Summary
L'accesso per infusione a lungo termine nell'arteria mesenterica superiore (SMA) dei ratti è una procedura chirurgica che consiste nella cannulazione di un ramo prossimale della SMA. La cannula esce dalla ferita addominale e viene tunnelizzata attraverso lo spazio sottocutaneo fino alla piega interscapolare.
Abstract
L'arteria mesenterica superiore può essere cannulata nell'uomo attraverso il cateterismo radiologico minimamente invasivo dell'arteria femorale o ascellare. La cannulazione della SMA è più difficile nei ratti a causa delle piccole dimensioni anatomiche. Lo scopo dello studio è quello di descrivere una tecnica chirurgica per la cannulazione della SMA nei ratti per eseguire l'infusione a lungo termine di farmaci nel letto vascolare SMA in animali senza restrizioni, che si tradurrà in un alto tasso di pervietà del catetere dopo il recupero post-chirurgico per 24 ore.
Per evitare il rischio di trombosi SMA o sanguinamento da accesso diretto, un ramo prossimale della SMA viene isolato, legato distalmente e cannulato con un tubo capillare in poliuretano da 0,25 mm la cui punta è avanzata vicino all'origine della SMA dall'aorta. La cannula viene quindi tunnelizzata per via sottocutanea verso la parte posteriore del collo dell'animale e attraverso la pelle attraverso una valvola artificiale. La porzione esterna della cannula viene inserita in un sistema di supporto semirigido e collegata alla pompa di infusione continua all'esterno della gabbia dove il ratto è libero di muoversi.
Il corretto posizionamento della cannula è stato dimostrato dall'angiografia post-chirurgica e dai risultati dell'autopsia. La pervietà del catetere dopo 24 ore di infusione salina nella regione SMA è stata assicurata nella maggior parte dei ratti dallo scarico totale della pompa e dal riconoscimento di una cannula funzionale per il prelievo di sangue o l'infusione salina.
Introduction
L'arteria mesenterica superiore (SMA) nell'uomo come nei ratti proviene dall'aorta addominale e fornisce all'intestino sangue arterioso dal duodeno al colon trasversale prossimale. SMA dà origine a numerosi rami.
Dopo la perfusione capillare, la circolazione mesenterica viene drenata attraverso la vena porta al fegato, dove subisce il metabolismo epatico prima di essere riammessa alla circolazione sistemica. La cannulazione della SMA è utile a fini diagnostici, embolizzazione terapeutica e infusione di farmaci in modo selettivo o continuo per valutare l'effetto sull'intestino o, soprattutto, sul metabolismo epatico e sulla clearance chimica. Nell'uomo, il cateterismo radiologico minimamente invasivo della SMA viene eseguito per il trattamento endovascolare1 o l'infusione selettiva di farmaci2 utilizzando diversi approcci percutanei come la puntura transfemorale o transascellare e la cannulazione.
Esistono segnalazioni in letteratura di diverse tecniche di cannulazione dei piccoli vasi addominali: la vena mesenterica superiore (SMV)3, l'arteria mesenterica inferiore (IMA)4, il dotto linfatico mesenterico5, l'arteria epatica6 o studi per ex vivo sulla perfusione intestinale7 nei ratti. Rispetto al lato venoso, la cannulazione della SMA nei ratti è molto più impegnativa a causa dei rischi simultanei di trombosi e sanguinamento, a condizione che la sua alta pressione. In particolare, i problemi sorgono nel caso in cui la cannulazione sia in funzione quando il ratto si sveglia dall'anestesia sul letto chirurgico e di più se l'esperimento richiede un animale libero in una gabbia dopo l'intervento chirurgico.
Un recente articolo ha descritto la cannulazione della SMA come parte dell'esperimento (misura della pressione sanguigna) in un animale in anestesia8. Tuttavia, non viene descritta alcuna tecnica sulla cannulazione chirurgica della SMA per infusione a lungo termine in un animale senza restrizioni. Lo scopo di questo manoscritto è quello di descrivere passo dopo passo una tecnica chirurgica per la cannulazione a lungo termine della SMA attraverso un ramo prossimale, che consente l'infusione selettiva di farmaci nel letto mesenterico per almeno 24 ore (e oltre). Poiché una cannulazione costante e robusta richiede la legatura permanente e la chiusura del vaso in cui è inserito il catetere, questa tecnica evita invece di inserire il catetere direttamente nella SMA9 e si avvicina al vaso attraverso la cannulazione di un ramo prossimale, il più prossimale possibile all'origine stessa della SMA dall'aorta. L'infusione prossimale consente al farmaco infuso di raggiungere il letto anatomico più ampio possibile, senza chiudere il flusso sanguigno attraverso il vaso principale.
La tecnica di cannulazione SMA del ratto ha molte applicazioni. Sarebbe possibile somministrare farmaci in modo selettivo nel compartimento arterioso mesenterico per ottenere un'azione locale a livello gastrointestinale ed evitare effetti sistemici e metabolismo epatico dei farmaci. Il modello di ratto cannulato SMA presenta vantaggi rispetto ai modelli animali più grandi: è meno costoso, è eticamente accettabile ed è più facile da eseguire e imparare. La chirurgia di cannulazione SMA è anche più facile da eseguire nel modello di ratto rispetto al modello murino.
Protocol
Gli studi descritti in questo manoscritto sono stati approvati dal Comitato Etico animale locale (Università Cattolica del Sacro Cuore, Roma) e sono stati condotti in accordo con il Ministero della Salute italiano.
1. Preparazione della cannula per l'inserimento nel ramo prossimale della SMA
- Tagliare la cannula più grande di 0,93 mm O.D, 0,5 mm I.D. alla lunghezza richiesta (circa 30 cm).
- Tagliare la cannula più piccola (0,4 mm O.D, 0,25 mm I.D.) a circa 5 cm di lunghezza e inserirla 1 cm nella cannula più grande.
- Fissare le due cannule insieme con colla cianoacrilata, evitando l'occlusione del lume.
- Collegare l'estremità libera della cannula più grande a un adattatore Luer stub (23 G) montato su una siringa da 1 mL riempita con soluzione salina.
- Affilare la punta libera della cannula più piccola con le forbici per facilitare l'inserimento del catetere nel ramo della SMA.
- Controllare la pervietà della cannula lavando con soluzione salina.
NOTA: L'estremità affilata della cannula non danneggerà l'arteria durante il movimento dell'animale perché sarà fissata e non scivolerà lungo la nave.
2. Preparazione del ratto per la procedura chirurgica
- Eseguire l'anestesia intramuscolare con ketamina/xilazina (100/10 mg/kg).
NOTA: La profondità anestetica sufficiente è giudicata dall'assenza o dalla quasi assenza del riflesso del pizzico della zampa. - Radere la pelliccia dalle regioni chirurgiche: l'addome per il ramo della cannulazione SMA e la parte posteriore del collo per l'uscita della cannula.
- Pulire le regioni chirurgiche in modo asettico utilizzando un riflesso chirurgico del pizzico della zampa.
NOTA: Tutta la preparazione deve essere eseguita con tecnica asettica. - scrub o soluzione applicata con un movimento circolare, seguita da soluzione salina sterile o etanolo al 70%, 3 volte.
- Metti l'animale in posizione supina, immobilizzando i quattro arti.
3. Cannulazione di un ramo prossimale della SMA
- Garantire una corretta profondità anestetica testando il riflesso del pizzico della zampa prima dell'incisione.
- Applicare un telo chirurgico sterile resistente all'acqua.
- Con una lama di bisturi, aprire la parete addominale con un'incisione diritta di 3 cm sulla linea mediana della regione mesogastrica attraverso tutti i piani addominali nel peritoneo.
- Posizionare le garze, imbevute di soluzione salina, attorno all'incisione della laparotomia sopra il drappo chirurgico. Utilizzare suture per mantenere aperta l'incisione chirurgica.
NOTA: Tutti i tamponi e gli strumenti chirurgici devono essere sterili. - Utilizzare tamponi di cotone per identificare ed esporre l'intestino tenue. Segui la sua disposizione naturale per identificare il mesentere. Estrarre il mesentere dal taglio laparotomico e adagiarlo verso il basso sulle garze (Figura 1A).
- Identificare la SMA sentendo la pulsazione.
- Usa i tamponi di cotone per "farsi strada" tra il grasso mesenterico e scoprire la SMA e 2-3 dei suoi rami prossimali.
- Scegliere un ramo prossimale della SMA sufficientemente ampio da consentire le manovre chirurgiche di cannulazione. Legare questo ramo (con una sutura di seta 4-0) 3-4 cm a valle della sua origine per consentire la sua espansione mantenendo le estremità della sutura abbastanza a lungo da essere manipolate in seguito.
- Posizionare un supporto rigido sotto il ramo della SMA. La maniglia della pinza chirurgica è sufficiente qui.
- Tenere l'estremità della cannula più piccola (collegata con la cannula più grande all'estremità opposta) con la mano dominante usando una pinza e tirare le estremità della sutura con l'altra mano per sforzare il vaso e facilitare l'ingresso del catetere (Figura 1B).
- Tenere la punta della cannula con un angolo di 20 ° dal piano della nave nella direzione opposta al flusso sanguigno.
- Premere leggermente la punta per penetrare nella parete dell'arteria e inserire la cannula.
NOTA: La cannulazione viene eseguita senza tagliare l'arteria; la punta del catetere romperà la parete del vaso e faciliterà l'ingresso. Il sangue che scorre di nuovo nella cannula conferma il corretto inserimento. - Continuare l'inserimento della cannula per un altro 1 cm nel ramo arterioso vicino all'origine dalla SMA.
- Fissare la cannula all'arteria con un nodo chirurgico (seta 4-0) e verificarne il corretto funzionamento lavando 1 mL di soluzione salina sterile o con un prelievo di sangue.
4. Tunneling della cannula e posizionamento nel sistema di supporto all'infusione
- Posizionare un drappo chirurgico sterile sull'incisione prima di cambiare la posizione dell'animale.
NOTA: Il tunnel dalla schiena all'addome viene creato esercitando pressione nello spazio sottocutaneo con uno strumento chirurgico appuntito. Deve essere utilizzato un drappo chirurgico sterile sull'addome e sulle incisioni posteriori. - Fai un'incisione di 1 cm della regione posteriore del collo e ospita una valvola sferica.
- Passare la cannula dall'accesso alla laparotomia alla valvola posta nel collo attraverso i tessuti sottocutanei (Figura 2A). Chiudere l'estremità distale della cannula con un tappo del catetere per evitare l'afflusso di aria.
- Sostituire l'intestino tenue nella cavità addominale. Chiudere la parete addominale e chiudere le incisioni cutanee con una sutura continua di seta 3-0.
- Fissare la valvola alla pelle del collo con punti di sutura. Chiudere le incisioni cutanee con una sutura continua di seta 3-0.
5. Gestione post-operatoria
- Vesti il topo con una giacca per proteggere la valvola a bottone. Proteggere la parte esposta della cannula con un'asta di acciaio durante l'infusione e fissarla alla valvola (Figura 2B).
NOTA: Poiché la chirurgia viene eseguita con tecnica asettica, gli antibiotici non sono indicati. I FANS devono essere somministrati pre-operatoriamente per il controllo del dolore (5 mg/mL di Meloxicam iniettabile, 1 mg/kg una volta al giorno per un massimo di 3 giorni). Dopo l'operazione, stabilizzare il ratto in una gabbia metabolica per il tempo di infusione (24 ore). Quindi ri-anestetizzare il ratto con inalazione di isoflurano per il tempo necessario a smontare il sistema di infusione. Successivamente è possibile alloggiare il ratto in una gabbia normale con un ciclo luce/buio di 12 ore e libero accesso a cibo e acqua. - Stabilizzare il ratto in una gabbia metabolica per il tempo di infusione. Il topo è ora sveglio e libero di muoversi e mangiare nella gabbia.
- Collegare l'estremità distale della cannula ad una pompa elastomerica (100 mL volume max, portata 5,0 mL/h) riempita con 50 mL di soluzione salina sterile. Procedere con l'infusione per 24 ore (Figura 2C).
- Il primo giorno, somministrare antibiotici intramuscolari (enrofloxacina 10 mg/kg per le prime 24 ore) e poi passare alla somministrazione orale (enrofloxacina 100 mg in 500 ml in acqua potabile). Erogare la terapia analgesica per via intramuscolare durante il risveglio (ketoprofene 5,0 mg/kg) e nei giorni successivi per via orale (paracetamolo 200 mg in acqua potabile).
NOTA: Terapia orale diluita somministrata in acqua potabile per ottenere un gusto sopportabile. Monitorare la misurazione del peso corporeo e l'idratazione. - Alla fine del tempo di infusione (24 ore) smontare il sistema di infusione esterno dell'animale rimuovendo la pompa, la camicia, l'asta di acciaio e la valvola dal ratto. Chiudere e tagliare la cannula mentre esce dal collo, lasciando questa estremità sotto la pelle del collo dopo la sutura della ferita.
NOTA: In questa fase potrebbe essere necessario anestetizzare i ratti per alcuni minuti per inalazione di isofluorano. - Ospitare il topo, individualmente, in una gabbia normale con un ciclo luce/ buio di 12 ore e libero accesso al cibo e all'acqua.
NOTA: l'assunzione di cibo post-operatorio al basale è di circa 30 g. / giorno L'assunzione di acqua di base è di circa 50 ml / die. Il peso medio dovrebbe essere di circa 400 mg.
Representative Results
In questo studio, la procedura è stata eseguita su 15 ratti. Alla fine di 24 ore di infusione salina, non sono stati osservati segni di soluzione salina o perdita di sangue nelle gabbie metaboliche e la ferita addominale era pulita in tutti gli animali come lo erano le gabbie.
Nelle gabbie normali, i ratti sono stati osservati per 5 giorni con monitoraggio giornaliero del peso e dell'assunzione di acqua / cibo. Durante questo periodo, le condizioni generali degli animali all'esame grossolano erano buone senza indicazioni di anomalie comportamentali. Tutti i ratti immediatamente dopo l'intervento chirurgico hanno ricominciato a nutrirsi. L'assunzione media giornaliera di cibo e acqua è aumentata progressivamente fino alla normalità dopo 3 giorni, come mostrato rispettivamente nella Figura 3A e 3B . Nella Figura 3C, è possibile vedere che l'aumento di peso è stato regolare, aumentando gradualmente fino alla fine del periodo di osservazione. Non si sono verificate alterazioni dei movimenti intestinali e la produzione giornaliera di feci e urina era normale.
Dopo 24 ore, c'erano residui salini (rispettivamente, 40 ml e 20 ml) in sole 2 pompe riempite con 50 ml di soluzione salina mentre tutte le altre (86,7%) erano vuote. Inoltre, dopo questo periodo di infusione, 12 cannule (80%) erano ancora funzionali sia per il prelievo di sangue che per l'infusione salina (5 ml), mentre 3 cannule non erano più brevettabili (2 di queste erano le cannule collegate alle pompe con residuo) (Tabella 1).
All'autopsia, il 100% delle cannule (n = 15) si trovava ancora nel ramo SMA e nessun ratto presentava segni di ischemia intestinale (Figura 4B) o sanguinamento intrabdominale. Le 3 cannule occluse sono state trovate attorcigliate rispettivamente a 0,5 cm, 1 cm e 1,5 cm dall'inserimento nel ramo SMA. Questo fenomeno è probabilmente dovuto ai movimenti degli animali nelle gabbie.
In 5 ratti, immediatamente dopo la procedura e prima del collegamento della pompa, 2 ml di mezzo di contrasto iodato sono stati iniettati nella cannula mesenterica, per ottenere un'angiografia attraverso un intensificatore di immagine (l'angiografia è stata eseguita intraoperatoriamente). In ogni ratto (n=5), è stato possibile vedere il cerchio arterioso mesenterico e la SMA e i suoi rami principali senza che il mezzo di contrasto si diffondesse nell'addome come mostrato nella Figura 4A. Ciò ha confermato che la cannula era ben posizionata e fissata al ramo della SMA.
Figura 1: Fotografie sperimentali. (A) L'intestino tenue seguendo la sua naturale disposizione su una garza (è possibile visualizzare la SMA con tutti i rami); (B) L'operatore che inserisce la cannula nel ramo SMA. È necessario avere un solido supporto sotto il vaso per garantire l'inserimento del tubo. La sutura di seta distale chiude il vaso e quella prossimale fissa il catetere all'interno del ramo. Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Figura 2: Sistema di supporto all'infusione. (A) Una volta scavata per via sottocutanea, la cannula emerge dalla regione posteriore del collo attraverso la valvola bianca; (B) Un topo che indossa una giacca per stabilizzare la valvola bianca. Un'asta di acciaio protegge il catetere durante l'infusione. (C) Rappresentazione schematica di un ratto alloggiato in una gabbia metabolica durante l'infusione di soluzione salina con una pompa elastomerica collegata alla cannula che esce dall'asta di acciaio. Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Figura 3: Dati rappresentativi per l'assunzione di cibo, l'assunzione di acqua e l'aumento di peso dei ratti (n=15) nel periodo di osservazione di 5 giorni. L'assunzione media giornaliera di cibo (A) e acqua (B) aumenta progressivamente e si stabilizza a livelli fisiologici dopo 3 giorni. L'aumento di peso medio (C) aumenta gradualmente fino alla fine del periodo di osservazione. Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Figura 4: Fotografie di (A) l'angiografia a contrasto della regione arteriosa mesenterica dopo infusione di contrasto attraverso la cannula (prova di cannula adeguatamente posizionata) e (B) la cannula ancora ben posizionata durante l'autopsia. Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
| Pompa elastomerica | Cannula | |||
| Vuoto | Con residui | Brevetto | Non brevetto | |
| n=15 | 13 | 2 | 12 | 3 |
| % | 86.7 | 13.3 | 80 | 20 |
Tabella 1: Scarico della pompa elastomerica e pervietà della cannula dopo 24 ore di infusione salina. La pervietà è stata testata prelevando il sangue con una siringa e infondendo 5 ml di soluzione salina nella cannula.
Discussion
Il vantaggio principale di questo modello di infusione SMA su ratto è la sua fermezza e durata per almeno 24 ore nella stragrande maggioranza degli animali. L'infusione di anticoagulante potrebbe allungare questo intervallo di tempo. Il modello consente un'infusione affidabile di farmaci selettivamente nella regione mesenterica, mirando all'intestino tenue e alla parte prossimale del colon.
Diversi passaggi sono fondamentali per il successo della tecnica. Per ottenere la cannulazione in una nave molto piccola è importante selezionare ratti di peso di almeno 400 g; il sesso e l'età non sono rilevanti. È anche importante scegliere gli strumenti chirurgici corretti e il tipo di cannula. Qui, una cannula in poliuretano più piccola (0,4 mm O.D, 0,25 mm I.D.) viene inserita 1 cm nella cannula più grande (0,93 mm O.D, 0,5 mm I.D.) per ottenere un catetere funzionale e utile per consentire sia i collegamenti alla piccola arteria che al sistema di infusione più grande.
Il primo passo critico chirurgico è la pulizia della SMA e del ramo identificato per la cannulazione dal tessuto adiposo circostante (fase 3.5). Questo aiuta ad evitare l'inserimento della cannula tra il tessuto e l'arteria, che è un errore comune. Tuttavia, questa fase di pulizia è difficile in quanto il piccolo ramo della SMA è fragile e facile da danneggiare. Se il ramo è ferito, è possibile fermare l'emorragia per legatura e scegliere un ramo prossimale diverso, in modo da non sprecare l'animale.
Per prevenire la formazione di bolle d'aria all'interno della cannula ed evitare l'embolia gassosa, la cannula deve essere riempita con soluzione salina fino alla punta prima dell'inserimento nel ramo. Per fissare la cannula in posizione, l'applicazione del filo chirurgico (seta 4-0) deve essere tra il punto di inserimento nell'arteria e la punta della cannula, direttamente sulla parte superiore del vaso attorno al catetere. Il nodo chirurgico deve essere abbastanza stretto da fissare la cannula ma non troppo stretto da occluderlo (passaggio 3.12).
Il modo migliore per garantire una corretta cannulazione è quello di vedere il flusso sanguigno indietro attraverso la cannula (passo 3.10). In termini di risoluzione dei problemi, se ciò non avviene, potrebbe essere dovuto ai seguenti motivi:
la cannula non è stata inserita correttamente nell'arteria;
la cannula si trova all'interno dell'arteria ma occlusa dal nodo in una posizione errata;
la cannula è all'interno dell'arteria e una bolla d'aria nella cannula sta rallentando il flusso;
un coagulo si è formato all'interno della cannula.
Un inserimento errato può essere dovuto al posizionamento della cannula nello spazio tra l'arteria e il tessuto adiposo. In questo caso è necessario reinserire. Quando il nodo sopra la nave occlude la cannula, è possibile slegarla con molta attenzione e rifarla. Piccole bolle d'aria nel catetere generalmente non compromettono la cannulazione e non sono pericolose per la vita; ma se c'è una grande bolla d'aria nella cannula è necessario attingere alla cannula usando la siringa o riposizionare il catetere in un ramo diverso. Di solito, è possibile evitare la formazione di coaguli e mantenere il brevetto della cannula infondendo 0,2 ml di boli di soluzione salina di tanto in tanto durante il funzionamento.
Un limite di questo studio è una sottovalutazione della pervietà della cannula in tempi di infusione più lunghi: qui, un'infusione di 24 ore è stata eseguita mentre i ratti erano alloggiati in una gabbia metabolica. Per ottenere un periodo di infusione più lungo, può essere utile utilizzare la terapia anticoagulante, non somministrata in questo studio. Tuttavia, durante l'infusione, il ratto deve essere alloggiato nella gabbia metabolica perché è l'unico che supporta il sistema di infusione. Questa posizione è scomoda per l'animale che potrebbe essere stressato se trattato per un periodo più lungo. Inoltre, per l'infusione è stata utilizzata solo una soluzione salina, quindi non ci sono risultati sulla somministrazione specifica del farmaco. Una limitazione del metodo è l'impossibilità di infondere nei rami arteriosi (se presenti) superiori a quelli utilizzati per il catetere. Per questo motivo si consiglia di cannulare il ramo più vicino dall'aorta.
Nessun altro modello di infusione a lungo termine di SMA di ratto per animali non restrained è presente in letteratura. Rispetto al modello di cannulazione IMA descritto molti anni fa4, la tecnica qui descritta ha un obiettivo sperimentale più ampio perché consente l'infusione di farmaci nell'area di perfusione SMA e non è limitata al colon. Recentemente, per la prima volta, la cannulazione selettiva di un ramo della SMA è stata utilizzata per l'infusione di tossina botulinica direttamente nella regione mesenterica arteriosa per studiare l'effetto sulla muscolatura liscia intestinale10, ma molti altri farmaci potrebbero essere testati in futuro. Ad esempio, gli anticoagulanti possono essere infusi per studiare la trombosi mesenterica, o farmaci con un'azione microbiota intestinale11 o anche farmaci per malattie infiammatorie intestinali12. L'infusione intra-arteriosa è utile per gli studi sul metabolismo intestinale in particolare, perché l'effetto del farmaco è valutabile prima che il sangue passi attraverso la circolazione portale dove è soggetto al metabolismo epatico.
Disclosures
Gli autori non hanno nulla da rivelare.
Acknowledgments
Gli autori riconoscono il Cen.Ri.S. (Centro di ricerche sperimentali) dell'Università Cattolica del Sacro Cuore di Roma per i permessi.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Crile-Wood Needle Holder | 2Biological Instruments | Tip Shape: Straight; Tip Width: 2 mm; Clamping Length: 14 mm; Lock: Yes; Scissors: No; Alloy / Material: Stainless Steel; Length: 15 cm; Serrated: Yes | |
| Extra Fine Graefe Forceps | 2Biological Instruments | Tip Width: 0.5 mm; Tip Dimensions: 0.5 x 0.5 mm; Alloy / Material: Stainless Steel; Length: 10 cm | |
| Luer Stub Adapter | BD Intramedic | 23 gauge for use with 427410 tubing | |
| Membrane valve | Biomed | Mod 617 | |
| Poliurethane Catheter | ENKI | external diameter: 0.4 mm, internal diameter: 0.25 mm | |
| Silastic Catheter Laboratory tubing | Healthcare industries | 508-002 | |
| Spring Scissors | 2Biological Instruments | Tip Shape: Angled; Tips: Sharp; Alloy / Material: Stainless Steel | |
| Student Surgical Scissors | 2Biological Instruments | Tip Shape: Straight; Alloy / Material: Student Stainless Steel; Serrated: No; Feature: Student Quality |
References
- Zhang, Z., Chen, X., Zhu, R. Percutaneous mechanical thrombectomy treatment of acute superior mesenteric artery embolism. European Journal of Vascular and Endovascular Surgery Short Reports. 34, 17-20 (2017).
- Wang, M. Q., et al. Transradial approach for transcatheter selective superior mesenteric artery urokinase infusion therapy in patients with acute extensive portal and superior mesenteric vein thrombosis. Cardiovascular and Interventional Radiology. 33 (1), 80-89 (2010).
- Zammit, M., Toledo-Pereyra, L. H., Malcom, S., Konde, W. N. Long-term cranial mesenteric vein cannulation in the rat. Laboratory Animal Science. 29 (3), 364-366 (1979).
- Aguiar, J. L. A., et al. Technique for long-term infusion into the inferior mesenteric artery of unrestrained rats. Laboratory Animals. 22 (2), 173-176 (1988).
- Trevaskis, N. L., Hu, L., Caliph, S. M., Han, S., Porter, C. J. The mesenteric lymph duct cannulated rat model: application to the assessment of intestinal lymphatic drug transport. Journal of Visualized Experiments. (97), e52389 (2015).
- Leivestad, O., Malt, R. A. Continuous infusion into the hepatic artery and vena cava of the rat. Surgery. 74 (3), 401-404 (1973).
- Eloy, R., et al. Ex vivo vascular perfusion of the isolated rat small bowel. Importance of the intestinal brush border enzyme-release in basal conditions. European Surgical Research. 9 (2), 96-112 (1977).
- Liu, R. N., Wei, X. J., Li, S. P., Jiang, C., Zhao, Y. Comparison of invasive dynamic blood pressure between superior mesenteric artery and common carotid artery in rats. World Journal of Emergency Medicine. 11 (2), 102-108 (2020).
- Leung, F. W., et al. Superior mesenteric artery is more important than inferior mesenteric artery in maintaining colonic mucosal perfusion and integrity in rats. Digestive Diseases and Sciences. 37 (9), 1329-1335 (1992).
- Gui, D., et al. Mesenteric artery botulinum toxin (BoNT/A1) infusion selectively blocks bowel peristalsis in rats. Journal of the American Chemical Society. 231 (4), 19-20 (2020).
- Lecomte, V., et al. Changes in gut microbiota in rats fed a high fat diet correlate with obesity-associated metabolic parameters. PLoS One. 10 (5), 0126931 (2015).
- Hajj Hussein, I. A., et al. Inflammatory bowel disease in rats: bacterial and chemical interaction. World Journal of Gastroenterology. 14 (25), 4028-4039 (2008).
