Mikroalger dyrkning og biomasse kvantificering i en bænk skala Fotobioreaktor med ætsende røggasser

Summary

Bænk-skala, axeniske dyrkning letter microalgal karakterisering og produktivitets optimering før efterfølgende proces opskalering. Fotobioreaktorer giver den nødvendige kontrol til pålidelige og reproducerbare mikroalger eksperimenter og kan tilpasses til sikker dyrkning af mikroorganismer med de ætsende gasser (CO₂, so₂, No₂) fra kommunale eller industrielle forbrændingsemissioner.

Abstract

Fotobioreaktorer er belyste dyrkningssystemer til eksperimenter på fototrofiske mikroorganismer. Disse systemer giver et sterilt miljø for mikroalger dyrkning med temperatur, pH, og gas sammensætning og flowhastighed kontrol. På Bench-Scale, fotobioreaktorer er fordelagtige for forskere, der studerer microalgal egenskaber, produktivitet, og vækst optimering. På industrivægte kan fotobioreaktorer opretholde produktets renhed og forbedre produktionseffektiviteten. Videoen beskriver forberedelsen og brugen af en foto bioreaktor i bænk skala til dyrkning af mikroalger, herunder sikker brug af korrosive gasindgange, og detaljer om relevante biomasse målinger og beregninger af biomasse produktivitet. Specifikt videoen illustrerer microalgal kultur opbevaring og forberedelse til inokulation, photobioreactor samling og sterilisering, biomasse koncentration målinger, og en logistisk model for microalgal biomasse produktivitet med sats beregninger, herunder maksimale og samlede biomasse produktiviteter. Da der desuden er stigende interesse for eksperimenter med at dyrke mikroalger ved hjælp af simulerede eller reelle røggas emissioner, vil videoen dække de tilpasninger af fotokbioreaktor udstyr, som er nødvendige for at arbejde med ætsende gasser og diskutere sikker prøvetagning i sådanne scenarier.

Introduction

Photobioreaktorer er nyttige for kontrollerede eksperimenter og dyrkning af renere microalgal produkter, end der kan opnås ved åbne damme. Mikroalge dyrkning i bænk-skala fotobioreaktorer støtter udviklingen af grundlæggende viden, der kan anvendes til proces opskalering. Små ændringer i miljøforholdene kan i væsentlig grad ændre mikrobiologiske eksperimenter og gøre resultaterne¹. En steril proces med temperatur, ph, og gas gydning kontrol er fordelagtigt for at studere microalgal egenskaber og ydeevne under varierede forhold. Derudover, kontrol over input gas koncentrationer, temperatur, forskydningskraft fra blanding, og medium pH kan støtte forskellige arter, der ellers udfordrende at dyrke. Fotobioreaktorer kan drives som en batchproces med kontinuerlig gastilførsel og gydning, eller som et chemostat gennemstrømningssystem med kontinuerlig gastilførsel og gydning plus indførings-og spildevands næringsstoftilførsel. Her demonstrerer vi batchprocessen med kontinuerlig gasforsyning og sparging.

Brugen af photobioreaktorer adresserer flere mikroalge dyrkning og produktions udfordringer. Feltet kæmper generelt med problemer med kontaminering med andre mikroorganismer, effektiv substrat udnyttelse (hvilket er særligt vigtigt i forbindelse med CO₂ -afbødning eller spildevandsrensning)², ph-kontrol, belysnings variation og biomasse produktivitet³. Fotobioreaktorer gør det muligt for forskerne at studere en bred vifte af foto Troffer i tæt kontrollerede batch systemer, hvor selv langsomt voksende arter er beskyttet mod rovdyr eller konkurrerende mikroorganismer⁴. Disse batch systemer er også bedre til at fremme større CO₂ udnyttelsesgrader og biomasse produktivitet, fordi de er lukkede systemer, der er mere tilbøjelige til at være i ligevægt med leverede gasser. Photobioreactor teknologi tilbyder også pH kontrol, hvis manglende har hindret høj biomasse produktivitet i tidligere undersøgelser⁵. På bænk skala, det niveau af kontrol, der tilbydes af photobioreaktorer er fordelagtigt for forskerne. Ved større industri skalaer kan fotobioreaktorer anvendes til at opretholde kommerciel bioprodukt renhed og forbedre produktionseffektiviteten for nutraceutical, kosmetiske, fødevarer eller foder applikationer⁶.

Mikroalger er af stor interesse for biosequestration af CO₂ , fordi de hurtigt kan fastsætte Co₂ som biomassekulstof. Men de fleste antropogene kilder til CO₂ er forurenet med andre ætsende og giftige gasser eller forurenende stoffer (No_x, so_x, Co, HG), afhængigt af forbrændingsprocessen brændstof kilde. Den stigende interesse for bæredygtig CO₂ -binding har foranlediget udviklingen af fotobioreaktor teknologier til at behandle Co₂-rige emissioner, såsom dem fra kulfyrede kraftværker (tabel 1). Desværre er der iboende risiko for menneskelig og miljømæssig udsættelse for ætsende og giftige forurenende stoffer under forskning og opskalering processer. Som sådan er det nødvendigt og lærerigt at beskrive sikker montering og drift af bioreaktorer, der anvender ætsende gasser.

Denne metode er til brug af en 2 L bænk skala fotobioreactor for væksten af mikroalger under omhyggeligt kontrollerede eksperimentelle betingelser. Protokollen beskriver microalgal opbevaring, inokulum forberedelse, og photobioreactor opsætning og sterilisering. Ud over grundlæggende drift beskriver dette arbejde mikroalge biomasse målinger og biomasse produktivitets beregninger og tilpasning af udstyr til mikroalge dyrkning med ætsende gasser. Den nedenfor beskrevne protokol er hensigtsmæssig for forskere, der søger at udøve større eksperimentel kontrol, optimere mikroalgal vækstbetingelser eller axenisk kultur en række fototrofiske mikrober. Denne metode beskriver ikke egnede materialer til dyrkning af mikrober, der producerer eller forbruger brændbare gasser (f. eks. kap.₄, H₂osv.) ⁷.

Protocol

1. sikker anvendelse og prøvetagning af en foto bioreaktor, der er sparged med ætsende gasser

Bemærk: denne metode beskriver ikke passende procedurer for sikker prøvetagning af mikroalge kulturer, der producerer eller forbruger meget brandfarlige gasser.

1. Håndtering af giftig gas som en risiko for menneskers sundhed.
   Bemærk: per universitetet i Iowa Kemikaliehygiejne plan, forfatterne arbejdede med universitetets brandsikkerhed koordinator og universitetsmiljø sundhed & sikkerhedsindustri hygiejne officer til at udvikle en sikkerhedsprotokol for at arbejde med de giftige gasser.
2. Oprette et giftigt gasovervågnings system med sensorer for hver af de giftige gasser, der er i brug. Kalibrer sensorerne i henhold til producentens anvisninger. Bump test (check for sensor og alarm funktionalitet med kalibreringsgasser) ofte, ifølge producentens anvisninger. Find gasmonitoren lige uden for røghætten.
3. Før eventuelle ætsende gaseksperimenter påbegyndes, skal du underrette personalet i nærheden om risiko-og alarmsystemet. Du bør også underrette de relevante lokale beredskabs aktører. Post skilte på laboratorie indgange med angivelse af, hvilke farlige gasser der er i brug.
   1. Instruere alle nærliggende personale til at evakuere, hvis giftig gas opdages. Underrette laboratorie vejledere og beredskabspersonale.
      Bemærk: i en strømafbrydelse vil det gasregulerede tårn standse gasstrømmen, når det mister strømmen. Men hvis rummet opvarmning, ventilation, og Air conditioning (HVAC) system eller røg Hood gå ned uden strømafbrydelse, dette vil resultere i lækage giftige gas.
4. Model den mulige akkumulerede koncentration af giftige gasser i rummet, hvis røghætten skulle mislykkes ved hjælp af American Industrial Hygiene Associations (AIHA) matematisk modellering regneark IH MOD⁸ for hver gas.
   1. Få rummet forsyning/udstødning lufthastighed, Q, i m³ min^-1 fra bygning HVAC vedligeholdelsespersonale eller HVAC tekniker. Beregn volumen, V, af laboratoriet (L x b x H) i m³. Beregn forurenende emissioner, G, af hver type giftig gas i mg min^-1, ved hjælp af ligning 1 tilpasset fra ideal gas lov:
      1
      hvor P er den fraktion af trykket udøvet af den giftige gas ved 1 ATM (ppm gas/10⁶ ppm), Q_gas er strømningshastigheden af gassen i L min^-1, R er den universelle gas konstant (0,082057 L · ATM · mol^-1· K^-1), T er temperatur i k, og MW er gas ' molekylvægt i g mol^-1.
   2. Brug værdierne for V, Qog G for hver gas (beregnet i trin 1.4.1) i "godt blandet værelse model med mulighed for at ophøre generation og model Room Purge" algoritme i IH mod regneark til at beregne den akkumulerede rum gas koncentrationer for hver gas over en 1440 min (24 timer) simulation periode. Sammenlign disse værdier med eksponeringsgrænserne (tabel 2)⁹.

2. klargøring af mikroalgal inokulum

1. Forbered Scenedesmus obliquus inoculum, eller andre microalgal arter udvalgt til foto bioreaktor, før starten af forsøget ved at overføre det fra oplagring, uanset om kryopræserverede eller dyrkes på agar medier.
   1. Der tilsættes 30 − 50 mL sterilt mikroalgal vækstmedium (Triple-nitrogen DRIs basal medium [3N-BBM], tabel 3) til en steril (150 − 250 ml) ryste kolbe med en skum prop.
      Bemærk: medmindre kolben er sparged, skal kun en femtedel af ryste kolbens volumen være optaget af flydende medier.
   2. Brug et biosikkerheds kabinet til at opretholde sterilitet ved overførsel af celler til en skrå eller ryste kolbe. For kulturer på agar anvendes en steril løkke til at overføre mikroalger fra sin agarplade eller skrå til ryste kolben. For kryopreserverede kulturer tø gradvist den kryopreserverede prøve og skyl kryoprotectant væk i henhold til den valgte protokol¹⁰, og tilsæt derefter cellerne til ryste kolben.
   3. Kultur celler i 3N-BBM ved 20 − 25 °C under 16 h:8 h lys: mørk og ryster ved 115-130 rpm.
   4. Spor mikroalgal vækst over tid ved hjælp af optisk densitet (OD) målinger (som i punkt 5 og 6). Gør det muligt for mikroalger at nå sin eksponentielle vækstfase (2 − 4 dage), før du overfører celler til fotobioreaktoren.
      Bemærk: afhængigt af eksperimentets mål kan cellerne skylles af dyrkningsmediet (dette studie) og/eller koncentreres med flere Centrifugerings trin før inokulering af bioreaktoren.

3. opsætning og drift af photobioreactor

1. Brug photobioreactor (figur 1) til at styre temperatur, ph, omrøringshastighed, gasstrømnings hastigheder og indgangs løsningens strømningshastigheder.
   Bemærk: foto bioreaktoren kan bruges til at styre strømmen af op til fire forskellige indgangs opløsninger, almindeligvis syre, base, anti skum og substrat.
   1. Forbered 100 mL hver af 1 N NaOH og 1 N HCl og tilsæt hver til en 250 mL indgangsopløsning flaske. Brug sekundær indeslutning til disse løsninger.
   2. Opbevar forbrugsbaserede indgangs opløsninger i autoklaverbare flasker med DIP-rør og en udluftnings slange med et sterilt inline-luftfilter. Tilslut dip-rørene til fotobioreactor's fire indgangsporte ved hjælp af autoklaverbare slanger, og under foto bioreaktor drift neddyppes dip-rørene i indgangs løsningerne. Pass den 1,6 mm indvendige dimeter (ID) autoklaverbare slange mellem indgangs opløsninger og deres havne gennem separate peristaltiske pumper, som kan styres enten ved manuelt udvalgte strømningshastigheder eller ved feedback fra pH-og skum-niveau-sonder (i tilfælde af syre, og siliconeskumdæmpningsmiddel opløsninger).
2. Kalibrer foto bioreaktor pH-måleren før autoklaveringen.
   1. Tilslut pH-sonden til Photo bioreactor Control Tower ved at montere sonden på tilslutningsledningen og vride for at låse den. Brug pH 4-og pH 7-buffere til at kalibrere pH-måleren. Vent, indtil værdierne er stabiliseret, før du accepterer pH-måler værdien.
   2. Frakobl pH-sonden fra den pH-måler ledning, der forbinder sonden til kontroltårnet.
   3. Overflade sterilisere med 70% ethanol eller autoklave sonden med reaktoren. Til autoklave, cap pH sonde stramt med aluminiumsfolie.
      Bemærk: Hvis sonden er autoklave, er der risiko for korrosion af sonde interiøret mod damp skader. Denne capping metode garanterer ikke fuldstændig forebyggelse af skader.
   4. Tilsæt 10 mM 4-(2-hydroxyethyl) piperazin-1-ethanesulfonsyre (HEPES) buffer til dyrkningsmediet for bedre at kontrollere pH.
3. Indsæt og skru lukket kold finger og udstødnings kondensator på foto bioreactor hovedpladen.
4. Isæt inokulerings porten, og skru den stramt fast. Tilsæt en længde af autoklaverbare slanger til afsnittet af inokulations port over den fotobioreaktor hovedplade. Før bioreaktoren autoklave, klemmer du slangen lukket med en autoklaverbare slange klemme.
5. Fastgør slanger med sterile filtre til alle ubrugte fotobioreaktor porte.
6. Fastgør syre-og base indgangs opløsninger til fotobioreaktor indgangsportene via autoklaverbare slanger. Tilsæt 1,5 L kulturmedium.
7. Autoklave reaktoren og de tilhørende indgangs opløsninger for 30 − 45 min ved 121 °C i forhold til arbejdsvolumen.
   Bemærk: Hvis dyrkningsmediet påvirkes negativt af autoklave Rens, tilsættes mediet efter autoklave Rens under sterile forhold i en laminar flow hætte. Protokollen kan sættes på pause her.
   Forsigtig: reaktoren vil være varm efter fjernelse fra autoklave.
8. Fastgør pumpehjulet motoren til pumpehjulet og stram armaturet.
9. Arranger LED-lyspaneler symmetrisk uden for bioreaktoren i henhold til belysnings krav.
   1. Før autoklaveringen måles og registreres lysintensiteten med et fotometer. Placer illuminans sensoren inde i photobioreactor-beholderen, og se sensoren mod lyskilden.
10. Tilslut op til to gasflasker for at forsyne de simulerede kulfyrede kraftværker (tabel 1) med mikroalger i foto bioreaktoren.
    Bemærk: de gaskoncentrationer, der anvendes i denne undersøgelse, tilnærmeste dem fra University of Iowa kraftværk.
    1. Saml forbindelserne mellem gascylinderen, gasregulerings tårnet og photobioreactor gydning ring. Fastgør passende regulatorer i stand til 20 psi afgangstryk til gasflasker. Fastgør 6 mm ID trykbestandig slange til regulatoren Udløbsslange Barb og fastgør med en slange klemme. Fastgør den anden ende af den tryk bestandige slange til gasregulerings tårnet gasindløb ved hjælp af en slange Barb til 6 mm Stem hurtig tilslutnings montering sikret med en slange klemme. Tilslut 3,2 mm ID-slange til den gasregulerede tårn gasudtag ved hjælp af en anden 6 mm Quick Connect-montering og Forbind den anden ende af udløbs slangen til den sparende ring port på photobioreactor-headpladen.
       Bemærk: for en anden indgangs gas skal du gentage trin 3.9.1, men bruge en T-formet slange spids til at konsolidere de to indgangs gasledninger til en enkelt del af røret, der er tilsluttet den sparende ring port.
    2. Sæt afgangstrykket til 20 psi på hver gasregulator, og brug bioreaktor-grænsefladen til at indstille eksperimentelle gasstrømnings hastigheder.
       Bemærk: Beregn og Rapportér mængden af luft under standardbetingelser pr. væskemængde pr. minut (VVM); Dividerer den volumetriske gasstrømnings hastighed med kultur volumenet. Rapport i enheder af pr. miniute.
11. Ved gydning med mere end én Gascylinder skal du bekræfte den medfølgende Co₂ -koncentration til foto bioreaktoren med en co₂ -sensor.
    1. Tilslut en software (f. eks. GasLab) kompatibel CO₂ -sensor til USB-porten på en computer. Download den nyeste software, der svarer til CO₂ -sensor modellen. Åbn softwaren, og Indtast sensor modellen, målings tidsintervallet og varigheden af logføring af målingsdata.
    2. Placer CO₂ -sensoren og det kombinerede gasflowrør (inden røret tilsluttes med bioreaktoren) i et 100 − 250 ml, udjævnet, ventileret fartøj (udvendigt på bioreaktoren).
       Bemærk: under forsøget kan koncentrationen af headspace CO₂ måles fra et af udluftning rørene på den fotobioreaktor hovedplade.
    3. Start CO₂ -koncentrations målingerne på brugergrænsefladen, og vent, indtil målingerne er ækvibrerede.
    4. Brug photobioreactor-brugergrænsefladen til at justere Gasstrømningshastigheden fra hver tank, indtil den ønskede totale strømningshastighed (0,1 L min^-1) og co₂ -koncentration (12%) er opnået.
12. Brug funktionen STIRR på photobioreactor-brugergrænsefladen til at indstille rotationshastigheden for pumpehjulet. Sørg for, at blandings hastigheden er hurtig nok til, at kulturmediet assimilerer de sparede gasbobler.
    Bemærk: visse mikroalgal arter har svage cellestrukturer og vil blive beskadiget eller sprænkket af høj forskydningskraft.

4. tilpasning af foto bioreaktor og eksperimentel opsætning for brug af giftigt gas

Forsigtig: de ætsende gasser i ægte eller simuleret røggas er ætsende og giftige. Disse gasser udgør en alvorlig risiko ved indånding.
Bemærk: denne metode beskriver ikke egnede materialer til sikker dyrkning af mikrober, der producerer eller forbruger meget brandfarlige gasser (dvs. metan, brint osv.).

1. Udskift messing, plastik og standard slange komponenter med korrosionsbestandige materialer.
   1. Brug rustfrit stål til pålideligt modstå korrosion fra de stærke syrer dannet af reaktionen mellem NO_x eller deromkring_x og vand. Udskift plast Quick Connect fittings på gasindgangene og udtag på gasregulerings tårnet med rustfri stål Quick Connect fittings. Brug rustfrit stål regulatorer til gasflasker, herunder udløb slange Barb snarere end messing.
   2. Brug polytetrafluorethylen (PTFE) eller naturlige ethylvinyl acetat (EVA) slanger til at modstå korrosion fra NO_x og så_x gasser (hhv.) på tilslutningerne mellem gascylinderen til det gasregulerings tårn og det gasregulerings tårn til foto bioreaktoren.
2. Efter autoklaveringen samles fotobioreaktoren og gasflaskerne i en walk-in-stinkhætte. Placer foto bioreaktoren på et bord inde i sekundær indeslutning og Placer gasflasker i fritstående cylinder kraver eller et cylinder stativ.
3. Efter påbegyndelse af gasstrømmen skal der anvendes en væskelækage detektor af boble typen til at kontrollere gaslækager i alle tilslutninger mellem gasflasker og bioreaktor. Brug en vaskeflaske fyldt med en 1:100 (v:v) fortynding af parabol sæbe: vand til at dække forbindelsen med en Lillestrøm af sæbeopløsning.
   Bemærk: lækager vil blive indikeret ved at boblende ved tilslutningerne.
4. Ved initiering af microalgal eksperimenter, begynde gydning derefter justere pH før inokulation (som i standard photobioreactor eksperimenter).
   Bemærk: buffering af dyrkningsmediet under ætsende gaseksperimenter anbefales stærkt, da indgangs gasserne er stærkt sure.
5. Foto bioreaktor indsugning ved at aspirere den forberedte microalgal inokulum til en steril sprøjte, der passer sprøjten til slangen, der er fastgjort til inokulations porten, åbning af inokulering-slangeklemmen og deprimerende sprøjten.
6. Kontrollér gasmonitoren, Gascylinder trykket og fotobioreaktoren to gange dagligt (og før prøveudtagningen) for forhøjede niveauer af giftig gas eller indikation af lækager.
7. Begrænse røg Hood Sash åbning til en bredde, der gør det muligt bioreaktor og gas cylinder regulatorer skal nås. For at undgå risiko for eksponering ved indånding skal det sikres, at åbningen ikke udsætter personale over torso regionen.
8. Drej Gascylinder regulatorerne til den lukkede position for at indstille gasstrømmen til reaktoren. Luk udsugnings hætten og lad 5 min for hætten evakuere de korrosive gasser, før du prøver den fotobioreaktor kultur.
9. Prøve i røgudemhætten enten ved at åbne en hovedplade port og ved hjælp af en steril serologisk pipet eller tegne kultur i en sprøjte gennem inokulation/prøvetagnings port. Fastgør fotobioreaktor portene før åbning af gasflaskerne og genoptagelse af eksperimentet.

5. måling af mikroalgal biomasse produktivitet

1. Brug en kalibreringskurve til at relatere mikroalgal kultur OD₇₅₀ målinger til tørrede mikroalgal biomasse koncentrationer.
   1. Forbered flere (minimum: 4, mindste arbejdsvolumen: 500 mL) kolber med sterilt mikroalgal medium og inokulere med de arter af interesse (f. eks. S. obliquus i denne undersøgelse).
   2. Mål kulturen OD₇₅₀ , indtil væksten er eksponentiel, og omgående offer prøve kolberne ved at filtrere kendte volumener (minimum 100 ml) af indholdet med en 0,45 μm filtermembran af kendt masse. Brug overdækkede aluminiums veje både eller glasbeholdere til at understøtte biomassen og filtrene, når de tørres.
   3. Masse biomasse og filtre efter tørring i ca. 18 − 24 timer i en ovn mellem 80 − 100 °C. For at verificere fuldstændig tørring skal du måle igen efter yderligere 2 − 3 timer for at afgøre, om massen er stabiliseret.
   4. Træk filter massen fra den kombinerede biomasse og filter masse for at beregne biomasse massen.
   5. Der afbildes kalibreringskurven som målt OD₇₅₀ i forhold til biomasse koncentrationen (masse af biomasse divideret med mængden af filtreret kultur) og tilpasses dataene med en lineær regression.

6. modellering og sats beregninger af biomasse produktivitet

1. Beregn eksperiment biomasse koncentrationer fra OD₇₅₀ målinger ved hjælp af kalibreringskurven lineær regression (bestemt i punkt 5).
2. Fit batch mikroalgal vækstdata fra lag til eksponentiel til stationær fase med en logistisk regression (ligning 2) i graftegning og statistik software (tabel over materialer):
   2
   hvor L er kurvens maksimale biomasse koncentrationsværdi, k er den relative stejlhed af eksponentialfasen (tid^-1), x_o er tidspunktet for sigmoidal kurvens midtpunkt, og x er tid.
   1. Indtast logistik ligningen ovenfor manuelt. Vælg Tilpas en kurve med ikke-lineær regression under fanen analyse i softwaren. I venstre side af feltet parametre: ikke-lineær regression skal du vælge Opret ny ligning under den nye rulleliste. Brug den eksplicitte standard ligning som Lignings type, navngiv den nye funktion, og Definer den nye funktion som Y = L/(1 + exp (-k * (x-b))), hvor b repræsenterer x_o.
3. Den samlede biomasse produktivitet i mikroalge partiet beregnes ved at dividere forskellen mellem den endelige og den oprindelige biomasse koncentration med forskellen mellem den endelige og den indledende tid.
4. Beregn den maksimale biomasse produktivitet af microalgal batch fra derivatet af ligning 2 (ligning 3) ved sigmoid midtpunkt, når x = x_o.
   3

Representative Results

En kalibreringskurve for de grønne mikroalger, S. obliquus, høstet i den eksponentielle fase, blev etableret med OD₇₅₀ og tørrede biomasse koncentrationer (figur 2). Den lineære regression havde en R² -værdi på 0,9996.

En S. obliquus kultur blev startet i en 250 ml Erlenmeyer kolbe fra en kultur lagret på en kølet agar plade. Microalga blev inokuleret i 3N-BBM med 10 mM HEPES buffer og sparged med 2,2% CO₂ i en 2 L fotobioreaktor med 1,5 L arbejdsvolumen (0,07 VVM) (figur 1). Partiet blev sporet via OD₇₅₀; biomasse koncentrationerne blev beregnet ud fra kalibreringskurven og derefter modelleret med en logistisk kurve (figur 3). Den fotobioreaktor vedligeholdt kulturen på pH 6,8, 100 cm³ min^-1 samlede gasflow, kontinuerlig 280 μmol m^-2 s^-1 belysning, og 27 °c. Den logistiske kurve passer biomasse koncentrationsdata fra lag til eksponentiel til stationær fase. Fra logistik modellen var den maksimale biomasse koncentration under partiet 2070 ± 20 mg L^-1, den maksimale biomasse produktivitet forekom på 4,6 dage, og satsen for specifik biomasse produktivitet var 1,0 d^-1. Den maksimale biomasse produktivitet, beregnet ud fra derivatet af logistik kurven på tidspunktet for den maksimale vækst, var 532 ± 60 mg L^-1 d^-1.

Den velblandede værelse model blev brugt til at beregne den akkumulerede koncentration af NO₂, så₂, og Co i tilfælde af røg Hood fiasko for 24 h. Disse værdier blev sammenlignet med eksponeringsgrænserne (tabel 2). For eksempel i scenariet, hvor 0,05 L min^-1 af 400 ppm No₂ frigives under en røg Hood fiasko periode på 24 h, den godt blandede værelse model med input af beregnede G = 0,0377 mg min^-1, Q = 0,0001 m³ min^-1, V = 100 m³, og maksimal tid til simulering = 1440 min forudsiger No₂ akkumulering til 0,54 mg m^-3 (0,29 ppm), som ligger over den acceptable kroniske eksponeringsgrænse (American Conference of statslige industrielle Hygienists tærskelværdi [ ACGIH TLV]) og under den kortfristede eksponeringsgrænse (STEL).

En lovende foreløbig undersøgelse med simuleret røggas opnåede en større maksimal produktivitet i mikroalgal biomasse (690 ± 70 mg L^-1 d^-1) end 12% Co₂ og ultra-Zero Air (510 ± 40 mg l^-1 d^-1) (figur 4). Forud for forsøget, en gas Monitor blev kalibreret med CO, NO₂, og så₂. Det simulerede røggas eksperiment blev udført uden risiko for personale eller beskadigelse af udstyr fra ætsende gasser.

Figur 1: bænk-top photobioreactor belyst af røde og blå LED lys. Photobioreactor fungerer som en 2 L batch reaktor med 1,5 L arbejdsvolumen. Den fotobioreaktor er kontinuerligt fodret med gasser gennem gydning ring og overskydende gas ventilationskanaler gennem havne i hovedpladen. Tilpasset med tilladelse fra Molitor et al.⁵. Venligst klik her for at se en større version af dette tal.

Figur 2: kalibreringskurve vedrørende OD₇₅₀ til S. obliquus celle tørvægt. S. obliquus cellekultur lys absorption blev målt ved 750 nm, derefter celler blev filtreret og tørret for at opnå celle tørvægt målinger. Genoptrykt med tilladelse fra Molitor et al.⁵. Venligst klik her for at se en større version af dette tal.

Figur 3: S. obliquus vækstdata på 2,2% Co₂ input modelleret med en logistisk regression. Datapunkterne repræsenterer biomasse værdier som beregnet ud fra målinger af optisk tæthed. Dataene er blevet modelleret med en logistisk regression gennem en mindste kvadraters pasform; hvor l = 1955 mg l^-1, k = 1,154 d^-1og x₀ = 3,317 d. R² = 0,995. Venligst klik her for at se en større version af dette tal.

Figur 4: modelleret S. obliquus vækst ved 12% Co₂, med og uden yderligere simulerede røggas komponenter. Biomasse målingerne fra hvert parti af mikroalger blev modelleret med logistiske regressioner. Venligst klik her for at se en større version af dette tal.

Komponent	Procent
H2O	12,6%
CO2	11,6%
O2	5,8%
Co	0,048%
SO2	0,045%
NR.2	0,022%
N2	69,9%

Tabel 1: emissioner fra kulfyrede kraftværker. Disse mængder blev gennemsnitligt fra University of Iowa Power Plant emissionsdata indsamlet med minut intervaller over span på 10 h.

Giftig gas	Twa	Loft	STEL	NIOSH IDLH	NIOSH REL	ACGIH TLV	CDC beskrivelse
Co	35 ppm	200 ppm	-	1.200 ppm	35 ppm	25 sider pr. minut	Farveløs, lugtfri
SO2	2 sider pr. minut	100 ppm	5 sider pr. minut	100 ppm	2 sider pr. minut	2 sider pr. minut	Farveløs gas med en karakteristisk, irriterende, skarp lugt
NR.2	3 sider pr. minut	5 sider pr. minut	1 ppm	13 sider pr. minut	1 ppm	0,2 ppm	Gullig-brun flydende eller rødbrun gas (over 70 °f) med en skarp, skarpe lugt

Tabel 2: eksponeringsgrænser og beskrivelser for giftige gasser (Co, so₂, No₂) i røggas. OSHA TWA: tidsvægtet gennemsnit (normalt 8 h periode), loft: værdi aldrig at blive nået, STEL: kortvarig eksponering grænse (TWA over 15 min), NIOSH IDLH: fare for liv og sundhed, NIOSH REL: 15 min eksponering grænse, ACGIH TLV: acceptabel kronisk eksponering grænse, ingen skadelige virkninger.

Sammensatte	Mm
NaNO3	8,82 x 100
MgSO4· 7h2O	3,04 x 10-1
Nacl	4,28 x 10-1
K2HPO4	4,31 x 10-1
KH2po4	1,29 x 100
CaCl2· 2H2O	1,70 x 10-1
ZnSO4· 7h2O	3,07 x 10-2
MnCl2· 4h2O	7,28 x 10-3
MoO3	4,93 x 10-3
CuSO4· 5H2O	6,29 x 10-3
Co (nr.3)2· 6h2O	1,68 x 10-3
H3bo3	1,85 x 10-1
Edta	1,71 x 10-1
Koh	5,52 x 10-1
FeSO4· 7h2O	1,79 x 10-2
H2so4 (koncentreret)	1 x 10-3 μl

Tabel 3: sammensætning af Triple-nitrogen DRIs basal medium (3N-BBM). Mængden af kvælstof er blevet tredoblet fra den oprindelige fed basal medium¹¹.

Discussion

Batch, axeniske photobioreactor eksperimenter med reguleret pH, temperatur, gas strømningshastighed, og gas koncentration fremme meningsfulde resultater ved at eliminere kontaminering af ikke-målaralgal stammer og variabilitet i kulturforhold. Nøjagtig ren kultur vækst kinetik kan opnås selv ved tilstedeværelse af ætsende gasser (CO₂, so₂, No₂), som tjener som næringsstoffer, omdanne spildgasser til et værdifuldt produkt, såsom foder.

Før et mikroalge forsøg påbegyndes, bør den valgte mikroalga kultur tages fra oplagring og læges til flydende kultur. Dyrkning af mikroalger i eksponentiel fase forbedrer sandsynligheden for, at eksperimenter har tilsvarende indledende betingelser, og at mikroalger ikke stagnerer i lag fase efter inokulation.

Kalibreringskurver, der relaterer til optisk tæthed og biomasse koncentrationer, er særlig vigtige i forbindelse med undersøgelser af biomasse produktivitet. Høj mikroalge biomasse produktivitet er et af de vigtigste mål for mikroalge industrien og er som sådan ofte en indikator for forsknings succes¹². Derfor skal nøjagtige beregninger af biomasse koncentrationer fra målinger af optisk tæthed stamme fra artsspecifikke, præcise og nøjagtige kalibreringskurve data. For at undgå potentielle optiske interferenser er det vigtigt, at målingerne for kalibreringskurven og under forsøget foretages i tilsvarende baggrunds opløsninger. Desuden skal kalibreringskurven foretages med målinger fra mikroalger i den/de vækstfase (r), der er mest repræsentative for forsøgene. Visse mikroalgal arter kan have dramatiske forskelle i Cellestørrelse under forskellige vækstfaser, som kan ændre den optiske tæthed og opfattede biomasse koncentrationer. Det skal bemærkes, at biomasse produktiviteten er relateret til, men ikke ækvivalent med, vækstraten. Specifik vækstrate afhænger af antallet af celler (ændring i celletæthed over tid/celletæthed) til stede, og specifik biomasse produktivitet afhænger af masse massen af celler (ændring i mg/L biomasse over tid pr mg/L biomasse)¹³ til stede.

Når mikroalgal biomasse koncentrationer er modelleret med en logistisk kurve, kan eksperimentelle resultater være meningsfuldt sammenlignet med interpolering biomasse koncentrationer og præcist beregning af biomasseprodukter. Der bør dog udvises forsigtighed ved fortolkningen af disse forsøgsresultater; Det er uhensigtsmæssigt at sammenligne den samlede og maksimale biomasse produktivitet. Selv om maksimale biomasse produktivitets værdier er nyttige til at sammenligne batch resultater, er den samlede biomasse produktivitet misvisende uden yderligere oplysninger om eksperimentets varighed og mikroalge vækst faserne. Disse satser ændres kontinuerligt i løbet af lag, log vækst, og stationære faser.

Under forsøg med ætsende gasser, der er karakteristiske for kraftværket eller industrielle forbrændingsemissioner, bør der udvises forsigtighed for både menneskers sundhed og udstyrets levetid. Standard dele skal udskiftes med mere robuste materialer, og forbrugsvarer såsom slanger skal inspiceres og udskiftes oftere for at modstå korrosion, forhindre lækager og undgå menneskelig eksponering. Ekstra sikkerhedsforanstaltninger og risikobevidsthed er afgørende for sikker og vellykket drift og prøvetagning. Metoden er ikke hensigtsmæssig for brændbare gasser, da der er potentiale for gasakkumulering inden for headspace, og udstyret hverken er konstrueret til sådanne risici eller egnet til sikker tilpasning til sådanne forhold.

Materials

Name	Company	Catalog Number	Comments
Biostat A bioreactor	Sartorius Stedim		2-liter bioreactor for microbial fermentation; designed to be autoclaved; pH, temperature, gas flow rate control
Bump test NO2 gas	Grainger	GAS34L-112-5	Calibration gas for MultiRAE gas detector
Bump test O2, CO, LEL gas	Grainger	GAS44ES-301A	Calibration gas for MultiRAE gas detector
Bump test SO2 gas	Grainger	GAS34L-175-5	Calibration gas for MultiRAE gas detector
Corrosion resistant tubing for NO2 gas	Swagelok	SS-XT4TA4TA4-6	PTFE Core Hose Smooth Bore X Series—Fiber Braid and 304 SS Braid Reinforcement
Corrosion resistant tubing for SO2 gas	QC Supply	120325	Reinforced Braided Natural EVA Tubing - 1/4" ID
cozIR 100% CO2 meter	Gas Sensing Solutions Ltd.	CM-0121 at CO2meter.com	CO2 meter for concentrations up to 100%
cozIR 20% CO2 meter	Gas Sensing Solutions Ltd.	CM-0123 at CO2meter.com	CO2 meter for concentrations up to 20%
Durapore Membrane Filter, 0.45 μm	Millipore Sigma	HVLP04700	Hydrophilic, plain white, 47 mm diameter, 0.45 μm pore size, PVFD membrane filters
Gas cylinder regulators	Praxair	PRS 40221331-660	Single-stage stainless steel regulator configured for 0-15 psi outlet assembly diaphragm valve with 1/4" MNPT threads, Stainless steel to resist corrosion from NOx and SOx
Gas cylinders	Praxair	Ulta-zero air, high purity CO2, or custom gas composition	Dependent on study objectives
Gas monitoring and leak detection system	RAE Systems by Honeywell	MAB3000235E020	Pumped model that detects O2, SO2, NO2, CO, and LEL
GasLab software	GasLab	v2.0.8.14	Software for CO2 meter measurements and data logging
Hose barb	Grainger	Item # 3DTN3	Used to adapt regulators to tubing, Stainless steel to resist corrosion from NOx and SOx
K30 1% CO2 meter	Senseair	CM-0024 at CO2meter.com	CO2 meter for concentrations less than 1%
LED grow panels	Roleadro	HY-MD-D169-S	Red & blue LED light panels
Memosens dissolved oxygen probe	Endress+ Hauser	COS22D-19M6/0	Autoclavable (with precautions) dissolved oxygen probe for bioreactor
Memosens pH probe	Endress+ Hauser	CPS71D-7TB41	Autoclavable (with precautions) pH probe for bioreactor
Oven, Isotemp 500 Series	Fisher Scientific	13246516GAQ	Small oven for drying
Prism GraphPad software	GraphPad Software	Version 7.03 or 8.0.1	Graphing software for data organization, data analysis, and publication-quality graphs
Stem to hose barb fitting	Swagelok	SS-4-HC-A-6MTA	Stainless Steel Hose Connector, 6 mm Tube Adapter, 1/4 in. Hose ID
Tubing, dilute acid/base transfer	Allied Electronics and Automation	6678441	Silicone TP Process Tubing; 1.6mm Bore Size; 3000mm Long; Food Grade
Tubing, gas transfer	Allied Electronics and Automation	6678444	Silicone TP Process Tubing; 3.2mm Bore Size; 3000mm Long; Food Grade