Cette technique consistant à instiller des médicaments directement dans la trachée des rongeurs néonatals est importante pour étudier l’impact des médicaments ou des produits biologiques administrés localement sur les maladies pulmonaires néonatales. En outre, cette méthode peut également être utilisée pour induire des lésions pulmonaires dans des modèles animaux.
Le traitement du rongeur néonatal avec des médicaments instillés directement dans la trachée pourrait servir d’outil précieux pour étudier l’impact d’un médicament administré localement. Cela a un impact translationnel direct car les tensioactifs et les médicaments sont administrés localement dans les poumons. Bien que la littérature compte de nombreuses publications décrivant l’intubation transorale mini-invasive de souris et de rats adultes dans des expériences thérapeutiques, cette approche chez les ratons néonatals fait défaut. La petite taille de la région orotrachéale / pharynx chez les chiots rend difficile la visualisation de la lumière laryngée (cordes vocales), contribuant au taux de réussite variable de l’administration intratrachéale de médicaments. Nous démontrons par la présente une intubation orale efficace du chiot de rat néonatal – une technique non traumatique et peu invasive, de sorte qu’elle peut être utilisée pour l’administration en série de médicaments. Nous avons utilisé un otoscope de fonctionnement avec un système d’éclairage et une lentille grossissante pour visualiser l’ouverture trachéale des nouveau-nés de rat. Le médicament est ensuite instillé à l’aide d’une seringue de 1 mL reliée à une pointe de pipette. La précision de la méthode d’administration a été démontrée en utilisant l’administration de colorant bleu Evans. Cette méthode est facile à former et pourrait servir de moyen efficace d’instiller des médicaments dans la trachée. Cette méthode pourrait également être utilisée pour l’administration d’inoculum ou d’agents pour simuler des conditions pathologiques chez les animaux et, également, pour des stratégies de traitement cellulaires pour diverses maladies pulmonaires.
Les nouveau-nés nés prématurément ont des poumons peu développés nécessitant de nombreuses thérapies interventionnelles telles que la ventilation à long terme. Ces interventions exposent les nouveau-nés survivants à un risque élevé de séquelles ultérieures1. Les modèles animaux expérimentaux constituent un outil important pour simuler diverses maladies, étudier la pathobiologie des maladies et évaluer les interventions thérapeutiques. Même si un large éventail de modèles animaux allant des souris, des rats et des lapins aux agneaux et aux porcs prématurés est disponible, les souris et les rats sont les plus utilisés.
Le principal avantage de l’utilisation de souris et de rats est la période de gestation relativement courte et le coût réduit. Ils sont également facilement disponibles, faciles à entretenir dans des environnements exempts de maladies, génétiquement homogènes et ont relativement moins de préoccupations éthiques 2,3. Un autre avantage majeur du modèle rongeur est qu’à la naissance, le chiot néonatal est au stade canaliculaire tardif / sacculaire précoce du développement pulmonaire, ce qui est morphologiquement équivalent au poumon d’un nourrisson humain néonatal prématuré de 24 semaines développant une dysplasie bronchopulmonaire4. De plus, comme leur développement pulmonaire progresse rapidement jusqu’à son achèvement dans les 4 premières semaines de vie, il est possible d’étudier la maturation pulmonaire postnatale dans un délai raisonnable4. Malgré ces avantages, la petite taille des souris et des ratons est une source de préoccupation pour diverses interventions, ce qui oblige la plupart des chercheurs à utiliser des animaux adultes plutôt que des chiots5. Les poumons néonatals sont à un stade de développement et la réponse d’un nouveau-né à un agent incitant diffère de celle d’un adulte. Il est donc approprié d’utiliser des modèles animaux néonatals pour étudier les maladies néonatales humaines.
Il existe différentes méthodes pour administrer des médicaments / agents biologiques au poumon. Cela comprend l’instillation intranasale 6,7 ou intratrachéale 8,9,10 ainsi que l’inhalation d’aérosols11,12. Chaque approche a ses propres défis techniques, avantages et limites13. La voie intratrachéale d’administration d’agents thérapeutiques est préférable pour étudier l’impact thérapeutique direct dans l’organe en contournant les effets systémiques. Cette voie pourrait également être utilisée pour étudier la pathologie pulmonaire causée par des agents incitants. Il existe des techniques invasives et mini-invasives pour ce faire et est facile à effectuer chez les adultes. Cependant, chez les chiots, en raison de la petite taille de l’animal, il existe des défis techniques associés au processus d’intubation. La présente étude présente une méthode d’instillation intratrachéale (ITI) simple, cohérente et non chirurgicale chez les ratons qui pourrait être utilisée pour étudier l’efficacité de diverses interventions thérapeutiques néonatales ainsi que pour générer des modèles animaux simulant des maladies respiratoires néonatales.
L’instillation intratrachéale est une excellente méthode qui offre plusieurs avantages par rapport aux méthodes existantes pour les interventions contre les maladies respiratoires ainsi que pour le développement de modèles de maladies. C’est une méthode rapide et avec de l’expérience, peut être effectuée avec une vitesse moyenne de 2-3 minutes par animal. Les considérations clés pour une intubation réussie sont une sédation correcte de l’animal, son positionnement correct, en particulier la tête, ai…
The authors have nothing to disclose.
Ce travail a été soutenu en partie par R01HD090887-01A1 de NICHD à AH. Les auteurs reconnaissent également les installations fournies par le laboratoire du Dr Peter Mc Farlane, telles que l’anesthésie par inhalation / système de coussin chauffant. L’aide précieuse de Mme Catherine Mayer dans la mise en place du système est appréciée. Aucun rôle n’a été joué par l’organisme de financement dans la conception de l’étude, de la collecte, de l’analyse et de l’interprétation des données ou dans la rédaction du manuscrit.
Evans Blue dye | Sigma-Aldrich, St Louis, MO, USA | 314-13-6 | Confirmation of drug administration into lungs |
Ketamine Hydrochloride | Hospira. Inc, Lake Forest, IL, USA | Dispensed from Animal care facility | For sedation |
Operating Otoscope | Welch Allyn, Hillrom, Chicago, IL, USA | 21770- 3.5V | For visualization of vocal cords |
Otoscope Rechargeable Handle | Welch Allyn, Hillrom, Chicago, IL, USA | 71050-C | |
Pipette tip (Gel loading) | Fisherbrand | 02-707-139 | Administering the drug |
Platform for restraining (inclined plane) | Animal care facility | Dispensed from Animal care facility | Wired roof of mice cage can be used |
3M Micropore Surgical White Paper (sticking tape) | 3M, St. Paul, MN, USA | 1530-2 | |
Luer Lock SyringeSyringes (1 ml) | BD Franklin Lakes, NJ , USA | NBD2515 | Administering the drug |
Xylazine | Hospira. Inc, Lake Forest, IL, USA | For sedation |