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Medicine

Modelo de ratón in vivo de infección por implante espinal

Published: June 23, 2020 doi: 10.3791/60560
Automatic Translation
1, 1, 1, 1, 1, 1, 1, 1, 1, 1, 1, 2, 3, 2, 2, 2, 2, 2, 1, 1, 1
1Department of Orthopaedic Surgery, University of California Los Angeles, 2David Geffen School of Medicine, University of California Los Angeles, 3University of South Carolina School of Medicine, University of South Carolina

ERRATUM NOTICE

Summary

El protocolo describe un nuevo modelo de ratón in vivo de infección por implante espinal en el que un implante de alambre k de acero inoxidable está infectado con Staphylococcus aureus Xen36 bioluminiscente. La carga bacteriana se monitoriza longitudinalmente con imágenes bioluminiscentes y se confirma con recuentos de unidades formadoras de colonias después de la eutanasia.

Abstract

Las infecciones de los implantes de columna vertebral presagian malos resultados, ya que el diagnóstico es difícil y la erradicación quirúrgica está en desacuerdo con la estabilidad mecánica de la columna. El propósito de este método es describir un nuevo modelo de ratón de infección por implante espinal (SII) que se creó para proporcionar una herramienta in vivo económica, rápida y precisa para probar posibles terapias y estrategias de tratamiento para las infecciones de implantes espinales.

En este método, presentamos un modelo de cirugía espinal de abordaje posterior en el que se transfija un alambre k de acero inoxidable en la apófisis espinosa L4 de ratones de tipo salvaje C57BL/6J de 12 semanas de edad y se inocula con 1 x 103 UFC de una cepa bioluminiscente de la bacteria Staphylococcus aureus Xen36. A continuación, se obtienen imágenes longitudinales de la bioluminiscencia de los ratones in vivo en los días postoperatorios 0, 1, 3, 5, 7, 10, 14, 18, 21, 25, 28 y 35. Las señales de imágenes de bioluminiscencia (BLI) de un campo de visión estandarizado se cuantifican para medir la carga bacteriana in vivo.

Para cuantificar las bacterias que se adhieren a los implantes y al tejido periimplantario, se sacrifica a los ratones y se extrae el implante y el tejido blando circundante. Las bacterias se desprenden del implante mediante sonicación, se cultivan durante la noche y luego se cuentan las unidades formadoras de colonias (UFC). Los resultados obtenidos de este método incluyen recuentos bacterianos longitudinales medidos por bioluminiscencia in vivo de S. aureus (flujo máximo medio) y recuentos de UFC después de la eutanasia.

Si bien los modelos animales anteriores de infección instrumentada de la columna vertebral han implicado un análisis invasivo de tejido ex vivo, el modelo de ratón de SII presentado en este artículo aprovecha las imágenes ópticas in vivo no invasivas y en tiempo real de bacterias bioluminiscentes para reemplazar el estudio de tejido estático. Las aplicaciones del modelo son amplias y pueden incluir la utilización de cepas bacterianas bioluminiscentes alternativas, la incorporación de otros tipos de ratones modificados genéticamente para estudiar simultáneamente la respuesta inmunitaria del huésped y la evaluación de las modalidades diagnósticas y terapéuticas actuales o la investigación de nuevas modalidades, como antibióticos o recubrimientos de implantes.

Introduction

El propósito de este método es describir un nuevo modelo murino de infección por implante espinal (SII). Este modelo fue diseñado para proporcionar una herramienta económica y precisa para evaluar de manera flexible el efecto de las variables del huésped, el patógeno y/o el implante in vivo. La prueba de posibles terapias y estrategias de tratamiento para las infecciones de implantes espinales en este modelo tiene como objetivo guiar el desarrollo de la investigación antes de su aplicación en modelos animales más grandes y ensayos clínicos.

La infección relacionada con los implantes después de la cirugía de columna vertebral es una complicación devastadora y, por desgracia, ocurre en aproximadamente el 3-8% de los pacientes que se someten a cirugía electiva de columnavertebral 1,2,3,4,5 y hasta el 65% de los pacientes que se someten a cirugía multinivel o de revisión 6. El tratamiento de las infecciones de los implantes espinales a menudo requiere múltiples hospitalizaciones, múltiples cirugías y terapia antibiótica prolongada. Los SII presagian malos resultados para los pacientes, como el compromiso neurológico, la discapacidad y un mayor riesgo de mortalidad. El manejo del SII es extremadamente costoso, con un costo de más de $900,000 por paciente7.

Staphylococcus aureus es el patógeno virulento más común del SII 8,9,10,11. Las bacterias pueden sembrar el hardware directamente durante la cirugía, a través de la herida durante el período postoperatorio o más tarde a través de la diseminación hematógena. En presencia de implantes metálicos, S. aureus forma una biopelícula que protege a las bacterias de la terapia antibiótica y de las células inmunitarias. Si bien la eliminación del hardware infectado puede ayudar a erradicar eficazmente una infección, esto con frecuencia no es factible en la columna vertebral sin causar desestabilización y riesgo de compromiso neurológico12.

En ausencia de la explantación de hardware infectado, se necesitan enfoques novedosos para prevenir, detectar y tratar el SII. Históricamente, ha habido modelos animales limitados de SII para evaluar de manera eficiente la seguridad y eficacia de las nuevas terapias. Los modelos animales anteriores de SII requieren un gran número de animales y la recolección de puntos de datos que requieren eutanasia, incluido el recuento de colonias, la histología y el cultivo13,14,15. Al carecer de un seguimiento longitudinal in vivo, estos modelos solo proporcionan un punto de datos por animal y, por lo tanto, son caros e ineficientes.

Trabajos anteriores que estudiaron un modelo de ratón de infección por artroplastia de rodilla establecieron el valor y la precisión de las imágenes ópticas in vivo no invasivas para monitorizar longitudinalmente la carga de infección16. La detección de la bioluminiscencia permite cuantificar la carga bacteriana a lo largo de un curso de tiempo longitudinal en un solo animal de forma humana, precisa y eficiente. Además, estudios previos han demostrado una alta correlación entre la bioluminiscencia in vivo y las UFC adheridas a implantes17. La capacidad de rastrear la infección a lo largo del tiempo ha llevado a una comprensión más matizada de la infección relacionada con los implantes. Además, el monitoreo de la infección longitudinal de esta manera, ha permitido evaluar con precisión la efectividad de la terapia antibiótica y de los nuevos antimicrobianos16,17,18.

Aprovechando estas herramientas, desarrollamos y validamos un modelo de infección postoperatoria de implantes espinales. En el método presentado, utilizamos un inóculo de S. aureus Xen36 bioluminiscente para establecer un modelo murino in vivo de SII para monitorear longitudinalmente la carga bacteriana16,17,18. Este novedoso modelo proporciona una herramienta valiosa para probar de manera eficiente las posibles estrategias de detección, prevención y tratamiento del SII antes de su aplicación en modelos animales más grandes y ensayos clínicos.

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Protocol

Todos los animales fueron manejados en estricta conformidad con las buenas prácticas animales según se define en las regulaciones federales según lo establecido en la Ley de Bienestar Animal (AWA), la Guía de 1996 para el Cuidado y Uso de Animales de Laboratorio, la Política de PHS para el Cuidado y Uso Humanitario de Animales de Laboratorio, así como las políticas y procedimientos de la institución según lo establecido en el Manual de Capacitación para el Cuidado y Uso de Animales. y todo el trabajo con animales fue aprobado por el Comité de Investigación Animal (ARC) del Canciller de la Universidad de California en Los Ángeles.

1. Elección de la cepa bioluminiscente de S. aureus

  1. Utilice la cepa bioluminiscente de S. aureus Xen36 como inóculo de interés.
    NOTA: Esta cepa se derivó de la cepa parental S. aureus ATCC-49525, que es un aislado clínico de un paciente séptico. S. aureus Xen36 utiliza de forma única un operón ABCDE lux, que está optimizado e integrado en el plásmido nativo del huésped. 19 Como resultado, la cepa Xen36 es capaz de producir una luz bioluminiscente azul-verde con una emisión de longitud de onda máxima de 490 nm. Esta señal de emisión solo es producida por organismos bacterianos vivos metabólicamente activos.

2. Preparación de S. Aureus para inoculación

  1. Añadir 200 μg/mL de kanamicina al caldo Luria más agar al 1,5% para aislar S. aureus Xen36 de posibles contaminantes, utilizando el gen de resistencia a la kanamicina unido al operón lux 19.
  2. Escarbar la bacteria S. aureus Xen36 en placas de agar tríptico de soja (caldo de soja tríptico [TSB] más agar al 1,5%) e incubar a 37 °C durante 12-16 h.
  3. Aislar colonias individuales de S. aureus Xen36 y cultivar individualmente en TSB durante 12-16 h a 37 °C en una incubadora agitadora (200 rpm).
  4. Diluir el cultivo resultante en una proporción de 1:50.
  5. Cultivo durante 2 h adicionales a 37 °C para aislar bacterias de fase logarítmica media.
  6. Gellet, resuspenda y lave las bacterias en solución salina tamponada con fosfato (PBS) tres veces.
  7. Mida la absorbancia a 600 nm. El OD600 ideal está entre 0,700 y 0,750, lo que corresponde a 4x105 UFC/mL. Realice diluciones seriadas para lograr el inóculo bacteriano deseado (1 x 103 UFC/2 μL).
    NOTA: Se encontró que la concentración óptima de Xen36 para el establecimiento de una infección crónica era de 1 x 103 UFC. El sistema inmunitario del huésped eliminó una dosis más baja de bacterias y una dosis más alta provocó la ruptura de la herida. La ruptura de la herida no diferencia entre una infección profunda del implante y una infección superficial de la herida y, por lo tanto, se evita en este modelo (Figura 1)20.

3. Ratones

  1. Utilice ratones machos C57BL/6J de 12 semanas de edad.
  2. Ratones domésticos en jaulas con un máximo de 4 a la vez.
  3. Mantenga agua disponible en todo momento. Mantenga un ciclo de luz/oscuridad de 12 horas y no realice experimentos durante la fase oscura del ciclo.
  4. Utilice comida libre de alfalfa para la alimentación debido a la posible interferencia con la señalización fluorescente.
  5. Haga que el personal de investigación o veterinario evalúe a los ratones diariamente para garantizar el bienestar de los animales durante todo el experimento.

4. Procedimientos quirúrgicos con ratones

  1. Inducir la anestesia colocando ratones en una cámara de isoflurano (2%) durante aproximadamente 5 minutos. Confirme la profundidad adecuada de la anestesia monitoreando las respiraciones para que permanezcan rítmicas y más lentas que cuando están despiertos y no cambien en respuesta a estímulos nocivos (p. ej., manipulación quirúrgica, pellizco de los dedos de los pies).
  2. Transfiera a los ratones anestesiados a una estación de preparación y elimine el vello del sacro a la parte superior de la columna torácica con una maquinilla para roedores.
  3. Limpiar y esterilizar la piel con lavados triples de solución alterna de betadine y alcohol isopropílico.
  4. Transferir ratones anestesiados y esterilizados en decúbito prono a una cama quirúrgica estéril manteniendo la anestesia con la administración de isoflurano inhalado (2%) a través del cono nasal.
  5. Flexionar al máximo las caderas e identificar la posición de la rodilla a nivel de la columna vertebral para aproximarse al cuerpo vertebral lumbar 4.
  6. Haga una incisión longitudinal de 2 cm a través de la piel con un bisturí quirúrgico de 15 hojas.
  7. Palpe las apófisis espinosas para confirmar la línea media y continúe la incisión hasta el hueso.
  8. Diseccionar subperiósticamente en el lado derecho de la apófisis espinosa L4, extendiéndose lateralmente hasta la apófisis transversa.
  9. Pasar una sutura trenzada reabsorbible tamaño 5-0 cefálica y caudad al cuerpo L4 a través de la fascia y dejar abierta, en preparación para un futuro cierre.
  10. Con una aguja espinal de 25 G, escariar la apófisis espinosa de L4 con una aguja espinal de 25 G e insertar un implante de acero inoxidable de grado quirúrgico en forma de "L" de 0,1 mm de diámetro y 1 cm de largo a lo largo de la lámina con el brazo largo que yace cefálico.
  11. Inocular el implante con 1 x 103 UFC/2 μL de S. aureus Xen36 bioluminiscente, teniendo cuidado de que toda la solución entre en contacto con el implante.
  12. Espere aproximadamente 10 segundos antes de atar la sutura absorbible previamente pasada después de la inoculación para asegurar la contención del inóculo en el implante.
  13. Cierre la piel en forma de corrido con sutura absorbible.
  14. Administrar analgésicos mediante inyección subcutánea de buprenorfina (0,1 mg/kg) inmediatamente por vía posoperatoria y luego cada 12 horas durante 3 días a partir de entonces.
  15. Recupere los ratones en una almohadilla térmica y controle el regreso a la actividad normal.
  16. Obtener radiografías postoperatorias para confirmar la colocación adecuada del implante.

5. Imágenes longitudinales de bioluminiscencia in vivo para medir la carga bacteriana

  1. Anestesiar ratones con isoflurano inhalado (2%). Confirme la profundidad adecuada de la anestesia monitoreando las respiraciones para que permanezcan rítmicas y más lentas que cuando están despiertos y no cambien en respuesta a estímulos nocivos (p. ej., manipulación quirúrgica, pellizco de los dedos de los pies).
  2. Retire el vello desde el sacro hasta la parte superior de la columna torácica con una maquinilla para roedores.
  3. Cargue ratones en el campo de visión de la plataforma de imágenes bioluminiscentes para realizar imágenes de bioluminiscencia (BLI) in vivo19.
  4. Captura la señal bioluminiscente durante un tiempo de adquisición de 5 minutos. Utilice configuraciones de agrupación grandes con un campo de visión de 15 cm (B).
  5. Repita los pasos 5.1-5.4 en los días postoperatorios 0, 1, 3, 5, 7, 10, 14, 18, 21, 25, 28 y 35 (u otros días basados en un diseño experimental específico) para controlar la carga bacteriana.
  6. Presente los datos BLI a través de una escala de colores y superponga en una fotografía en escala de grises. Aísle una región de interés ovoide (ROI) estándar utilizando el software BLI para cuantificar BLI en flujo total (fotones por segundo) o flujo máximo medio (fotones/segundo/centímetro2/esteradiano).

6. Cuantificar las bacterias adheridas a los implantes y al tejido circundante

  1. Sacrificar ratones en POD 35 o en una fecha postoperatoria alternativa de elección con exposición al dióxido de carbono de acuerdo con las Directrices AVMA. Confirmar la eutanasia con luxación cervical secundaria.
  2. Esterilizar la piel dorsal de acuerdo con el paso 4.3 y colocar al ratón boca abajo en un campo quirúrgico estéril.
  3. Haga una incisión aguda en la incisión anterior con un bisturí quirúrgico de 15 hojas.
  4. Utilice unas tijeras estériles para diseccionar sin rodeos la apófisis espinosa L4 e identificar el implante quirúrgico.
  5. Utilice un destornillador de agujas para girar suavemente y retirar el implante de su posición en la apófisis espinosa L4.
  6. Con pinzas y tijeras estériles, extraiga aproximadamente 0,1 g de hueso de proceso espinoso y tejido blando que rodea inmediatamente el implante quirúrgico y colóquelo en 1 ml de PBS en un pequeño tubo cónico de rinoceronte con 4 perlas homogeneizadoras afiladas.
  7. Registre el peso de los tejidos blandos pesando el tubo cónico antes y después de la cosecha.
  8. Colocar el implante en 0,5 mL de Tween-80 al 0,3% en TSB y sonicar durante 15 min.
  9. Agitar la suspensión del implante resultante durante 2 min y cultivar durante la noche durante 12-16 h.
  10. Homogeneizar los tejidos blandos y las apófisis espinosas previamente colocadas en 1 ml de PBS rodeando el implante mediante homogeneizador.
  11. Agitar la suspensión de tejidos blandos resultante durante 5 min y cultivar durante la noche durante 12-16 h.
  12. Después del cultivo durante la noche, cuente las UFC del implante y de los tejidos circundantes, respectivamente. Exprese el valor como UFC/g totales recolectadas para tejidos blandos y UFC/ml para implantes sonicados.

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Representative Results

El procedimiento que aquí se presenta se utilizó para evaluar la eficacia de los regímenes antibióticos en un modelo de SII en ratones in vivo. Específicamente, se comparó la eficacia de la terapia combinada con antibióticos con vancomicina y rifampicina con la monoterapia con vancomicina y los controles infectados no tratados.

Antes de la cirugía, los ratones fueron aleatorizados a terapia combinada, monoterapia o control infectado. Se realizó un análisis estadístico de potencia para calcular el tamaño de la muestra. Para determinar el tamaño de la muestra se utilizaron medias anticipadas de flujo máximo medio 1 x 10 5 ± 3,2 x 10 4 y1,4 x 105, que se calcularon como N=10 en cada grupo. Los ratones se sometieron a implantación quirúrgica, inoculación con S. aureus Xen36 y se midió la bioluminiscencia in vivo de S. aureus en POD 0, 1, 3, 5, 7, 10, 14, 18, 21, 25, 28 y 35. En el POD 35, se sacrificaron ratones y se cuantificaron las UFC para las bacterias adherentes al implante y del tejido circundante.

Los ratones del grupo de monoterapia recibieron una dosis terapéutica de vancomicina (110 mg/kg dos veces al día) administrada por vía subcutánea. Esta dosis se seleccionó para aproximar el área bajo la curva para la exposición humana típica a la vancomicina21,22,23. Los ratones del grupo de terapia combinada recibieron una dosis terapéutica subcutánea de vancomicina (110 mg/kg dos veces al día) y rifampicina (25 mg/kg diarios)24. Los ratones del grupo de control infectado recibieron inyecciones falsas de solución salina estéril. El tratamiento para todos los grupos se realizó desde los días 7 a 14 del postoperatorio.

Efecto de la terapia antibiótica en el BLI
Los ratones de control infectados tenían señales BLI que alcanzaron su punto máximo en POD 10 que se mantuvieron por encima de 1,0 x 105 fotones/s/cm 2/sr hasta el sacrificio, modelando con éxito un SII crónico (Figura 2). Los ratones tratados con vancomicina en monoterapia tuvieron una señal de BLI significativamente más baja en comparación con el control infectado, con una reducción de 2 veces de POD 10-21 (p<0.03). Después de POD 21, no hubo diferencias significativas en el BLI entre los grupos de control en monoterapia e infectados. Los ratones tratados con la terapia combinada de vancomicina y rifampicina tenían una señal de BLI aún más baja, que era 20 veces menor que el control infectado en POD 10. Se mantuvo una reducción significativa hasta el POD 28 (p<0,01). Después de POD 28, no hubo diferencias significativas en el BLI entre los grupos. No hubo diferencias significativas en el BLI entre ninguno de los tres grupos en la obtención final de imágenes en POD35.

UFC de implantes y tejido circundante
Los ratones fueron sacrificados en el POD 35. Los implantes y el tejido circundante se recolectaron y procesaron para el recuento de UFC (Figura 3). No se observaron diferencias significativas en las UFC entre los grupos de control infectados, de monoterapia o de terapia combinada.

Figure 1
Figura 1: Ruptura de la herida en inóculo Xen36 de dosis altas de S. aureus.  Imágenes de la piel dorsal de ratones inoculados con S. aureus Xen36 durante una infección por implante de columna. (A) Ratón inoculado con 1 x 103 UFC, y piel dorsal intacta. (B) Ratón inoculado con 1 x 104 UFC y evidencia de una ruptura considerable de la herida. Figura adaptada y reimpresa con permiso de Dworsky et al.25Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Figure 2
Figura 2: Medición de la carga bacteriana mediante bioluminiscencia in vivo. Se inocularon 1 x 103 UFC de S. aureus que poseían la construcción bioluminiscente en un plásmido estable (Xen36) en la apófisis espinosa L4 de ratones (n = 10 ratones por grupo) en presencia de un implante de acero inoxidable. (A) Recuentos bacterianos medidos por bioluminiscencia in vivo de S. aureus (flujo máximo medio [fotones/s/cm2/sr] ± sem [escala logarítmica]), con un diagrama de flujo del protocolo experimental que se muestra a continuación. En el POD 7, la administración de antibióticos comenzó con vancomicina, una combinación de vancomicina y rifampicina o un control de solución salina estéril. La administración de antibióticos se suspendió en el POD 14. En el POD 35, se sacrificaron ratones y se midieron las UFC del implante y del tejido circundante. (B) Bioluminiscencia representativa in vivo de S. aureus en una escala de colores superpuesta sobre una imagen en escala de grises de ratones. Figura adaptada y reimpresa con permiso de Hu et al.25Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Figure 3
Figura 3: Confirmación de la carga bacteriana mediante recuentos de UFC. En el POD 35, se sacrificaron ratones, se sonicaron los alfileres, se homogeneizó el tejido y se cultivaron y contaron las bacterias. Figura adaptada y reimpresa con permiso de Hu et al.25. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

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Discussion

Las infecciones relacionadas con implantes en la columna vertebral presagian malos resultados para los pacientes 1,2,3,4,5. A diferencia de muchas otras áreas del cuerpo, el hardware infectado en la columna vertebral con frecuencia no se puede eliminar debido al riesgo de inestabilidad y compromiso neurológico. Este desafío único en el entorno de bacterias de biopelícula resistentes a la terapia antibiótica sistémica requiere nuevos enfoques para el tratamiento12. La investigación previa en tratamientos novedosos para el SII se ha visto limitada por modelos animales costosos e ineficientes. Para estudiar mejor estas infecciones y evaluar de manera eficiente la eficacia de los posibles tratamientos, desarrollamos un modelo de ratón longitudinal no invasivo de SII utilizando imágenes de bioluminiscencia in vivo.

Los modelos animales previos de infección instrumentada de la columna vertebral requirieron análisis de tejido ex vivo para evaluar los resultados, requiriendo grandes cohortes y no pudieron monitorear la infección a lo largo del tiempo13,14,26. Por el contrario, el modelo de ratón de SII presentado en este artículo aprovecha BLI para monitorear de manera confiable la carga bacteriana a lo largo del tiempo16,17,18. Este novedoso enfoque permite a los investigadores evaluar la respuesta de las bacterias y el huésped a los antibióticos, los recubrimientos o la modulación inmunitaria.

Los pasos críticos en el protocolo incluyen: preparación apropiada de Xen36 S. aureus y estimación de inóculo único 1 x 103 UFC/2 μL; implantación, inoculación y cierre quirúrgicos precisos; imágenes bioluminiscentes in vivo; y la confirmación de la carga bacteriana mediante recuentos de UFC.

Las modificaciones al modelo pueden incluir cepas bacterianas bioluminiscentes alternativas, puntos de tiempo a más largo plazo o el uso de la integración de otros tipos de ratones modificados genéticamente, como los que expresan la proteína fluorescente verde en células mieloides (Lys-EGFP) para medir simultáneamente la infiltración de neutrófilos con imágenes de fluorescencia in vivo20. Se pueden utilizar metodologías adicionales para complementar las descritas en el protocolo para abordar procesos como la osteólisis vertebral, la degeneración del disco, la infección de tejidos blandos y la infección de la biopelícula del implante. Las técnicas que proporcionan resultados cuantitativos en estos procesos pueden incluir, entre otras: microtomografía computarizada, resonancia magnética, PCR cuantitativa en tiempo real, serología, histología, inmunohistoquímica y/o microscopía electrónica de barrido de presión variable.

Este modelo tiene varias limitaciones. En primer lugar, el modelo de cirugía de columna es una gran simplificación en comparación con la práctica clínica. A diferencia de las cirugías extensas de descompresión y fusión multinivel típicas de los pacientes de cirugía de columna de alto riesgo, la cirugía modelo implica una resección ósea mínima con un solo implante de acero inoxidable. Como los implantes clínicos de columna vertebral tienen múltiples materiales diferentes, estos pueden tener diferentes susceptibilidades a la infección bacteriana y a la formación de biopelículas. Además, como ocurre con todos los modelos animales, la respuesta del huésped a la infección de los ratones es diferente a la de los humanos.

En el futuro, este modelo podría utilizarse para evaluar el tratamiento del SII con otras modalidades de administración de antibióticos, como la vancomicina en polvo, las perlas cargadas de antibióticos o los implantes recubiertos. Además, este modelo se puede utilizar para estudiar la base mecanicista de la respuesta del huésped a SII.

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Disclosures

Los autores no tienen conflictos de intereses que revelar.

Acknowledgments

Los autores desean agradecer la recepción de la subvención de la columna vertebral Biomet de la Sociedad Ortopédica Pediátrica de América del Norte y la subvención KL2 del Instituto de Ciencias Clínicas y Traslacionales de los Institutos Nacionales de Salud, y la subvención de investigación quirúrgica HH Lee como las principales fuentes de financiación para estos experimentos.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Analytical Balance ME104 Mettler Toledo 30029067 120 g capacity, 0.1 mg readability, backlit LCD, internal adjustment, metal base
BD Bacto Tryptic Soy Broth Becton Dickinson (BD) BD 211825 BD Bacto Tryptic Soy Broth (Soybean-Casein Digest Medium)
Biomate 3S UV-VIS Spectrophotometer Thermo Scientific 840-208300 Spectrophotometer; Thermo Scientific; BioMate 3S; Six-position cell holder; Spectral bandwidth: 1.8nm; Long-life xenon lamp; Store up to 40 test methods; 16L x 13W x 9 in. H; 19 lb.; 100/240V US line cord
Bioshield 720+ swinging bucket rotor Thermo Scientific 75003183 Rotor, Swinging bucket; Thermo Scientific; BIOShield 720 high speed; Capacity: 4 x 180mL (0.72L); Angle: 90 deg. ; Max. speed/RCF: 6300rpm/7188 x g; Max. radius: 16.2cm
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PBS, Phosphate Buffered Saline Fisher Bioreagents BP24384 PBS, Phosphate Buffered Saline, 1X Solution, pH 7.4
Sorvall Legend Micro 21 Centrifuge, Ventilated Thermo Scientific 75002436 24 x 1.5/2.0mL rotor with ClickSeal biocontainment lid
SORVALL LEGEND X1R 120V Centrifuge Thermo Scientific 75004261 Centrifuge, Benchtop; Thermo Scientific; Sorvall Legend X1R (Refrigerated), 1L capacity; Max. Speed/RCF 15,200rpm/25,830 x g; CFC-free cooling -10C to +40C; 120V 60Hz
Staphylococcus aureus - Xen36 Perkin Elmer 119243 Staphylococcus aureus - Xen36 bioluminescent pathogenic bacteria for in vivo and in vitro drug discovery. This product was derived from a parental strain from the American Type Culture Collection, used under license. Staph. aureus-Xen36 possesses a stable copy of the Photorhabdus luminescens lux operon on the native plasmid.
TUTTNAUER AUTOCLAVE 2540E 120V Heidolph Tuttnauer 23210401 Sterilizer, Benchtop; Heidolph; Tuttnauer; Model 2540E; Self-contained design with refillable reservoir controls water purity for sterilization; 120V 50/60Hz; 1400w. With electronic controls
Tween 80 Fisher Bioreagents BP338-500 Tween 80, Fisher BioReagents, Non-ionic detergent for selective protein extraction
Vortex mixer VX-200 Labnet Internation S0200 120V touch or continuous mixer, 230V: 0 - 2,850 rpm,120V: 0 - 3,400 rpm
0.9% Sodium Chloride Pfizer Injectables/Hospira 00409-4888-10 0.9% Sodium Chloride Injection, USP

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

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Erratum

Formal Correction: Erratum: In vivo Mouse Model of Spinal Implant Infection
Posted by JoVE Editors on 05/05/2023. Citeable Link.

An erratum was issued for: In vivo Mouse Model of Spinal Implant Infection. The Authors section was updated from:

Benjamin V. Kelley1
Stephen D. Zoller1
Danielle Greig1
Kellyn Hori1
Nicolas Cevallos1
Chad Ishmael1
Peter Hsiue1
Rishi Trikha1
Troy Sekimura2
Thomas Olson2
Ameen Chaudry2
Michael M. Le2
Anthony A. Scaduto1
Kevin P. Francis1
Nicholas M. Bernthal1
1Department of Orthopaedic Surgery, University of California Los Angeles
2David Geffen School of Medicine, University of California Los Angeles

to:

Benjamin V. Kelley1
Christopher Hamad1
Stephen D. Zoller1
Danielle Greig1
Zeinab Mamouei1
Rene Chun1
Kellyn Hori1
Nicolas Cevallos1
Chad Ishmael1
Peter Hsiue1
Rishi Trikha1
Troy Sekimura2
Brandon Gettleman3
Autreen Golzar2
Adrian Lin2
Thomas Olson2
Ameen Chaudry2
Michael M. Le2
Anthony A. Scaduto1
Kevin P. Francis1
Nicholas M. Bernthal1
1Department of Orthopaedic Surgery, University of California Los Angeles
2David Geffen School of Medicine, University of California Los Angeles
3University of South Carolina School of Medicine, University of South Carolina

Modelo de ratón in vivo de infección por implante espinal
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Kelley, B. V., Hamad, C., Zoller, S. … More

Kelley, B. V., Hamad, C., Zoller, S. D., Greig, D., Mamouei, Z., Chun, R., Hori, K., Cevallos, N., Ishmael, C., Hsiue, P., Trikha, R., Sekimura, T., Gettleman, B., Golzar, A., Lin, A., Olson, T., Chaudry, A., Le, M. M., Scaduto, A. A., Francis, K. P., Bernthal, N. M. In Vivo Mouse Model of Spinal Implant Infection. J. Vis. Exp. (160), e60560, doi:10.3791/60560 (2020).

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