Summary
Vi præsenterer en metode, der er specielt skræddersyet til at afbilde hele hjernen hos voksne Drosophila under adfærd og som reaktion på stimuli. Hovedet er placeret for at give optisk adgang til hele hjernen, mens fluen kan bevæge sine ben og antenner, spidsen af proboscis, og øjnene kan modtage sensoriske stimuli.
Abstract
Vi præsenterer en metode udviklet specielt til at billedet hele Drosophila hjernen under løbende adfærd såsom at gå. Hovedfiksering og dissektion er optimeret for at minimere deres indvirkning på adfærd. Dette opnås først ved hjælp af en holder, der minimerer bevægelseshindringer. Bagsiden af fluens hoved er limet til denne holder i en vinkel, der giver optisk adgang til hele hjernen, samtidig med at fluens evne til at gå, soignere, lugte, smage og se. Bagsiden af hovedet dissekeres for at fjerne væv i den optiske sti og muskler, der er ansvarlige for hovedbevægelsesgenstande. Fluehjernen kan efterfølgende afbildes for at registrere hjerneaktivitet, for eksempel ved hjælp af calcium- eller spændingsindikatorer, under specifik adfærd som gang eller pleje og som reaktion på forskellige stimuli. Når den udfordrende dissektion, som kræver betydelig praksis, er blevet mestret, denne teknik gør det muligt at registrere rige datasæt, der vedrører hele hjernens aktivitet til adfærd og stimulus svar.
Introduction
Imaging hjerneaktivitet ved hjælp af forskellige teknikker har uddybet forståelsen af hjernens funktion. Hos mennesker har hjernebilleddannelsesteknikker vigtige begrænsninger: Mens funktionel magnetisk resonansbilleddannelse (fMRI) tilbyder spatio-temporal opløsning langt under enkelt neuronopløsning, tillader hurtige teknikker som elektroencefalografi (EEG) kun indirekte og delvis adgang til hjernen1. I tilstrækkeligt store dyremodeller såsom gnavere giver registrering af fluorescerende aktivitetssensorer (f.eks. GCaMP) ved hjælp af hovedmonterede mikroskoper mulighed for at observere hjerneaktivitet, mens dyret bevæger sig i sit miljø2. Ikke desto mindre giver disse teknikker i øjeblikket kun adgang til en lille del af hjernen. Hovedfaste dyr kan afbildes mere omfattende, men dækningen er stadig delvis (f.eks. cortexoverfladen3). Det er kun i små dyr, såsom zebrafisk larverne, C. elegans og Drosophila, at hele hjernen kan afbildes med tidsmæssig og rumlig opløsning på niveau med eller tæt på enkelte neuroner4.
D. melanogaster er særligt lovende, fordi det længe har været brugt som en genetisk model organisme5 og kraftfulde genetiske værktøjer er blevet udviklet6. Suppleret med det nye store anatomiske netværk afledt af elektronmikroskopi7, kunne fluen give unikke muligheder for at studere kompleks hjernedynamik genereret på et stort netværk8. Selv om kutikula ikke er gennemsigtig, og skal derfor fjernes for at billedet hjernen, in vivo funktionel billeddannelse er blevet mere og mere almindeligt sted siden den første undersøgelse i 20029 og flere protokoller er allerede blevet offentliggjort. Men disse metoder indebærer enten at adskille fluehovedet fra kroppen10, hvilket i alvorlig grad begrænser fluens bevægelser og/eller reaktioner på stimuli11,12,13,14,15eller kun tillader en lille en del af hjernen, der skal afbildes9,16,25,26,27,17,18,19,20,21,22,23,24. For at supplere disse ikke desto mindre kraftfulde tilgange udviklede vi for nylig et præparat til at billedet hele hjernen under adfærd og reaktioner på forskellige stimuli28.
Her bygger vi videre på denne undersøgelse for at præsentere en metode, der er specielt udviklet til at afbilde hele hjernen, mens fluen udfører semi-naturalistisk adfærd (dvs. gå og pleje) og reagerer på sensoriske stimuli. Dette opnås ved hjælp af en observationsholder, der er designet til at give adgang til hele hjernen fra den dorsale-bageste side, mens antennerne og proboscis er intakte, og tillader fluen at bevæge benene til at gå (f.eks. på en luftpudet bold). Trin til dissekering af bagsiden af hovedet er blevet raffineret til hastighed, reproducerbarhed og for at minimere deres virkning på flyvens levedygtighed og mobilitet.
Protocol
Alle trin udføres under et stereomikroskop.
1. Forberedelse af indehaveren
- Udskriv indehaveren »FlyholderVJove.stl« (se supplerende materiale)med en 3D-printer, eller få den udskrevet ved hjælp af onlinetjenester (Figur 1A). Både SLS (Nylon PA12) og multijet fusion (PA12) er velegnede.
- Opret hovedpladsen.
- Placer et stykke klæbebånd rektangulært på en flad overflade. Skær en skive på ca. 5 mm x 1 cm. Skær nakkestikket (~400 x 400 μm) midt på den længere side af båndet ved hjælp af faste parallelle knive (to skalpelblade, der sidder fast) for at sikre samme bredde i hver holder(Figur 1B).
- Placer båndet over den fladere side af hullet i holderen på undersiden (se figur 1C og figur 1D). Båndet kan deformeres ved at skubbe det ned med pincet ~ 500 μm rundt om hullet; dette vil yderligere minimere hindrer senere flyve bevægelser.
- Dæk båndet og holderen fra toppen med sort neglelak for at forhindre bufferen i at lække ud. Den sorte neglelak vil også beskytte fluens øjne mod mikroskopets excitationslys. Lad neglelakken tørre mindst en time før brug af holderen.
- Når neglelakken er tør, tilsættes ~1 μL fedt i hovedåbningen ved hjælp af et rullet væv for at sikre, at limen ikke fugter bagsiden af fluens hoved (Figur 2A). Sørg for ikke at sætte fedt uden for åbningen, der forhindrer limen i at klæbe.
- Opret brødtekststikket (Figur 2B).
- Du kan også forberede det bånd, der skal bruges til at placere fluens krop (se nedenfor) på forhånd. Brug designet i figur 2B (øverst) til at skære et stykke ~ 2 cm bredt bånd i to og skære 1,5 mm brede skiver. Skær 0,3 mm dybe skuldre og kropsplads ud. Sørg for, at den passer til holderen.
BEMÆRK: Variationen mellem flyvestørrelser (især med køn, alder, genotype eller art) kan gøre det nødvendigt at justere bånddesignet. Hvis hovedet har tendens til at være dårligt centreret, kan det være nyttigt at tilføje et V-formet stykke tape midlertidigt over nakkestikket(Figur 3). Påfør også et par mikroliter fedt inde i nakkeåbningen og på det V-formede bånd.
- Du kan også forberede det bånd, der skal bruges til at placere fluens krop (se nedenfor) på forhånd. Brug designet i figur 2B (øverst) til at skære et stykke ~ 2 cm bredt bånd i to og skære 1,5 mm brede skiver. Skær 0,3 mm dybe skuldre og kropsplads ud. Sørg for, at den passer til holderen.
2. Placering af fluen
BEMÆRK: En til fire dage gamle kvindelige fluer er ideelle, fordi det kvindelige hoved er større og dermed lettere at dissekere end det mandlige hoved, og yngre fluer har blødere neglebånd. Til gangeksperimenter kan flyveaktiviteten øges ved at matche forsøgene med tider med højere døgnrytmeaktivitet (ZT0 eller ZT11) ved hjælp af saltvand indeholdende glukose (såsom 103 mM NaCl, 3 mM KCl, 5 mM TES, 8 mM trehalose 2 H2O, 10 mM glukose, 26 mM NaHCO3,1 mM NaH2PO4,2,5 mM CaCl2,2 H2O, 4 mM MgCl2,6 H2O), ved at sulte fluen op til 24 timer med et vandmiljø og ved at opvarme miljøet til ~28 °C under forsøget. Klipning af vingerne mindst en dag i forvejen hjælper også med at reducere forsøg på at flyve og dermed øge hyppigheden af gangkampe7,29,30.
- Fyld en petriskål eller pipette spidskasse låg med is, læg et laboratorievæv på toppen af isen og sæt holderen på hovedet på den.
- Overfør en flue på is for at lamme den ved at suge den fra dens hætteglas ind i et rør og blæse den på isen (sørg for, at isen ikke smeltes, hvilket ville drukne fluen).
- Når fluen holder op med at bevæge sig, skal du bruge kedelige pincet til at skubbe den ind i holderen med halsen inde i åbningen (fluen kan holdes på basis af vingen) som i figur 4 (venstre). Øjnene skal være på lige store positioner med hensyn til siderne af åbningen (Figur 4, midten). Hvis det er nødvendigt, tilsættes 1 μL fedt på toppen af hovedet for at forhindre limen (se næste trin) i at nå bagsiden af hovedet og fjern senere.
- Dæk kroppen med et væv og noget is for at sikre, at fluen ikke bevæger sig i dette trin og det næste(Figur 4, højre). En anden mulighed for at forhindre benene i at nå hovedet er at bruge et stykke tape lige under hovedet (se figur 6).
3. Sikring af hovedet
- Placer hovedet i en ~20°-vinkel fra en helt bageste visning (omkring sideaksen, se figur 5A). Dette er et kompromis mellem at reducere dybden til billedet og på den anden side opretholde det forreste ben fri til at bevæge sig og minimere strækningen af halsen.
- Med et samlet væv (Figur 5B) sættes UV-lim rundt om hovedet, samtidig med at man undgår at tilsmudse det sensoriske interesseområde (antenner, proboscis og/eller øjne). For smagseksperimenter skal du trække proboscis ud og tilføje lim ved sin base for at forhindre bevægelse. Hvis der ikke er planlagt noget smagseksperiment, skubbes proboscis bedst ind i hovedet og fastgøres med lim for at minimere bevægelse (Figur 6).
- Hærd limen med UV-lys i 5 s. Rengør forsigtigt omgivelserne i hovedet med et rullet væv for at fjerne resterende flydende lim, der kan klæbe til benene og / eller jordsensoriske områder.
BEMÆRK: Båndet kan skrubbes med sandpapir for at øge lim vedhæftning, hvis det er nødvendigt. - Brug en tynd strimmel tape eller et rullet væv til at flytte benene til fronten (hvis de ikke allerede er det), så de ikke beskadiges af det næste trin.
4. Placering af kroppen
BEMÆRK: Dette trin skal udføres hurtigt. før fluen kommer sig efter anæstesi.
- Fjern isbeholderen og vend holderen rundt. Fjern vandet omkring fluen med et væv.
- Placer kroppen slot tape (skabt i trin 1) over hullet og forsigtigt skubbe fluens krop ned(Figur 7). Pas på ikke at strække halsen for meget.
5. Forsegling af hullet
- Dæk eventuelle resterende store huller med tape.
- Tilsæt ~ 1 μL fedt på bagsiden af hovedet og i nakkeområdet for at sikre, at ingen lim vil våd der.
- Med en rullet op væv, maling UV-lim rundt og på toppen af båndet og på brystkassen (øvre dorsale del af mesonotum) for at ordne det. Hærd limen med UV-lys i ~5 s.
BEMÆRK: Det er vigtigt at minimere brugen af UV-lys, da det i høj grad kan påvirke fluens helbred. - Rengør forsigtigt fedt og uhærdet lim med laboratorievæv.
- Sæt ~ 1 mL saltvand på toppen af hovedet. Skub luftbobler til side med pincet. Kig efter lækager ved at placere en coverslip over saltvandet og dreje holderen rundt for at kontrollere for saltvand på forsiden. Hvis der er lækager, skal du fjerne saltvandet og rette hullet (enten ved at tilføje mere lim eller mere fedt).
BEMÆRK: Dette kan være et godt tidspunkt at holde pause, hvis det er nødvendigt. Fluen kan tilbydes et lille stykke væv eller Styrofoam bold til at gå på for at forhindre flailing og berolige flyve ned.
6. Dissekering af hovedet
BEMÆRK: Brug skærpede tang til følgende trin. Meget fine pincet er kritiske som kedelige pincet vil gøre det vanskeligere at åbne hovedet kutikula og kan føre til yderligere skader på fluens hoved eller hjerne. Stærk forstørrelse kan hjælpe på nuværende tidspunkt. Til dette formål kan man erstatte kikkerten i kikkertmikroskopet med 30x okulær.
- Foretag to snit i bunden af den centrale mørke trekant på hver side af halsen (se kryds i figur 8A).
- Skær omkring den mørke trekant og fjern denne del af neglebåndet.
- Hullet i hjernen, hvorigennem muskel 16 og spiserøret gå nu skal være synlige og bevæge sig rytmisk(Video 1 præsenterer denne rytmiske bevægelse i en fluescerende muskler). Knib forsigtigt toppen af dette område for at skære muskel 16 uden at punktere spiserøret. Hvis hjernens rytmiske bevægelse stoppede, blev muskel 16 sandsynligvis fjernet, men bevægelsen stopper nogle gange og genstarter senere. Det er derfor vigtigt at være opmærksom på rytmiske bevægelser og udføre dette trin igen, hvis det er nødvendigt.
- Skær den resterende kutikula i små stykker og fjern dem forsigtigt. Prøv ikke at trække i neglebåndet for meget. Brug i stedet tangen som en saks til at skære stykker væv. Man kan starte på de mediale kanter, hvor den mørke trekant blev fjernet før og arbejde sig vej til siderne.
BEMÆRK: Stykker af kutikula kan bruges til forsigtigt at skrabe fedtlegemer, hvis de er til stede. - Fjern luftsækkene det ene stykke efter det andet ved at gribe dem med tangen og trække langsomt og roligt.
Representative Results
Præparatet er beskrevet ovenfor giver mulighed for observation af hele hjernen under et mikroskop for storstilet 3D-billeddannelse såsom klassisk 2 fotoner eller konfokal mikroskopi, men også hurtigere teknikker såsom lysblad31 og andre strukturerede belysning mikroskopi teknikker (gennemgået i32), eller lysfelt mikroskopi28.
Adgangen til hele hjernen, mens observere adfærd og opretholde funktionelle sensoriske organer gør det muligt at besvare flere spørgsmål.
For det første, hvad er den samlede hjerneaktivitet, når fluen er i hvile, under adfærd, og når den reagerer på stimuli? Som et eksempel inkluderer vi data opnået med et lysfeltmikroskop, der viser hjerneaktivering under reaktioner på stimuli og adfærd. For eksempel blev der i Video 2udtrykt en calciumsonde i alle neuroner (nsyb-GAL4 og UAS-syt-GCaMP6s (til venstre) eller UAS-GCaMP6M (højre)) og et pust af lugt blev præsenteret. Bemærk, hvordan præparatet gør det muligt at få et overblik over hjernens aktivitet under reaktionen på stimulus. De kraftfulde genetiske værktøjer i Drosophila kan bruges til at begrænse udtrykket af disse sensorer til specifikke neuronale undertyper. I Video 3begrænsede vi udtrykket af en calciumsensor til dopaminergiske og serotoninergiske neuroner (TH-GAL4, DDC-GAL4 og UAS-GCaMP6M). Bemærk den stærke synkrone aktivitet over hjernen tæt korreleret med fluevandringen, tilladt ved at observere hele hjernen under adfærd. Ud over calciumaktivitet kan andre fysiske eller kemiske signaler afbildes (ved hjælp af for eksempel sensorer til spænding28,33, metabolismeprodukter34,35 eller specifikke neuromodulatorer36).
For at forstå hjerneaktivitetens rolle mere specifikt kan vi spørge, hvilke regioner der er involveret i hvilken adfærd, reaktion på stimuli eller spontane aktivitetsmønstre. Dataene kan faktisk bruges som en upartisk skærm til at udtrække funktionelle regioner ved hjælp af teknikker som hovedkomponentanalyse og uafhængig komponentanalyse. Figur 9A viser forskellige funktionelle områder i forskellige farver. Formen og lokaliseringen af de funktionelle regioner gør det muligt at kortlægge dem til anatomiske skabeloner for at identificere hjerneregioner og i nogle tilfælde neurontype. Når fluorescensværdierne er afstemt efter den anatomiske skabelon, kan de desuden beregnes som et gennemsnit i anatomiske hjerneområder til kvantitativ analyse (se figur 9B). En hierarkisk gaussisk model, der anvendes på data i figur 9B, viser f.eks., at områder er mere aktive under gang (med en ΔF/F-median på 0,029, 95% troværdigt interval=[0,017 0,041]), men ikke under gommen (ΔF/F median = -0,0049 med 95% troværdigt interval=[-0,016 0,0059]).
Ud over forståelsesdybden kan de samtidige optagelser af de forskellige funktionelle områder, der er tilladt af præparatet, bruges til at studere det funktionelle netværks dynamiske egenskaber. Dette er vigtigt, fordi hjerneregioner i alle hjerner, der er undersøgt indtil videre, er meget tilbagevendende indbyrdes forbundne, og flere og flere undersøgelser viser, at selv sensoriske områder reagerer på dyrets adfærdsmæssige tilstand. Flere aspekter kan ses på såsom funktionelle grafegenskaber (f.eks. moduler) og spatio-tidsmæssige mønstre, der kan passe med dynamiske systemer (se8 for eksempler).
Figur 1: Forberedelse af indehaveren (trin 1). A) Holderdesign (se fra toppen). B)Forberedelse af halsslot. top: tape design, bund: parallelle knive, der bruges til at skære halsen slot. C) Visning af indehaveren nedefra. D) Nederste visning, der angiver, hvor halsstikbåndet skal tilføjes. Klik her for at se en større version af dette tal.
Figur 2: Yderligere forberedelser (trin 1). A)Tilsæt fedt i nakkeåbningen for at forhindre lim til at dække bagsiden af hovedet og for at forhindre saltvandslækager. Skalastænger, 1 mm. B) Top: formen på det stykke tape, der skal bruges til at skubbe kroppen ned. Nederst: Sørg for, at båndet passer til holderen. Klik her for at se en større version af dette tal.
Figur 3: Placering af et v-formet stykke tape til at hjælpe centrering. (A)Nederste visning. (B) Øverste visning. Skalalinje, 2 mm. Klik her for at se en større version af dette tal.
Figur 4: Placer fluen (trin 2). Venstre, bruge to kedelige pincet til at placere kroppen, så halsen er i nakken slot. I midten, juster hovedet. Øjnene ligger på begge sider på kanten af åbningen. Fluens hoved er lige. Ja, put fluen med et væv dækket af is for at forhindre den i at bevæge sig. Skalalinje, 1 mm. Klik her for at se en større version af dette tal.
Figur 5: Ret hovedet (trin 3). A)Hovedets ideelle vinkel. B)Tilsæt UV-lim rundt om hovedet, undgå sensoriske områder af interesse. Skalalinje, 1 mm. Klik her for at se en større version af dette tal.
Figur 6: Proboscisspidsen og antennerne kan holdes fri for lim (trin 3). Den hvide cirkel angiver det område, hvor UV-limen er påført. Pilen viser, hvilke dele der er fri for lim til olfaktoriske og gustatoriske eksperimenter. Bemærk det valgfrie bånd, der forhindrer benene i at røre limområdet. Skalalinje, 200 μm. Klik her for at se en større version af dette tal.
Figur 7: Placer bagtape (trin 4.2). Båndet, der er oprettet i trin 1 (se figur 2, til venstre), bruges til at placere kroppen og dække det store hul i holderen. Skalalinje, 1 mm. Klik her for at se en større version af dette tal.
Figur 8: Dissektionstrin (trin 6). A-B) Klip på hver side i bunden af den mørke trekant (krydser) og fjern denne del af kutikula C). D) og E) fjerner muskel 16. Fjern derefter forsigtigt resten af neglebåndet F), luftsækkene G) og musklerne. H)Dissekeret hoved. Skalalinje, 200 μm. Klik her for at se en større version af dette tal.
Figur 9: Repræsentative resultater. A) Funktionelle områder (ekstraheret ved hjælp af PCA og ICA som i28) for en flue udtrykke GCaMP6 pan-neuronally afbildet med et let felt mikroskop (25x, NA = 0,95 med en matchende f/12 mikrolinse array). Skala bar, 100 μm. B) Gennemsnitlig calciumaktivitet i store hjerneområder under reaktioner på stimuli og adfærd (gengivet fra28). Klik her for at se en større version af dette tal.
Video 1: Muskel 16 bevægelser (trin 6.3). GFP blev udtrykt i muskler. Bemærk pumpebevægelsen, der kommer fra hullet lige over luftrøret. Klik her for at downloade denne video.
Video 2: Pan-neuronal calcium aktivitet under reaktion på lugt til to forskellige præparater. Balsamico eddike blev pustet på fluen. Pan-neuronal calcium aktivitet (nsyb-GAL4 driver, UAS-syt-GCaMP6s venstre og UAS-GCaMP6M højre) blev afbildet med et let felt mikroskop (25x, NA = 0,95 med en matchende f/12 mikrolen array). Lysfeltbilleder blev derefter rekonstrueret som beskrevet i ref.28,37. Klik her for at downloade denne video.
Video 3: Calcium aktivitet i en neuron type delmængde under adfærd. GCaMP6 blev udtrykt i dopaminergiske og serotoninergiske neuroner (med TH-GAL4 og DDC-GAL4). I kombination med fluegenetiske værktøjer gør præparatet det muligt at observere en stærk stigning i aktiviteten i mange regioner under gåtur. Klik her for at downloade denne video.
Supplerende materiale. Klik her for at hente denne fil.
Discussion
Drosophila er et af de sjældne voksne dyr, hvor hele hjernen kan afbildes under kompleks adfærd. Her præsenterer vi en metode til at forberede fluen og udsætte hele sin hjerne for at billedet løbende hele hjernens aktivitet. Der er flere vigtige punkter, der skal bemærkes.
Dissekere et lille dyr som D. melanogaster er udfordrende. Metoden kræver derfor en masse praksis og tålmodighed til at mestre det. Efter træning tager proceduren dog mindre end 30 minutter og giver reproducerbare resultater.
Den metode, vi præsenterede, har yderligere begrænsninger. For det første fører vippe fluehovedet fra sin naturlige position til at strække halsen, hvilket kan være skadeligt for bindevæv, nerver eller muskler. For det andet, selv om den ventrale subesophageal zone (SEZ) er optisk tilgængelig, er den under den halvgennemsigtige spiserøret, hvilket reducerer intensiteten og opløsningen i dette område. Endelig, selvom indehaveren er uden for rækkevidde i de fleste retninger, indser fluen stadig nogle gange sin tilstedeværelse og skubber på den for at forsøge at flygte.
På trods af disse begrænsninger vil de omfattende data, der er opnået fra hele hjernescanning under adfærd og reaktioner på stimuli, gøre det muligt at dechifrere hjernefunktionen på niveau med hele netværket, når dyret interagerer med og navigerer i komplekse, naturalistiske miljøer.
Disclosures
Forfatterne har intet at afsløre.
Acknowledgments
Vi takker Heidi Miller-Mommerskamp for teknisk hjælp og Iveth Melissa Guatibonza Arevalo for nyttige kommentarer til manuskriptet. Indledende versioner af protokollen blev udviklet i laboratoriet af Ralph Greenspan. Dette arbejde blev støttet af den tyske forskningsfond (DFG), især gennem et tilskud PÅ 2705 (TP3) til IGK og af Simons foundation (Aimon – 414701) og Kavli Institute for Brain and Mind (tilskudsnummer #2017-954) modtaget af SA.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| #5 forceps | FST by DUMONT | 11252-30 | straight tip 0.05 x 0.02 mm, Dumoxel, 11 cm long |
| #55 forceps | FST by DUMONT | 11255-20 | straight tip 0.05 x 0.02 mm, Inox, 11 cm long |
| 30x oculars | yegren | WF30-9-30-H | WF30X/9 High Eye-point Eyepiece Wide Field View Ocular Optical Lens for Stereo Microscope or Biological Microscope 30X, 30mm without Reticle |
| AHOME/UV flashlight | Shenzhen Yijiawan Technology Co., Ltd | B07V2W9543 (ASIN) | 365 nm |
| Fotoplast Gel/UV Glue | Dreve Otoplastik GmbH | 44791 | GHS07, GHS08 |
| Gloss Finish Transparent Tape | 3M Scotch | ||
| KIMTECH Science/Precision wipes | Kimberly-Clark Professional | 7552 | 11 x 21 cm |
| KL 1500 LCD/Microscope light | Schott | ||
| Leica MS5 Microscope | Leica | WF30X/9 | |
| Nail Lacqueur | Opi Products Inc., N. Hollywood | 6306585338 | black |
| Saline: Hepes NaH2PO4 NaHCO3 MgCl2 CaCl2 NaCl KCl sucrose threalose | Sigma Aldrich | ||
| Scalpel | Werner Dorsch GmbH | 78 621; B07SXCXWFS (ASIN) | soft handle |
| Vacuum grease | Dow corning | 0020080 /100 gr | Moly Kote 111 Compound Grease Grease Valve Stamp 100 g |
References
- Papanicolaou, A. C. The Oxford Handbook of Functional Brain Imaging in Neuropsychology and Cognitive Neurosciences. , Oxford University Press. (2017).
- Zong, W., et al. Fast high-resolution miniature two-photon microscopy for brain imaging in freely behaving mice. Nature Methods. 14, 713-719 (2017).
- Musall, S., Kaufman, M. T., Juavinett, A. L., Gluf, S., Churchland, A. K. Single-trial neural dynamics are dominated by richly varied movements. Nature Neuroscience. 22, 1677-1686 (2019).
- Ahrens, M. B., Engert, F. Large-scale imaging in small brains. Current Opinion in Neurobiology. 32, 78-86 (2015).
- Sokolowski, M. B. Drosophila: Genetics meets behaviour. Nature Reviews Genetics. 2, 879-890 (2001).
- Venken, K. J. T., Bellen, H. J. Emerging technologies for gene manipulation in Drosophila melanogaster. Nature Reviews Genetics. 6, 167-178 (2005).
- Zheng, Z., et al. A Complete Electron Microscopy Volume of the Brain of Adult Drosophila melanogaster. Cell. 174, 730-743 (2018).
- Aimon, S., Grunwald Kadow, I. C. Studying complex brain dynamics using Drosophila. Journal of Neurogenetics. 34, 171-177 (2020).
- Fiala, A., et al. Genetically Expressed Cameleon in Drosophila melanogaster Is Used to Visualize Olfactory Information in Projection Neurons. Current Biology. 12, 1877-1884 (2002).
- Wang, J. W., Wong, A. M., Flores, J., Vosshall, L. B., Axel, R. Two-Photon Calcium Imaging Reveals an Odor-Evoked Map of Activity in the Fly Brain. Cell. 112, 271-282 (2003).
- Mann, K., Gallen, C. L., Clandinin, T. R. Whole-Brain Calcium Imaging Reveals an Intrinsic Functional Network in Drosophila. Current Biology. 27, 2389-2396 (2017).
- Liang, X., Holy, T. E., Taghert, P. H. Synchronous Drosophila circadian pacemakers display nonsynchronous Ca2+ rhythms in vivo. Science. 351, 976-981 (2016).
- Harris, D. T., Kallman, B. R., Mullaney, B. C., Scott, K. Representations of Taste Modality in the Drosophila Brain. Neuron. 86, 1449-1460 (2015).
- Yoshihara, M. Simultaneous recording of calcium signals from identified neurons and feeding behavior of Drosophila melanogaster. Journal of Visualized Experiments. , e1 (2012).
- Strutz, A., Völler, T., Riemensperger, T., Fiala, A., Sachse, S. Calcium imaging of neural activity in the olfactory system of Drosophila. Neuromethods. 72, 43-70 (2012).
- Seelig, J. D., et al. Two-photon calcium imaging from head-fixed Drosophila during optomotor walking behavior. Nature Methods. 7, 535-540 (2010).
- Fisher, Y. E., Lu, J., D'Alessandro, I., Wilson, R. I. Sensorimotor experience remaps visual input to a heading-direction network. Nature. 576, 121-125 (2019).
- Green, J., Vijayan, V., Mussells Pires, P., Adachi, A., Maimon, G. A neural heading estimate is compared with an internal goal to guide oriented navigation. Nature Neuroscience. 22, 1460-1468 (2019).
- Shiozaki, H. M., Ohta, K., Kazama, H. A Multi-regional Network Encoding Heading and Steering Maneuvers in Drosophila. Neuron. 106, 126-141 (2020).
- Huang, C., et al. Long-term optical brain imaging in live adult fruit flies. Nature Communications. 9, 872 (2018).
- Kohatsu, S., Koganezawa, M., Yamamoto, D. Female contact activates male-specific interneurons that trigger stereotypic courtship behavior in Drosophila. Neuron. 69, 498-508 (2011).
- Grover, D., Katsuki, T., Greenspan, R. J. Flyception: imaging brain activity in freely walking fruit flies. Nature Methods. 13, 569-572 (2016).
- Cohn, R., Morantte, I., Ruta, V. Coordinated and Compartmentalized Neuromodulation Shapes Sensory Processing in Drosophila. Cell. 163, 1742-1755 (2015).
- Fiala, A., Spall, T. In Vivo Calcium Imaging of Brain Activity in Drosophila by Transgenic Cameleon Expression. Science Signaling. 2003, (2003).
- Silbering, A. F., Bell, R., Galizia, C. G., Benton, R. Calcium imaging of odor-evoked responses in the Drosophila antennal lobe. Journal of Visualized Experiments. , (2012).
- Bilz, F., Geurten, B. R. H., Hancock, C. E., Widmann, A., Fiala, A. Visualization of a Distributed Synaptic Memory Code in the Drosophila Brain. Neuron. 106, 963-976 (2020).
- Berry, J. A., Cervantes-Sandoval, I., Chakraborty, M., Davis, R. L. Sleep Facilitates Memory by Blocking Dopamine Neuron-Mediated Forgetting. Cell. 161, 1656-1667 (2015).
- Aimon, S., et al. Fast near-whole-brain imaging in adult Drosophila during responses to stimuli and behavior. PLOS Biology. 17, 2006732 (2019).
- Azevedo, A. W., et al. A size principle for recruitment of Drosophila leg motor neurons. Elife. 9, (2020).
- Haberkern, H., et al. Visually Guided Behavior and Optogenetically Induced Learning in Head-Fixed Flies Exploring a Virtual Landscape. Current Biology. 29, 1647-1659 (2019).
- Li, W., et al. SCAPE Microscopy for High Speed , 3D Whole-Brain Imaging in Drosophila Melanogaster. Biomed. Opt. Congr. 2016, 4-6 (2016).
- Wu, Y., Shroff, H. Faster, sharper, and deeper: structured illumination microscopy for biological imaging. Nature Methods. 15, 1011-1019 (2018).
- Bando, Y., Grimm, C., Cornejo, V. H., Yuste, R. Genetic voltage indicators. BMC Biology. 17, 71 (2019).
- Plaçais, P. -Y., et al. Upregulated energy metabolism in the Drosophila mushroom body is the trigger for long-term memory. Nature Communications. 8, 15510 (2017).
- Gándara, L., Durrieu, L., Behrensen, C., Wappner, P. A genetic toolkit for the analysis of metabolic changes in Drosophila provides new insights into metabolic responses to stress and malignant transformation. Scientific Reports. 9, 19945 (2019).
- Andreoni, A., Davis, C. M. O., Tian, L. Measuring brain chemistry using genetically encoded fluorescent sensors. Current Opinion in Biomedical Engineering. 12, 59-67 (2019).
- Broxton, M., et al. Wave optics theory and 3-D deconvolution for the light field microscope. Optics Express. 21, 25418-25439 (2013).
