreftelse av bakteriell belastning ved bruk av CFU-telling. Ved POD 35 ble mus ofret, pinner ble sonikert, vev ble homogenisert, og bakterier ble dyrket og talt. Figur tilpasset og gjengitt med tillatelse fra Hu et al.25. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

Implantatrelaterte infeksjoner i ryggraden gir dårlige resultater for pasienter 1,2,3,4,5. I motsetning til mange andre områder i kroppen, kan infisert maskinvare i ryggraden ofte ikke fjernes på grunn av risikoen for ustabilitet og nevrologisk kompromiss. Denne unike utfordringen i innstillingen av biofilmbakterier som er resistente mot systemisk antibiotikabehandling, nødvendiggjør nye tilnærminger til behandling12. Tidligere forskning i nye behandlinger for SII har vært begrenset av dyre, ineffektive dyremodeller. For bedre å studere disse infeksjonene og effektivt vurdere effekten av potensielle behandlinger, utviklet vi en ikke-invasiv langsgående musemodell av SII ved bruk av in vivo bioluminescensavbildning.

Tidligere dyremodeller av instrumentert ryggradsinfeksjon krevde ex vivo vevsanalyse for å evaluere resultater, som krevde store kohorter og ikke var i stand til å overvåke infeksjon over tid13,14,26. I motsetning til dette utnytter musemodellen av SII presentert i dette papiret BLI for pålitelig å overvåke bakteriell belastning over tid16,17,18. Denne nye tilnærmingen gjør det mulig for etterforskere å vurdere responsen av bakterier og verten til antibiotika, belegg eller immunmodulering.

Kritiske trinn i protokollen inkluderer: passende forberedelse av Xen36 S. aureus og estimering av enkelt inokulum 1 x 103 CFU / 2 μL; presis kirurgisk implantasjon, inokulering og lukking; in vivo bioluminescerende bildebehandling; og bekreftelse av bakteriell byrde ved bruk av CFU-telling.

Modifikasjoner av modellen kan omfatte alternative bioluminescerende bakteriestammer, langsiktige tidspunkter eller bruk av integrering av andre typer genetisk konstruerte mus, for eksempel de som uttrykker grønt fluorescerende protein i myeloide celler (Lys-EGFP) for samtidig å måle nøytrofil infiltrasjon med in vivo fluorescensavbildning20. Ytterligere metoder kan benyttes for å utfylle de som er beskrevet i protokollen for å adressere prosesser som vertebral osteolyse, skivedegenerasjon, bløtvevsinfeksjon og implantatbiofilminfeksjon. Teknikker som gir kvantitative resultater i disse prosessene kan omfatte, men er ikke begrenset til: mikrocomputertomografi, magnetisk resonansavbildning, sanntids kvantitativ PCR, serologi, histologi, immunhistokjemi og / eller elektronmikroskopi med variabelt trykk.

Denne modellen har flere begrensninger. For det første er modellen for ryggkirurgi en grov forenkling sammenlignet med klinisk praksis. I motsetning til omfattende dekompresjon og fusjonsoperasjoner på flere nivåer som er typiske for pasienter med høyrisiko ryggkirurgi, innebærer modelloperasjonen minimal benreseksjon med et enkelt implantat i rustfritt stål. Siden kliniske ryggimplantater har flere forskjellige materialer, kan disse ha forskjellige følsomheter for bakteriell infeksjon og biofilmdannelse. I tillegg, som med alle dyremodeller, er vertsresponsen på infeksjon av mus annerledes enn hos mennesker.

I fremtiden kan denne modellen brukes til å vurdere behandling av SII med andre antibiotikaleveringsmodaliteter, inkludert vankomycinpulver, antibiotikabelastede perler eller belagte implantater. I tillegg kan denne modellen brukes til å studere det mekanistiske grunnlaget for vertsresponsen på SII.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Forfatterne har ingen interessekonflikter å opplyse.

Acknowledgments

Forfatterne ønsker å anerkjenne mottakelsen av både Pediatric Orthopedic Society of North America Biomet Spine Grant og National Institutes of Health Clinical and Translational Science Institute KL2 Grant, og HH Lee Surgical Research Grant som viktige finansieringskilder for disse forsøkene.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Analytical Balance ME104 Mettler Toledo 30029067 120 g capacity, 0.1 mg readability, backlit LCD, internal adjustment, metal base
BD Bacto Tryptic Soy Broth Becton Dickinson (BD) BD 211825 BD Bacto Tryptic Soy Broth (Soybean-Casein Digest Medium)
Biomate 3S UV-VIS Spectrophotometer Thermo Scientific 840-208300 Spectrophotometer; Thermo Scientific; BioMate 3S; Six-position cell holder; Spectral bandwidth: 1.8nm; Long-life xenon lamp; Store up to 40 test methods; 16L x 13W x 9 in. H; 19 lb.; 100/240V US line cord
Bioshield 720+ swinging bucket rotor Thermo Scientific 75003183 Rotor, Swinging bucket; Thermo Scientific; BIOShield 720 high speed; Capacity: 4 x 180mL (0.72L); Angle: 90 deg. ; Max. speed/RCF: 6300rpm/7188 x g; Max. radius: 16.2cm
Branson Ultrasonics 2510R-MTH (Sonicator) Branson Ultrasonics CPX952217R *similar model, our model is discontinued* Branson Ultrasonics MH Series Heated Ultrasonic Cleaning Bath, 120V, 0.75 gal
Bullet Blender Storm Homogenizer Next Advance BBY24M The Bullet Blender Storm is the most powerful member of the Bullet Blender family. Homogenize up to 24 of your toughest samples (mouse femur, skin, cartilage, tumor, etc.) in just minutes. Air cooling™ minimizes sample heat up. Uses 1.5ml screw-cap RINO® tubes or snap-cap Eppendorf® Safe-lock™ tubes.
Germinator 500 Electron Microscopy Sciences 66118-10 The Germinator 500 is designed to decontaminate metal micro-dissecting instruments only. It is to be
used exclusively for research purposes. The Germinator 500 should not be used as a substitute for
traditional methods of terminal sterilization. Effective sterilization cannot be assured due to lack of routine
sterilization-efficacy monitoring methods for glass bead sterilization. The Germinator 500 has been
designed and built to pass the Validation of Dry Sterilizer Spore Suspension Test: USP XXIII, Part 1211.
Heracell 150i CO2 Incubator Thermo Scientific 51026282 Single 150L
IVIS Lumina X5 Imaging System Perkin Elmer CLS148590 The IVIS Lumina X5 high-throughput 2D optical imaging system combines high-sensitivity bioluminescence and fluorescence with high-resolution x-ray into a compact system that fits on your benchtop. With an expanded 5 mouse field of view for 2D optical imaging plus our unique line of accessories to accelerate setup and labeling, it has never been easier or faster to get robust data—and answers—on anatomical and molecular aspects of disease.
MAXQ 4450 Digtial Incubating Bench Shaker Thermo Scientific SHKE4450 Shaker, Incubated; Thermo Scientific; Digital; MaxQ 4450; Speed 15 to 500rpm +/-1rpm; 5 deg. C above ambient to 80 deg. C; 120V 50/60Hz
PBS, Phosphate Buffered Saline Fisher Bioreagents BP24384 PBS, Phosphate Buffered Saline, 1X Solution, pH 7.4
Sorvall Legend Micro 21 Centrifuge, Ventilated Thermo Scientific 75002436 24 x 1.5/2.0mL rotor with ClickSeal biocontainment lid
SORVALL LEGEND X1R 120V Centrifuge Thermo Scientific 75004261 Centrifuge, Benchtop; Thermo Scientific; Sorvall Legend X1R (Refrigerated), 1L capacity; Max. Speed/RCF 15,200rpm/25,830 x g; CFC-free cooling -10C to +40C; 120V 60Hz
Staphylococcus aureus - Xen36 Perkin Elmer 119243 Staphylococcus aureus - Xen36 bioluminescent pathogenic bacteria for in vivo and in vitro drug discovery. This product was derived from a parental strain from the American Type Culture Collection, used under license. Staph. aureus-Xen36 possesses a stable copy of the Photorhabdus luminescens lux operon on the native plasmid.
TUTTNAUER AUTOCLAVE 2540E 120V Heidolph Tuttnauer 23210401 Sterilizer, Benchtop; Heidolph; Tuttnauer; Model 2540E; Self-contained design with refillable reservoir controls water purity for sterilization; 120V 50/60Hz; 1400w. With electronic controls
Tween 80 Fisher Bioreagents BP338-500 Tween 80, Fisher BioReagents, Non-ionic detergent for selective protein extraction
Vortex mixer VX-200 Labnet Internation S0200 120V touch or continuous mixer, 230V: 0 - 2,850 rpm,120V: 0 - 3,400 rpm
0.9% Sodium Chloride Pfizer Injectables/Hospira 00409-4888-10 0.9% Sodium Chloride Injection, USP

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Verdrengh, M., Tarkowski, A. Role of neutrophils in experimental septicemia and septic arthritis induced by Staphylococcus aureus. Infection and Immunity. 65 (7), 2517-2521 (1997).
  2. Fang, A., Hu, S. S., Endres, N., Bradford, D. S. Risk factors for infection after spinal surgery. Spine. 30 (12), Phila Pa. 1460-1465 (2005).
  3. Levi, A. D., Dickman, C. A., Sonntag, V. K. Management of postoperative infections after spinal instrumentation. Journal of Neurosurgery. 86 (6), 975-980 (1997).
  4. Weinstein, M. A., McCabe, J. P., Cammisa, F. P. Postoperative spinal wound infection: a review of 2,391 consecutive index procedures. Journal of Spinal Disorders. 13 (5), 422-426 (2000).
  5. Picada, R., et al. Postoperative deep wound infection in adults after posterior lumbosacral spine fusion with instrumentation: incidence and management. Journal of Spinal Disorders. 13 (1), 42-45 (2000).
  6. Smith, J. S., et al. Rates of infection after spine surgery based on 108,419 procedures: a report from the Scoliosis Research Society Morbidity and Mortality Committee. Spine. 36 (7), Phila Pa. 556-563 (2011).
  7. Abbey, D. M., Turner, D. M., Warson, J. S., Wirt, T. C., Scalley, R. D. Treatment of postoperative wound infections following spinal fusion with instrumentation. Journal of Spinal Disorders. 8 (4), 278-283 (1995).
  8. Silber, J. S., et al. Management of postprocedural discitis. Spine Journal. 2 (4), 279-287 (2002).
  9. Pappou, I. P., Papadopoulos, E. C., Sama, A. A., Girardi, F. P., Cammisa, F. P. Postoperative infections in interbody fusion for degenerative spinal disease. Clinical Orthopaedics and Related Research. 444, 120-128 (2006).
  10. Sampedro, M. F., et al. A biofilm approach to detect bacteria on removed spinal implants. Spine. 35 (12), Phila Pa. 1218-1224 (2010).
  11. Pull ter Gunne, A. F., Mohamed, A. S., Skolasky, R. L., van Laarhoven, C. J., Cohen, D. B. The presentation, incidence, etiology, and treatment of surgical site infections after spinal surgery. Spine. 35 (13), Phila Pa. 1323-1328 (2010).
  12. Olsen, M. A., et al. Risk factors for surgical site infection in spinal surgery. Journal of Neurosurgery. 98, 2 Suppl 149-155 (2003).
  13. Ofluoglu, E. A., et al. Implant-related infection model in rat spine. Archives of Orthopaedic and Trauma Surgery. 127 (5), 391-396 (2007).
  14. Guiboux, J. P., et al. The role of prophylactic antibiotics in spinal instrumentation. A rabbit model. Spine. 23 (6), Phila Pa. 653-656 (1998).
  15. Stavrakis, A. I., et al. Current Animal Models of Postoperative Spine Infection and Potential Future Advances. Frontiers in Medicine (Lausanne). 2, 34 (2015).
  16. Pribaz, J. R., et al. Mouse model of chronic post-arthroplasty infection: noninvasive in vivo bioluminescence imaging to monitor bacterial burden for long-term study. Journal of Orthopaedic Research. 30 (3), 335-340 (2012).
  17. Bernthal, N. M., et al. A mouse model of post-arthroplasty Staphylococcus aureus joint infection to evaluate in vivo the efficacy of antimicrobial implant coatings. PLoS One. 5 (9), 12580 (2010).
  18. Niska, J. A., et al. Monitoring bacterial burden, inflammation and bone damage longitudinally using optical and muCT imaging in an orthopaedic implant infection in mice. PLoS One. 7 (10), 47397 (2012).
  19. Francis, K. P., et al. Monitoring bioluminescent Staphylococcus aureus infections in living mice using a novel luxABCDE construct. Infection and Immunity. 68 (6), 3594-3600 (2000).
  20. Dworsky, E. M., et al. Novel in vivo mouse model of implant related spine infection. Journal of Orthopaedic Research. 35 (1), 193-199 (2017).
  21. Hegde, S. S., et al. Activity of telavancin against heterogeneous vancomycin-intermediate Staphylococcus aureus (hVISA) in vitro and in an in vivo mouse model of bacteraemia. Journal of Antimicrobial Chemotherapy. 65 (4), 725-728 (2010).
  22. Crandon, J. L., Kuti, J. L., Nicolau, D. P. Comparative efficacies of human simulated exposures of telavancin and vancomycin against methicillin-resistant Staphylococcus aureus with a range of vancomycin MICs in a murine pneumonia model. Antimicrobial Agents and Chemotherapy. 54 (12), 5115-5119 (2010).
  23. Reyes, N., et al. Efficacy of telavancin in a murine model of bacteraemia induced by methicillin-resistant Staphylococcus aureus. Journal of Antimicrobial Chemotherapy. 58 (2), 462-465 (2006).
  24. Sakoulas, G., Eliopoulos, G. M., Alder, J., Eliopoulos, C. T. Efficacy of daptomycin in experimental endocarditis due to methicillin-resistant Staphylococcus aureus. Antimicrobial Agents and Chemotherapy. 47 (5), 1714-1718 (2003).
  25. Hu, Y., et al. Combinatory antibiotic therapy increases rate of bacterial kill but not final outcome in a novel mouse model of Staphylococcus aureus spinal implant infection. PLoS One. 12 (2), 0173019 (2017).
  26. Poelstra, K. A., Barekzi, N. A., Grainger, D. W., Gristina, A. G., Schuler, T. C. A novel spinal implant infection model in rabbits. Spine. 25 (4), Phila Pa. 406-410 (2000).

Tags

Spinal implantatinfeksjon musemodell in vivo terapeutikk behandlingsstrategier posterior-tilnærming spinalkirurgi bioluminescerende stamme stafylokokker aureus xen36 bakterier bioluminescensavbildning bakteriell byrde peri-implantatvev kolonidannende enheter (CFUer) dyremodeller

Erratum

Formal Correction: Erratum: In vivo Mouse Model of Spinal Implant Infection
Posted by JoVE Editors on 05/05/2023. Citeable Link.

An erratum was issued for: In vivo Mouse Model of Spinal Implant Infection. The Authors section was updated from:

Benjamin V. Kelley1
Stephen D. Zoller1
Danielle Greig1
Kellyn Hori1
Nicolas Cevallos1
Chad Ishmael1
Peter Hsiue1
Rishi Trikha1
Troy Sekimura2
Thomas Olson2
Ameen Chaudry2
Michael M. Le2
Anthony A. Scaduto1
Kevin P. Francis1
Nicholas M. Bernthal1
1Department of Orthopaedic Surgery, University of California Los Angeles
2David Geffen School of Medicine, University of California Los Angeles

to:

Benjamin V. Kelley1
Christopher Hamad1
Stephen D. Zoller1
Danielle Greig1
Zeinab Mamouei1
Rene Chun1
Kellyn Hori1
Nicolas Cevallos1
Chad Ishmael1
Peter Hsiue1
Rishi Trikha1
Troy Sekimura2
Brandon Gettleman3
Autreen Golzar2
Adrian Lin2
Thomas Olson2
Ameen Chaudry2
Michael M. Le2
Anthony A. Scaduto1
Kevin P. Francis1
Nicholas M. Bernthal1
1Department of Orthopaedic Surgery, University of California Los Angeles
2David Geffen School of Medicine, University of California Los Angeles
3University of South Carolina School of Medicine, University of South Carolina

In vivo musemodell av spinalimplantatinfeksjon
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Kelley, B. V., Hamad, C., Zoller, S. … More

Kelley, B. V., Hamad, C., Zoller, S. D., Greig, D., Mamouei, Z., Chun, R., Hori, K., Cevallos, N., Ishmael, C., Hsiue, P., Trikha, R., Sekimura, T., Gettleman, B., Golzar, A., Lin, A., Olson, T., Chaudry, A., Le, M. M., Scaduto, A. A., Francis, K. P., Bernthal, N. M. In Vivo Mouse Model of Spinal Implant Infection. J. Vis. Exp. (160), e60560, doi:10.3791/60560 (2020).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter