Эта техника закапывания лекарств непосредственно в трахею новорожденных грызунов важна при изучении влияния местно вводимых препаратов или биологических препаратов на заболевания легких новорожденных. Кроме того, этот метод также может быть использован для индуцирования повреждения легких на животных моделях.
Лечение неонатальных грызунов препаратами, закапываемыми непосредственно в трахею, может служить ценным инструментом для изучения влияния местного препарата. Это оказывает прямое трансляционное воздействие, потому что поверхностно-активное вещество и лекарства вводятся локально в легкие. Хотя в литературе есть много публикаций, описывающих минимально инвазивную трансоральную интубацию взрослых мышей и крыс в терапевтических экспериментах, этот подход у детенышей неонатальных крыс отсутствует. Небольшой размер оротрахеальной области / глотки у щенков затрудняет визуализацию просвета гортани (голосовых связок), способствуя переменной скорости успеха внутритрахеальной доставки лекарств. Настоящим мы демонстрируем эффективную пероральную интубацию новорожденного крысиного щенка – методику, которая является нетравматичной и малоинвазивной, так что ее можно использовать для серийного введения препаратов. Мы использовали операционный отоскоп с системой освещения и увеличительной линзой для визуализации трахеального отверстия новорожденных крыс. Затем препарат закапывают с помощью шприца объемом 1 мл, соединенного с наконечником пипетки. Точность метода доставки была продемонстрирована с использованием введения синего красителя Эванса. Этот метод легко обучить и может служить эффективным способом введения лекарств в трахею. Этот метод также может быть использован для введения инокулята или агентов для моделирования болезненных состояний у животных, а также для клеточных стратегий лечения различных заболеваний легких.
Новорожденные, рожденные преждевременно, имеют плохо развитые легкие, требующие многих интервенционных методов лечения, таких как долгосрочная вентиляция. Эти вмешательства подвергают выживших новорожденных высокому риску последующих последствий1. Экспериментальные модели на животных служат важным инструментом в моделировании различных болезненных состояний, изучении патобиологии заболеваний и оценке терапевтических вмешательств. Несмотря на то, что доступен широкий спектр моделей животных от мышей, крыс и кроликов до преждевременных ягнят и свиней, мыши и крысы являются наиболее используемыми.
Основным преимуществом использования мышей и крыс являются относительно короткий период беременности и снижение стоимости. Они также легко доступны, просты в обслуживании в свободной от болезней среде, генетически однородны и имеют относительноменьшую этическую озабоченность 2,3. Другим важным преимуществом модели грызуна является то, что при рождении неонатальный щенок находится на поздней каналикулярной / ранней мешковидной стадии развития легких, которая морфологически эквивалентна легкому 24-недельного недоношенного неонатального младенца, у которого развивается бронхолегочная дисплазия4. Кроме того, поскольку их развитие легких быстро прогрессирует до завершения в течение первых 4 недель жизни, возможно изучить послеродовое созревание легких в разумные сроки4. Несмотря на эти преимущества, небольшой размер мышей и крысиных детенышей является источником беспокойства для различных вмешательств, что вынуждает большинство исследователей использовать взрослых животных, а не щенков5. Легкие новорожденных находятся в стадии развития, и реакция новорожденного на подстрекательский агент отличается от реакции взрослого человека. Это делает целесообразным использование неонатальных животных моделей для изучения состояний неонатальных заболеваний человека.
Существуют различные методы введения лекарств / биологических агентов в легкие. Это включает интраназальную 6,7 или интратрахеальную 8,9,10 инстилляцию, а также аэрозольную ингаляцию11,12. Каждый подход имеет свои технические проблемы, преимущества, а также ограничения13. Внутритрахеальный путь введения терапевтических средств предпочтительнее для изучения прямого терапевтического воздействия на орган в обход системных эффектов. Этот путь также может быть использован для изучения патологии легких, вызванной подстрекательскими агентами. Существуют как инвазивные, так и минимально инвазивные методы для этого, и их легко выполнить у взрослых. Однако у детенышей из-за небольших размеров животного возникают технические проблемы, связанные с процессом интубации. В настоящем исследовании представлен простой, последовательный, нехирургический метод интратрахеальной инстилляции (ITI) у детенышей крыс, который может быть использован для изучения эффективности различных неонатальных терапевтических вмешательств, а также для создания моделей на животных, имитирующих респираторные заболевания новорожденных.
Интратрахеальная инстилляция является отличным методом, который предлагает несколько преимуществ по сравнению с существующими методами вмешательства в респираторные заболевания, а также разработкой модели заболевания. Это быстрый метод и с опытом, может быть выполнен со средней ско…
The authors have nothing to disclose.
Эта работа была частично поддержана R01HD090887-01A1 от NICHD до AH. Авторы также признают возможности, предоставляемые лабораторией доктора Питера Мак-Фарлейна, такие как ингаляционная анестезия / система грелок. Мы высоко ценим ценную помощь г-жи Кэтрин Майер в создании этой системы. Финансирующий орган не играл никакой роли в разработке исследования, сборе, анализе и интерпретации данных или в написании рукописи.
Evans Blue dye | Sigma-Aldrich, St Louis, MO, USA | 314-13-6 | Confirmation of drug administration into lungs |
Ketamine Hydrochloride | Hospira. Inc, Lake Forest, IL, USA | Dispensed from Animal care facility | For sedation |
Operating Otoscope | Welch Allyn, Hillrom, Chicago, IL, USA | 21770- 3.5V | For visualization of vocal cords |
Otoscope Rechargeable Handle | Welch Allyn, Hillrom, Chicago, IL, USA | 71050-C | |
Pipette tip (Gel loading) | Fisherbrand | 02-707-139 | Administering the drug |
Platform for restraining (inclined plane) | Animal care facility | Dispensed from Animal care facility | Wired roof of mice cage can be used |
3M Micropore Surgical White Paper (sticking tape) | 3M, St. Paul, MN, USA | 1530-2 | |
Luer Lock SyringeSyringes (1 ml) | BD Franklin Lakes, NJ , USA | NBD2515 | Administering the drug |
Xylazine | Hospira. Inc, Lake Forest, IL, USA | For sedation |