Summary
İlaçların doğrudan yenidoğan kemirgenlerinin trakeasına damlatılması tekniği, lokal olarak uygulanan ilaçların veya biyolojiklerin yenidoğan akciğer hastalıkları üzerindeki etkisini incelemede önemlidir. Ek olarak, bu yöntem hayvan modellerinde akciğer hasarını indüklemek için de kullanılabilir.
Abstract
Yenidoğan kemirgeninin doğrudan trakeaya aşılanan ilaçlarla tedavisi, lokal olarak uygulanan bir ilacın etkisini incelemek için değerli bir araç olarak hizmet edebilir. Bunun doğrudan translasyonel etkisi vardır, çünkü yüzey aktif madde ve ilaçlar lokal olarak akciğerlere uygulanır. Literatürde terapötik deneylerde yetişkin fare ve sıçanların minimal invaziv transoral entübasyonunu tanımlayan birçok yayın olmasına rağmen, yenidoğan sıçan yavrularında bu yaklaşım eksiktir. Yavrularda orotrakeal bölgenin/farenksin küçük boyutu, laringeal lümenin (ses telleri) görüntülenmesini zorlaştırarak intratrakeal ilaç dağıtımının değişken başarı oranına katkıda bulunur. Bu vesileyle, yenidoğan sıçan yavrusunun etkili oral entübasyonunu gösteriyoruz - travmatik olmayan ve minimal invaziv bir tekniktir, böylece ilaçların seri uygulanması için kullanılabilir. Sıçan yenidoğanlarının trakeal açıklığını görselleştirmek için aydınlatma sistemine sahip bir otoskop ve büyüteç lens kullandık. İlaç daha sonra bir pipet ucuna bağlı 1 mL'lik bir şırınga kullanılarak aşılanır. Teslimat yönteminin doğruluğu Evans mavi boya uygulaması kullanılarak gösterilmiştir. Bu yöntemin eğitilmesi kolaydır ve trakeaya ilaç aşılamanın etkili bir yolu olarak hizmet edebilir. Bu yöntem aynı zamanda hayvanlarda hastalık koşullarını simüle etmek için inokülum veya ajanların uygulanması ve ayrıca çeşitli akciğer hastalıkları için hücre bazlı tedavi stratejileri için de kullanılabilir.
Introduction
Prematüre doğan yenidoğanlar, uzun süreli ventilasyon gibi birçok girişimsel tedavi gerektiren zayıf gelişmiş akciğerlere sahiptir. Bu müdahaleler, hayatta kalan yenidoğanları sonraki sekeller 1 için yüksek bir risk altınasokar. Deneysel hayvan modelleri, çeşitli hastalık durumlarını simüle etmede, hastalıkların patobiyolojisini incelemede ve terapötik müdahaleleri değerlendirmede önemli bir araç olarak hizmet eder. Farelerden, sıçanlardan ve tavşanlardan erken dönem kuzu ve domuzlara kadar çok çeşitli hayvan modelleri mevcut olsa da, fareler ve sıçanlar en çok kullanılanlardır.
Fareleri ve sıçanları kullanmanın birincil avantajı, nispeten kısa gebelik süresi ve düşük maliyettir. Ayrıca kolayca temin edilebilirler, hastalıksız ortamlarda bakımı kolaydır, genetik olarak homojendirler ve nispeten daha az etik kaygıya sahiptirler 2,3. Kemirgen modelinin bir diğer önemli avantajı, doğumda yenidoğan yavrusunun akciğer gelişiminin geç kanaliküler / erken sakküler aşamasında olmasıdır ve morfolojik olarak bronkopulmoner displazi geliştirmeye devam eden 24 haftalık erken doğum yapan bir yenidoğan insan bebeğinin akciğerine eşdeğerdir4. Ek olarak, akciğer gelişimleri yaşamın ilk 4 haftasında hızla tamamlandıkça, doğum sonrası akciğer olgunlaşmasını makul bir zaman diliminde incelemek mümkündür4. Bu avantajlara rağmen, farelerin ve sıçan yavrularının küçük boyutları, çoğu araştırmacıyı yavrular yerine yetişkin hayvanları kullanmaya zorlayan çeşitli müdahaleler için bir endişe kaynağıdır5. Yenidoğan akciğerleri gelişim aşamasındadır ve bir yenidoğanın kışkırtıcı bir ajana tepkisi bir yetişkininkinden farklıdır. Bu, insan yenidoğan hastalığı koşullarını incelemek için yenidoğan hayvan modellerinin kullanılmasını uygun kılar.
Akciğere ilaç/biyolojik ajan uygulamak için farklı yöntemler vardır. Buna intranazal 6,7 veya intratrakeal 8,9,10 damlatma ve aerosol inhalasyonu 11,12 dahildir. Her yaklaşımın kendi teknik zorlukları, avantajları ve sınırlamaları vardır13. Sistemik etkileri atlayarak organdaki doğrudan terapötik etkiyi incelemek için terapötik ajanların intratrakeal uygulama yolu tercih edilir. Bu yol, provoke edici ajanların neden olduğu akciğer patolojisini incelemek için de kullanılabilir. Bunu yapmak için hem invaziv hem de minimal invaziv teknikler vardır ve yetişkinlerde uygulanması kolaydır. Bununla birlikte, yavrularda, hayvanın küçük boyutu nedeniyle, entübasyon işlemi ile ilgili teknik zorluklar vardır. Bu çalışma, sıçan yavrularında, çeşitli yenidoğan terapötik müdahalelerinin etkinliğini incelemek ve yenidoğan solunum yolu hastalıklarını simüle eden hayvan modelleri oluşturmak için kullanılabilecek basit, tutarlı, cerrahi olmayan bir intratrakeal instilasyon (ITI) yöntemi sunmaktadır.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Tüm deneyler, Case Western Reserve Üniversitesi'ndeki Kurumsal Hayvan Bakımı ve Kullanımı Komitesi (protokol # 2020-0035) tarafından onaylanmıştır. Tüm hayvanlar, laboratuvar hayvanlarının bakımı ve kullanımı için NIH kılavuzlarına uygun olarak tedavi edildi.
1. Hayvanlar
- Ticari olarak hamile Sprague Dawley sıçanları elde edin.
- Hayvanları 14 saat / 10 saat açık-karanlık döngüsü ve% 45-60 bağıl nem ile onaylanmış bir veterinerlik tesisinde tutun.
2. Test bileşiğinin hazırlanması
- İntratrakeal damlatma prosedürünün etkinliğini değerlendirmek için test bileşiği olarak Evans mavi boyasını kullanın.
- Fosfat tamponlu salin (pH 7.2) içinde boyanın% 0.25'lik (w / v) bir çözeltisini hazırlayın ve 0.45 μm'lik bir şırınga filtresi kullanarak sterilize edin.
3. Anestezi uygulaması
- Küçük sıçan yenidoğanları için uyarlanmış modifiye edilmiş bir dağıtım sistemi kullanarak, gaz anestezisi (% 100 oksijende% 3 izofluran) kullanarak sıçan yavrularını anestezi altına alın.
- Prosedürü gerçekleştirmek için uygun anestezi derinliğini sağlamak için kuyruk ve pedal reflekslerinin ve sığ nefes almanın kaybını kontrol edin.
4. İntratrakeal instilasyon (ITI)
- ITI için doğum sonrası 5. günde (PN 5) sıçan yavruları kullanın. PN 5 sıçan yavrusunun ortalama ağırlığı 12 gramdır.
- Anestezi uygulanan sıçan yavrusunu, laboratuvar etiketleme bandı kullanarak eğimli düz bir platformda tutun. Yavru, sırtüstü pozisyonda yaklaşık 45 ° 'lik bir açıyla tutulur.
- Yenidoğanın ağzını açın ve künt bir forseps kullanarak dili yavaşça bir tarafa çekin.
- Dili nazikçe tutmak ve gırtlağın uygun şekilde görselleştirilmesi için otoskopa bağlı 2 mm çapında küçük bir otoskop spekulumu kullanın.
- Ses tellerinin düzgün bir şekilde görselleştirilmesi için boğaz aydınlatıcı sistemini, yani ameliyat otoskobunu ve büyüteç lensini kullanın (Şekil 1).
- Hayvanları eğimli bir düzlemde 45°'lik bir açıyla konumlandırın. Fare kafeslerinin kablolu çubuk kapakları kullanılmıştır (Şekil 2).
NOT: Hayvanın 45°'lik bir açıyla konumlandırılması, epiglottis müdahalesi olmadan trakea açıklığının daha iyi görüntülenmesini sağlar. - Batı leke jellerini yüklemek için kullanılan uzun açılı bir pipet ucu alın. Pipet ucunun tabanını, 1 cc şırınganın ucuna iyice oturması için cerrahi bir bıçak kullanarak kesin.
- Maddenin 30-50 μL'sini akciğere vermek için uzun açılı pipet ucuna takılı steril 1 mL şırıngayı kullanın. Şırıngayı ters çevirin ve pipet ucuna bağlı 1 mL şırıngaya yaklaşık 0,9 cc hava aspire ve ardından boya veya verilecek maddeyi aspire edin. Bu, boyanın arkasındaki havanın, Şekil 3'te gösterildiği gibi boya uygulandıktan sonra trakeaya itilmesini sağlar. İntratrakeal uygulama, laringeal lümenin (ses telleri) görselleştirilmesi ve bir şırıngaya takılan pipet ucunun trakea lümenine yerleştirilmesiyle elde edilir.
- Dili tutmak ve ses tellerini açığa çıkarmak için otoskopun spekulumunu kullanın. Spekulum, laringoskopun bıçağının rolüne hizmet eder. Pipet ucunu 30°'lik bir açıyla bükerek maddenin koni şeklindeki spekulumdan trakea açıklığına kolayca girmesini kolaylaştırın.
- Pipet ucunu trakea açıklığına, ses tellerinin yaklaşık 2 mm ötesindeki noktaya getirin. Boyayı veya ilacı, Şekil 3'te gösterildiği gibi ameliyat otoskopunun spekulumundan uygulamak için şırınganın pistonunu itin. Ajanın uygulanmasından kısa bir süre sonra havanın akciğere girmesi, maddenin laringeal boşluğa geri gelmesini önler.
- Yavruyu boya veya normal salin ile uyguladıktan sonra, yavruları solunum hareketleri düzenli olana kadar entegre bir dolaşımdaki sıvı ısıtma yastığına (38 ° C) yerleştirin. Anesteziden tamamen kurtulduktan sonra, yavruları barajla yeniden birleştirin.
5. ITI teslimatının karakterizasyonu
- ITI sonrası, aşırı anestezi (Ketamin 100 mg / kg ve Xylazine 10 mg / kg) / tiyopenton ve ardından uygulama sonrası uygun bir zamanda ekssanguinasyon vererek sıçan yavrularını ötenazi yapın. Ötenazi, etkinliği göstermek için akciğer dokusunu toplamak için deneyin bir parçası olarak gerçekleştirildi.
- Ötanize sıçan yavrusunu bir diseksiyon tahtasına sabitleyin ve göğsü ve karnını% 70 etil alkolle silin.
- Boyanın akciğer boyunca dağılımını değerlendirmek için, steril teknik kullanarak akciğerleri hayvandan çıkarın ve akciğerleri görüntüleme için uygun şekilde görüntüleyin (Şekil 4A, B).
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Evans mavisinin damlatılması, tüm pulmoner lobları tutan boyanın multifokal dağılımını ortaya çıkardı (Şekil 4A, B). Şekil 4'te gösterildiği gibi sonucumuz, tüm loblara dağılımın etkinliğini göstermektedir. Resim, trakeaya boyanın ITI'sından hemen sonra çekilir. Boyanın trakeaya damlatılmasında ve ardından her iki taraftaki tüm loblara yayılmasında% 100 etkinlik elde edildi. Boyanın akciğerin lobül içinde daha da yayılması beklenir. Tekrarlanan uygulama ile, bunu akciğere hem loblara hem de tüm loblara iletmede% 100 başarı sağlayabildik. Hiçbir boyanın mideye veya akciğerlerin dışına ulaşmamasını sağladık. Bu, tekniğin akciğerlere% 100 uygulanması olarak etkinliğini kanıtlar. İzofluran anestezisi, işlemden sonra yavruların daha hızlı iyileşmesini sağladı.
5. günden itibaren sıçan yavruları bu prosedürü tolere etti ve anesteziyi takiben yapılması 5 dakikadan az sürdü. Bazı hayvanlar geçici apne geliştirmiş olsalar da, birkaç dakika içinde normal solunum düzenine geri döndüler.
Resim 1: Otoskop bileşenleri . (A) güç kaynağı 2,5 V (B) büyüteç lensi (C) transilluminator (D) spekulum. Bu şeklin daha büyük bir versiyonunu görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.
Resim 2: Hayvanın konumlandırılması. Hayvanların 45°'lik bir açıyla konumlandırılması, epiglottis müdahalesi olmadan trakea açıklığının daha iyi görüntülenmesini sağlamıştır. Bu şeklin daha büyük bir versiyonunu görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.
Şekil 3: İntratrakeal damlatma. Akciğerlere doğrudan verilmesini sağlamak için otoskop/boğaz aydınlatıcı sistemi kullanılarak trakea açıklığının görselleştirilmesi. Bu şeklin daha büyük bir versiyonunu görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.
Şekil 4: ITI damlatma ve Evans mavi boyama. (A) ITI damlatma, boyayı akciğerler boyunca iletir. Boya, siyah okla belirtildiği gibi akciğerin her iki lobuna da dağılmış olarak görülebilir. Midede boya bulunmaması, tekniğin başarısını doğrular (kırmızı ok). (B) Sıçan yavrularından elde edilen akciğerler, 50 μL% 0.25 Evans mavi boyası ile aşılanmıştır. Bu şeklin daha büyük bir versiyonunu görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
İntratrakeal instilasyon, solunum yolu hastalığı girişimleri ve hastalık modeli geliştirme için mevcut yöntemlere göre çeşitli avantajlar sunan mükemmel bir yöntemdir. Hızlı bir yöntemdir ve tecrübe ile hayvan başına ortalama 2-3 dakikalık bir hızla gerçekleştirilebilir. Başarılı bir entübasyon için kilit hususlar, hayvanın uygun şekilde sedasyonu, doğru konumlandırılması, özellikle kafa ve ayrıca orofarenksteki spekulanın doğru yerleştirme derinliği / boyutudur. Uygun sedasyon, operatörler, özellikle de yeni başlayanlar için yeterli çalışma süresi sağlayacaktır. Hayvanın 45° açıyla konumlandırılması, ses tellerinin doğru görselleştirilmesi için önemlidir. Spekulumun doğru derinliğe yerleştirilmesi, işlem boyunca dilin geri çekilmesine yardımcı olur ve bu da ses telinin iyi bir şekilde görselleştirilmesini sağlar. İki kişilik bir ekip bu çalışmayı kolayca koordine edebilir. Biri hayvanların anestezisini ve kafeslemesini koordine edebilirken, diğeri damlatma ile ilgilenebilir. ITI'nın teknik açıdan en zorlu kısmı trakeaya doğru entübasyondur. Tekniğin başarısı entübasyon sonrası boya uygulanması ile doğrulanır. Doğru entübasyonun ilk adımını doğrulamak çok önemlidir, çünkü tüpün yemek borusuna kayması için iyi bir şans vardır, bu da maddenin akciğerden ziyade mideye verilmesiyle sonuçlanır.
Dikkat edilmesi gereken tek kısım, yanlış tübasyonla ilişkili potansiyel travmadır. Ayrıca trakeaya veya ses tellerini çevreleyen dokuya nüfuz etmekten kaçınmak için çok nazik ve dikkatli olunmalıdır. Ayrıca, 2 veya 3 ıskalama2 varsa ITI yapılmaması önerilir.
İlaçların / biyolojik ajanların uygulanması için farklı yollar vardır ve her birinin kendine özgü avantajları ve dezavantajları vardır. Bir yöntemin seçimi temel olarak çalışma hedeflerine ve müdahalenin doğasına dayanır. Hem intranazal instilasyon hem de aerosolizasyon teknikleri, akciğerlerin yanı sıra üst solunum yollarına da ajanlar sağlar. Bu, üst solunum yollarını içeren çalışmalara fayda sağlar13,21, ancak bir maddenin akciğerlere verilmesi güvenilmezdir. Ek olarak, yutma, hapşırma ve değişen solunum hızları, verilen dozlarda tutarsızlıklara yol açabilir. Bununla birlikte, bazı maddelerin fizikokimyasal özellikleri etkili aerosolizasyonlarını etkiler15. Araştırmacılar, partikül büyüklüğü ve viskozitesinden bağımsız olarak, inokulum / ilaçları doğrudan akciğerlere veren bu sorunun üstesinden gelmek için intratrakeal aşılamayı kullanıyorlar23.
İki ana intratrakeal doğum yöntemi transoral intratrakeal14,15 ve trakeotomi ile veya trakeotomi olmadan transtrakeal instilasyon16,17'dir. ITI, çok çeşitli tedavi dozlarının, eğitildikten sonra18 kez eğitildikten sonra çok sayıda hayvana hızlı bir şekilde uygulanabileceği bir prosedürdür. Transoral intratrakeal instilasyon erişkin sıçanlarda rutin olarak kullanılırken, yenidoğanlarda cerrahi insizyon gibi daha invaziv teknik gerekliydi16,19,20. Araştırmacılar, çeşitli nedenlerden dolayı yavrularda bu transoral ITI tekniğinin kullanılmasından hala kaçınmaktadır. Yenidoğan kemirgeninin küçük boyutu, entübasyonda zayıf başarı ile birlikte laringeal lümenin görselleştirilmesini zorlaştırır. Ayrıca, yetişkinlerde ITI için kullanılan geleneksel metal laringoskop, ağız boşluğunun küçük boyutu ve kırılgan mukozal dokular16,18,10 nedeniyle yenidoğanlarda kullanılamaz. Gırtlak boşluğunu görüntülemek ve terapötikleri/ajanları akciğere iletmek için daha küçük spekulum ve kateterler gereklidir. Bunu başarmak için operatörün çok yetenekli olması gerekir. Son olarak, anesteziden iyileşme, hipotermi, maternal ret ve yamyamlık, sıçan yenidoğan iyileşmesi ve sağkalımı için ek sorunlar yaratmaktadır21,22. Çalışmamızda, gaz anestezisinin kullanılması, ardından ısıtma pedlerinde iyileşme ve emzirme barajları ile yeniden birleşme kullanılmıştır. Bu, hipotermi, maternal reddedilme veya yamyamlık ile ilişkili sorunları önler. Cerrahi olmayan müdahale çalışmalarının çoğu, trakeanın ağız boşluğundan kör bir entübasyonunu içerir. Bu, özellikle yemek borusuna yanlış bir şekilde aşılanırsa etkinin kaçırılabileceği ilaç durumunda kabul edilemez. Bu çalışmada, trakea açıklığı bir otoskop kullanılarak görselleştirilmiştir ve hafif bükülmüş bir pipet ucu, maddeyi, bu durumda boyayı vermek için doğrudan trakeaya yerleştirilmiştir. Tekniğimiz, ilacı küçük bir sıçan yavrusunun trakeasına uygulamanın etkili bir yolunu göstermektedir.
ITI süreci, titiz bir eğitimin ardından gerçekleştirildiğinde güvenilir bir yöntemdir. Bir kez eğitildikten sonra yetişkin kemirgenlerde olduğu gibi hızlı ve etkili bir şekilde yapılabilir 13,24,25. Doğru endotrakeal damlatma, bir tüp veya şırınga26,27,28 içindeki boya veya sıvı hareketi de dahil olmak üzere çeşitli yöntemlerle doğrulanabilir. Bu yöntemde trakea açıklığını görselleştirmek mümkün olduğu için ıskalamalar çok daha azdır. ITI'dan hemen sonra birkaç yavruda apne gözlendi ve18,29 spontan olarak iyileşti. En küçük spekulum ile birlikte otoskop kullanmak, yenidoğan sıçan18'in küçük ağız boşluğu için mükemmel bir uyum sağladı. Bu çalışmanın sonuçları, maddenin boya lokalizasyonu ile doğrulandığı gibi akciğerin tüm loblarına tutarlı bir şekilde verilebileceğini göstermiştir. Bu yöntem, yenidoğan akciğer koşullarını güvenilir bir şekilde taklit etmek için yenidoğan sıçanlarının gerekli olduğu deneysel çalışmalarda büyük önem taşıyacaktır30,31,32. Bu teknik, akciğer fonksiyon çalışmaları33'ün yanı sıra şu anda cerrahi müdahaleler uygulayan ve yavrular için üzücü olabilecek hücre / kök hücre nakli çalışmaları34,35,36 yapmak için de kullanılabilir.
Bu teknik aynı zamanda hayvan araştırmalarında İyileştirme ve Azaltma ilkelerine de katkıda bulunur. Bu yöntem, kör bir teknik olan ve trakeayı delip ağrı ve kanamaya neden olduğu için invaziv olan iğne ile doğrudan trakea içi enjeksiyona alternatif olarak hizmet vermektedir. Tam tersine, bu teknik, trakeaya bir ilacın sokulmasını rafine ederken, ağrı ve ıstırabın derhal azaltılmasını sağlarken ve araştırmaya katılan hayvanların refahını iyileştirirken ağrıyı azaltmaya hizmet eder37. Ek olarak, ilacın trakeaya uygulanması doğrudan görselleştirilerek etkinlik sağlanır. İlacın trakeaya damlatılması daha büyük hayvanlarda yaygın olarak uygulansa da, bunu 5 günlük bir sıçan yavrusunda kullanma konusundaki arıtmamız, burada vurgulamak istediğimiz yeniliktir.
Bu makalede, patolojik durumları simüle etmek için zararlı ajanların uygulanmasında ve yenidoğan tedavileri için ilaçların, antioksidanların, hücrelerin / kök hücrelerin lokal olarak uygulanmasında kullanılabilecek basit, minimal invaziv ve tekrarlanabilir bir yöntem sunulmaktadır.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Yazarların açıklayacak hiçbir şeyleri yoktur.
Acknowledgments
Bu çalışma kısmen NICHD'den AH'ye R01HD090887-01A1 tarafından desteklenmiştir. Yazarlar ayrıca Dr. Peter Mc Farlane'in laboratuvarı tarafından sağlanan inhalasyon anestezisi / ısıtma yastığı sistemi gibi olanakları da kabul etmektedir. Bayan Catherine Mayer'in sistemin kurulmasındaki değerli yardımı takdir edilmektedir. Finansman kuruluşu tarafından çalışmanın tasarımında, verilerin toplanmasında, analizinde ve yorumlanmasında veya makalenin yazılmasında hiçbir rol oynamamıştır.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Evans Blue dye | Sigma-Aldrich, St Louis, MO, USA | 314-13-6 | Confirmation of drug administration into lungs |
| Ketamine Hydrochloride | Hospira. Inc, Lake Forest, IL, USA | Dispensed from Animal care facility | For sedation |
| Operating Otoscope | Welch Allyn, Hillrom, Chicago, IL, USA | 21770- 3.5V | For visualization of vocal cords |
| Otoscope Rechargeable Handle | Welch Allyn, Hillrom, Chicago, IL, USA | 71050-C | |
| Pipette tip (Gel loading) | Fisherbrand | 02-707-139 | Administering the drug |
| Platform for restraining (inclined plane) | Animal care facility | Dispensed from Animal care facility | Wired roof of mice cage can be used |
| 3M Micropore Surgical White Paper (sticking tape) | 3M, St. Paul, MN, USA | 1530-2 | |
| Luer Lock SyringeSyringes (1 ml) | BD Franklin Lakes, NJ , USA | NBD2515 | Administering the drug |
| Xylazine | Hospira. Inc, Lake Forest, IL, USA | For sedation |
References
- Prakash, Y. S. Pulmonary Cell Biology Lab: Neonatal Lung Disease. Mayo Clinic. , Available from: https://www.mayo.edu/research/labs/pulmonary-cell-biology/projects/neonatal=lung-disease (2020).
- Martínez-Burnes, J., López, A., Lemke, K., Dobbin, G. Transoral intratracheal inoculation method for use with neonatal rats. Comparative Medicine. 51 (2), 134-137 (2001).
- Pinkerton, K. E., Crapo, J. D. Morphometry of the alveolar region of the lung. Toxicology of Inhaled Materials Handbook of Experimental Pharmacology. Witschi, H., Brain, J. D. 95, Springer, Berlin. 259-285 (1985).
- Nardiello, C., Mižíková, I., Morty, R. E. Looking ahead: where to next for animal models of bronchopulmonary dysplasia. Cell and Tissue Research. 367 (3), 457-468 (2017).
- Sugimoto, M., Ando, M., Senba, H., Tokuomi, H. Lung defenses in neonates: Effects of bronchial lavage fluids from adult and neonatal rabbits on superoxide production by their alveolar macrophages. Journal of the Reticuloendothelial Society. 27 (6), 595-606 (1980).
- Grayson, M. H., et al. Controls for lung dendritic cell maturation and migration during respiratory viral infection. Journal of Immunology. 179 (3), Baltimore, Md. 1438-1448 (2007).
- Moreira, A., et al. Intranasal delivery of human umbilical cord Wharton's jelly mesenchymal stromal cells restores lung alveolarization and vascularization in experimental bronchopulmonary dysplasia. Stem Cells Translational Medicine. 9 (2), 221-234 (2020).
- Bar-Haim, E., et al. Interrelationship between dendritic cell trafficking and Francisella tularensis dissemination following airway infection. PLoS Pathogens. 4 (11), 1000211 (2008).
- Linderholm, A. L., Franzi, L. M., Bein, K. J., Pinkerton, K. E., Last, J. A. A quantitative comparison of intranasal and intratracheal administration of coarse PM in the mouse. Integrative Pharmacology, Toxicology and Genotoxicology. 1 (1), 5-10 (2015).
- Guerra, K., et al. Intra-tracheal administration of a naked plasmid expressing stromal derived factor-1 improves lung structure in rodents with experimental bronchopulmonary dysplasia. Respiratory Research. 20 (1), 255 (2019).
- Thomas, R., et al. Influence of particle size on the pathology and efficacy of vaccination in a murine model of inhalational anthrax. Journal of Medical Microbiology. 59, Pt 12 1415-1427 (2010).
- Sakurai, R., et al. A combination of the aerosolized PPAR-γ agonist pioglitazone and a synthetic surfactant protein B peptide mimic prevents hyperoxia-induced neonatal lung injury in rats. Neonatology. 113 (4), 296-304 (2018).
- Rayamajhi, M., et al. Non-surgical intratracheal instillation of mice with analysis of lungs and lung draining lymph nodes by flow cytometry. Journal of Visualized Experiments. (51), e2702 (2011).
- Brain, J. D., Knudson, D. E., Sorokin, S. P., Davis, M. A. Pulmonary distribution of particles given by intratracheal instillation or by aerosol inhalation. Environmental Research. 11 (1), 13-33 (1976).
- Pritchard, J. N., et al. The distribution of dust in the rat lung following administration by inhalation and by single intratracheal instillation. Environmental Research. 36 (2), 268-297 (1985).
- Ruzinski, J. T., Skerrett, S. J., Chi, E. Y., Martin, T. R. Deposition of particles in the lungs of infant and adult rats after direct intratracheal administration. Laboratory Animal Science. 45 (2), 205-210 (1995).
- Sun, B., Curstedt, T., Song, G. W., Robertson, B. Surfactant improves lung function and morphology in newborn rabbits with meconium aspiration. Biology of the Neonate. 63 (2), 96-104 (1993).
- Nicholson, J. W., Kinkead, E. R. A simple device for intratracheal injections in rats. Laboratory Animal Science. 32 (5), 509-510 (1982).
- Carlon, M., et al. Efficient gene transfer into the mouse lung by fetal intratracheal injection of rAAV2/6.2. Molecular Therapy: The Journal of the American Society of Gene Therapy. 18 (12), 2130-2138 (2010).
- Chen, C. -M., Chen, Y. -J., Huang, Z. -H. Intratracheal Instillation of Stem Cells in Term Neonatal Rats. Journal of Visualized Experiments. (159), e61117 (2020).
- Reynolds, R. D. Preventing maternal cannibalism in rats. Science. 213 (4512), New York, N.Y. 1146 (1981).
- Park, C. M., Clegg, K. E., Harvey-Clark, C. J., Hollenberg, M. J. Improved techniques for successful neonatal rat surgery. Laboratory Animal Science. 42 (5), 508-513 (1992).
- Cleary, G. M., et al. Exudative lung injury is associated with decreased levels of surfactant proteins in a rat model of meconium aspiration. Pediatrics. 100 (6), 998-1003 (1997).
- Das, S., MacDonald, K., Chang, H. -Y. S., Mitzner, W. A simple method of mouse lung intubation. Journal of Visualized Experiments. (73), e50318 (2013).
- Oka, Y., et al. A reliable method for intratracheal instillation of materials to the entire lung in rats. Journal of Toxicologic Pathology. 19 (2), 107-109 (2006).
- Watanabe, A., Hashimoto, Y., Ochiai, E., Sato, A., Kamei, K. A simple method for confirming correct endotracheal intubation in mice. Laboratory Animals. 43 (4), 399-401 (2009).
- Kim, J. -S., et al. An automatic video instillator for intratracheal instillation in the rat. Laboratory Animals. 44 (1), 20-24 (2010).
- Lawrenz, M. B., Fodah, R. A., Gutierrez, M. G., Warawa, J. Intubation-mediated intratracheal (IMIT) instillation: a noninvasive, lung-specific delivery system. Journal of Visualized Experiments. (93), e52261 (2014).
- Ordodi, V. L., Mic, F. A., Mic, A. A., Sandesc, D., Paunescu, V. A simple device for intubation of rats. Lab Animal. 34 (8), 37-39 (2005).
- Cleary, G. M., Wiswell, T. E. Meconium-stained amniotic fluid and the meconium aspiration syndrome. An update. Pediatric Clinics of North America. 45 (3), 511-529 (1998).
- Vandivort, T. C., An, D., Parks, W. C. An improved method for rapid intubation of the trachea in mice. Journal of Visualized Experiments. (108), e53771 (2016).
- Litvin, D. G., Dick, T. E., Smith, C. B., Jacono, F. J. Lung-injury depresses glutamatergic synaptic transmission in the nucleus tractus solitarii via discrete age-dependent mechanisms in neonatal rats. Brain, Behavior, and Immunity. 70, 398-422 (2018).
- Spoelstra, E. N., et al. A novel and simple method for endotracheal intubation of mice. Laboratory Animals. 41 (1), 128-135 (2007).
- Kim, Y. E., et al. Intratracheal transplantation of mesenchymal stem cells simultaneously attenuates both lung and brain injuries in hyperoxic newborn rats. Pediatric Research. 80 (3), 415-424 (2016).
- Chang, Y. S., et al. Intratracheal transplantation of human umbilical cord blood-derived mesenchymal stem cells dose-dependently attenuate hyperoxia-induced lung injury in neonatal rats. Cell Transplantation. 20 (11-12), 1843-1854 (2011).
- Chang, Y. S., et al. Timing of umbilical cord blood derived mesenchymal stem cells transplantation determines therapeutic efficacy in the neonatal hyperoxic lung injury. PloS One. 8 (1), 52419 (2013).
- Mowat, V., Alexander, D. J., Pilling, A. M. A comparison of rodent and nonrodent laryngeal and tracheal bifurcation sensitivities in inhalation toxicity studies and their relevance for human exposure. Toxicologic Pathology. 45 (1), 216-222 (2017).
