Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
JoVE Journal Medicine
Click here for the English version

Medicine

In vivo-musmodell av ryggradsimplantatinfektion

Published: June 23, 2020 doi: 10.3791/60560
Automatic Translation
1, 1, 1, 1, 1, 1, 1, 1, 1, 1, 1, 2, 3, 2, 2, 2, 2, 2, 1, 1, 1
1Department of Orthopaedic Surgery, University of California Los Angeles, 2David Geffen School of Medicine, University of California Los Angeles, 3University of South Carolina School of Medicine, University of South Carolina

ERRATUM NOTICE

Summary

Protokollet beskriver en ny in vivo-musmodell av ryggradsimplantatinfektion där ett k-trådimplantat av rostfritt stål infekteras med bioluminescerande Staphylococcus aureus Xen36. Bakteriebördan övervakas longitudinellt med bioluminescerande avbildning och bekräftas med antal kolonibildande enheter efter avlivning.

Abstract

Infektioner i ryggradsimplantat förebådar dåliga resultat eftersom diagnosen är utmanande och kirurgisk utrotning står i strid med den mekaniska ryggradsstabiliteten. Syftet med denna metod är att beskriva en ny musmodell av ryggradsimplantatinfektion (SII) som skapades för att ge ett billigt, snabbt och exakt in vivo-verktyg för att testa potentiella terapier och behandlingsstrategier för ryggradsimplantatinfektioner.

I denna metod presenterar vi en modell av ryggradskirurgi med bakre tillvägagångssätt där en k-tråd av rostfritt stål transfixeras i L4-spinös process hos 12 veckor gamla C57BL/6J vildtypsmöss och inokuleras med 1 x 103 CFU av en bioluminescerande stam av Staphylococcus aureus Xen36-bakterier. Möss avbildas sedan longitudinellt för bioluminiscens in vivo på postoperativa dagar 0, 1, 3, 5, 7, 10, 14, 18, 21, 25, 28 och 35. Bioluminiscensavbildningssignaler (BLI) från ett standardiserat synfält kvantifieras för att mäta bakteriell belastning in vivo.

För att kvantifiera bakterier som sitter fast på implantat och peri-implantatvävnad avlivas möss och implantatet och omgivande mjukvävnad skördas. Bakterier lossnar från implantatet genom ultraljudsbehandling, odlas över natten och sedan kolonibildande enheter (CFU) räknas. Resultaten från denna metod inkluderar longitudinella bakterieräkningar mätt med in vivo S. aureus bioluminiscens (genomsnittligt maximalt flöde) och CFU-räkningar efter avlivning.

Medan tidigare djurmodeller av instrumenterad ryggradsinfektion har involverat invasiv, ex vivo vävnadsanalys, utnyttjar musmodellen av SII som presenteras i denna artikel icke-invasiv, realtids in vivo optisk avbildning av bioluminescerande bakterier för att ersätta statisk vävnadsstudie. Tillämpningar av modellen är breda och kan innefatta användning av alternativa bioluminescerande bakteriestammar, inkorporering av andra typer av genetiskt modifierade möss för att samtidigt studera värdens immunsvar och utvärdering av nuvarande eller undersökning av nya diagnostiska och terapeutiska modaliteter såsom antibiotika eller implantatbeläggningar.

Introduction

Syftet med denna metod är att beskriva en ny musmodell av ryggradsimplantatinfektion (SII). Denna modell utformades för att ge ett billigt och exakt verktyg för att flexibelt bedöma effekten av värd-, patogen- och/eller implantatvariabler in vivo. Att testa potentiella terapier och behandlingsstrategier för ryggradsimplantatinfektioner i denna modell syftar till att vägleda forskningsutvecklingen innan den tillämpas i större djurmodeller och kliniska prövningar.

Implantatrelaterad infektion efter ryggkirurgi är en förödande komplikation och förekommer tyvärr hos cirka 3–8 % av patienterna som genomgår elektiv ryggkirurgi 1,2,3,4,5 och upp till 65 % av patienterna som genomgår flernivå- eller revisionskirurgi 6. Behandling av ryggradsimplantatinfektioner kräver ofta flera sjukhusvistelser, flera operationer och långvarig antibiotikabehandling. SII:er förebådar dåliga patientresultat, inklusive neurologiska komprometteringar, funktionshinder och en ökad risk för dödlighet. Hanteringen av SII är extremt dyr och kostar uppemot 900 000 dollar per patient7.

Staphylococcus aureus är den vanligaste virulenta patogenen av SII 8,9,10,11. Bakterier kan fröa hårdvaran direkt under operationen, genom såret under den postoperativa perioden eller senare via hematogen spridning. I närvaro av metallimplantat bildar S. aureus biofilm som skyddar bakterierna från antibiotikabehandling och immunceller. Även om avlägsnande av infekterad hårdvara kan hjälpa till att effektivt utrota en infektion, är detta ofta inte möjligt i ryggraden utan att orsaka destabilisering och riskera neurologisk kompromettering12.

I avsaknad av explantation av infekterad hårdvara behövs nya metoder för att förebygga, upptäcka och behandla SII. Historiskt sett har det funnits begränsade djurmodeller av SII för att effektivt bedöma säkerheten och effekten av nya terapier. Tidigare djurmodeller av SII kräver ett stort antal djur och insamling av datapunkter som kräver avlivning inklusive koloniräkning, histologi och odling13,14,15. Eftersom dessa modeller saknar longitudinell in vivo-övervakning ger de bara en datapunkt per djur och är därför dyra och ineffektiva.

Tidigare arbete med att studera en musmodell av knäprotesinfektion fastställde värdet och noggrannheten av icke-invasiv optisk avbildning in vivo för att longitudinellt övervaka infektionsbörda16. Detektionen av bioluminiscens gör det möjligt att kvantifiera bakteriebelastningen under ett longitudinellt tidsförlopp i ett enda djur på ett humant, exakt och effektivt sätt. Dessutom har tidigare studier visat en hög korrelation mellan bioluminiscens in vivo och CFU:er som är fästa vid implantat17. Förmågan att spåra infektion över tid har lett till en mer nyanserad förståelse av implantatrelaterad infektion. Övervakning av longitudinella infektioner på detta sätt har dessutom gjort det möjligt att noggrant bedöma effektiviteten av antibiotikabehandling och nya antimikrobiella medel16,17,18.

Med hjälp av dessa verktyg utvecklade och validerade vi en modell för postoperativ ryggradsimplantatinfektion. I den presenterade metoden använder vi ett inokulum av bioluminescerande S. aureus Xen36 för att etablera en in vivo-musmodell av SII för att longitudinellt övervaka bakteriell börda16,17,18. Denna nya modell ger ett värdefullt verktyg för att effektivt testa potentiella detektions-, preventions- och behandlingsstrategier för SII innan de tillämpas i större djurmodeller och kliniska prövningar.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

Alla djur hanterades i strikt överensstämmelse med god djursed enligt definitionen i de federala bestämmelserna i Animal Welfare Act (AWA), 1996 års guide för vård och användning av försöksdjur, PHS policy för human vård och användning av försöksdjur, samt institutionens riktlinjer och förfaranden som anges i Animal Care and Use Training Manual, och allt djurarbete godkändes av University of California Los Angeles Chancellor's Animal Research Committee (ARC).

1. Val av bioluminescerande stam av S. aureus

  1. Använd den bioluminescerande S. aureus-stammen Xen36 som inokulum av intresse.
    OBS: Denna stam härstammar från föräldrastammen S. aureus ATCC-49525, som är ett kliniskt isolat från en septisk patient. S. aureus Xen36 använder unikt ett luxABCDE-operon, som är optimerat och integrerat i värdens ursprungliga plasmid. 19 Som ett resultat av detta kan Xen36-stammen producera ett blågrönt bioluminescerande ljus med en toppvåglängd på 490 nm. Denna emissionssignal produceras endast av levande metaboliskt aktiva bakterieorganismer.

2. Beredning av S. aureus för inokulering

  1. Tillsätt 200 μg/ml kanamycin till Luria buljong plus 1,5 % agar för att isolera S. aureus Xen36 från potentiella föroreningar, med hjälp av kanamycinresistensgenen kopplad till luxoperon 19.
  2. Stryk S. aureus Xen36-bakterier på tryptiska sojaagarplattor (tryptisk sojabuljong [TSB] plus 1,5 % agar) och inkubera vid 37 °C i 12-16 timmar.
  3. Isolera enskilda kolonier av S. aureus Xen36 och odla individuellt i TSB i 12-16 timmar vid 37 °C i en skakinkubator (200 rpm).
  4. Späd ut den resulterande kulturen i förhållandet 1:50.
  5. Odling i ytterligare 2 timmar vid 37 °C för att isolera bakterier i midlogaritmisk fas.
  6. Pelletera, återuppliva och tvätta bakterier i fosfatbuffrad saltlösning (PBS) tre gånger.
  7. Mät absorbansen vid 600 nm. Den ideala OD600 är mellan 0,700 och 0,750 vilket motsvarar 4x105 CFU/ml. Utför seriespädningar för att uppnå önskat bakteriellt inokulum (1 x 103 CFU/2 μL).
    OBS: Den optimala koncentrationen av Xen36 för etablering av en kronisk infektion befanns vara 1 x 103 CFU. Lägre dosering av bakterier rensades bort av värdens immunsystem och högre dosering orsakade sårnedbrytning. Sårnedbrytning skiljer inte mellan en djup implantatinfektion och en ytlig sårinfektion och undviks därför i denna modell (Figur 1)20.

3. Möss

  1. Använd 12 veckor gamla C57BL/6J-möss av vildtyp.
  2. Husmöss i burar med max 4 åt gången.
  3. Se till att det alltid finns vatten tillgängligt. Upprätthåll en 12-timmars ljus/mörkercykel och experimentera inte under den mörka fasen av cykeln.
  4. Använd alfalfafri chow för utfodring på grund av potentiell störning av fluorescerande signalering.
  5. Låt forsknings- eller veterinärpersonal bedöma möss dagligen för att säkerställa djurens välbefinnande under hela försöket.

4. Muskirurgiska ingrepp

  1. Inducera anestesi genom att placera möss i en isofluran (2%) kammare i cirka 5 minuter. Bekräfta lämpligt anestesidjup genom att övervaka andningen så att den förblir rytmisk och långsammare än när man är vaken och inte förändras som svar på skadliga stimuli (t.ex. kirurgisk manipulation, nyp i tårna).
  2. Överför sövda möss till en beredningsstation och ta bort hår från korsbenet till övre bröstryggen med gnagarklippare.
  3. Rengör och sterilisera huden med tre tvättar av omväxlande betadinlösning och isopropylalkohol.
  4. Överför sövda och steriliserade möss i bukläge till en steril operationssäng med bibehållen anestesi med administrering av inhalerat isofluran (2%) via näskon.
  5. Böj höfterna maximalt och identifiera knäets position i nivå med ryggraden för att approximera ländryggen 4 kotkroppen.
  6. Gör ett längsgående snitt på 2 cm genom huden med en 15-bladig kirurgisk skalpell.
  7. Palpera de spinösa utskotten för att bekräfta mittlinjen och fortsätt snittet ner till benet.
  8. Dissekera subperiosteally på höger sida av L4-spinös process, som sträcker sig lateralt till den tvärgående processen.
  9. För en absorberbar flätad sutur storlek 5-0 cephalad och caudad till L4-kroppen genom fascian och lämna öppen, som förberedelse för framtida stängning.
  10. Använd en 25 G spinalnål, brotscha den spinösa processen av L4 med en 25 G spinalnål och sätt in ett 0,1 mm diameter, 1 cm långt "L-format" implantat av kirurgisk kvalitet i rostfritt stål längs lamina med den långa armen som lägger cephalad.
  11. Inokulera implantatet med 1 x 103 CFU /2 μL bioluminescerande S. aureus Xen36, var noga med att se till att all lösning kommer i kontakt med implantatet.
  12. Vänta cirka 10 sekunder innan du knyter den tidigare passerade absorberbara suturen efter inokuleringen för att säkerställa att inokulet hålls kvar på implantatet.
  13. Nära huden på löpsätt med absorberbar sutur.
  14. Administrera smärtstillande läkemedel via subkutan injektion av buprenorfin (0,1 mg/kg) omedelbart postop och därefter var 12:e timme i 3 dagar.
  15. Samla möss på en värmedyna och övervaka för återgång till normal aktivitet.
  16. Skaffa postoperativa röntgenbilder för att bekräfta lämplig placering av implantatet.

5. Longitudinell in vivo bioluminiscensavbildning för att mäta bakteriell börda

  1. Bedöva möss med inhalerat isofluran (2 %). Bekräfta lämpligt anestesidjup genom att övervaka andningen så att den förblir rytmisk och långsammare än när man är vaken och inte förändras som svar på skadliga stimuli (t.ex. kirurgisk manipulation, nyp i tårna).
  2. Ta bort hår från korsbenet till övre bröstryggen med en gnagarklippare.
  3. Ladda möss på synfältet på bioluminescerande avbildningsplattform för att utföra in vivo bioluminiscensavbildning (BLI)19.
  4. Fånga bioluminescerande signal under en 5 minuters insamlingstid. Använd stora binning-inställningar med ett synfält på 15 cm (B).
  5. Upprepa steg 5.1-5.4 på postoperativa dagar 0, 1, 3, 5, 7, 10, 14, 18, 21, 25, 28 och 35 (eller andra dagar baserat på specifik experimentell design) för att övervaka bakteriebelastningen.
  6. Presentera BLI-data via färgskala och överlägg på ett gråskalefotografi. Isolera ett standardäggformat intresseområde (ROI) med hjälp av BLI-programvara för att kvantifiera BLI i totalt flöde (fotoner per sekund) eller medelmaximalt flöde (fotoner/sekund/centimeter2/steradian).

6. Kvantifiera bakterier som fäster vid implantat och omgivande vävnad

  1. Avliva möss på POD 35 eller ett alternativt postoperativt datum med exponering för koldioxid i enlighet med AVMA:s riktlinjer. Bekräfta eutanasi med sekundär cervikal luxation.
  2. Sterilisera rygghuden enligt steg 4.3 och placera musen på ett sterilt kirurgiskt fält.
  3. Skär skarpt in det tidigare snittet med en 15-bladig kirurgisk skalpell.
  4. Använd en steril sax för att dissekera till L4-ryggradsprocessen och identifiera det kirurgiska implantatet.
  5. Använd en nåldrivare för att försiktigt vrida och ta bort implantatet från dess position i L4-ryggradsprocessen.
  6. Använd steril pincett och sax för att skörda cirka 0,1 g ryggradsben och mjukvävnad som omger det kirurgiska implantatet och placera i 1 ml PBS i ett litet koniskt noshörningsrör med 4 vassa homogeniserande pärlor.
  7. Registrera vikten av mjukvävnad genom att väga koniska rör före och efter skörd.
  8. Placera implantatet i 0,5 ml 0,3 % Tween-80 i TSB och sonikera i 15 minuter.
  9. Vred den resulterande implantatsuspensionen i 2 minuter och odla över natten i 12-16 timmar.
  10. Homogenisera mjukvävnaden och ryggradsutskotten som tidigare placerats i 1 ml PBS som omger implantatet med hjälp av homogenisator.
  11. Vred den resulterande mjukdelssuspensionen i 5 minuter och odla över natten i 12-16 timmar.
  12. Efter odling över natten, räkna CFU från implantatet respektive omgivande vävnader. Expressvärde som total CFU/g skördad för mjukvävnad och CFU/ml för ultraljudsopererat implantat.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

Proceduren som presenteras här användes för att bedöma effekten av antibiotikaregimer i en in vivo-musmodell av SII. Specifikt jämfördes effekten av en kombination av vankomycin och rifampicin antibiotikabehandling med vankomycin som monoterapi och obehandlade infekterade kontroller.

Före operationen randomiserades mössen till antingen kombinationsbehandling, monoterapi eller infekterad kontroll. En statistisk effektanalys utfördes för att beräkna urvalsstorleken. Förväntade medelvärden för maximalt medelvärde för flödet 1 x 10 5± 3,2 x 10 4 och1,4 x 105 användes för att bestämma provstorleken, som beräknades som N = 10 i varje grupp. Möss genomgick kirurgisk implantation, inokulering med S. aureus Xen36, och mättes för in vivo S. aureus bioluminiscens på POD 0, 1, 3, 5, 7, 10, 14, 18, 21, 25, 28 och 35 . På POD 35 offrades möss och CFU:er för implantatvidhäftande och omgivande vävnadsbakterier kvantifierades.

Möss i monoterapigruppen fick en terapeutisk dos vankomycin (110 mg/kg två gånger dagligen) som gavs subkutant. Denna dos valdes för att approximera arean under kurvan för typisk human exponering för vankomycin21,22,23. Möss i kombinationsbehandlingsgruppen fick en terapeutisk subkutan dos av vankomycin (110 mg/kg två gånger dagligen) och rifampicin (25 mg/kg dagligen)24. Möss i den infekterade kontrollgruppen fick skeninjektioner av steril koksaltlösning. Behandling för alla grupper utfördes från postoperativ dag 7 till 14.

Effekt av antibiotikabehandling på BLI
Infekterade kontrollmöss hade BLI-signaler som nådde en topp på POD 10 som förblev över 1,0 x 105 fotoner/s/cm 2/sr fram till avlivning, vilket framgångsrikt modellerade en kronisk SII (Figur 2). Möss som behandlades med vankomycin som monoterapi hade signifikant lägre BLI-signal jämfört med infekterad kontrollgrupp, med en 2-faldig minskning från POD 10–21 (p<0,03). Efter POD 21 fanns det ingen signifikant skillnad i BLI mellan monoterapi- och infekterade kontrollgrupper. Möss som behandlades med vankomycin-rifampicin i kombination hade en ännu lägre BLI-signal, som var 20 gånger lägre än infekterad kontroll på POD 10. En signifikant minskning kvarstod fram till POD 28 (p<0,01). Efter POD 28 fanns det ingen signifikant skillnad i BLI mellan grupperna. Det fanns ingen signifikant skillnad i BLI mellan någon av de tre grupperna vid slutlig avbildning på POD35.

CFU från implantat och omgivande vävnad
Möss offrades på POD 35. Implantat och omgivande vävnad skördades och bearbetades för CFU-räkning (figur 3). Ingen signifikant skillnad observerades i CFU mellan grupperna med infekterad kontroll, monoterapi eller kombinationsbehandling.

Figure 1
Figur 1: Sårnedbrytning i hög dos S. aureus Xen36-inokulat. Bilder av rygghuden hos möss som inokulerats med S. aureus Xen36 under en infektion med ryggradsimplantat. A) Mus inokulerad med 1 x 103 CFU och intakt rygghud. B) Mus inokulerad med 1 x 104 CFU och tecken på betydande sårnedbrytning. Figuren bearbetad och återgiven med tillstånd från Dworsky et al.25Klicka här för att se en större version av denna figur.

Figure 2
Figur 2: Mätning av bakteriebelastning med hjälp av bioluminiscens in vivo. 1 x 103 CFU av S. aureus som hade den bioluminescerande konstruktionen i en stabil plasmid (Xen36) inokulerades i L4-spinös process hos möss (n = 10 möss per grupp) i närvaro av ett implantat av rostfritt stål. A) Antal bakterier mätt med bioluminiscens av S. aureus in vivo (medelvärde för maximalt flöde [fotoner/s/cm2/sr] ± sem [logaritmisk skala]), med ett flödesschema över försöksprotokollet nedan. På POD 7 började antibiotikaadministreringen med vankomycin, en kombination av vankomycin och rifampicin eller en steril koksaltskontroll. Antibiotikaadministreringen avbröts på POD 14. På POD 35 offrades möss och CFU:er från implantatet och omgivande vävnad mättes. B) Representativ bioluminiscens av S. aureus in vivo på en färgskala ovanpå en gråskalebild av möss. Figuren är anpassad och återges med tillstånd från Hu et al.25Klicka här för att se en större version av denna figur.

Figure 3
Figur 3: Bekräftelse av bakteriell belastning med hjälp av CFU-räkningar. Vid POD 35 offrades möss, stift sonikerades, vävnad homogeniserades och bakterier odlades och räknades. Figuren bearbetad och omtryckt med tillstånd från Hu et al.25. Klicka här för att se en större version av denna figur.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

Implantatrelaterade infektioner i ryggraden förebådar dåliga resultat för patienter 1,2,3,4,5. Till skillnad från många andra områden i kroppen kan infekterad hårdvara i ryggraden ofta inte tas bort på grund av risken för instabilitet och neurologisk kompromettering. Denna unika utmaning när det gäller biofilmsbakterier som är resistenta mot systemisk antibiotikabehandling kräver nya behandlingsmetoder12. Tidigare forskning inom nya behandlingar för SII har begränsats av dyra och ineffektiva djurmodeller. För att bättre studera dessa infektioner och effektivt bedöma effekten av potentiella behandlingar utvecklade vi en icke-invasiv longitudinell musmodell av SII med hjälp av bioluminiscensavbildning in vivo.

Tidigare djurmodeller av instrumenterad ryggradsinfektion krävde ex vivo vävnadsanalys för att utvärdera resultaten, vilket krävde stora kohorter och kunde inte övervaka infektionen över tid13,14,26. Däremot utnyttjar musmodellen av SII som presenteras i denna artikel BLI för att på ett tillförlitligt sätt övervaka bakteriell börda över tid16,17,18. Detta nya tillvägagångssätt gör det möjligt för utredare att bedöma hur bakterier och värden svarar på antibiotika, beläggningar eller immunmodulering.

Kritiska steg i protokollet inkluderar: lämplig beredning av Xen36 S. aureus och uppskattning av enstaka inokulum 1 x 103 CFU/2 μL; exakt kirurgisk implantation, inokulering och förslutning; in vivo bioluminescerande avbildning; och bekräftelse av bakteriell belastning med hjälp av CFU-räkningar.

Modifieringar av modellen kan innefatta alternativa bioluminescerande bakteriestammar, längre tidsperioder eller användning av integration av andra typer av genetiskt modifierade möss, såsom de som uttrycker grönt fluorescerande protein i myeloida celler (Lys-EGFP) för att samtidigt mäta neutrofilinfiltration med in vivo fluorescensavbildning20. Ytterligare metoder kan användas för att komplettera de som beskrivs i protokollet för att hantera processer som vertebral osteolys, diskdegeneration, mjukdelsinfektion och implantatbiofilminfektion. Tekniker som ger kvantitativa resultat i dessa processer kan inkludera men är inte begränsade till: mikrodatortomografi, magnetisk resonanstomografi, kvantitativ PCR i realtid, serologi, histologi, immunhistokemi och/eller svepelektronmikroskopi med variabelt tryck.

Den här modellen har flera begränsningar. För det första är modellen för ryggkirurgi en grov förenkling jämfört med klinisk praxis. Till skillnad från omfattande dekompressions- och fusionsoperationer på flera nivåer som är typiska för högriskpatienter med ryggkirurgi, innebär modellkirurgi minimal benresektion med ett enda implantat av rostfritt stål. Eftersom kliniska ryggimplantat har flera olika material kan dessa ha olika känslighet för bakteriell infektion och biofilmbildning. Dessutom, som med alla djurmodeller, är värdens svar på infektion hos möss annorlunda än hos människor.

I framtiden kan denna modell användas för att utvärdera behandling av SII med andra antibiotikaleveransmodaliteter, inklusive vankomycinpulver, antibiotikaladdade pärlor eller belagda implantat. Dessutom kan denna modell användas för att studera den mekanistiska grunden för värdens respons på SII.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Författarna har inga intressekonflikter att redovisa.

Acknowledgments

Författarna vill bekräfta mottagandet av både Pediatric Orthopaedic Society of North America Biomet Spine Grant och National Institutes of Health Clinical and Translational Science Institute KL2 Grant och HH Lee Surgical Research Grant som viktiga finansieringskällor för dessa experiment.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Analytical Balance ME104 Mettler Toledo 30029067 120 g capacity, 0.1 mg readability, backlit LCD, internal adjustment, metal base
BD Bacto Tryptic Soy Broth Becton Dickinson (BD) BD 211825 BD Bacto Tryptic Soy Broth (Soybean-Casein Digest Medium)
Biomate 3S UV-VIS Spectrophotometer Thermo Scientific 840-208300 Spectrophotometer; Thermo Scientific; BioMate 3S; Six-position cell holder; Spectral bandwidth: 1.8nm; Long-life xenon lamp; Store up to 40 test methods; 16L x 13W x 9 in. H; 19 lb.; 100/240V US line cord
Bioshield 720+ swinging bucket rotor Thermo Scientific 75003183 Rotor, Swinging bucket; Thermo Scientific; BIOShield 720 high speed; Capacity: 4 x 180mL (0.72L); Angle: 90 deg. ; Max. speed/RCF: 6300rpm/7188 x g; Max. radius: 16.2cm
Branson Ultrasonics 2510R-MTH (Sonicator) Branson Ultrasonics CPX952217R *similar model, our model is discontinued* Branson Ultrasonics MH Series Heated Ultrasonic Cleaning Bath, 120V, 0.75 gal
Bullet Blender Storm Homogenizer Next Advance BBY24M The Bullet Blender Storm is the most powerful member of the Bullet Blender family. Homogenize up to 24 of your toughest samples (mouse femur, skin, cartilage, tumor, etc.) in just minutes. Air cooling™ minimizes sample heat up. Uses 1.5ml screw-cap RINO® tubes or snap-cap Eppendorf® Safe-lock™ tubes.
Germinator 500 Electron Microscopy Sciences 66118-10 The Germinator 500 is designed to decontaminate metal micro-dissecting instruments only. It is to be
used exclusively for research purposes. The Germinator 500 should not be used as a substitute for
traditional methods of terminal sterilization. Effective sterilization cannot be assured due to lack of routine
sterilization-efficacy monitoring methods for glass bead sterilization. The Germinator 500 has been
designed and built to pass the Validation of Dry Sterilizer Spore Suspension Test: USP XXIII, Part 1211.
Heracell 150i CO2 Incubator Thermo Scientific 51026282 Single 150L
IVIS Lumina X5 Imaging System Perkin Elmer CLS148590 The IVIS Lumina X5 high-throughput 2D optical imaging system combines high-sensitivity bioluminescence and fluorescence with high-resolution x-ray into a compact system that fits on your benchtop. With an expanded 5 mouse field of view for 2D optical imaging plus our unique line of accessories to accelerate setup and labeling, it has never been easier or faster to get robust data—and answers—on anatomical and molecular aspects of disease.
MAXQ 4450 Digtial Incubating Bench Shaker Thermo Scientific SHKE4450 Shaker, Incubated; Thermo Scientific; Digital; MaxQ 4450; Speed 15 to 500rpm +/-1rpm; 5 deg. C above ambient to 80 deg. C; 120V 50/60Hz
PBS, Phosphate Buffered Saline Fisher Bioreagents BP24384 PBS, Phosphate Buffered Saline, 1X Solution, pH 7.4
Sorvall Legend Micro 21 Centrifuge, Ventilated Thermo Scientific 75002436 24 x 1.5/2.0mL rotor with ClickSeal biocontainment lid
SORVALL LEGEND X1R 120V Centrifuge Thermo Scientific 75004261 Centrifuge, Benchtop; Thermo Scientific; Sorvall Legend X1R (Refrigerated), 1L capacity; Max. Speed/RCF 15,200rpm/25,830 x g; CFC-free cooling -10C to +40C; 120V 60Hz
Staphylococcus aureus - Xen36 Perkin Elmer 119243 Staphylococcus aureus - Xen36 bioluminescent pathogenic bacteria for in vivo and in vitro drug discovery. This product was derived from a parental strain from the American Type Culture Collection, used under license. Staph. aureus-Xen36 possesses a stable copy of the Photorhabdus luminescens lux operon on the native plasmid.
TUTTNAUER AUTOCLAVE 2540E 120V Heidolph Tuttnauer 23210401 Sterilizer, Benchtop; Heidolph; Tuttnauer; Model 2540E; Self-contained design with refillable reservoir controls water purity for sterilization; 120V 50/60Hz; 1400w. With electronic controls
Tween 80 Fisher Bioreagents BP338-500 Tween 80, Fisher BioReagents, Non-ionic detergent for selective protein extraction
Vortex mixer VX-200 Labnet Internation S0200 120V touch or continuous mixer, 230V: 0 - 2,850 rpm,120V: 0 - 3,400 rpm
0.9% Sodium Chloride Pfizer Injectables/Hospira 00409-4888-10 0.9% Sodium Chloride Injection, USP

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Verdrengh, M., Tarkowski, A. Role of neutrophils in experimental septicemia and septic arthritis induced by Staphylococcus aureus. Infection and Immunity. 65 (7), 2517-2521 (1997).
  2. Fang, A., Hu, S. S., Endres, N., Bradford, D. S. Risk factors for infection after spinal surgery. Spine. 30 (12), Phila Pa. 1460-1465 (2005).
  3. Levi, A. D., Dickman, C. A., Sonntag, V. K. Management of postoperative infections after spinal instrumentation. Journal of Neurosurgery. 86 (6), 975-980 (1997).
  4. Weinstein, M. A., McCabe, J. P., Cammisa, F. P. Postoperative spinal wound infection: a review of 2,391 consecutive index procedures. Journal of Spinal Disorders. 13 (5), 422-426 (2000).
  5. Picada, R., et al. Postoperative deep wound infection in adults after posterior lumbosacral spine fusion with instrumentation: incidence and management. Journal of Spinal Disorders. 13 (1), 42-45 (2000).
  6. Smith, J. S., et al. Rates of infection after spine surgery based on 108,419 procedures: a report from the Scoliosis Research Society Morbidity and Mortality Committee. Spine. 36 (7), Phila Pa. 556-563 (2011).
  7. Abbey, D. M., Turner, D. M., Warson, J. S., Wirt, T. C., Scalley, R. D. Treatment of postoperative wound infections following spinal fusion with instrumentation. Journal of Spinal Disorders. 8 (4), 278-283 (1995).
  8. Silber, J. S., et al. Management of postprocedural discitis. Spine Journal. 2 (4), 279-287 (2002).
  9. Pappou, I. P., Papadopoulos, E. C., Sama, A. A., Girardi, F. P., Cammisa, F. P. Postoperative infections in interbody fusion for degenerative spinal disease. Clinical Orthopaedics and Related Research. 444, 120-128 (2006).
  10. Sampedro, M. F., et al. A biofilm approach to detect bacteria on removed spinal implants. Spine. 35 (12), Phila Pa. 1218-1224 (2010).
  11. Pull ter Gunne, A. F., Mohamed, A. S., Skolasky, R. L., van Laarhoven, C. J., Cohen, D. B. The presentation, incidence, etiology, and treatment of surgical site infections after spinal surgery. Spine. 35 (13), Phila Pa. 1323-1328 (2010).
  12. Olsen, M. A., et al. Risk factors for surgical site infection in spinal surgery. Journal of Neurosurgery. 98, 2 Suppl 149-155 (2003).
  13. Ofluoglu, E. A., et al. Implant-related infection model in rat spine. Archives of Orthopaedic and Trauma Surgery. 127 (5), 391-396 (2007).
  14. Guiboux, J. P., et al. The role of prophylactic antibiotics in spinal instrumentation. A rabbit model. Spine. 23 (6), Phila Pa. 653-656 (1998).
  15. Stavrakis, A. I., et al. Current Animal Models of Postoperative Spine Infection and Potential Future Advances. Frontiers in Medicine (Lausanne). 2, 34 (2015).
  16. Pribaz, J. R., et al. Mouse model of chronic post-arthroplasty infection: noninvasive in vivo bioluminescence imaging to monitor bacterial burden for long-term study. Journal of Orthopaedic Research. 30 (3), 335-340 (2012).
  17. Bernthal, N. M., et al. A mouse model of post-arthroplasty Staphylococcus aureus joint infection to evaluate in vivo the efficacy of antimicrobial implant coatings. PLoS One. 5 (9), 12580 (2010).
  18. Niska, J. A., et al. Monitoring bacterial burden, inflammation and bone damage longitudinally using optical and muCT imaging in an orthopaedic implant infection in mice. PLoS One. 7 (10), 47397 (2012).
  19. Francis, K. P., et al. Monitoring bioluminescent Staphylococcus aureus infections in living mice using a novel luxABCDE construct. Infection and Immunity. 68 (6), 3594-3600 (2000).
  20. Dworsky, E. M., et al. Novel in vivo mouse model of implant related spine infection. Journal of Orthopaedic Research. 35 (1), 193-199 (2017).
  21. Hegde, S. S., et al. Activity of telavancin against heterogeneous vancomycin-intermediate Staphylococcus aureus (hVISA) in vitro and in an in vivo mouse model of bacteraemia. Journal of Antimicrobial Chemotherapy. 65 (4), 725-728 (2010).
  22. Crandon, J. L., Kuti, J. L., Nicolau, D. P. Comparative efficacies of human simulated exposures of telavancin and vancomycin against methicillin-resistant Staphylococcus aureus with a range of vancomycin MICs in a murine pneumonia model. Antimicrobial Agents and Chemotherapy. 54 (12), 5115-5119 (2010).
  23. Reyes, N., et al. Efficacy of telavancin in a murine model of bacteraemia induced by methicillin-resistant Staphylococcus aureus. Journal of Antimicrobial Chemotherapy. 58 (2), 462-465 (2006).
  24. Sakoulas, G., Eliopoulos, G. M., Alder, J., Eliopoulos, C. T. Efficacy of daptomycin in experimental endocarditis due to methicillin-resistant Staphylococcus aureus. Antimicrobial Agents and Chemotherapy. 47 (5), 1714-1718 (2003).
  25. Hu, Y., et al. Combinatory antibiotic therapy increases rate of bacterial kill but not final outcome in a novel mouse model of Staphylococcus aureus spinal implant infection. PLoS One. 12 (2), 0173019 (2017).
  26. Poelstra, K. A., Barekzi, N. A., Grainger, D. W., Gristina, A. G., Schuler, T. C. A novel spinal implant infection model in rabbits. Spine. 25 (4), Phila Pa. 406-410 (2000).

Tags

Ryggradsimplantatinfektion musmodell in vivo terapier behandlingsstrategier ryggradskirurgi bioluminescerande stam Staphylococcus aureus Xen36-bakterier bioluminiscensavbildning bakteriell börda periimplantatvävnad kolonibildande enheter (CFU) djurmodeller

Erratum

Formal Correction: Erratum: In vivo Mouse Model of Spinal Implant Infection
Posted by JoVE Editors on 05/05/2023. Citeable Link.

An erratum was issued for: In vivo Mouse Model of Spinal Implant Infection. The Authors section was updated from:

Benjamin V. Kelley1
Stephen D. Zoller1
Danielle Greig1
Kellyn Hori1
Nicolas Cevallos1
Chad Ishmael1
Peter Hsiue1
Rishi Trikha1
Troy Sekimura2
Thomas Olson2
Ameen Chaudry2
Michael M. Le2
Anthony A. Scaduto1
Kevin P. Francis1
Nicholas M. Bernthal1
1Department of Orthopaedic Surgery, University of California Los Angeles
2David Geffen School of Medicine, University of California Los Angeles

to:

Benjamin V. Kelley1
Christopher Hamad1
Stephen D. Zoller1
Danielle Greig1
Zeinab Mamouei1
Rene Chun1
Kellyn Hori1
Nicolas Cevallos1
Chad Ishmael1
Peter Hsiue1
Rishi Trikha1
Troy Sekimura2
Brandon Gettleman3
Autreen Golzar2
Adrian Lin2
Thomas Olson2
Ameen Chaudry2
Michael M. Le2
Anthony A. Scaduto1
Kevin P. Francis1
Nicholas M. Bernthal1
1Department of Orthopaedic Surgery, University of California Los Angeles
2David Geffen School of Medicine, University of California Los Angeles
3University of South Carolina School of Medicine, University of South Carolina

In vivo-musmodell av ryggradsimplantatinfektion
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Kelley, B. V., Hamad, C., Zoller, S. … More

Kelley, B. V., Hamad, C., Zoller, S. D., Greig, D., Mamouei, Z., Chun, R., Hori, K., Cevallos, N., Ishmael, C., Hsiue, P., Trikha, R., Sekimura, T., Gettleman, B., Golzar, A., Lin, A., Olson, T., Chaudry, A., Le, M. M., Scaduto, A. A., Francis, K. P., Bernthal, N. M. In Vivo Mouse Model of Spinal Implant Infection. J. Vis. Exp. (160), e60560, doi:10.3791/60560 (2020).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter