Summary
Automatisert ganganalyse er et mulig verktøy for å evaluere funksjonell gjenoppretting i gnagermodeller av perifer nerveskade og ryggmargskontusjonsskade. Selv om det bare krever ett oppsett for å vurdere lokomotorisk funksjon i ulike eksperimentelle modeller, er omhyggelig hard- og soft-ware justering og trening av dyrene svært viktig.
Abstract
Perifere og sentrale nerveskader studeres for det meste hos gnagere, spesielt rotter, gitt det faktum at disse dyremodellene er både kostnadseffektive og mange komparative data har blitt publisert i litteraturen. Dette inkluderer en rekke vurderingsmetoder for å studere funksjonell gjenoppretting etter nerveskade og reparasjon. Foruten evaluering av nerveregenerering ved hjelp av histologi, elektrofysiologi og andre in vivo- og in vitro-vurderingsteknikker, er funksjonell gjenoppretting det viktigste kriteriet for å bestemme graden av nevrale regenerering. Automatisert ganganalyse tillater registrering av en stor mengde gangartrelaterte parametere som Paw Print Area og Paw Swing Speed, samt tiltak for inter-lem koordinering. I tillegg gir metoden digitale data om rottenes poter etter nevronal skade og under nerveregenerering, og legger til vår forståelse av hvordan perifere og sentralnerveskader påvirker deres lokomotoriske oppførsel. Foruten den overveiende brukte isjiasnerveskademodellen, kan andre modeller av perifer nerveskade som lårnerven studeres ved hjelp av denne metoden. I tillegg til skader i perifere nervesystemer, kan lesjoner i sentralnervesystemet, for eksempel ryggmargskontusjon, evalueres. Gyldig og reproduserbar datavurdering er sterkt avhengig av omhyggelig justering av innstillingene for hardt og programvare før datainnhenting. I tillegg er riktig opplæring av de eksperimentelle dyrene av avgjørende betydning. Dette arbeidet tar sikte på å illustrere bruken av datastyrt automatisert ganganalyse for å vurdere funksjonell utvinning i ulike dyremodeller av perifer nerveskade samt ryggmargskontusjonsskade. Det understreker også metodens begrensninger, for eksempel evaluering av nerveregenerering hos rotter med isjiasnervevektose på grunn av begrenset funksjonell gjenoppretting. Derfor er denne protokollen antatt å hjelpe forskere som er interessert i perifere og sentralnerveskader for å vurdere funksjonell gjenoppretting i gnagermodeller.
Introduction
Skader på perifert og sentralnervesystemet studeres ofte hos gnagere, noe som resulterer i en stor mengde komparative data om løpet av nerveskade, reparasjon eller nevrobeskyttelse for å motvirke ytterligere sekundære skader og regenerering1,2,3. Utfallet av eksperimentelle behandlingsstrategier i gnagermodeller kan vurderes ved en rekke teknikker som histologi, immunohistokjemi, elektrofysiologi og bildeteknikker som røntgenmikrotomografi (μCT), men det viktigste kriteriet for å bestemme suksessen til en behandling er - som hos menneskelige pasienter - graden av funksjonellgjenoppretting 4,5. De første studiene som undersøker lokomotorisk ytelse hos gnagere dateres tilbake til 1940-tallet6,7,8. Rotter og mus ble utsatt for en stor mengde studier som undersøkte deres lokomotoriske oppførsel i de følgendetiårene 9,10,11. I dag finnes det et bredt spekter av vurderingsteknikker for gnagermodeller av perifere og sentrale nerveskader, alt fra gangsporanalyse med blekk og papir12,13,14 over ankel- og gangart kinematikk15,16,17 til maskinlæring forbedrede metoder, noe som gir mulighet for kompleks estimering av gangart, lem og felles baner18,19.
Datastyrt automatisert ganganalyse (AGA) brukes til å evaluere lokomotorisk funksjon etter perifere og sentralnerveskader og potensiell eksperimentell behandling av slike skader. Enheten består hovedsakelig av en glassgangvei og en lyskilde som lyser gnagerens poteutskrifter i korrelasjon med trykket som overskrides av dem. Disse dataene datastyres deretter for å beregne et bredt utvalg av statiske og dynamiske parametere. Ifølge Deumens kan disse parametrene videre deles inn i kategoriene generelle parametere, smerterelaterte parametere samt koordineringsrelaterte parametere forgangart 20 (tabell 1). Muligheten for AGA for å oppdage endringer i gangart atferd har blitt bevist i ulike dyremodeller av perifer nerveskade (PNI)21, for eksempel isjiasnerven20,lårnerven22, og median nerve23,24. Det brukes også rutinemessig til å vurdere lokomotorisk funksjon hos rotter med sentralnerveskader, for eksempelslag 25 eller ryggmargskontusjon26. Metodens fremskritt ligger i den store mengden sammenlignbare data og dens mulighet til å registrere en mengde parametere knyttet til gangart27. Dette papiret tar sikte på å gi forskere som er interessert i dyremodeller av PNI og ryggmargsskade (SCI) en detaljert og praktisk retningslinje for å vurdere lokomotorisk funksjon i slike modeller.
| Kategori | Parameteren | Beskrivelse | |
| Generelle parametere for gangart | Utskriftsområde (avstandsenhet) | Område av pote utskrift | |
| Utskriftslengde (avstandsenhet) | Lengden på poteutskriften | ||
| Støttebase (BoS) (avstandsenhet) | Avstand mellom de to bak- eller fremre potene | ||
| Løpelengde (avstandsenhet) | Avstand mellom to påfølgende plasseringer av en pote | ||
| Smerterelaterte parametere for gangart | Svingtid (er) | Varighet av svingfasen | |
| Ståtid (er) | Varighet av holdningsfasen | ||
| Gjennomsnittlig poteutskriftsintensitet (vilkårlig enhet) | Gjennomsnittlig iIntensity av poten print i løpet av holdningsfasen | ||
| Koordineringsrelaterte parametere for gangart | Normale trinn sekvens mønstre (NSSP) | Spesifikke sekvenser av poteplasseringer under en trinnsyklus | |
| Fase dispersjoner (%) | Timelige forskjeller mellom trinnsyklusene til to spesifikke poter | ||
| Regularitetsindeks (RI) (%) | Kvantifisering av interlimb koordinering ved å dele mengden feilfri NSSP ganger 4 med det totale antallet poteplassering i løpet av ett trinn syklus | ||
Tabell 1: Parametere for gangart som kan vurderes med den automatiserte ganganalysen. Kategoriene der parametrene er klassifisert er valgt i henhold til Deumens et al.20.
Protocol
Den eksperimentelle protokollen for alle eksperimenter ble godkjent på forhånd av Animal Protocol Review Board of the City Government of Vienna. Alle prosedyrer ble utført i full overensstemmelse med Helsinki-erklæringen om dyrs rettigheter og veiledningen for omsorg og bruk av laboratoriedyr ved National Institutes of Health.
1. Dyrehus
- Hus hannrotter (Lewis eller Sprague Dawley) veier 250-300 g under en 12 t lys / mørk syklus med ad libitum tilgang til mat og vann.
- Kontroller både romtemperatur (vedlikeholdt ved 20–22 °C) og fuktighet (45 %–65 %) for tilstrekkelig dyrehus. For dette arbeidet ble mannlige Lewis (PNIer) og Sprague Dawley (SCI) rotter brukt.
- Gi et nytt, rengjort bur to ganger i uken. Husrotter i grupper på to eller tre og overvåker nøye deres sosiale oppførsel og interaksjon. La rottene en akklimatiseringsperiode på minst 1 uke før noen kirurgisk prosedyre eller funksjonell testing.
MERK: Rotter krever minst 5 dager med daglig trening på ganganalyseapparatet før operasjonen, så beregn minst 2 uker mellom ankomsten av rotter på anlegget og de planlagte dataene for eksperimentell kirurgi28.
2. Induksjon av nerveskade
MERK: Bruk personlig verneutstyr som kirurgisk kappe, hansker og maske. I tilfelle en steril kirurgisk kjole ikke er tilgjengelig, er en ren, hvitvasket labfrakk også tilstrekkelig. Med mindre det blir forurenset, trenger kjolen eller frakken ikke endres mellom dyr, men mellom operasjonsøkter. Bruk av sterile kirurgiske hansker anbefales. I tilfelle slike hansker ikke er tilgjengelige, kan undersøkelseshansker også brukes, men bør vaskes før operasjonen ved hjelp av kirurgisk desinfeksjonsmiddel. Hansker bør skiftes mellom dyr.
- På operasjonsdagen, prøv å minimere mengden stress til dyrene, da dette kan forstyrre anestesi, for eksempel, vil dyr kreve høyere doser av anestetika.
- På operasjonsdagen injiserer du 0,05 mg Buprenorfin/kg kroppsvekt i suspensjon med 100-200 μL 0,9 % NaCl subkutant ved hjelp av en 25 G kanula 1 time før operasjonen for å gi pre- og interoperativ analgesi. Hvis det ikke er angitt noe annet, er rottens flanke det foretrukne injeksjonsstedet.
- Bedøve rotter ved å plassere dem i en anestesi induksjonskammer koblet til en sevofluran fordamper og en aktiv krittbeholder for å absorbere CO2. Bedøve rotten ved å oversvømme anestesiboksen med 4%–5 % sevofluran-oksygenblanding i ca. 5 min ved hjelp av en oksygenstrøm på 1,5 l/min (initieringsfase). Koble en pulsoksymetriklips til en av potene for å overvåke gnagerens blodoksygenmetning. Opprettholde tilstanden av generell anestesi med 2,5%–4,5% sevofluran-oksygenblanding.
MERK: For eksperimentell kirurgi er generell anestesi obligatorisk. Bekreft generell anestesi ved å sjekke mangelen på respons for å klemme stimulans av halen eller potene. - Når rotten har kommet inn i generell anestesi, barber de respektive areal som skal opereres på og desinfisere området ved å sveipe det vekslende med alkohol og huddesinfeksjonsmiddel. Den endelige sveipingen skal utføres med desinfeksjonsmiddel i huden.
- Plasser den på en justerbar varmepute i ønsket posisjon (liggende for lårnervemodellen, utsatt for isjia- og SCI-modellen). Sett inn en fleksibel termometersonde i rottens endetarmen for å overvåke dyrets temperatur og opprettholde den ved rundt 37 °C under operasjonen. Under anestesi, beskytt rottens øyne mot utsiccation ved hjelp av øyesalve
3. Kirurgisk induksjon av nerveskade
- Når du utfører kirurgiske prosedyrer, følg nøye med de syv prinsippene i Halsted29 som følger:
- Håndter alltid vevet forsiktig når du arbeider med dem. Unngå å rive eller knuse vevet.
MERK: Selvprodderende30 eller kommersielt tilgjengelige retractorsystemer er nyttige for å holde muskler og fartøy ute av driftsfeltet. - Vedlikehold hemostasen nøye ved hjelp av en elektrisk hemostat for å cauterize fartøy eller ligaturer for å garantere forsiktig hemostase.
- Alltid opprettholde blodtilførselen til vevet ved å dissekere dem nøye og håndtere dem delikat.
- Opprettholde streng asepsis ved å ha på seg en maske, en kjole og sterile hansker.
- Unngå spenning på vevet ved å påføre suturer som verken er for stramme eller for løse.
- Omhyggelig appose vev ved å bringe sine respektive kanter sammen uten overlapping.
MERK: Dette er spesielt viktig ved epineurial eller perineurial neurorrhaphy. Utfør alle mikrokirurgiske prosedyrer under 6x-16x forstørrelse ved hjelp av et driftsmikroskop. Ideelt sett gir mikroskopet to par okulære for å tillate observasjon av operasjonen av en assistent. - Unngå opprettelse av døde områder ved å forsiktig suturere de forskjellige vevslagene.
- Håndter alltid vevet forsiktig når du arbeider med dem. Unngå å rive eller knuse vevet.
- Induksjon av isjiasnervevektose av høyre baklimb
- Utsett høyre isjiasnerven på midthigh-nivå ved å utføre et 5 cm langt snitt på den dorsale siden av bakbenet med et #10 skalpellblad koblet til et #3 skalpellhåndtak og ved å dissekere den overliggende muskulaturen og bløtvevet. Plasser en retractor inne i såret for å holde den dissekerte muskulaturen og huden ute av situsen. Utsett forsiktig nerven ved å fjerne det omkringliggende vevet ved hjelp av buet mikrokirurgisk saks.
- Fjern et 8 mm langt nervesegment av isjiasnerven 1–2 mm proksimalt til trifurcation med rett mikrokirurgisk saks.
- Roter nervesegmentet 180°, plasser det mellom den proksimale og distale stubben til den transektede isjiasnerven og utfør epineurial nevrorrhafi på hvert sted med to avbrutte 10-0 suturer og en mikrokirurgisk nålholder.
- Induksjon av lårnerve nevrotmese på høyre bakkulb
- Utfør et langsgående 3–4 cm lyske snitt med et #10 skalpellblad koblet til et #3 skalpellhåndtak for å eksponere riktig lår nevrovaskulær bunt. Bruk kirurgisk saks for sløv disseksjon til bifurcation av lårnerven er utsatt. Plasser en retractor inne i såret for å holde den dissekerte muskulaturen og huden ute av situsen.
- Transect eksponert motor og sensoriske grener distal til bifurcation og forbruker en 6 mm lang nerve segmentet av hver gren, henholdsvis ved hjelp av rett mikrokirurgisk saks.
- Roter begge nervesegmentene 180°, plasser dem mellom den proksimale og distale stubben til de transected lårnervegrenene og utfør epineurial neurorrhaphy på hvert sted med to avbrutte 11-0 suturer og en mikrokirurgisk nålholder.
MERK: Utfør et homotopisk autologt nervetransplantat ved å pode motortransplantaten til den opprinnelige motorgrenen og sensorisk graft til den opprinnelige sensoriske grenen. Alternativt kan du utføre et heterotopisk autologt nervetransplantat ved å pode motortransplantaten til den opprinnelige sensoriske grenen og omvendt.
- Induksjon av thorax ryggmargskontusjonsskade
- Utfør et hud snitt over thorax ryggraden med en #10 skalpell blad koblet til en #3 skalpell håndtak etterfulgt av to muskel snitt parallelt med spinøse prosesser for å lette muskel tilbaketrekking. Plasser en retractor inne i såret for å holde den dissekerte muskulaturen og huden ute av situsen.
- Identifiser den ellevde thoraxvirvelen (Th) og utsett laminaen av vertebralebuen ved å fjerne overliggende vev samt den spinøse prosessen ved hjelp av en rongeur.
- Utfør en laminektomi ved hjelp av en mikrobor og en passende burr for å bore et lite hull i lamina, litt større enn spissen av slagmaskinen. For å forhindre skade på ryggmargen, bare tynne ut lamina mens du åpner og forstørrer hullet ved hjelp av en rongeur. Hvis periosteum fortsatt er intakt, fjern den forsiktig ved hjelp av en skarp spiss sonde uten å skade duramateren.
- Etter å ha sikret et stort nok hull er laget uten å destabilisere lamina, hold dyrets ryggsøylen på plass ved å klemme den rostrally og caudally til Th11 med impactor stabiliserende tang. Bruk håndhjulene foran og på siden, plasser stålstangen 3–5 mm over laminektomihullet. Til slutt, utsette alle dyr for en innvirkning med en definert kraft på 150 kilodyne å indusere en mild til moderat grad av ryggmargskontusjon skade4.
- Utfør sårlukking i anatomiske lag ved hjelp av polyglactin 4–0 eller 5–0 avbrutte suturer og en kirurgisk nålholder. Rengjør såret grundig ved å tørke det forsiktig med en gasbindpute gjennomvåt i steril 0,9 % NaCl.
- Etter operasjonen, returner dyrene til deres hjem bur og ly dem fra lys og lydeksponering. Overvåk dyrenes oppførsel nøye til den postoperative dagen (DPO) 7 og sikre tilstrekkelig mat- og vanninntak. Om nødvendig, gi ekstra væske ved subkutane injeksjoner (f.eks. 10 ml NaCl 0,9%).
- Gi postoperativ analgesi i minst 2 dager ved hjelp av for eksempel opioider (0,05 mg/kg kroppsvekt Buprenorfin subkutant (s.c.)) og/eller antipyretika (4 mg/kg kroppsvekt Carprofen s.c.). Om nødvendig, og i tilfelle av SCI-modellen, gir også postoperativ antibiotikabehandling (7,5 mg/ kg kroppsvekt Enrofloxacin per os (p.o.)).
- Ved ryggmargsskade må rottens blære tømmes manuelt til spontan vannlating kommer tilbake.
4. Gjenoppretting fra kirurgiske inngrep før ganganalyse
MERK: Rotter med isjiasnerveskade viser tendensen til å gnave på bakpotene på grunn av utbruddet av smertefull nevropati etter nerveskade. Denne formen for automutilation kan resultere i autoamputering av tærne eller deler av den respektive bakpoten. Foretrekker Lewis rotter over andre rottestammer i tilfelle når du bruker isjiasnerveskademodellen, da denne rottestammen viser en mindre tendens til automutilasjon31. Rotter med isjiasnerveskade viser også tendensen til å utvikle kontrakturer av det opererte lemmet, noe som kan føre til utelukkelse fra studien på grunn av interferens med datainnhenting. Slike bivirkninger forekommer langt mindre vanlig hos rotter med lårskade.
- Inspiser opererte dyr daglig etter operasjonen med spesiell oppmerksomhet på henholdsvis status for lemmer og poter.
MERK: Hos rotter med SCI, på høyden av Th11, kan penis eller rektal prolaps oppstå på grunn av svekkelse av dyrenes naturlige evne til å urinere og avføring. Disse hendelsene er vanligvis definert som menneskelige endepunkter i studien og innebærer umiddelbar utelukkelse av det berørte dyret fra studien. - Fortsett postoperativ analgesi til rotter slutter å vise smerterelaterte symptomer.
- Ved vedvarende smerte, administrer gabapentin (30–120 mg/kg kroppsvekt) p.o. for å behandle nevropatisk smerte.
5. Forberedelse før du utfører automatisert ganganalyse
MERK: Ganganalysesystemets metodikk er basert på registrering av dyrene nedenfra mens de krysser en glassplate, som er opplyst av et grønt LED-lys. Når dyrenes poter kommer i kontakt med gulvet, lyser området av poteutskriften og registreres av et høyhastighets videokamera. Disse dataene sendes deretter via en Ethernet-kabel til en datamaskin som kjører ganganalyseprogramvaren. Selv om individuelle fotavtrykk kan klassifiseres manuelt av eksperimentereren, har den nyeste programvareversjonen også automatisk fotavtrykkklassifisering.
- Utfør alle testprosedyrer i mørket og i fravær av forstyrrende lyder. Siden rotter er i stand til å oppfatte supersonisk frekvenser, må du også kontrollere at ingen kilder sender ut slike lyder.
MERK: Utfør ganganalyse enten ukentlig eller annenhver uke, men ikke test rotter for ofte, da spesielt Lewis rotter har en tendens til å miste interessen for å delta i prosedyren over tid når de blir utsatt for en bestemt øvelse for ofte. Det er imidlertid nødvendig å trene rotter daglig i 5 dager før operasjonen for å akklimatisere dem til testmiljøet og prosedyren. - Under treningsøkter og på testdagen forbereder du det atferdsmessige testrommet ved å slå av alle lyskilder, noe som ellers kunne forstyrre kameraet til den automatiserte ganganalyseenheten. Plasser dataskjermen som er nødvendig for datainnhenting vekk fra kameraet for å hindre at lyset forstyrrer kameraet.
- Kontroller at enheten er installert i stabil posisjon og på en måte som forhindrer vibrasjon, da dette vil forstyrre datainnsamlingsprosedyren alvorlig.
- Ta rottene til atferdstestrommet og akklimatisere dem i sitt eget hjem bur i minst 30 min før testen.
MERK: Når du håndterer dyrene, bruk personlig verneutstyr som kirurgisk kappe eller laboratoriefrakk, hansker og en maske.
6. Utføre automatisert ganganalyse
- Treningsøktene
MERK: Under trening vil dyr gjennomgå en læringskurve, så det anbefales å justere treningsplanen gradvis. Bruk matbelønninger (f.eks. 1–2 stykker frokostblanding) til å belønne dyrene etter fullført treningsøkt.- På den første treningsdagen løfter du dyret forsiktig ved å holde det under bagasjerommet og forsiktig bære det til gangveiinngangen.
- Plasser dyret i inngangspartiet og la det utforske åpningen av korridoren uten forstyrrelser fra personen som utfører testprosedyren.
MERK: Ikke skrik, plystre, blås på eller poke dyret i et forsøk på å motivere det til å krysse gangveien. All slik oppførsel vil sterkt understreke dyret og ytterligere komplisere datainnsamlingsprosedyren. - Vent til dyret frivillig krysser gangveien for å nå sitt hjem bur. Noen ganger, spesielt hos utrente dyr, kan dette ta opptil flere minutter. På den første treningsdagen forventes dyret verken eller kreves for å gjøre uavbrutte løp med jevn ganghastighet. I stedet bør det akklimatisere seg med testapparatet og prosedyren.
- På den andre treningsdagen, vant dyr til å gå inn i gangveien uten å nøle, og også for å gå tilbake til deres hjem bur uten å nøle. Noen dyr vil sannsynligvis allerede ha lært å krysse gangveien uten avbrudd, men dette er fortsatt ikke nødvendig på slutten av den andre dagen.
- På den tredje treningsdagen, sørg for at dyr lærer å krysse gangveien uten å nøle, snuse eller på annen måte utforskende bevegelser. Sørg for at de går med jevn hastighet.
- På den fjerde og femte treningsdagen gjentar du den forrige øvelsen for å konsolidere testprosedyren.
MERK: Hvis et dyr ikke får den nødvendige ferdigheten til å krysse gangveien riktig innen slutten av 5-dagers treningsperioden, legg til 2 ekstra treningsdager (f.eks. helgen). Vurder også å utføre opptil 3 treningsøkter om dagen, atskilt med minst 2 timer hvile mellom individuell økt. I 95% av tilfellene vil dyret ha fått den nødvendige treningsopplevelsen innen utgangen av denne lange treningsperioden. I sjeldne tilfeller har et dyr fortsatt ikke fått denne ferdigheten etter 7 dagers trening, det anbefales å utsette den planlagte eksperimentelle kirurgiøkten i minst 1 uke og å gjenta det nevnte treningsregimet.
7. Datainnhenting
MERK: Ganganalysesystemet visualiserer hver poteutskrift mens dyret går og analyserer automatisk ulike gangartparametere som Paw Print Area, Paw Print Intensity, Paw Swing Time og Paw Swing Speed (tabell 1). Siden ganganalysesystemet registrerer alle data basert på intensiteten som genereres av dyrenes poteutskrifter, må du kontrollere at kamerainnstillingene justeres i henhold til rottenes vekt og størrelse. I tillegg må du kontrollere at gangveien er tørr og ren før dataregistrering for å forhindre påvirkning på datainnhenting.
- Før du anskaffer data, rengjør gangveien ved hjelp av kommersiell glassrenser og en nal. Spray glassplaten flere ganger og tørk den deretter med nalen for å fjerne partikler fra overflaten. Rengjør også undersiden. Sørg for å fjerne væske fra endene av gangveien siden dyrene ellers kunne tråkke på den, noe som ville påvirke de registrerte dataene.
- Gjenta rengjøringsprosedyren når det er nødvendig, for eksempel kontaminering av gangveien og før registrering av data fra en rotte fra et annet bur. Dette antas å hindre at dyret blir distrahert av deres konspesifisers duft.
- Før den aller første datainnsamlingen må du justere kamerainnstillingene som passer til dyrenes vekt. Bekreft dette ved å sette det letteste og tyngste dyret på gangveien og velge en kamerainnstilling som muliggjør god datakvalitet i begge tilfeller. Juster kameraforsterkning, rødt taklys, grønt gangveislys og GIT (Green Intensity Threshold) for å sikre optimal deteksjon av poteutskrift.
MERK: Ikke endre de valgte innstillingene etter at datainnhenting har begynt, da dette vil hindre sammenlignbarheten av de anskaffede dataene. Som et unntak kan GIT endres under dataklassifisering, men dette må gjøres for alle forsøk jevnt. - Definer og kalibrer gangveien ved hjelp av det medfølgende kalibreringsarket.
- Velg et registrert kamera som er oppført i kategorien Oppsett.
- Klikk på Åpne anskaffelse-knappen som du finner i kategorien Hent.
- Ta et øyeblikksbilde av den tomme, rengjorte gangveien, som vil bli brukt som referanse gjennom følgende datainnsamlingsprosedyre.
- Legg merke til at statusen endres fra Venter på øyeblikksbilde til Klar for anskaffelse.
- Klikk på Start anskaffelse-knappen og legg merke til statusendringen fra Klar for anskaffelse til Venter på kjør til Start.
- Plasser en rotte på gangveien og følg dyrets bevegelse på dataskjermen. Legg merke til statusendringen fra Venter på kjør til Start til Opptakskjøring.
MERK: Programvaren klassifiserer automatisk kjøringer den anser som kompatible i henhold til forhåndsinnstilte kjøreegenskaper med et grønt symbol, mens ikke-kompatible kjøringer vil bli merket med et rødt symbol. Programvaren stopper automatisk datainnsamling når tre kompatible kjøringer ble registrert, men datainnhenting kan fortsette ved å klikke på Startanskaffelse-knappen igjen.
8. Dataklassifisering
MERK: Se tabell 1 for en liste over AGA-resultatparametere. Minst tre kompatible løp er nødvendig der dyret må krysse gangveien jevnt uten å nøle27. I tillegg skal løpehastigheter samsvare innenfor de samme kategoriene som definert ilitteraturen 30.
- Klikk på Klassifiser-knappen i kategorien Eksperimentell Utforsker i de respektive prøveversjonene som skal klassifiseres.
- Spill den ervervede kjøringen med normal hastighet for å få en visning om dataene samsvarer med kravene som er oppført før.
- I venstre øvre hjørne klikker du på Auto Klassifiser-knappen for automatisk klassifisering av poteutskrifter av programvaren.
MERK: Selv om programvaren har en høy hastighet på riktig poteklassifisering, klarer den noen ganger ikke å tilordne en pote til utskriftene eller tilordner feil pote. Derfor dobbeltsjekk alltid de autoklassifiserte poteutskriftene etterpå. - For riktig beregning av NSSPer (Normal Step Sequence Patterns), må du kontrollere at klassifiseringsalgoritmen ikke er forvirret av ikke-synlige poteutskrifter, noe som fører til feil NSSP (figur 1A). Derfor inkluderer bare poteutskrifter som kan oppdages, mens den kontralaterale poten også er synlig for NSSP-beregninger, for eksempel venstre fremre pote (LF) og høyre bakpote (RH) (figur 1B).
Figur 1: Eksemplariske AGA-data, som viser behovet for manuell dobbeltkontroll av riktig dataklassifisering. I tilfelle en oppdaget plassering av en fremre pote etterfølges av den oppdagede plasseringen av en annen fremre pote (A) kan AGA-programvaren forveksle dette med et ukoordinert gangmønster siden ingen bakpoter har blitt oppdaget. Derfor anbefales det å alltid dobbeltsjekke og velge en innledende poteutskrift, som oppdages når den kontralaterale poten også er synlig (B). Vennligst klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
9. Beregne statistikk
MERK: For å justere kjøredata for vektøkning relaterte endringer over tid, anbefales det sterkt å beregne et forhold mellom den eksperimentelle poten med en ikke-eksperimentell (f.eks. kontroll) pote. I tillegg beregner du forholdet til preoperative verdier av denne pote-til-pot sammenligning for vurdering av individuelle forskjeller i potebruk.
- Klikk på Vis kjørestatistikk-knappen for å få en omfattende oversikt over kjørestatistikken.
- Velg Fil og eksporter for å eksportere kjøre statistikk eller prøvestatistikk til en regnearkprogramvare.
Representative Results
12 rotter gjennomgikk eksperimentell perifer nervekirurgi. Isjiasnerve reseksjon (figur 2A) ble utført hos 7 rotter, mens lårnervennevøktose (figur 2B) ble indusert hos 5 rotter. I alle dyr ble nervefeilen rekonstruert ved hjelp av et autologt nervetransplantat. Ryggmargskontusjonsskade (figur 2C) på nivåth 11 ble indusert hos 6 rotter, noe som resulterte i totalt 18 rotter.
Figur 2: Operative steder etter nerverekonstruksjon. Nerve rekonstruksjon med autografts i isjiasnerven (A) og lårnerven (B) samt etter ryggmargskontusjon skade (C). Vennligst klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Alle dyr kom seg godt etter operasjonen, og ingen tilfeller av selvlemlestelse oppstod. Et dyr i isjiasnerveskadegruppen utviklet sterke kontrakturer av høyre bakpote i løpet av den postoperative observasjonsperioden og måtte utelukkes fra videre dataanalyse.
Isjiasnerve nevrotmese
Siden isjiasnerven gir muskel- og sensorisk innervering til flertallet av bakklimat, resulterer reseksjonen i en alvorlig svekkelse av lokomotorisk funksjon. Etter skade bruker rotter hælen på poten kun til vektstøtte (figur 3B–E) og lemmen flyttes i en feiende omkretsbevegelse. Derfor blir lokomotoriske endringer vurdert via AGA tydelige ved hjelp av et betydelig redusert utskriftsområde (figur 4A) og betydelig økt svingtid (figur 4B). Begge parametrene ble fortsatt betydelig endret i forhold til Pre-OP målinger som ved slutten av observasjonsperioden. Bemerkelsesverdig, ett dyr utviklet sterke kontrakturer av høyre bakpote starter på postoperativ uke (WPO) 10. Dette resulterte i en økning av utskriftsområdet på høyre bakpote til mer enn 150% sammenlignet med venstre pote ved WPO12 (figur 5). Siden dette var et ekstremum sammenlignet med alle andre dyr som ble vurdert i denne studien, utelukket vi dette dyret fra dataanalyse i forhold til Utskriftsområde.
Figur 3: Representative poteutskrifter før og etter kritisk størrelsesreksjon av riktig isjiasnerve og autograftreparasjon. Legg merke til den sterke nedgangen i utskriftsområdet etter nerveskade (B) sammenlignet med preoperativt (A). Til tross for en liten økning i utskriftsområdet i løpet av observasjonsperioden (C–E) forble poteutskriftene av høyre bakben spesielt endret fra baseline-opptak. Vennligst klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Figur 4: Løpet av funksjonell utvinning etter kritisk størrelse reseksjon og autograft reparasjon av isjiasnerven. Forholdet mellom utskriftsområdet (A) og svingtidsforholdet (B) ble statistisk endret betydelig fra Pre-OP-verdier umiddelbart etter isjiasnerve reseksjon. Mens utskriftsområdet forble betydelig redusert sammenlignet med baseline frem til WPO10, ble svingtiden fortsatt betydelig økt til Pre-OP-verdier ved WPO12. *: p < 0,05 sammenlignet med Pre-OP, **: p < 0,01 sammenlignet med Pre-OP. Feilfelt indikerer ± standardfeilen for gjennomsnittet (SEM). Vennligst klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Figur 5: Boxplot i løpet av Utskriftsområdet etter isjiasnerveskade. Legg merke til ekstremum (rød ellipse) ved WPO12, som forklares av det faktum at ett dyr utviklet sterke kontrakturer av høyre bakpote fra WPO10. Dyret ble derfor ekskludert fra den statistiske analysen som vises i figur 4. Vennligst klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Lårnerven neurotmesis
Femoral nerve reseksjon resulterer i denervasjon av quadriceps muskelen ilåret 33,34. Som følge av dette er kneforlengelsen svekket, noe som resulterer i hyperflexion av ankelleddet med påfølgende løfting av potens hæl. Derfor er den respektive potens utskriftsområde (figur 6B), sterkt redusert etter operasjonen. Utskriftsområdet på venstre bakpote økes på grunn av en kompenserende forskyvning av vekt til venstre. Dette bør holdes i tankene, da dette fenomenet direkte påvirker det beregnede forholdet mellom den "eksperimentelle" og "kontroll" poten. Fra WPO4 reinnervation av quadriceps av regenererende lårnerve fører til reversering av disse endringene som resulterer i økt Paw Print Area av høyre bakpote (Figur 7A). Som quadriceps muskelen i låret også spiller en rolle i svingfasen av den respektive poten, Swing Time (Figur 7B) er sterkt forlenget hos rotter med lårnerveskade. Speiling retur av Utskriftsområdet, Swing Time reduseres som regenererende lårnerven når quadriceps muskelen i låret. Ved WPO10 returnerte begge parametrene for gangart til baseline, noe som signaliserer full funksjonell gjenoppretting.
Figur 6: Representative poteutskrifter. Representative poteutskrifter før (A) og følgende (B–E) høyre lårnerve reseksjon og autograft reparasjon. Utskriftsområdet av RF gikk sterkt ned ved WPO2 (B), mens en økning i utskriftsområdet på venstre bakpote (LH) på grunn av økt vektbelastning ble synlig. RH Utskriftsområdet begynte å øke fra WPO6 (C) ledsaget av en reduksjon i utskriftsområdet på LH. Ved WPO8 (D) og WPO10 (E) Utskriftsområdet av RF gjenopprettet tilbake nær preoperative nivåer. (Tilpasset med tillatelse fra Heinzel et al.22, lisensiert under CC BY 4.0.) Vennligst klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Figur 7: Løpet av funksjonell utvinning etter 7 mm reseksjon og autograft reparasjon av lårnerven. Løpet av Print Area Ratio (A) og Swing Time Ratio (B) viste en sterk endring umiddelbart etter lårnerven reseksjon, men verdier gjenopprettet tilbake til preoperative verdier på WPO8. #: p < 0,05. Feilfelt indikerer gjennomsnittlig ± SEM. (Tilpasset med tillatelse fra Heinzel et al.22, lisensiert under CC BY 4.0.) Vennligst klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Kontusjon i ryggmargen
Ganganalyse viste markert endrede poteutskrifter etter thorax ryggmargskontusjonsskade (figur 8), mest bemerkelsesverdig en reduksjon i Utskriftsområdet og en markert intern rotasjon av bakpotene ved WPO2 (figur 8B). Bemerkelsesverdig, poterotasjonen er også implementert som en assessable funksjon i BBB, understreker anvendelsen av datastyrt ganganalyse for å evaluere endringer av gangart som opprinnelig ble evaluert med Open Field testing. Når det gjelder løpet av de enkelte gangartparametrene, resulterte ryggmargskontusjon påTh 11-nivået i en reduksjon av utskriftsområdeforholdet (figur 9A) og økning av swing tidsforhold (figur 9B). Begge parametrene trendet mot baselinenivåer i den videre perioden av observasjonsperioden, men det var ingen statistisk signifikante endringer observerbare. Den koordineringsrelaterte parameteren Regularity Index (figur 9C) gikk også ned ved WPO2, men graden varierte sterkt mellom dyr. Det trendet også mot preoperative verdier frem til WPO16. Base of Support of the hind paws (Figur 9D), en generell parameter av gangart i henhold til Deumens, viste en markert økning, som var statistisk signifikant fra WPO10 til WPO14. Den trendet mot baselinenivåer ved WPO16 og ble ikke lenger signifikant endret fra Pre-OP-verdien på dette tidspunktet.
Figur 8: Representative poteutskrifter av de to bakpotene. Pote utskrifter preoperativt (A) og etter thorax ryggmargskontusjon skade (B-F). Legg merke til reduksjonen i utskriftsområdet fra WPO2 (B) ledsaget av en bemerkelsesverdig intern rotasjon av potene. I løpet av observasjonsperioden (C–F) er en økning av utskriftsområdet observerbar, samt klaring av den interne rotasjonen. Vennligst klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Figur 9: Ryggmargskontusjon på th 11 nivå. Ryggmargskontusjon ved th 11 resulterte i observerbare endringer i Utskriftsområdeforhold (A) og svingtid (B) og Regularity Index (C), men disse endringene var ikke statistisk signifikante. Etter skade viste Støttebase for bakpotene en markert økning sammenlignet med baseline, det som var statistisk signifikant ved WPO10 til WPO14. *: p < 0,05 sammenlignet med Pre-OP. Feilfelt indikerer gjennomsnittlig ± SEM. Vennligst klikk her for å vise en større versjon av dette tallet.
Tilleggsfil 1: Feilsøkingsdetaljer. Vennligst klikk her for å laste ned denne filen.
Discussion
Vurdering av funksjonell utvinning i dyremodeller av PNI og SCI er fortsatt utfordrende på grunn av det store utvalget av evalueringsmetoder, hver med individuelle fordeler og ulemper. Bare få tilnærminger har blitt testet og validert i flere modeller av perifere og sentralnerveskader, selv om lovende nye teknikker som kombinerer bevegelsessporing og maskinlæring kan potensielt drive nevroatferdsforskning til neste nivå av funksjonell testing. Vi er overbevist om at banebrytende metoder som er bredt anvendelige for et bredt utvalg av dyre- og skademodeller snart vil dukke opp. I lys av disse betraktningene er en av fordelene med AGA muligheten til å evaluere funksjonell gjenoppretting i flere modeller av nerveskade ved hjelp av bare én enhet. Siden tidlig på 2000-tallet har denne tilnærmingen blitt brukt i eksperimentelle modeller av PNI somisjias 37,peroneal38og lårnerveskade modell22, samt etter rot avulsion av både lumbal39 og brachial plexus40. Ulike sentralnerveskader, inkludert ryggmargskontusjonsskade, er også studert med metoden41,42. Med dette papiret presenterte vi en detaljert protokoll om hvordan man induserer tre vanlige nerveskader, samt hvordan man evaluerer funksjonell gjenoppretting etterpå. Etter vår mening ville en praktisk retningslinje for forskere som er interessert i området eksperimentell nerveskade, reparasjon og regenerering om hvordan man kan gjøre optimal bruk av metodens fordelaktige egenskaper være til stor hjelp.
Flere forfattere har adressert potensialet til AGA for å evaluere funksjonell gjenoppretting hos gnagere, og fremhever metodens fordel for å samtidig vurdere gangartparametere knyttet til motor og sensorisk reinnervation27,28. I tillegg, sammenligning av data fra en eksperimentell pote, for eksempel rekonstruert nerveskade til en ikke-bruket pote som det ble vist i begge modellene som presenteres tillater inkludering av en intra-dyr positiv kontroll. Omvendt kan en operert pote uten kirurgisk rekonstruksjon eller ytterligere behandling tjene som en intra-dyr negativ kontroll. Det ble også vist at det er mulig å kombinere AGA med maskinlæring tilnærminger43. Til tross for metodens fordeler, har den også flere begrensninger og ulemper, for eksempel den tidkrevende treningsinnsatsen, som er obligatorisk for å venne dyret til oppkjøpsprosedyren28,44. En annen begrensning av AGA er den maksimale størrelsen på dyrene som er kvalifisert for testing på grunn av apparatets begrensede dimensjoner. Derfor er bruken av AGA for tiden begrenset til dyr på størrelse med gnagere og ildere45. I tillegg kan nylig nye nevroatferdsvurderingsmetoder innen bevegelsessporing som er i stand til maskinlæring, overgå AGA i både omfattende så vel som mulige applikasjoner18,19,46. Mest bemerkelsesverdig, men i samsvar med andre evalueringsmetoder, ser det ut til at funksjonell utvinning som vurdert av AGA er sterkt begrenset - hvis selv forekommer- i modeller av isjiasnerveovitenskap47,48. På den annen side gir AGA omfattende evaluering av løpet av funksjonell gjenoppretting etter lårnerve nevrotmese som vist av våre data. Med dette arbeidet demonstrerte vi at Paw Print Area er en representativ gangartparameter som kan vurderes via AGA, noe som er eksemplarisk for løpet av funksjonell gjenoppretting i de to nevnte perifere nerveskademodellene presentert av oss. Mens funksjonell utvinning annonse integrum var observerbar etter autograft reparasjon av lårnerven, AGA parametere ble fortsatt betydelig endret fra baseline på slutten av observasjonsperioden etter autograft reparasjon av isjiasnerven. Det er bemerkelsesverdig i denne sammenheng at lem kontrakturer er et vanlig fenomen hos rotter med isjiasnerveskade og forsiktighet er nødvendig for ikke å forvirre disse tegn på muskelubalanse og lammelse med den fortsatte funksjonelleutvinningen 32. Dette på den ene siden understreker AGA-metodens manglende evne til å oppdage betydelig funksjonell gjenoppretting etter nevrotmeseskade i denne modellen. På den annen side reiser det spørsmålet om det er mulig å evaluere den isjiasnerveskademodellen til rotten, som fortsatt er den mest brukte eksperimentelle nervereparasjonsmodellen, ved hjelp av ganganalyse generelt i tilfelle nerveskaden er mer alvorlig enn axonotmesis48. Du finner feilsøkingsdetaljer i Tilleggsfilen 1.
Vi har også gitt eksemplariske data om bruk av metoden for å evaluere lokomotorisk funksjon hos rotter med ryggmargsskade, noe som er mulig uten nødvendige endringer i maskinvareoppsettet eller oppkjøpsprosedyren. Det samme prinsippet gjelder for andre gnagermodeller av sentralnerveskade (CNI)26,49,50 og rotavulsjonsskade. I motsetning til isolerte PNIer er skader i ryggmargen langt mer komplekse i deres patofysilogiske konsekvenser, da en rekke svært viktige strukturer er skadet, som involverer efferent veier som kortikospinal- og rubrospinale traktater og afferent veier som ryggsøyler og spinothalamus traktater35. Utfordringen med å tilstrekkelig vurdere disse patologiske endringene gjenspeiles i den omfattende bevæpningen av atferdstester, som Basso, Beattie og Bresnahan (BBB) score36. Gangart parameteren Base of Support har blitt rapportert å øke etter sentralnerveskader, mest sannsynlig for å gjøre rede for en resulterende instable gangart. Base of Support ble betydelig endret fra baseline fra WPO10 til WPO14 i vår modell, og støtter vår antagelse om at denne parameteren tillater vurdering av løpet av funksjonell gjenoppretting av AGA etter thorax ryggmargskontusjonsskade.
Vi er overbevist om at AGA er et mulig verktøy for å evaluere funksjonell gjenoppretting hos gnagere med skader i nervesystemet. Likevel anbefaler vi å reflektere de observerte endringene av gangart nøye og grundig i hvert respektive eksperimentelle oppsett. Endringer i gangartparametere, for eksempel en økning i utskriftsområdet etter en umiddelbar postoperativ reduksjon eller en reduksjon i Swing Time som foregår en umiddelbar postoperativ økning av denne parameteren, i løpet av observasjonsperioden, er ikke uunngåelig relatert til funksjonell gjenoppretting. I stedet kan disse endringene også være relatert til en mulig funksjonell tilpasning for å opprettholde en ubetydelig gangart, gitt at rotter er en byttedyrart og prøver å unngå å vise smerte eller funksjonshemning tilpotensielle rovdyr 51. Det anbefales derfor å bruke automatisert ganganalyse som et komplementært verktøy for å relatere endringer av gangart til andre utfallsmål for perifer nerveskade og regenerering21. Som nevnt tidligere, mener vi også at det bør gjenspeiles nøye hvis gnagere med isjiasnerveotmesis bør undersøkes ved hjelp av AGA, da vårt funn sterkt indikerer at funksjonell gjenoppretting er sterkt begrenset i dette tilfellet.
Som vist i vårt arbeid, er AGAs viktigste ressurs muligheten til å studere både motorisk og sensorisk reinnervasjon i en rekke eksperimentelle PNI-modeller samt CNI, samtidig som det bare krever ett oppsett. Derfor er metoden etter vår mening et svært verdifullt verktøy for omfattende nevroatferdstesting. En av AGAs eiendeler, som er muligheten til å studere motoriske og sensoriske reinnervation i ulike dyremodeller av PNI og CNI mens det bare krever ett oppsett, er etter vår mening metodens største fordel i forhold til andre evalueringsmetoder for å studere funksjonell utvinning, for eksempel gangsporanalyse52, Von Frey testing53eller gangart kinematikk16. Potensialet til samtidig å evaluere endringer av gangart som enten korrelerer med resultatene av elektrofysiologiske undersøkelser av reinnervated muskel22 eller evalueringsmetoder for sensoriskfunksjon 54 er lovende med hensyn til fremtidige anvendelser av metoden. Vi anbefaler derfor å bruke AGA til å undersøke funksjonell gjenoppretting i gnagermodeller av forben PNI, for eksempel ulnar, radial eller median nerve, eller eksperimentelle nerveoverføringsmodeller55, som forblir ustudert med denne metoden ennå.
Vi gir herved en detaljert protokoll om hvordan du bruker automatisert ganganalyse for å studere funksjonell gjenoppretting i tre gnagermodeller av nerveskade. Mens metoden krever nøye vurdering av ulike viktige aspekter som tilstrekkelig trening og omhyggelig hard- og programvarekalibrering, er det et mulig og verdifullt komplementært verktøy for å evaluere nerveregenerering i gnagermodeller av sentral og perifer nerveskade.
Disclosures
Forfatterne erklærer at dette arbeidet ble støttet av Noldus Inc. ved dekning av publikasjonsgebyret for åpen tilgang. Ingen av forfatterne fikk noen personlig lønn eller noen form for økonomisk gratuitet. Forfatterne har ingen andre konkurrerende interesser å erklære.
Acknowledgments
Forfatterne vil gjerne takke Karin Brenner for hennes lidenskapelige omsorg for dyrene. Forfatterne vil også takke Claudia Keibl, James Ferguson, Gabriele Leinfellner og Susanne Drechsler for deres hjelp under eksperimentelle operasjoner.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 0.9% Saline | B. Braun Austria | 3570410 | Vehicle for drug delivery |
| 1 ml syringe | B. Braun Austria | 9161708V | Injecting device |
| 10 ml syringe | B. Braun Austria | 4606728 V | Injecting device |
| 1-Propanol, 2-Propanol, Hexetidin | Gebro Pharma | N/A | Alcoholic skin disinfection |
| 23-gauge (G) canula | B. Braun Austria | 4657667 | Canula for s.c. injection |
| 26-gauge (G) canula | B. Braun Austria | 4657683 | Canula for s.c. injection |
| 5 ml syringe | B. Braun Austria | 4606710 V | Injecting device |
| Buprenorphine hydrochloride | Sigma | B9275 | Analgetic agent |
| Burrs for Micro Drill | F.S.T | 19007-29 | Drilling of a hole inside the lamina |
| Caprofen | Zoetis Austria | N/A | Analgetic agent |
| Catwalk Automated gait analysis system | Noldus | N/A | Automatic analysis software of animal gait |
| Cauterizer Kit | F.S.T | 18010-00 | Cauterization of vessels during surgery |
| Enrofloxacin | Bayer Austria | N/A | Antibiotic |
| Ethilon (10-0) | ETHICON | 2810G | Suture material for neurrorhaphy |
| Ethilon (11-0) | ETHICON | EH7465G | Suture material for neurrorhaphy |
| Eye ointment | Fresenius Kabi Austria | 4302436 | Eye protection during anesthesia |
| Friedman-Pearson Rongeurs | F.S.T | 16221-14 | Surgical instrument |
| Gabapentin | Wedgewood Pharmacy | N/A | Analgetic agent |
| Goldstein retractor | F.S.T | 17003-03 | Retraction of tissues during surgery |
| Hair trimmer | Aescular | N/A | Hair trimmer for shaving of the operation site prior to surgery |
| Heating Pad for rodents | ALA Scientific Instruments | N/A | Regulation of body temperature |
| Impactor | Precision Systems and Instrumentation | N/A | Induction of spinal cord contusion |
Lewis rat ( ) |
Janvier | N/A | Experimental animal |
| Magnetic Fixator Retraction System | F.S.T | 18200-50 | Retraction of tissues during surgery |
| Metzenbaum Baby Scissors | F.S.T | 14019-13 | Surgical instrument |
| Micro Drill | Word Precision Instruments | 503599 | Instrument for bone drilling |
| Micro Needle holder | F.S.T | 12076-12 | Surgical instrument |
| Micro-scissors (curved) | F.S.T | 15023-10 | Surgical instrument |
| Micro-scissors (straight) | F.S.T | 15007-08 | Surgical instrument |
| Mirror Finish Forceps | F.S.T | 11251-23 | Surgical instrument |
| Needle holder | F.S.T | 12002-12 | Surgical instrument |
| Operating microscope | Leica | M651 MSD | Magnification of the operative site |
| Povidone Iod | B. Braun Melsungen | N/A | Non-alcoholic skin disinfectant |
| Pulse Oximeter | STARR Life Sciences | N/A | Surveillance of heart rate and oxygen saturation |
| Rodent thermometer | BIOSEB | BIO-TK8851 | Surveillance of body temperature |
| Scalpel blade | F.S.T | 10010-00 (#10) | Surgical instrument to make an incision |
| Scalpel handle | F.S.T | 10003-12 (#3) | Surgical instrument to make an incision |
| Sevoflurane Inhalation Vapour, Liquid (100%) | Baxter | HDG9117A | Anesthetic |
| Spatula & Probe | F.S.T | 10090-13 | Surgical instrument |
| Sprague Dawley rat () |
Janvier | N/A | Experimental animal |
| Sterila gauze 5x5cm | EVAC MEDICAL | E010.03.00215 | Sterile gauze compress |
| Tissue Forceps | F.S.T | 11021-12 | Surgical instrument |
| Vicryl (4-0) | ETHICON | V3040H | Suture material for subcutaneous sutures |
| Vicryl (5-0) | ETHICON | V303H | Suture material for subcutaneous sutures |
| Vicryl cutting needle (4-0) | ETHICON | V392ZH | Suture material for skin sutures |
| Vicryl cutting needle (5-0) | ETHICON | V391H | Suture material for skin sutures |
References
- Mohanty, C. B., Bhat, D. I., Devi, B. I. Use of animal models in peripheral nerve surgery and research. Neurology India. 9, Supplement 100-105 (2019).
- Vela, F. J., et al. Animal models used to study direct peripheral nerve repair: a systematic review. Neural Regeneration Research. 15 (3), 491-502 (2020).
- Verma, R., Virdi, J. K., Singh, N., Jaggi, A. S. Animals models of spinal cord contusion injury. The Korean Journal of Pain. 32 (1), 12-21 (2019).
- de Medinaceli, L., Freed, W. J., Wyatt, R. J. An index of the functional condition of rat sciatic nerve based on measurements made from walking tracks. Experimental Neurology. 77 (3), 634-643 (1982).
- Navarro, X. Functional evaluation of peripheral nerve regeneration and target reinnervation in animal models: a critical overview. The European Journal of Neuroscience. 43 (3), 271-286 (2016).
- Sperry, R. W. The functional results of muscle transposition in the hind limb of the rat. The Journal of Comparative Neurology. 73 (3), 379-404 (1940).
- Sperry, R. W. The effect of crossing nerves to antagonistic muscles in the hind limb of the rat. The Journal of Comparative Neurology. 75 (1), 1-19 (1941).
- Sperry, R. W. Transplantation of motor nerves and muscles in the forelimb of the rat. The Journal of Comparative Neurology. 76 (2), 283-321 (1942).
- Zimmerman, E. A., Chambers, W. W., Liu, C. N. An experimental study of the anatomical organization of the Cortico-Bulbar System in the Albino Rat. The Journal of Comparative Neurology. 123, 301-323 (1964).
- Cohen, A. H., Gans, C. Muscle activity in rat locomotion: movement analysis and electromyography of the flexors and extensors of the elbow. Journal of Morphology. 146 (2), 177-196 (1975).
- Barnett, S. A. The Rat: A Study in Behaviour. , Aldine Publishing Company. (1963).
- Hare, G. M., et al. Walking track analysis: utilization of individual footprint parameters. Annals of Plastic Surgery. 30 (2), 147-153 (1993).
- Hare, G. M., et al. Walking track analysis: a long-term assessment of peripheral nerve recovery. Plastic and Reconstructive Surgery. 89 (2), 251-258 (1992).
- Bertelli, J. A., Mira, J. C. Behavioral evaluating methods in the objective clinical assessment of motor function after experimental brachial plexus reconstruction in the rat. Journa of Neuroscience Methods. 46 (3), 203-208 (1993).
- Varejao, A. S., Melo-Pinto, P., Meek, M. F., Filipe, V. M., Bulas-Cruz, J. Methods for the experimental functional assessment of rat sciatic nerve regeneration. Neurological Research. 26 (2), 186-194 (2004).
- Varejao, A. S., et al. Functional assessment of peripheral nerve recovery in the rat: gait kinematics. Microsurgery. 21 (8), 383-388 (2001).
- Varejao, A. S., et al. Ankle kinematics to evaluate functional recovery in crushed rat sciatic nerve. Muscle and Nerve. 27 (6), 706-714 (2003).
- Nath, T., et al. Using DeepLabCut for 3D markerless pose estimation across species and behaviors. Nature Protocols. 14 (7), 2152-2176 (2019).
- Mathis, A., et al. DeepLabCut: markerless pose estimation of user-defined body parts with deep learning. Nature Neuroscience. 21 (9), 1281-1289 (2018).
- Deumens, R., Jaken, R. J., Marcus, M. A., Joosten, E. A. The CatWalk gait analysis in assessment of both dynamic and static gait changes after adult rat sciatic nerve resection. Journal of Neuroscience Methods. 164 (1), 120-130 (2007).
- Heinzel, J., et al. Use of the CatWalk gait analysis system to assess functional recovery in rodent models of peripheral nerve injury - a systematic review. Journal of Neuroscience Methods. 345, 108889 (2020).
- Heinzel, J. C., Hercher, D., Redl, H. The course of recovery of locomotor function over a 10-week observation period in a rat model of femoral nerve resection and autograft repair. Brain and Behavior. , 01580 (2020).
- Chen, S. H., et al. Changes in GABA and GABA(B) receptor expressions are involved in neuropathy in the rat cuneate nucleus following median nerve transection. Synapse. 66 (6), 561-572 (2012).
- Chen, S. H., et al. Decreases of glycine receptor expression induced by median nerve injury in the rat cuneate nucleus contribute to NPY release and c-Fos expression. Life Sciences. 90 (7-8), 278-288 (2012).
- Hetze, S., Romer, C., Teufelhart, C., Meisel, A., Engel, O. Gait analysis as a method for assessing neurological outcome in a mouse model of stroke. Journal of Neuroscience Methods. 206 (1), 7-14 (2012).
- Sandner, B., et al. Systemic epothilone D improves hindlimb function after spinal cord contusion injury in rats. Experimental Neurology. 306, 250-259 (2018).
- Kappos, E. A., et al. Validity and reliability of the CatWalk system as a static and dynamic gait analysis tool for the assessment of functional nerve recovery in small animal models. Brain and Behavior. 7 (7), 00723 (2017).
- Deumens, R., Marinangeli, C., Bozkurt, A., Brook, G. A. Assessing motor outcome and functional recovery following nerve injury. Methods in Molecular Biology. 1162, 179-188 (2014).
- Webster, G. V. Halstedian principles in the practice of plastic and reconstructive surgery. Stanford Medical Bulletin. 13 (3), 315-316 (1955).
- Bozkurt, A., et al. A flexible, sterile, and cost-effective retractor system for microsurgery. Microsurgery. 31 (8), 668-670 (2011).
- Carr, M. M., Best, T. J., Mackinnon, S. E., Evans, P. J. Strain differences in autotomy in rats undergoing sciatic nerve transection or repair. Annals of Plastic Surgery. 28 (6), 538-544 (1992).
- Dellon, A. L., Mackinnon, S. E. Sciatic nerve regeneration in the rat. Validity of walking track assessment in the presence of chronic contractures. Microsurgery. 10 (3), 220-225 (1989).
- Jackson, C. M. Anatomy of the rat. Transactions of the American Philosophical Society, Philadelphia, New Series, Volume XXVII, 1935. The Anatomical Record. 65 (1), By Eunice Chace Greene. With Foreword by Henry H Donaldson 127-129 (1936).
- Pena, M. C., Baron, J. Femoral nerve and rectus femoris muscle of the rat: a study in anatomy, histology, and histoenzymes. Annals of Plastic Surgery. 20 (6), 527-532 (1988).
- Kjell, J., Olson, L. Rat models of spinal cord injury: from pathology to potential therapies. Disease Models and Mechanisms. 9 (10), 1125-1137 (2016).
- Basso, D. M., Beattie, M. S., Bresnahan, J. C. A sensitive and reliable locomotor rating scale for open field testing in rats. Journal of Neurotrauma. 12 (1), 1-21 (1995).
- Bozkurt, A., et al. CatWalk gait analysis in assessment of functional recovery after sciatic nerve injury. Journal of Neuroscience Methods. 173 (1), 91-98 (2008).
- Godinho, M. J., et al. Immunohistochemical, ultrastructural and functional analysis of axonal regeneration through peripheral nerve grafts containing Schwann cells expressing BDNF, CNTF or NT3. PLoS One. 8 (8), 69987 (2013).
- Pajenda, G., et al. Spatiotemporally limited BDNF and GDNF overexpression rescues motoneurons destined to die and induces elongative axon growth. Experimental Neurology. 261, 367-376 (2014).
- Matsuura, Y., et al. The effect of anti-NGF receptor (p75 Neurotrophin Receptor) antibodies on nociceptive behavior and activation of spinal microglia in the rat brachial plexus avulsion model. Spine (Phila Pa 1976). 38 (6), 332-338 (2013).
- Hamers, F. P., Lankhorst, A. J., van Laar, T. J., Veldhuis, W. B., Gispen, W. H. Automated quantitative gait analysis during overground locomotion in the rat: its application to spinal cord contusion and transection injuries. Journal of Neurotrauma. 18 (2), 187-201 (2001).
- Koopmans, G. C., et al. The assessment of locomotor function in spinal cord injured rats: the importance of objective analysis of coordination. Journal of Neurotrauma. 22 (2), 214-225 (2005).
- Frohlich, H., Claes, K., De Wolf, C., Van Damme, X., Michel, A. A machine learning approach to automated gait analysis for the Noldus Catwalk system. IEEE Transaction on Bio-medical Engineering. 65 (5), 1133-1139 (2018).
- Batka, R. J., et al. The need for speed in rodent locomotion analyses. Anatomical Record (Hoboken, N. J). 297 (10), 1839-1864 (2014).
- Wood, T., et al. A ferret model of encephalopathy of prematurity. Developmental Neuroscience. 40 (5-6), 475-489 (2018).
- Abbas, W., Masip Rodo, D. Computer methods for automatic locomotion and gesture tracking in mice and small animals for neuroscience applications: a survey. Sensors. 19 (15), Basel, Switzerland. (2019).
- Irintchev, A. Potentials and limitations of peripheral nerve injury models in rodents with particular reference to the femoral nerve. Annals of Anatomy. 193 (4), 276-285 (2011).
- Haastert-Talini, K. Modern Concepts of Peripheral Nerve Repair. Haastert-Talini, K., Assmus, H., Antoniadis, G. , Springer International Publishing. 127-138 (2017).
- Lu, L., et al. Growth differentiation factor 11 promotes neurovascular recovery after stroke in mice. Frontiers in Cellular Neuroscience. 12, (2018).
- Caballero-Garrido, E., Pena-Philippides, J. C., Galochkina, Z., Erhardt, E., Roitbak, T. Characterization of long-term gait deficits in mouse dMCAO, using the CatWalk system. Behavioral Brain Research. 331, 282-296 (2017).
- Graham, D. M., Hampshire, V. Methods for measuring pain in laboratory animals. Lab Animal. 45 (3), 99-101 (2016).
- Monte-Raso, V. V., Barbieri, C. H., Mazzer, N., Yamasita, A. C., Barbieri, G. Is the sciatic functional index always reliable and reproducible. Journal of Neuroscience Methods. 170 (2), 255-261 (2008).
- Stossel, M., et al. Comparative evaluation of chitosan nerve guides with regular or increased bendability for acute and delayed peripheral nerve repair: a comprehensive comparison with autologous nerve grafts and muscle-in-vein grafts. Anatomical Record (Hoboken). 301 (10), 1697-1713 (2018).
- Vrinten, D. H., Hamers, F. F. CatWalk' automated quantitative gait analysis as a novel method to assess mechanical allodynia in the rat; a comparison with von Frey testing. Pain. 102 (1-2), 203-209 (2003).
- Aman, M., Sporer, M., Bergmeister, K., Aszmann, O. Animal models for selective nerve transfers of the upper extremity. Handchirurgie Mikrochirurgie Plastische Chirurgie. 51 (4), 319-326 (2019).
