Summary
טכניקה זו של החדרת תרופות ישירות לקנה הנשימה של מכרסמים יילודים חשובה לחקר ההשפעה של תרופות או ביולוגים מקומיים על מחלות ריאה בילודים. בנוסף, שיטה זו יכולה לשמש גם לגרימת פגיעה בריאה במודלים של בעלי חיים.
Abstract
טיפול במכרסם יילודים עם תרופות המוחדרות ישירות לקנה הנשימה יכול לשמש ככלי רב ערך לחקר ההשפעה של תרופה מקומית. יש לכך השפעה תרגומית ישירה מכיוון שחומרים פעילי שטח ותרופות ניתנים באופן מקומי לריאות. אף על פי שבספרות יש פרסומים רבים המתארים אינטובציה טרנס-אוראלית זעיר פולשנית של עכברים וחולדות בוגרים בניסויים טיפוליים, גישה זו בגורי חולדות יילודים לוקה בחסר. הגודל הקטן של אזור/לוע האורוטרכאלי אצל הגורים מקשה על הדמיה של לומן הגרון (מיתרי הקול), מה שתורם לשיעור ההצלחה המשתנה של אספקת תרופות תוך-רחמיות. אנו מדגימים בזאת אינטובציה אוראלית יעילה של גור חולדות יילודים - טכניקה שאינה טראומטית ומזערית פולשנית, כך שניתן להשתמש בה למתן סדרתי של תרופות. השתמשנו באוטוסקופ הפעלה עם מערכת תאורה ועדשה מגדלת כדי לדמיין את פתח קנה הנשימה של יילודי החולדות. לאחר מכן מחדירים את התרופה באמצעות מזרק 1 מ"ל המחובר לקצה פיפטה. הדיוק של שיטת המסירה הודגם באמצעות ניהול הצבע הכחול של אוונס. קל להכשיר שיטה זו והיא יכולה לשמש כדרך יעילה להחדיר סמים לקנה הנשימה. שיטה זו יכולה לשמש גם למתן אינוקולום או סוכנים כדי לדמות תנאי מחלה בבעלי חיים, וגם, עבור אסטרטגיות טיפול מבוססות תאים למחלות ריאה שונות.
Introduction
לילודים שנולדו בטרם עת יש ריאות מפותחות בצורה גרועה הדורשות טיפולים התערבותיים רבים כגון הנשמה ארוכת טווח. התערבויות אלה ממקמות את היילודים ששרדו בסיכון גבוה להמשךהבא 1. מודלים ניסיוניים של בעלי חיים משמשים ככלי חשוב בהדמיית מצבי מחלה שונים, בחקר הפתוביולוגיה של מחלות ובהערכת התערבויות טיפוליות. אף על פי שמגוון רחב של מודלים של בעלי חיים, מעכברים, חולדות וארנבות ועד כבשים וחזירים טרום-קדנציה זמינים, עכברים וחולדות הם הנפוצים ביותר.
היתרון העיקרי של שימוש בעכברים ובחולדות הוא תקופת ההיריון הקצרה יחסית והעלות המופחתת. הם גם זמינים בקלות, קלים לתחזוקה בסביבות נטולות מחלות, הומוגניים מבחינה גנטית ויש להם דאגה פחות אתית יחסית 2,3. יתרון מרכזי נוסף של מודל המכרסם הוא שבלידה הגור היילודי נמצא בשלב קנליקולרי/מוקדם מוקדם של התפתחות הריאה, אשר שווה מבחינה מורפולוגית לריאה של תינוק אנושי פג בן 24 שבועות שממשיך לפתח דיספלסיה ברונכופולמונרית4. בנוסף, ככל שהתפתחות הריאות שלהם מתקדמת במהירות להשלמה במהלך 4 השבועות הראשונים לחיים, ניתן לחקור את ההבשלה שלאחר הלידה של הריאה במסגרת זמן סבירה4. למרות יתרונות אלה, גודלם הקטן של העכברים וגורי החולדות הוא מקור לדאגה להתערבויות שונות, מה שמאלץ את רוב החוקרים להשתמש בבעלי חיים בוגרים ולא בגורים5. ריאות יילודים נמצאות בשלב התפתחותי והתגובה של יילוד לסוכן מסית שונה מזו של מבוגר. זה עושה את זה מתאים להשתמש במודלים של בעלי חיים יילודים כדי לחקור מצבים של מחלות יילודים אנושיות.
ישנן שיטות שונות למתן תרופות/ חומרים ביולוגיים לריאה. זה כוללהחדרה תוך-ורידית 6,7 או תוך-תאית 8,9,10 וכן שאיפת אירוסול 11,12. לכל גישה יש אתגרים טכניים משלה, יתרונות, כמו גם מגבלות13. מסלול תוך-נפשי של מתן חומרים טיפוליים עדיף לחקור את ההשפעה הטיפולית הישירה באיבר העוקף את ההשפעות המערכתיות. מסלול זה יכול לשמש גם לחקר הפתולוגיה של הריאות הנגרמת על ידי גורמים מסיתים. ישנן גם טכניקות פולשניות וגם זעיר פולשניות לעשות זאת והוא קל לביצוע במבוגרים. עם זאת, בגורים, בגלל גודלה הקטן של החיה, ישנם אתגרים טכניים הקשורים לתהליך האינטובציה. המחקר הנוכחי מציג שיטת החדרה תוך-רחמית פשוטה, עקבית ולא כירורגית (ITI) בגורי חולדות, שניתן להשתמש בה כדי לחקור את היעילות של התערבויות טיפוליות יילודיות שונות, כמו גם כדי ליצור מודלים של בעלי חיים המדמים מחלות נשימה בילודים.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
כל הניסויים אושרו על ידי הוועדה המוסדית לטיפול ושימוש בבעלי חיים (פרוטוקול # 2020-0035) באוניברסיטת קייס ווסטרן ריזרב. כל בעלי החיים טופלו בהתאם להנחיות ה-NIH לטיפול בחיות מעבדה ולשימוש בהן.
1. בעלי חיים
- להשיג באופן מסחרי חולדות ספראג דאולי בהריון.
- יש לשמור על בעלי חיים במתקן וטרינרי מאושר עם מחזור אור-חושך של 14 שעות ו-45-60% לחות יחסית.
2. הכנת מתחם בדיקה
- השתמש בצבע הכחול של אוונס כתרכובת הבדיקה כדי להעריך את היעילות של הליך ההחדרה התוך-צ'יאלי.
- מכינים תמיסה של 0.25% (w/v) של הצבע במי מלח עם חציצת פוספט (pH 7.2) ומסננים עיקור באמצעות מסנן מזרק של 0.45 מיקרומטר.
3. ניהול הרדמה
- מרדימים גורי חולדות באמצעות הרדמה בגז (3% איזופלורן ב-100% חמצן), באמצעות מערכת אספקה מותאמת המותאמת לילודים קטנים של חולדות.
- בדוק את אובדן רפלקסי הזנב והדוושה והנשימה הרדודה כדי להבטיח את עומק ההרדמה הנכון לביצוע ההליך.
4. החדרה תוך-מוחית (ITI)
- השתמשו בגורי חולדות ביום 5 שלאחר הלידה (PN 5) עבור ה-ITI. המשקל הממוצע של גור חולדה PN 5 הוא 12 גרם.
- לרסן את גור החולדה המרדים על פלטפורמה שטוחה משופעת באמצעות סרט תיוג מעבדה. הגור מרוסן בזווית של כ-45° בתנוחת השכיבה.
- פתחו את פיו של היילוד, ומשכו בעדינות את הלשון לצד אחד באמצעות מלקחיים קהים.
- השתמש בספקולום אוטוסקופ קטן בקוטר 2 מ"מ המחובר לאוטוסקופ כדי להחזיק את הלשון בעדינות ולהדמיה נכונה של הגרון.
- השתמשו במערכת תאורת הגרון, כלומר באוטוסקופ ההפעלה, ובעדשה המגדלת להדמיה נכונה של מיתרי הקול (איור 1).
- מקם את החיות בזווית של 45° במישור משופע. נעשה שימוש במכסים הקוויים של כלובי העכברים (איור 2).
הערה: מיקום החיה בזווית של 45° מספק הדמיה טובה יותר של פתח קנה הנשימה ללא הפרעה של האפיגלוטיס. - קחו לעצמכם קצה פיפטה ארוך זווית המשמש להעמסת ג'לים מערביים. חותכים את הבסיס של קצה הפיפטה באמצעות להב כירורגי כך שהוא מתאים היטב לקצה של מזרק 1 סמ"ק.
- השתמשו במזרק הסטרילי 1 מ"ל המותאם לקצה פיפטה בעל זווית ארוכה כדי להעביר 30-50 μL של החומר לריאה. הפכו את המזרק ושאפו כמעט 0.9 סמ"ק אוויר לתוך המזרק 1 מ"ל המחובר לקצה הפיפטה ואחריו הצבע או החומר שיש להעביר. זה מאפשר לאוויר שמאחורי הצבע להידחף לקנה הנשימה לאחר מתן הצבע כפי שמוצג באיור 3. הניהול התוך-מוחי מושג על ידי הדמיית לומן הגרון (מיתרי הקול) והחדרת קצה הפיפטה המותאם למזרק לתוך לומן קנה הנשימה.
- השתמש בספקולום של האוטוסקופ כדי להחזיק את הלשון ולחשוף את מיתרי הקול. ספקולום משרת את תפקיד הלהב של לרינגוסקופ. כופפו את קצה הפיפטה לזווית של 30° כדי לאפשר החדרה קלה של הסוכן דרך הספקולום בצורת חרוט לתוך פתח קנה הנשימה.
- הכניסו את קצה הפיפטה לפתח קנה הנשימה עד כדי כ-2 מ"מ מעבר למיתרי הקול. דחפו את הבוכנה של המזרק כדי לתת את הצבע או את התרופה דרך הספקולום של אוטוסקופ ההפעלה כפי שמוצג באיור 3. הכנסת אוויר לריאה זמן קצר לאחר מתן הסוכן מונעת מהחומר לחזור לחלל הגרון.
- לאחר מתן הגור עם הצבע או מי מלח רגילים, הניחו את הגורים על כרית חימום נוזלית משולבת במחזור הדם (38 מעלות צלזיוס) עד שתנועות הנשימה שלהם סדירות. לאחר התאוששות מלאה מהרדמה, לאחד מחדש את הגורים עם הסכר.
5. אפיון מסירת ITI
- לאחר ITI, הרדים את גורי החולדה על ידי מתן הרדמה מוגזמת (קטמין 100 מ"ג/ק"ג וקסילזין 10 מ"ג/ק"ג) / תיאופנטון ולאחר מכן אקסנגוויציה בזמן המתאים לאחר מתן. המתת חסד בוצעה כחלק מהניסוי לאיסוף רקמת ריאה כדי להדגים את היעילות.
- מאבטחים את גור החולדה המתים על לוח דיסקציה ומנגבים את החזה והבטן ב-70% אלכוהול אתילי.
- להערכת התפלגות הצבע לאורך הריאה, הסירו את הריאות מבעל החיים בטכניקה סטרילית והציגו את הריאות כמתאימות להדמיה (איור 4A,B).
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
ההחדרה של כחול אוונס חשפה התפלגות מולטיפוקלית של הצבע המערב את כל האונות הריאתיות (איור 4A,B). התוצאה שלנו כפי שמוצגת באיור 4 מדגימה את יעילות ההתפלגות לכל האונות. התמונה צולמה מיד לאחר ITI של הצבע לתוך קנה הנשימה. יעילות של 100% הושגה בהחדרת הצבע לקנה הנשימה ולאחר מכן התפשטותו לכל האונות משני הצדדים. צפוי כי הצבע יתפשט עוד יותר בתוך אונת הריאה. עם ניהול חוזר ונשנה, הצלחנו להבטיח 100% הצלחה בהעברת זה לריאה הן לאונות והן לכל האונות. הבטחנו ששום צבע לא יגיע לקיבה או מחוץ לריאות. זה מעיד על יעילות הטכניקה כמו 100% מתן לריאות. הרדמה איזופלורן אפשרה התאוששות מהירה יותר של הגורים לאחר ההליך.
גורי חולדה מהיום החמישי סבלו את ההליך הזה ולקח להם פחות מ -5 דקות לבצע לאחר הרדמה. חלק מבעלי החיים אמנם פיתחו דום נשימה חולף, אך חזרו לדפוס הנשימה הרגיל תוך מספר דקות.
איור 1: רכיבי אוטוסקופ. (A) מקור הספק 2.5 V (B) עדשה מגדילה (C) טרנסילומינטור (D) ספקולום. אנא לחץ כאן כדי להציג גרסה גדולה יותר של נתון זה.
איור 2: מיקום החיה. מיקום החיות בזווית של 45° סיפק הדמיה טובה יותר של פתח קנה הנשימה ללא הפרעה של האפיגלוטיס. אנא לחץ כאן כדי להציג גרסה גדולה יותר של נתון זה.
איור 3: החדרה תוך-צ'אלית. הדמיה של פתח קנה הנשימה באמצעות מערכת תאורת גרון/ אוטוסקופית כדי להשיג העברה ישירה לריאות. אנא לחץ כאן כדי להציג גרסה גדולה יותר של נתון זה.
איור 4: החדרת ITI והכתמת אוונס בכחול. (A) החדרת ITI מעבירה את הצבע בכל הריאות. ניתן לראות את הצבע מופץ לשתי האונות של הריאה כפי שמצוין על ידי החץ השחור. היעדר צבע בבטן מאשר את הצלחת הטכניקה (חץ אדום). (B) ריאות של גורי חולדות שהוטמעו ב-50 מיקרול'ל של 0.25% צבע כחול של אוונס. אנא לחץ כאן כדי להציג גרסה גדולה יותר של נתון זה.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
החדרה תוך-רחמית היא שיטה מצוינת המציעה מספר יתרונות על פני השיטות הקיימות להתערבויות במחלות בדרכי הנשימה, כמו גם לפיתוח מודל המחלה. זוהי שיטה מהירה ועם ניסיון, ניתן לבצע במהירות ממוצעת של 2-3 דקות לכל חיה. השיקולים המרכזיים לאינטובציה מוצלחת הם הרגעה נכונה של החיה, זהו מיקום נכון, במיוחד הראש, כמו גם עומק מדויק של מיקום / גודל הספקולולה בלוע. הרגעה נכונה תאפשר מספיק זמן עבודה למפעילים, במיוחד למתחילים. מיקום החיה בזווית של 45° חשוב להדמיה נכונה של מיתרי הקול. מיקום הספקולום בעומק הנכון מסייע בנסיגה של הלשון לאורך כל ההליך אשר שוב מאפשר הדמיה טובה של מיתרי הקול. צוות של שני אנשים יכול בקלות לתאם את העבודה הזו. אחד יכול לתאם את ההרדמה והכליאה של בעלי חיים ואילו השני יכול להתמודד עם ההחדרה. החלק המאתגר ביותר מבחינה טכנית של ITI הוא האינטובציה הנכונה לקנה הנשימה. הצלחת הטכניקה מאושרת על ידי מתן צבע בעקבות אינטובציה. חשוב מאוד לאשר את השלב הראשוני של אינטובציה נכונה, שכן יש סיכוי טוב שהצינורות יחליקו לוושט וכתוצאה מכך יועבר החומר לקיבה, ולא לריאה.
החלק היחיד שיש להיזהר ממנו הוא הטראומה הפוטנציאלית הקשורה לשילוב שגוי. כמו כן, יש להיות עדינים וזהירים מאוד על מנת להימנע מחדירה דרך קנה הנשימה או הרקמה המקיפה את מיתרי הקול. כמו כן מומלץ לא לבצע ITI אם היו 2 או 3 פספוסים2.
ישנם מסלולים שונים למתן תרופות/חומרים ביולוגיים כאשר לכל אחד מהם יש יתרונות וחסרונות מובנים משלו. בחירת השיטה מבוססת בעיקרה על מטרות המחקר ואופי ההתערבות. הן החדרה תוך-ורידית והן טכניקות אירוסוליזציה מעבירות חומרים לדרכי הנשימה העליונות כמו גם לריאות. זה מועיל מחקרים המערבים דרכי הנשימה העליונות 13,21 עם זאת, העברת חומר לריאות אינה אמינה. בנוסף, בליעה, התעטשות ושיעורי הנשימה המשתנים עלולים להוביל לחוסר עקביות במינונים המועברים. עם זאת, התכונות הפיזיקוכימיות של חומרים מסוימים משפיעות על האירוסוליזציה היעילה שלהם15. חוקרים משתמשים בחיסון תוך-מוחי כדי לעקוף את הבעיה הזו, אשר ללא קשר לגודל החלקיקים ולצמיגותם, מעבירה אינוקולום/תרופות ישירות לריאות23.
שתי שיטות ההעברה התוך-תוך-כאליות העיקריות כוללות14,15 תוך-אוראלי טרנסאורלי והחדרה טרנס-טרכאלית עם או בלי קנה הנשימה16,17. ITI הוא הליך שבו מגוון רחב של מינוני טיפול ניתן לתת למספר רב של בעלי חיים במהירות, לאחר מאומן18. בעוד החדרה תוך-תוך-תאית טרנס-אוראלית משמשת באופן שגרתי בחולדות בוגרות, הטכניקה הפולשנית יותר כגון חתך כירורגי נדרשה בילודים 16,19,20. חוקרים עדיין נמנעים משימוש בטכניקת ITI טרנס-אוראלית זו בגורים בגלל מספר סיבות. גודלו הקטן של מכרסם היילודים מקשה על ההדמיה של לומן הגרון יחד עם הצלחה גרועה באינטובציה. כמו כן, לא ניתן להשתמש בלרינגוסקופ המתכתי המסורתי המשמש ל- ITI במבוגרים בילודים בגלל גודלו הקטן של חלל הפה ורקמות הרירית השבריריות 16,18,10. ספקולום וצנתרים קטנים יותר נדרשים כדי לראות את חלל הגרון ולהעביר את הטיפולים/ החומרים לריאה. המפעיל חייב להיות מיומן מאוד כדי להשיג זאת. לבסוף, התאוששות מהרדמה, היפותרמיה, דחייה אימהית וקניבליזם יוצרים בעיות נוספות להחלמה ולהישרדות של יילודים חולדות21,22. המחקר שלנו השתמש בהרדמה בגז ולאחר מכן בהתאוששות ברפידות חימום והתאחדות עם סכרי הנקה. זה מונע בעיות הקשורות להיפותרמיה, דחייה אימהית או קניבליזם. רבים ממחקרי ההתערבות הלא-כירורגית כוללים אינטובציה עיוורת של קנה הנשימה דרך חלל הפה. זה במיוחד לא מקובל במקרה של סמים שבו ההשפעה עלולה להחמיץ אם היא מוחדרת בטעות לוושט. במחקר זה, פתח קנה הנשימה מודגם באמצעות אוטוסקופ וקצה פיפטה מכופף מעט מוחדר ישירות לקנה הנשימה כדי להעביר את החומר, הצבע במקרה זה. הטכניקה שלנו מדגימה דרך יעילה למתן התרופה לקנה הנשימה של גור חולדה קטן.
התהליך של ITI, הוא שיטה אמינה כאשר היא מבוצעת לאחר אימון קפדני. לאחר האימון ניתן לעשות זאת במהירות וביעילות כמו במכרסמים בוגרים 13,24,25. את ההחדרה האנדוטרכאלית הנכונה ניתן לאשר על ידי מספר שיטות כולל הצבע או התנועה הנוזלית בצינור או במזרק 26,27,28. כפי שניתן לדמיין את פתיחת קנה הנשימה בשיטה זו, הפספוסים הם פחותים מאוד. דום נשימה נצפה בכמה גורים מיד לאחר ITI אשר התאושש באופן ספונטני18,29. שימוש באוטוסקופ יחד עם הספקולום הקטן ביותר שימש כהתאמה מושלמת לחלל הפה הקטן של חולדהילודים 18. תוצאות מחקר זה הצביעו על כך שהחומר יכול להיות מועבר באופן עקבי לכל האונות של הריאה כפי שאושר על ידי לוקליזציה של צבע. לשיטה זו תהיה משמעות רבה במחקרים ניסיוניים שבהם חולדות יילודים נדרשות לחקות באופן אמין מחלות ריאה בילודים 30,31,32. טכניקה זו יכולה לשמש גם לביצוע מחקרי תפקודי ריאות33 וכן למחקרי השתלת תאים/ תאי גזע 34,35,36 אשר משתמשים כיום בהתערבויות כירורגיות ועלולים להציק לגורים.
טכניקה זו תורמת גם לעקרונות העידון וההפחתה במחקר בבעלי חיים. שיטה זו משמשת כחלופה להזרקה תוך-מוחית ישירה עם מחט שהיא טכניקה עיוורת והיא פולשנית מכיוון שהיא חודרת את קנה הנשימה וגורמת לכאב ולדימום. בניגוד גמור טכניקה זו משמשת להפחתת הכאב תוך זיקוק הכנסת תרופה לקנה הנשימה, השגת הפחתה מיידית של כאב וסבל, ושיפור רווחתם של בעלי החיים המעורבים במחקר37. בנוסף, מתן התרופה לקנה הנשימה הוא הדמיה ישירה הבטחת יעילות. למרות שהחדרת סמים לקנה הנשימה נהוגה באופן נרחב בבעלי חיים גדולים יותר, העידון שלנו להשתמש בו בגור חולדה בן 5 ימים הוא החידוש שהיינו רוצים להדגיש כאן.
מאמר זה מציע שיטה פשוטה, זעיר פולשנית וניתנת לשחזור, אשר יכולה לשמש למתן חומרים מזיקים על מנת לדמות מצבים פתולוגיים וכן למתן מקומי של תרופות, נוגדי חמצון, תאים / תאי גזע לטיפולים בילודים.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
למחברים אין מה לחשוף.
Acknowledgments
עבודה זו נתמכה בחלקה על ידי R01HD09090887-01A1 מ- NICHD ל- AH. המחברים מכירים גם במתקנים שמספקת המעבדה של ד"ר פיטר מק'פרלן, כגון הרדמה בשאיפה / מערכת כרית חימום. עזרתה החשובה של גב ' קתרין מאייר בהקמת המערכת מוערכת. לא מילא כל תפקיד על ידי הגוף המממן בתכנון המחקר, האיסוף, הניתוח והפרשנות של הנתונים או בכתיבת כתב היד.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Evans Blue dye | Sigma-Aldrich, St Louis, MO, USA | 314-13-6 | Confirmation of drug administration into lungs |
| Ketamine Hydrochloride | Hospira. Inc, Lake Forest, IL, USA | Dispensed from Animal care facility | For sedation |
| Operating Otoscope | Welch Allyn, Hillrom, Chicago, IL, USA | 21770- 3.5V | For visualization of vocal cords |
| Otoscope Rechargeable Handle | Welch Allyn, Hillrom, Chicago, IL, USA | 71050-C | |
| Pipette tip (Gel loading) | Fisherbrand | 02-707-139 | Administering the drug |
| Platform for restraining (inclined plane) | Animal care facility | Dispensed from Animal care facility | Wired roof of mice cage can be used |
| 3M Micropore Surgical White Paper (sticking tape) | 3M, St. Paul, MN, USA | 1530-2 | |
| Luer Lock SyringeSyringes (1 ml) | BD Franklin Lakes, NJ , USA | NBD2515 | Administering the drug |
| Xylazine | Hospira. Inc, Lake Forest, IL, USA | For sedation |
References
- Prakash, Y. S. Pulmonary Cell Biology Lab: Neonatal Lung Disease. Mayo Clinic. , Available from: https://www.mayo.edu/research/labs/pulmonary-cell-biology/projects/neonatal=lung-disease (2020).
- Martínez-Burnes, J., López, A., Lemke, K., Dobbin, G. Transoral intratracheal inoculation method for use with neonatal rats. Comparative Medicine. 51 (2), 134-137 (2001).
- Pinkerton, K. E., Crapo, J. D. Morphometry of the alveolar region of the lung. Toxicology of Inhaled Materials Handbook of Experimental Pharmacology. Witschi, H., Brain, J. D. 95, Springer, Berlin. 259-285 (1985).
- Nardiello, C., Mižíková, I., Morty, R. E. Looking ahead: where to next for animal models of bronchopulmonary dysplasia. Cell and Tissue Research. 367 (3), 457-468 (2017).
- Sugimoto, M., Ando, M., Senba, H., Tokuomi, H. Lung defenses in neonates: Effects of bronchial lavage fluids from adult and neonatal rabbits on superoxide production by their alveolar macrophages. Journal of the Reticuloendothelial Society. 27 (6), 595-606 (1980).
- Grayson, M. H., et al. Controls for lung dendritic cell maturation and migration during respiratory viral infection. Journal of Immunology. 179 (3), Baltimore, Md. 1438-1448 (2007).
- Moreira, A., et al. Intranasal delivery of human umbilical cord Wharton's jelly mesenchymal stromal cells restores lung alveolarization and vascularization in experimental bronchopulmonary dysplasia. Stem Cells Translational Medicine. 9 (2), 221-234 (2020).
- Bar-Haim, E., et al. Interrelationship between dendritic cell trafficking and Francisella tularensis dissemination following airway infection. PLoS Pathogens. 4 (11), 1000211 (2008).
- Linderholm, A. L., Franzi, L. M., Bein, K. J., Pinkerton, K. E., Last, J. A. A quantitative comparison of intranasal and intratracheal administration of coarse PM in the mouse. Integrative Pharmacology, Toxicology and Genotoxicology. 1 (1), 5-10 (2015).
- Guerra, K., et al. Intra-tracheal administration of a naked plasmid expressing stromal derived factor-1 improves lung structure in rodents with experimental bronchopulmonary dysplasia. Respiratory Research. 20 (1), 255 (2019).
- Thomas, R., et al. Influence of particle size on the pathology and efficacy of vaccination in a murine model of inhalational anthrax. Journal of Medical Microbiology. 59, Pt 12 1415-1427 (2010).
- Sakurai, R., et al. A combination of the aerosolized PPAR-γ agonist pioglitazone and a synthetic surfactant protein B peptide mimic prevents hyperoxia-induced neonatal lung injury in rats. Neonatology. 113 (4), 296-304 (2018).
- Rayamajhi, M., et al. Non-surgical intratracheal instillation of mice with analysis of lungs and lung draining lymph nodes by flow cytometry. Journal of Visualized Experiments. (51), e2702 (2011).
- Brain, J. D., Knudson, D. E., Sorokin, S. P., Davis, M. A. Pulmonary distribution of particles given by intratracheal instillation or by aerosol inhalation. Environmental Research. 11 (1), 13-33 (1976).
- Pritchard, J. N., et al. The distribution of dust in the rat lung following administration by inhalation and by single intratracheal instillation. Environmental Research. 36 (2), 268-297 (1985).
- Ruzinski, J. T., Skerrett, S. J., Chi, E. Y., Martin, T. R. Deposition of particles in the lungs of infant and adult rats after direct intratracheal administration. Laboratory Animal Science. 45 (2), 205-210 (1995).
- Sun, B., Curstedt, T., Song, G. W., Robertson, B. Surfactant improves lung function and morphology in newborn rabbits with meconium aspiration. Biology of the Neonate. 63 (2), 96-104 (1993).
- Nicholson, J. W., Kinkead, E. R. A simple device for intratracheal injections in rats. Laboratory Animal Science. 32 (5), 509-510 (1982).
- Carlon, M., et al. Efficient gene transfer into the mouse lung by fetal intratracheal injection of rAAV2/6.2. Molecular Therapy: The Journal of the American Society of Gene Therapy. 18 (12), 2130-2138 (2010).
- Chen, C. -M., Chen, Y. -J., Huang, Z. -H. Intratracheal Instillation of Stem Cells in Term Neonatal Rats. Journal of Visualized Experiments. (159), e61117 (2020).
- Reynolds, R. D. Preventing maternal cannibalism in rats. Science. 213 (4512), New York, N.Y. 1146 (1981).
- Park, C. M., Clegg, K. E., Harvey-Clark, C. J., Hollenberg, M. J. Improved techniques for successful neonatal rat surgery. Laboratory Animal Science. 42 (5), 508-513 (1992).
- Cleary, G. M., et al. Exudative lung injury is associated with decreased levels of surfactant proteins in a rat model of meconium aspiration. Pediatrics. 100 (6), 998-1003 (1997).
- Das, S., MacDonald, K., Chang, H. -Y. S., Mitzner, W. A simple method of mouse lung intubation. Journal of Visualized Experiments. (73), e50318 (2013).
- Oka, Y., et al. A reliable method for intratracheal instillation of materials to the entire lung in rats. Journal of Toxicologic Pathology. 19 (2), 107-109 (2006).
- Watanabe, A., Hashimoto, Y., Ochiai, E., Sato, A., Kamei, K. A simple method for confirming correct endotracheal intubation in mice. Laboratory Animals. 43 (4), 399-401 (2009).
- Kim, J. -S., et al. An automatic video instillator for intratracheal instillation in the rat. Laboratory Animals. 44 (1), 20-24 (2010).
- Lawrenz, M. B., Fodah, R. A., Gutierrez, M. G., Warawa, J. Intubation-mediated intratracheal (IMIT) instillation: a noninvasive, lung-specific delivery system. Journal of Visualized Experiments. (93), e52261 (2014).
- Ordodi, V. L., Mic, F. A., Mic, A. A., Sandesc, D., Paunescu, V. A simple device for intubation of rats. Lab Animal. 34 (8), 37-39 (2005).
- Cleary, G. M., Wiswell, T. E. Meconium-stained amniotic fluid and the meconium aspiration syndrome. An update. Pediatric Clinics of North America. 45 (3), 511-529 (1998).
- Vandivort, T. C., An, D., Parks, W. C. An improved method for rapid intubation of the trachea in mice. Journal of Visualized Experiments. (108), e53771 (2016).
- Litvin, D. G., Dick, T. E., Smith, C. B., Jacono, F. J. Lung-injury depresses glutamatergic synaptic transmission in the nucleus tractus solitarii via discrete age-dependent mechanisms in neonatal rats. Brain, Behavior, and Immunity. 70, 398-422 (2018).
- Spoelstra, E. N., et al. A novel and simple method for endotracheal intubation of mice. Laboratory Animals. 41 (1), 128-135 (2007).
- Kim, Y. E., et al. Intratracheal transplantation of mesenchymal stem cells simultaneously attenuates both lung and brain injuries in hyperoxic newborn rats. Pediatric Research. 80 (3), 415-424 (2016).
- Chang, Y. S., et al. Intratracheal transplantation of human umbilical cord blood-derived mesenchymal stem cells dose-dependently attenuate hyperoxia-induced lung injury in neonatal rats. Cell Transplantation. 20 (11-12), 1843-1854 (2011).
- Chang, Y. S., et al. Timing of umbilical cord blood derived mesenchymal stem cells transplantation determines therapeutic efficacy in the neonatal hyperoxic lung injury. PloS One. 8 (1), 52419 (2013).
- Mowat, V., Alexander, D. J., Pilling, A. M. A comparison of rodent and nonrodent laryngeal and tracheal bifurcation sensitivities in inhalation toxicity studies and their relevance for human exposure. Toxicologic Pathology. 45 (1), 216-222 (2017).
