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Medicine

Modèle normalisé de fibrillation ventriculaire et de soutien de la vie cardiaque avancé chez les porcs

doi: 10.3791/60707 Published: January 30, 2020

Summary

La réanimation cardio-pulmonaire et la défibrillation sont les seules options thérapeutiques efficaces pendant l'arrêt cardiaque provoqué par la fibrillation ventriculaire. Ce modèle présente un régime normalisé pour induire, évaluer et traiter cet état physiologique dans un modèle porcin, fournissant ainsi une approche clinique avec diverses occasions pour la collecte et l'analyse de données.

Abstract

La réanimation cardio-pulmonaire après un arrêt cardiaque, indépendamment de son origine, est une urgence médicale régulièrement rencontrée dans les hôpitaux ainsi que les milieux précliniques. Les essais randomisés prospectifs chez les sujets humains sont difficiles à concevoir et ambigus sur le plan éthique, ce qui entraîne un manque de thérapies fondées sur des données probantes. Le modèle présenté dans ce rapport représente l'une des causes les plus courantes d'arrêts cardiaques, la fibrillation ventriculaire, dans un cadre normalisé dans un modèle animal de grande taille. Ceci permet des observations reproductibles et diverses interventions thérapeutiques dans des conditions médicalement précises, facilitant ainsi la génération de meilleures preuves et, éventuellement, le potentiel d'amélioration du traitement médical.

Introduction

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L'arrêt cardiaque et la réanimation cardiorespiratoire (RCR) sont régulièrement rencontrés des urgences médicales dans les services hospitaliers ainsi que des scénarios précliniques de fournisseur d'urgence1,2. Bien qu'il y ait eu des efforts considérables pour caractériser le traitement optimal pour cette situation3,4,5,6, lignes directrices internationales et recommandations d'experts (par exemple, ERC et ILCOR) s'appuient généralement sur des preuves de qualité inférieure en raison de l'absence d'essais randomisés prospectifs3,4,5,7,8,9. Cela est dû en partie à des réserves éthiques évidentes concernant les protocoles de réanimation randomisée dans les essais humains10. Cependant, cela peut également indiquer un manque d'adhésion stricte au protocole lorsqu'il est confronté à une situation potentiellement mortelle et stressante11,12. Le protocole présenté dans ce rapport vise à fournir un modèle de réanimation normalisé dans un cadre clinique réaliste, qui génère des données précieuses et prospectives tout en étant aussi valide et précis que possible sans avoir besoin de sujets humains. Il adhère à des lignes directrices communes en matière de réanimation, peut être facilement appliqué et permet aux recherches d'examiner et de caractériser divers aspects et interventions dans un contexte critique mais contrôlé. Cela permettra 1) une meilleure compréhension des mécanismes pathologiques sous-jacents à l'arrêt cardiaque et la fibrillation ventriculaire et 2) des preuves de meilleure qualité afin d'optimiser les options de traitement et d'augmenter les taux de survie.

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Protocol

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Les expériences de ce protocole ont été approuvées par le Comité d'État et de soins aux animaux institutionnels (Landesuntersuchungsamt Rheinland-Pfalz, Koblenz, Allemagne; Présidente: Dre Silvia Eisch-Wolf; approbation non. G16-1-042). Les expériences ont été menées conformément aux lignes directrices de l'ARRIVE. Sept porcs mâles anesthésiés (sus scrofa domestica) avec un poids moyen de 30 à 2 kg et de 12 à 16 semaines d'âge ont été inclus dans le protocole.

1. Anesthésie, intubation et ventilation mécanique13,14

  1. Maintenir les animaux dans leur environnement normal aussi longtemps que possible pour minimiser le stress. Retenir les aliments 6 h avant l'expérience prévue pour réduire le risque d'aspiration, mais ne pas refuser l'accès à l'eau.
  2. Porcs sédentaires avec une injection combinée de kétamine (4 mg/kg) et d'azaperone (8 mg/kg) dans le cou ou le muscle fessier avec une aiguille (20 G) pour l'injection intramusculaire. Laissez les animaux tranquilles dans leurs écuries jusqu'à ce que la sédation s'installe (15-20 min).
    CAUTION: Les gants sont absolument nécessaires lors de la manipulation des animaux.
  3. Transportez les animaux sous sédatifs au laboratoire. Le temps de transport ne doit pas dépasser le temps de sédation effectif (ici, 30-60 min).
  4. Surveillez la saturation périphérique en oxygène (SpO2) avec un capteur fixé à la queue ou à l'oreille.
  5. Désinfecter la peau avec un désinfectant alcoolique avant l'insertion d'un cathéter véinique périphérique (20 G) dans une veine de l'oreille. Vaporiser la zone, essuyer 1x, pulvériser à nouveau, et laisser sécher le désinfectant.
  6. Administrer l'analgésie par injection intraveineuse de fentanyl (4 g/kg). Induire l'anesthésie par injection intraveineuse de propofol (3 mg/kg)
  7. Placez le porc en position de supine sur une civière avec un matelas à vide et fixez-le avec des bandages. Appliquer un relaxant musculaire par injection intraveineuse d'atracurium (0,5 mg/kg)
  8. Commencez directement la ventilation non invasive avec un masque de ventilation pour chien (taille 2). Les paramètres de ventilation sont les suivants : FiO2 (fraction d'oxygène inspiratoire) 100 %, taux respiratoire de 18 à 20 respirations/min, pression inspiratoire maximale , lt;20 cmH20, PEEP (pression positive d'expiration de fin) 5 cmH20.
  9. Maintenir l'anesthésie par perfusion continue de fentanyl (0,1 à 0,2 mgkg -1 h-1) et de propofol (8-12 mg kg-1 h-1). Démarrer une infusion continue de solution d'électrolyte équilibrée (5 mL kg-1 h-1).
  10. Sécurisez les voies respiratoires par intubation avec un tube endotrachéal commun (ID 6-7) et un introducteur. Utilisez un laryngoscope commun avec une lame Macintosh (taille 4). Deux personnes sont nécessaires pour cette étape.
    1. Assurez-vous qu'une personne fixe la langue à l'extérieur avec un morceau de tissu et ouvre le museau avec l'autre main.
      1. Assurez-vous que la deuxième personne effectue une laryngoscopie du larynx porcin. Lorsque l'épiglotte apparaît, déplacez le laryngoscope ventralement. L'épiglotte doit être soulevée et les cordes vocales seront visibles.
        REMARQUE: Si l'épiglotte ne se déplace pas ventralement, il s'en tiendra à la palatine molle et peut être mobilisé par la pointe du tube.
  11. Déplacez le tube soigneusement à travers les cordes vocales.
    REMARQUE: Le point le plus étroit de la trachée n'est pas au niveau des cordes vocales, mais est subglottique. Si l'insertion du tube n'est pas possible, essayez de faire pivoter le tube dans le sens des aiguilles d'une montre ou utilisez un tube plus petit.
  12. Sortez l'introducteur du tube. Utilisez une seringue de 10 ml pour bloquer le brassard avec 10 ml d'air. Contrôlez la pression du brassard à l'interne (30 cmH2O).
  13. Démarrer la ventilation mécanique après la connexion du tube avec un ventilateur (PEEP 5 cmH2O, volume de marée ' 8 mL/kg, FiO2 - 0,4, I:E [inspiration au rapport d'expiration] - 1:2, taux respiratoire - variable pour atteindre un CO2 de marée finale de lt;6 kPa, habituellement 20-30/min). Assurez-vous que la position du tube est correcte par expiration régulière et périodique du dioxyde de carbone par capnographie.
  14. Vérifier la ventilation recto-verso par auscultation.
    REMARQUE : En cas de mauvais placement du tube, un estomac rempli d'air forme rapidement un renflement clairement visible à travers la paroi abdominale. Dans ce cas, le remplacement immédiat du tube et l'insertion d'un tube gastrique est nécessaire. Si l'intubation n'est pas réussie, retournez pour masquer la ventilation et essayez un tube plus petit ou un meilleur positionnement du museau.
  15. Placez le tube gastrique dans l'estomac pour éviter le reflux et les vomissements avec deux personnes.
    1. Fixez la langue à l'extérieur avec un morceau de tissu et ouvrez le museau avec l'autre main.
      1. Assurez-vous qu'une deuxième personne effectue une laryngoscopie du larynx porcin puis visualise l'œsophage. Poussez le tube gastrique à l'intérieur de l'œsophage avec les forceps d'un Magill jusqu'à ce que le liquide gastrique soit drainé.
        REMARQUE : La visualisation peut être difficile. Dans ce cas, soulevez le tube avec le laryngoscope ventralepour pour ouvrir l'œsophage.

2. Instrumentation

  1. Utilisez des bandages pour retirer les pattes postérieures pour lisser les plis dans la zone fémorale pour la cathérisation du navire.
  2. Préparer les matériaux suivants : seringues (5 ml, 10 ml et 50 ml), aiguille Seldinger, gaines d'introduction (6 Fr, 8 Fr, 8 Fr), fil de guidage pour les gaines, cathéter veineux central avec trois ports (7 Fr, 30 cm) avec fil de guidage, moniteur de sortie cardiaque (Tableau des matériaux)et un cathéter (5 Fr, 20 cm).
  3. Désinfecter la zone inguinale (voir l'étape 1.6). Répétez ce processus 2x.
  4. Remplissez tous les cathéters d'une solution saline. Appliquer du gel à ultrasons sur la sonde à ultrasons. Couvrir la zone inguinale d'un drapé fenestré stérile.
  5. Scanner les bons vaisseaux fémoraux à l'échographie et utiliser la technique doppler pour identifier l'artère et la veine15. Visualisez l'artère fémorale droite axialement. Passez à une vue longitudinale de l'artère en faisant pivoter la sonde à 90 degrés.
  6. Perforez l'artère fémorale droite sous la visualisation d'ultrason avec l'aiguille de Seldinger sous l'aspiration permanente avec la seringue de 5 ml.
    REMARQUE : À notre avis, la technique guidée par ultrasons de Seldinger est associée à la perte de sang et au trauma de tissu sensiblement moins que d'autres méthodes d'accès vasculaire.
  7. Confirmez la position de l'aiguille désirée en observant le sang pulsant rouge vif. Débranchez la seringue et insérez rapidement le fil de guidage dans l'artère fémorale droite.
  8. Visualisez l'axe longitudinal de la veine fémorale droite. Insérez l'aiguille Seldinger sous aspiration permanente avec la seringue de 5 ml. Aspirez tout rouge foncé non-pulsant le sang veineux.
    REMARQUE : Si la position correcte de l'aiguille dans les différents vaisseaux ne peut pas être confirmée visuellement, prélever des échantillons de sang et analyser la teneur en gaz sanguin. Un niveau élevé d'oxygène est un bon signe pour le sang artériel, tandis que la faible saturation en oxygène indique la position intraveineuse.
  9. Insérez le fil de guidage pour le cathéter veineux central dans la veine fémorale droite après avoir débranché la seringue. Retirez l'aiguille Seldinger.
  10. Visualisez les deux vaisseaux droits à l'aide de l'échographie pour contrôler la position correcte du fil. Poussez la gaine artériel d'introduction (6 Fr) au-dessus du fil de guidage dans l'artère droite et fixez la position avec l'aspiration de sang.
    REMARQUE : Il peut être difficile de placer la gaine à travers la peau. Il peut être utile d'effectuer une petite incision le long du fil pour faciliter un meilleur placement.
  11. Utilisez la technique de Seldinger pour positionner la ligne veineuse centrale dans la veine fémorale droite. Aspirez tous les ports et rincez-les avec une solution saline.
  12. Effectuer la même procédure sur le côté inguinal gauche pour insérer les gaines d'introduction d'autres dans la technique de Seldinger dans l'artère fémorale gauche (8 Fr) et la veine fémorale (8 Fr).
  13. Connectez la gaine de l'introduction artérielle droite et le cathéter veineux central avec deux systèmes de transducteur pour la mesure de l'hémodynamique invasive. Placez les deux transducteurs au niveau du cœur.
  14. Passez les robinets d'arrêt de la voie des arbres des deux transducteurs ouverts à l'atmosphère pour calibrer le système à zéro.
    REMARQUE : Il est nécessaire d'éviter les bulles d'air et les taches de sang dans le système pour générer des valeurs plausibles.
  15. Passer toutes les perfusions pour maintenir l'anesthésie de la veine périphérique à une ligne veineuse centrale. Prenez les valeurs de base (hémodynamique, spirométrie et autres sorties du moniteur cardiaque; voir la section 3) après une récupération de 15 min.
  16. Initier la fibrillation ventriculaire (voir la section 4).

3. Sortie cardiaque de contour d'impulsion

  1. Insérer le cathéter de thermodilution transpulmonal dans la gaine de l'introduction artérielle droite.
    REMARQUE : En médecine clinique, les cathéters de thermodilution sont directement placés par la technique de Seldinger. Cependant, le placement par l'intermédiaire d'une gaine d'introduction est également faisable. Dans le protocole proposé, les gaines sont placées comme un accès vasculaire standardisé pour une flexibilité maximale dans l'instrumentation tout au long des différentes expériences.
  2. Connectez le cathéter avec le fil artériel du système de moniteur cardiaque. Changez le transducteur artériel directement avec le port de moniteur cardiaque et recalibrez comme décrit à l'étape 2.14. Connectez l'unité de mesure veineuse du système de moniteur cardiaque avec la gaine veineuse gauche d'introduction.
    REMARQUE : Il est nécessaire de relier les sondes veineuses et artérielles aussi loin que possible ; sinon, la mesure sera perturbée, parce que l'application de l'eau froide dans le système veineux affectera la mesure artérielle. Plus de détails concernant PiCCO2 ont été fournis précédemment16.
  3. Allumez le système de moniteur cardiaque. Confirmez qu'un nouveau patient est mesuré. Entrez la taille et le poids.
  4. Passez la catégorie aux adultes. Entrez le nom et l'iD du protocole. Cliquez sur La sortie.
  5. Définir le volume d'injection à 10 ml.
    REMARQUE : Le volume de la solution d'injection choisie peut être modifié dans le logiciel. Un volume plus élevé rend les valeurs mesurées plus valides. Un petit volume a été choisi pour cette expérience afin d'éviter tout effet d'hémodilution.
  6. Entrez la pression veineuse centrale.
  7. Ouvrez le stopcock à trois voies à l'atmosphère.
  8. Cliquez sur Zéro pour l'étalonnage du système. Cliquez sur La sortie.
  9. Calibrer la mesure continue de sortie cardiaque.
    1. Cliquez sur TD (thermodilution). Préparer une solution saline physiologique avec une température de 4 oC dans une seringue de 10 ml. Cliquez sur Démarrer.
    2. Injecter 10 ml de solution saline froide rapidement et régulièrement dans l'unité de mesure veineuse. Attendez que la mesure soit terminée et que le système demande une répétition.
    3. Répétez l'étape précédente jusqu'à ce que trois mesures soient effectuées. Le système calculera la moyenne de tous les paramètres. Cliquez sur La sortie.
      REMARQUE : Les mesures commenceront immédiatement après l'étalonnage. Bien que les mesures de sortie cardiaque pendant la RCR ne soient pas effectuées régulièrement, des résultats plausibles ont pu être confirmés après un calibrage adéquat17,18.

4. Fibrillation ventriculaire et réanimation mécanique

  1. Placer les électrodes de patch de défibrillateur dans la position antérieure-postérieure sur le torse. L'électrode postérieure doit être positionnée sur l'hémithorax central gauche.
    REMARQUE : Utilisez un rasoir pour enlever l'excès de cheveux et de saleté pour faciliter une conduction optimale.
  2. Connectez les électrodes à un défibrillateur et établissez un ECG.
  3. Immobiliser le porc à l'intérieur du matelas à vide. Dégonfler le matelas pour éviter les mouvements indésirables pendant la RCR. Contrôle de la fixation des membres.
  4. Placez le dispositif de compression thoracique (ici, LUCAS-2) autour de la poitrine et sous le matelas à vide selon les recommandations du fabricant. Ajustez le bloc de pression au tiers inférieur du sternum en position médiane.
  5. Allumez le dispositif de compression thoracique (bouton « puissance ») et abaissez le coussin de pression au niveau de la peau. Définiz la fréquence de compression à 100/min, si elle n'est pas définie autrement dans le protocole. Appuyez sur le bouton Pause pour préparer le dispositif de compression pour les compressions thoraciques.
  6. Insérez un cathéter fibrillation/pacing dans la veine fémorale gauche à travers la gaine i.v.
  7. Gonflez le brassard de cathéter avec 1-2 ml d'air. Poussez lentement le brassard gonflé plus loin jusqu'à ce qu'il soit placé à côté de l'atrium droit (habituellement environ une distance de 50 cm).
  8. Connectez les électrodes de cathéter à un générateur adéquat d'oscilloscope/fonction. Ajuster les paramètres de fibrillation aux valeurs souhaitées (ici, un courant de 13,8 V avec des fréquences comprises entre 50-200 Hz).
  9. Allumez le générateur et surveillez les changements d'ECG. Déplacez le cathéter lentement vers l'avant jusqu'à ce que des arythmies puissent être détectées dans l'ECG.
    CAUTION : Empêchez les électrodes séparées à l'extrémité du cathéter de toucher la peau humaine ou l'un l'autre pour empêcher des circuits courts et des situations potentiellement représentant un danger pour la vie.
  10. Variez soigneusement la position du cathéter jusqu'à ce que la fibrillation ventriculaire puisse être détectée.
    REMARQUE : Il peut être difficile d'induire la fibrillation tout de suite. Si une position est atteinte à laquelle les effets ECG peuvent être vus, changer la fréquence ou à plusieurs reprises allumer et désactiver le générateur peut parfois être utile.
  11. Une fois que la fibrillation ventriculaire est confirmée, éteignez le générateur, dégonflez le ballon et retirez le cathéter de fibrillation. Maintenir la fibrillation avec ou sans ventilation aussi longtemps que nécessaire.
  12. Démarrez les compressions thoraciques mécaniques en appuyant sur le bouton Play sur le dispositif de compression. Pour interrompre les compressions thoraciques, appuyez sur le bouton Pause sur le dispositif de compression.
  13. Analyser les modèles ECG. Si la fibrillation ventriculaire persiste, préparez la défibrillation.
    1. Entrez le mode Manuel dans le menu du défibrillateur. Ajuster l'énergie à 200 J biphasique.
    2. Appuyez sur le bouton Charge. Attendez que le signal acoustique s'allume pour indiquer une valeur de choc préparée. Initier le choc électrique.
      CAUTION: Seuls les utilisateurs expérimentés doivent manipuler les défibrillateurs et les cathéters de fibrillation. Aucun choc ne doit être déclenché s'il y a une indication de matériaux défectueux ou usés. L'initiation d'un choc électrique doit toujours être annoncée clairement audible à chaque personne dans la salle, et la personne qui lance la défibrillation est responsable de s'assurer que personne ne touche l'animal ou la civière avant de libérer le choc.
      REMARQUE : Ici, le protocole de réanimation basé sur des lignes directrices a été utilisé (c.-à-d., 2 min de compressions thoraciques, évaluation d'ECG, choc, 2 min de compressions thoraciques, administration d'adrénaline, etc.). Pour plus d'informations, consultez les lignes directrices4.
  14. Dans le cas du retour de la circulation spontanée (ROSC), arrêtez les compressions thoraciques, continuez la ventilation et appliquez la surveillance aussi intensivement et aussi longtemps que nécessaire.
    REMARQUE : L'administration de médicaments anesthésiques peut ou non être interrompue pendant la RCR, selon le protocole. Si la sédation est interrompue, l'infusion doit être redémarrée sur ROSC confirmé.
  15. Une approche orientée vers l'objectif pour le guidage de l'administration de fluide et de catécholamine aussi bien que les arrangements respiratoires et de ventilation normalisés sont recommandées pour empêcher la détérioration cardiorespiratoire dans la phase de ROSC menant à l'échec expérimental.

5. Fin de l'expérience et de l'euthanasie (dans le cas du ROSC)

  1. Injecter 0,5 mg de fentanyl dans la ligne veineuse centrale. Attendez 5 min. Injecter 200 mg de propofol dans la ligne veineuse centrale.
  2. Euthanasier l'animal avec une injection de chlorure de potassium de 40 mmols.
  3. Effectuer l'ablation/fixation ou les analyses d'organe au besoin.

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Representative Results

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L'arrêt cardiaque a été induit dans sept porcs. Le retour de la circulation spontanée après la RCR a été réalisé chez quatre porcs (57 %) avec une moyenne de 3 défibrillations biphasiques. Les porcs sains et correctement anesthésiés doivent rester en position de supin sans frissons et signes d'agitation tout au long de l'expérience. La pression artérielle moyenne ne devrait pas descendre en dessous de 50 mmHg avant le déclenchement de la fibrillation18. Pour des résultats optimaux, des analyses de gaz sanguin peuvent être effectuées et toutes les valeurs, y compris la température, doivent être normalisées.

S'il est placé dans la bonne position, le cathéter de rythme devrait commencer à influencer le rythme cardiaque. Ceci peut avoir comme conséquence des extrasystoles, la tachycardie et toutes les formes des arythmies ventriculaires et supraventriculaires. L'arrêt cardiaque peut être supposé si 1) la lecture d'ECG montre la fibrillation ventriculaire et 2) aucun rendement cardiaque ou variations de pression ne sont mesurés par la ligne artérielle (figure 1). Si cet état persiste avec le générateur éteint, la fibrillation est susceptible de ne pas se ressasser spontanément plus17.

Une fois que les compressions thoraciques sont commencées, une production cardiaque suffisante est indiquée par une pression artérielle moyenne de 30-50 mmHg. (Figure 1) Si l'adhérant aux directives de réanimation, l'administration de l'adrénaline (1 mg) devrait avoir comme conséquence une augmentation substantielle de tension artérielle dans un délai de 1 min.

LE ROSC est confirmé par une augmentation spectaculaire des mesures expiratoires du dioxyde de carbone (qui passent généralement de 10 à 20 mmHg pendant l'arrestation à 45 mmHg et plus), le rythme cardiaque organisé dans l'ECG, et la production cardiaque respective comme le montre la mesure artérielle. L'hypercapnie et une diminution de l'indice Horovitz (PaO2/FiO2) sont couramment observées après ROSC. Le rétablissement de la ventilation mécanique contrôlée entraîne une compensation et des affections respiratoires stables (figure 2). On peut s'attendre à un taux de ROSC de 50 à 70 % selon le temps entre l'arrêt cardiaque et le début des compressions thoraciques.

Figure 1
Figure 1 : Valeurs hémodynamiques typiques. (A) Surveillance de la fréquence cardiaque pendant l'essai (représentée comme valeurs moyennes avec des barres d'erreur de déviation standard [SD]). La fréquence cardiaque tombe à zéro lors d'un arrêt cardiaque (CA) et est normalisée pendant la RCR selon les spécifications du dispositif de compression thoracique (ici, 100 bpm). Tachycardie est régulièrement vu après avoir atteint ROSC, d'abord à la suite de l'administration d'adrénaline et la compensation de l'acidose métabolique. Les valeurs se normalisent habituellement sur une période de 1-2 h. (B) Valeurs moyennes intra-artérielles de tension artérielle. Lors d'un arrêt cardiaque (CA), la pression ne descend pas en dessous de 10-20 mmHg mais perd tous les signes de sortie effective. Pendant la RCR, surtout avant l'enregistrement des effets du vasopresseur, des compressions thoraciques adéquates sont indiquées par des valeurs de pression comprises entre 30 et 50 mmHg. Après LE ROSC, la noradrénaline pourrait être nécessaire pour couvrir les intervalles d'hypotension pendant la récompensation métabolique. Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.

Figure 2
Figure 2 : Paramètres d'oxygénation et de décarboxylation pendant et après la réanimation. (A) Valeurs de pression partielle artérielles du dioxyde de carbone (PaCO2) pendant et après le CFCP (représentées comme valeurs moyennes avec des barres d'erreur d'écart standard). Dans le cadre d'une ventilation fondée sur les lignes directrices, aucune différence significative ne doit être détectée. Une augmentation des niveaux de CO2 directement après ROSC est à prévoir, mais devrait se normaliser dans les 1 h. (B) Valeurs typiques de l'indice Horovitz (pression partielle artérielle de l'oxygène [PaO2]/fraction d'oxygène inspiratoire [FiO2]; représenté sa moyenne avec des barres d'erreur SD). Pendant la RCR, l'oxygénation est souvent fortement altérée, mais récupère généralement complètement après le ROSC pendant les 2 premiers h. Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.

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Discussion

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Certains problèmes techniques majeurs concernant l'anesthésie dans un modèle porcin ont déjà été décrits par notre groupe13,14. Il s'agit notamment de l'évitement strict du stress et de la douleur inutile pour les animaux, des problèmes anatomiques possibles pendant la gestion des voies respiratoires, et des exigences spécifiques du personnel19.

En outre, les avantages du cathétérisation ultra-guidée ont été soulignés précédemment et restent l'approche préférable pour empêcher des dommages vasculaires pendant l'instrumentation. Cependant, seuls les utilisateurs formés professionnellement devraient travailler avec cette technique pour donner ses avantages20. Pour ce modèle expérimental, il faut souligner que la manipulation des générateurs de fréquences électriques ainsi que des défibrillateurs ne doit être manipulée que par un personnel spécialement formé ou sous leur supervision directe. Le fait de ne pas fournir une expertise adéquate lors de ces essais peut entraîner des blessures graves et mettre la vie en danger.

Le positionnement correct du cathéter de stimulation et l'initiation de la fibrillation ventriculaire peuvent s'avérer difficiles et peuvent exiger la réinsertion du cathéter ou de la variation de fréquence. Lors du repositionnement ou de l'enlèvement du cathéter, le ballon doit d'abord être dégonflé pour prévenir les blessures internes ainsi que les dommages au cathéter lui-même. Si des variations de fréquence sont utilisées, le cathéter doit être placé près du myocarde afin de détecter les changements d'ECG, alors la fréquence doit être lentement modifiée selon les instructions du fabricant. Fait important, le dispositif de compression thoracique doit être positionné correctement et le porc doit être correctement immobilisé (comme le montre la vidéo). Le repositionnement pendant la RCR peut être nécessaire, mais conduit souvent à une réanimation insuffisante. Même si l'anatomie thoracique et la structure osseuse diffèrent par rapport aux humains, nos études ont montré des taux suffisants de génération de perfusion et de ROSC avec un dispositif de compression placé sur le tiers inférieur du sternum en position médiane.

Les modèles porcins ont été utilisés avec succès dans les études de soins intensifs depuis des décennies17,21,22,23. Des propriétés anatomiques et physiologiques similaires à celles des humains permettent des déductions raisonnablement précises concernant les réactions des patients à certains stimuli ou situations cliniques. Le modèle de réanimation présenté a été utilisé et modifié dans divers essais18,24,25,26. Il fournit un cadre expérimental qui permet l'évaluation de l'efficacité des lignes directrices, puisque (contrairement aux modèles de réanimation chez les rongeurs) des intervalles égaux de compression thoracique, des seuils de pression artérielle, des valeurs de gaz sanguin et des énergies de défibrillation peuvent être utilisés pour des comparaisons humaines comme recommandé par ILCOR et ERC, respectivement. Cela facilite des conceptions d'études comparables et compréhensibles à l'échelle internationale, générant ainsi une meilleure qualité de données probantes dans l'ensemble. Le modèle permet en outre une évaluation adéquate des effets des médicaments non seulement qualitativement, mais aussi d'une manière dépendante de la dose.

En supposant une réanimation basée sur des lignes directrices avec des intervalles de 2 minutes entre les défibrillations, les porcs atteignent habituellement ROSC dans les quatre premiers chocs ou dans les 8-10 min27. On peut s'attendre à un taux de ROSC de 50 à 70 % selon le temps entre l'arrêt cardiaque et le début des compressions thoraciques. Si des taux de ROSC acceptables ou des valeurs de pression artérielle adéquates ne peuvent pas être atteints, il est possible d'ajouter de la vasopressine (0,5 UI/kgBW) au régime thérapeutique pendant la RCR. Pendant et directement après la RCR, l'échange de gaz pulmonaire est fortement altéré. Cela dépend en grande partie du mode de ventilation utilisé lors des compressions thoraciques et peut avoir des effets à long terme sur les dommages aux organes finaux et l'inflammation18,25,28. En outre, l'acidose métabolique et le myocarde étourdi peuvent mener à l'hypotension persistante, particulièrement dans les 1 h premiers suivant ROSC. Ceci peut être traité par l'administration fluide (20-30 mL/kgBW) et l'infusion continue de noradrénaline. L'acidose excessive peut également être traitée avec une solution de bicarbonate de sodium de 8,4 % avec un maximum de 4 ml/kgBW.

Ce protocole expérimental fournit un cadre normalisé pour la recherche de réanimation dans lequel les aspects des effets hémodynamiques des traitements médicamenteux spécifiques, l'influence des modes de ventilation sur les taux de ROSC, les dommages d'organe final, et les réactions de post-réanimation peuvent être analysés et évalués dans diverses circonstances. Ceci aidera à approfondir la perspicacité scientifique dans les mécanismes pathophysiologiques sous-jacents à la fibrillation ventriculaire et peut mener à des options de traitement plus efficaces.

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Disclosures

Le dispositif LUCAS-2 a été fourni sans condition par Stryker/Physio-Control, Redmond, WA, Usa à des fins de recherche expérimentale. Aucun auteur ne signale de conflit d'intérêts.

Acknowledgments

Les auteurs veulent remercier Dagmar Dirvonskis pour son excellent soutien technique.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
1 M- Kaliumchlorid-Lösung 7,46% 20ml Fresenius, Kabi Deutschland GmbH potassium chloride
Arterenol 1mg/ml 25 ml Sanofi- Aventis, Seutschland GmbH norepinephrine
Atracurium Hikma 50mg/5ml Hikma Pharma GmbH, Martinsried atracurium
BD Discardit II Spritze 2,5,10,20 ml Becton Dickinson S.A. Carretera Mequinenza Fraga, Spain syringe
BD Luer Connecta Becton Dickinson Infusion Therapy AB Helsingborg, Schweden 3-way-stopcock
BD Microlance 3 20 G Becton Dickinson S.A. Carretera Mequinenza Fraga, Spain canula
CorPatch Easy Electrodes CorPuls, Kaufering, Germany defibrillator electrodes
Corpuls 3 Corpuls, Kaufering, Germany defibrillator
Datex Ohmeda S5 GE Healthcare Finland Oy, Helsinki, Finland hemodynamic monitor
Engström Carestation GE Heathcare, Madison USA ventilator
Fentanyl-Janssen 0,05mg/ml Janssen-Cilag GmbH, Neuss fentanyl
Führungsstab, Durchmesser 4.3 Rüsch endotracheal tube introducer
Incetomat-line 150 cm Fresenius, Kabi Deutschland GmbH perfusorline
Ketamin-Hameln 50mg/ml Hameln Pharmaceuticals GmbH ketamine
laryngoscope Rüsch laryngoscope
logicath 7 Fr 3-lumen 30cm lang Smith- Medical Deutschland GmbH central venous catheter
LUCAS-2 Physio-Control/Stryker, Redmond, WA, USA chest compression device
Masimo Radical 7 Masimo Corporation Irvine, Ca 92618 USA periphereal oxygen saturation
Neofox Oxygen sensor 300 micron fiber Ocean optics Largo, FL USA ultrafast pO2-measurements
Ölsäure reinst Ph. Eur NF C18H34O2 M0282,47g/mol Dichte 0,9 Applichem GmbH Darmstadt, Deutschland oleic acid
Original Perfusor syringe 50ml Luer Lock B.Braun Melsungen AG, Germany perfusorsyringe
Osypka pace, 110 cm Osypka Medical GmbH, Rheinfelden-Herten, Germany Pacing/fibrillation catheter
PA-Katheter Swan Ganz 7,5 Fr 110cm Edwards Lifesciences LLC, Irvine CA, USA PAC
Percutaneous sheath introducer set 8,5 und 9 Fr, 10 cm with integral haemostasis valve/sideport Arrow international inc. Reading, PA, USA introducer sheath
Perfusor FM Braun B.Braun Melsungen AG, Germany syringe pump
Propofol 2% 20mg/ml (50ml flasks) Fresenius, Kabi Deutschland GmbH propofol
Radifocus Introducer II, 5-8 Fr Terumo Corporation Tokio, Japan introducer sheath
Rüschelit Super Safety Clear >ID 6/ 6,5 /7,0 mm Teleflex Medical Sdn. Bhd, Malaysia endotracheal tube
Seldinger Nadel mit Fixierflügel Smith- Medical Deutschland GmbH seldinger canula
Sonosite Micromaxx Ultrasoundsystem Sonosite Bothell, WA, USA ultrasound
Stainless Macintosh Größe 4 Welsch Allyn69604 blade for laryngoscope
Stresnil 40mg/ml Lilly Deutschland GmbH, Abteilung Elanco Animal Health azaperone
Vasofix Safety 22G-16G B.Braun Melsungen AG, Germany venous catheter
Voltcraft Model 8202 Voltcraft, Hirschau, Germany oscilloscope/function generator

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References

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Modèle normalisé de fibrillation ventriculaire et de soutien de la vie cardiaque avancé chez les porcs
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Ruemmler, R., Ziebart, A., Garcia-Bardon, A., Kamuf, J., Hartmann, E. K. Standardized Model of Ventricular Fibrillation and Advanced Cardiac Life Support in Swine. J. Vis. Exp. (155), e60707, doi:10.3791/60707 (2020).More

Ruemmler, R., Ziebart, A., Garcia-Bardon, A., Kamuf, J., Hartmann, E. K. Standardized Model of Ventricular Fibrillation and Advanced Cardiac Life Support in Swine. J. Vis. Exp. (155), e60707, doi:10.3791/60707 (2020).

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