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Summary
Questo lavoro descrive la preparazione dell'estratto cellulare di Escherichia coli (E. coli) seguito da reazioni di sintesi proteica senza cellule (CFPS) in meno di 24 ore. La spiegazione del protocollo CFAI (Cell-Free Autoinduction) descrive i miglioramenti apportati per ridurre la supervisione dei ricercatori e aumentare le quantità di estratto cellulare ottenuto.
Abstract
La sintesi proteica senza cellule (CFPS) è cresciuta come piattaforma biotecnologica che cattura i macchinari di trascrizione e traduzione in vitro. Numerosi sviluppi hanno reso la piattaforma CFPS più accessibile ai nuovi utenti e hanno ampliato la gamma di applicazioni. Per i sistemi CFPS a base di lisato, gli estratti cellulari possono essere generati da una varietà di organismi, sfruttando la biochimica unica di quell'ospite per aumentare la sintesi proteica. Negli ultimi 20 anni, Escherichia coli (E. coli) è diventato uno degli organismi più utilizzati per sostenere la CFPS grazie alla sua convenienza e versatilità. Nonostante i numerosi progressi chiave, il flusso di lavoro per la preparazione dell'estratto di cellule di E. coli è rimasto un collo di bottiglia chiave per i nuovi utenti per implementare CFPS per le loro applicazioni. Il flusso di lavoro di preparazione dell'estratto richiede molto tempo e richiede competenze tecniche per ottenere risultati riproducibili. Per superare queste barriere, abbiamo precedentemente segnalato lo sviluppo di un flusso di lavoro CFAI (Cell-Free Autoinduction) 24 ore su 24 che riduce l'input dell'utente e le competenze tecniche richieste. Il flusso di lavoro CFAI riduce al minimo il lavoro e le competenze tecniche necessarie per generare estratti di cellule, aumentando al contempo le quantità totali di estratti cellulari ottenuti. Qui descriviamo quel flusso di lavoro in modo graduale per migliorare l'accesso e supportare l'ampia implementazione della CFPS basata su E. coli .
Introduction
L'uso della sintesi proteica senza cellule (CFPS) per applicazioni biotecnologiche è cresciuto notevolmente negli ultimi anni 1,2,3. Questo sviluppo può essere attribuito in parte a maggiori sforzi nella comprensione dei processi che si verificano nelle CFPS e del ruolo di ciascun componente 4,5. Inoltre, i costi ridotti attribuiti a configurazioni ottimizzate e fonti di energia alternative hanno reso la tecnologia senza celle più facile da implementare per i nuovi utenti 6,7,8,9. Al fine di implementare i fattori di trascrizione e traduzione necessari per la sintesi proteica, l'estratto cellulare viene spesso utilizzato per guidare le reazioni prive di cellule10. Le guide per l'utente pubblicate di recente hanno fornito protocolli semplici per la produzione di estratti funzionali, rendendo più facile l'implementazione per gli utenti nuovi ed esperti 1,11,12,13,14. L'estratto cellulare è solitamente ottenuto attraverso la lisi di una coltura cellulare, che può essere coltivata utilizzando diversi organismi a seconda dell'uso specifico desiderato 1,15,16.
Escherichia coli (E. coli) è diventato rapidamente uno degli organismi ospiti più comunemente utilizzati per la produzione di estratti funzionali17. Il ceppo BL21 Star (DE3) è preferito perché rimuove le proteasi dalla membrana esterna (proteasi OmpT) e dal citoplasma (proteasi Lon), fornendo un ambiente ottimale per l'espressione proteica ricombinante. Inoltre, il DE3 contiene il λDE3 che trasporta il gene per la T7 RNA polimerasi (T7 RNAP) sotto il controllo del promotore lacUV5; la componente stellare contiene un gene RNaseE mutato che impedisce la scissione dell'mRNA 4,14,18,19. Sotto il promotore lacUV5, l'induzione isopropil-tiogalattopiranoside (IPTG) consente l'espressione di T7 RNAP20,21. Questi ceppi sono usati per coltivare e raccogliere cellule, che danno materia prima per la preparazione dell'estratto. La lisi cellulare può essere eseguita utilizzando una varietà di metodi, tra cui il battito delle perline, la stampa francese, l'omogeneizzazione, la sonicazione e la cavitazione dell'azoto 1,11,12,22.
Il processo di coltura e raccolta batterica è coerente nella maggior parte delle piattaforme quando si utilizza E. coli, ma richiede più giorni e un'intensa supervisione del ricercatore 1,11,13. Questo processo inizia generalmente con una coltura di semi durante la notte in brodo LB, che dopo la crescita durante la notte viene poi inoculata in una coltura più ampia di 2xYTPG (lievito, triptone, tampone fosfato, glucosio) il giorno successivo. La crescita di questa coltura più grande viene monitorata fino a raggiungere la fase logaritmica dall'inizio alla metà, ad una densità ottica (OD) di 2,514,20. È necessaria una misurazione costante in quanto i componenti della trascrizione e della traduzione hanno precedentemente dimostrato di essere altamente attivi nella fase di log dall'inizio alla metà23,24. Mentre questo processo può creare estratto riproducibile, il nostro laboratorio ha recentemente sviluppato un nuovo metodo che utilizza Cell-Free Autoinduction (CFAI) Media, che riduce la supervisione dei ricercatori, aumenta la resa complessiva di estratto per un dato litro di coltura cellulare e migliora l'accesso alla preparazione dell'estratto a base di E. coli sia per gli utenti esperti che per quelli nuovi (Figura 1 ). Qui forniamo la guida passo-passo per l'implementazione del flusso di lavoro CFAI, per passare da una piastra striata di cellule a una reazione CFPS completata entro 24 ore.
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Protocol
1. Crescita dei media
- Preparare 960 mL di supporti CFAI come descritto nella Tabella 1 e regolare il pH a 7,2 utilizzando KOH.
- Trasferire i terreni di coltura in un matraccio sconcertato da 2,5 L e in autoclave per 30 minuti a 121 °C.
- Preparare una soluzione di zucchero da 40 ml come descritto nella Tabella 1. Filtrare la soluzione in un contenitore di vetro autoclavato separato.
NOTA: La soluzione zuccherina può essere conservata in un incubatore a 30 °C fino a nuovo utilizzo. - Lasciare raffreddare completamente il fluido al di sotto dei 40 °C dopo l'autoclave.
- Prima dell'inoculazione del supporto CFAI, aggiungere la soluzione zuccherina direttamente al supporto CFAI.
- Per inoculare il supporto, scorrere un ciclo di colonie da una piastra E. coli BL21 Star (DE3) precedentemente striata e inserirla direttamente nel supporto. Ruotare il loop nel supporto ma evitare di toccare i lati del contenitore. Assicurarsi che la piastra striata sia fresca, con cellule vitali.
- Posizionare il matraccio con il mezzo inoculato in un incubatore a 30 °C agitando a 200 giri/min. Lascia che la cultura cresca durante la notte. Se le cellule vengono inoculate la sera, la coltura raggiungerà una densità ottica approssimativa, misurata a 600 nm (OD600), di 10 la mattina successiva. I tempi di inoculazione e raccolta possono essere regolati secondo necessità.
2. Raccolta delle cellule
- Preparare il buffer S30 in anticipo e tenerlo freddo. Preparare il tampone S30 secondo la Tabella 2, ad un pH finale di 8,2.
NOTA: il buffer S30 può essere preparato giorni prima della raccolta delle cellule. Se ciò avviene, preparare senza ditiotreitolo e conservare a 4 °C. Aggiungere ditiotreitolo appena prima dell'uso. - Da questo punto in poi, mantieni tutte le soluzioni e i materiali sul ghiaccio. Trasferire 1 L di fluido in un flacone di centrifuga da 1 L e centrifugare a 5.000 x g tra 4-10 °C per 10 min. Decantare e smaltire il surnatante. Utilizzando una spatola sterile, trasferire il pellet in un tubo conico pre-refrigerato e precedentemente pesato 50 ml.
- Lavare una volta con 30-40 mL di tampone S30 freddo risospendendo il pellet tramite vortice in raffiche di 30 s con periodi di riposo sul ghiaccio.
NOTA: A causa di un volume maggiore di pellet, la divisione del pellet di cella in due tubi conici da 50 ml può essere utile per la fase di lavaggio. La conservazione delle celle in aliquote più piccole offre anche flessibilità per la lavorazione a valle. - Centrifugare la risospensione cellulare a 5000 x g tra 4-10 °C per 10 min.
- Smaltire il surnatante e pulire eventuali eccessi dalle pareti interne del tubo conico da 50 ml utilizzando un fazzoletto pulito, evitare di toccare il pellet stesso. Pesare e congelare il pellet in azoto liquido. Conservare a -80 °C fino a nuovo utilizzo.
NOTA: i pellet potrebbero non richiedere il congelamento flash se l'utente prevede di continuare con il protocollo di preparazione dell'estratto.
3. Preparazione dell'estratto
- Unire il pellet congelato con 1 mL di tampone S30 per ogni 1 g di pellet cellulare e lasciare scongelare sul ghiaccio per circa 30-60 min. Resuspend pellet scongelato tramite vortice in raffiche di 30 s con periodi di riposo su ghiaccio. Vortice fino a quando non rimangono ciuffi visibili di cellule.
NOTA: i grumi più piccoli possono essere risospesi mescolando usando una pipetta. - Trasferire aliquote di 1,4 mL di risospensione cellulare in tubi da microfuga da 1,5 mL per la lisi cellulare. Sonicare ogni tubo con una frequenza di 20 kHz e un'ampiezza del 50% per tre raffiche di 45 s con 59 s di riposo per ciclo circondato da un bagno di ghiaccio. Invertire il tubo tra i cicli e aggiungere immediatamente 4,5 μL di 1 M di ditiotreitolo dopo l'ultimo ciclo di sonicazione.
NOTA: A causa del calore rilasciato dalla sonicazione, è estremamente importante assicurarsi che tutte le aliquote siano mantenute sul ghiaccio quando non vengono sonicate. Il bagno di ghiaccio deve essere costantemente reintegrato o abbastanza grande da rimanere fresco durante l'intero processo di sonicazione. - Centrifugare ogni tubo a 18.000 x g e 4 °C per 10 min. Recuperare il surnatante e l'aliquota in tubi di microfuga da 1,5 mL in aliquote da 600 μL. Aliquote di congelamento lampo e conservazione a -80 °C fino a nuovo utilizzo. Bisogna fare attenzione a pipettare solo il surnatante.
4. Sintesi proteica senza cellule
- Scongelare un'aliquota di estratto dalla fase precedente per eseguire 15 μL di reazioni di sintesi proteica prive di cellule in tubi di microfuga da 1,5 mL in quadruplicato.
- Preparare ogni reazione combinando 240 ng di DNA (16 μg/mL di concentrazione finale), 2,20 μL di Soluzione A, 2,10 μL di Soluzione B, 5,0 μL di estratto e un volume variabile di acqua di grado molecolare per riempire la reazione a 15 μL. Questa reazione può essere scalata a volumi più elevati. Vedere la Tabella 3 per i rapporti.
- Preparare le soluzioni A e B secondo la Tabella 4. Ogni soluzione può essere preparata in lotti da 100 μL a 1 mL, aliquotata e conservata a -80 °C fino a nuovo utilizzo.
NOTA: La quantità di DNA può variare a seconda della proteina di interesse. In questo caso, il plasmide utilizzato, pJL1-sfGFP, è stato ottimizzato per funzionare a 16 μg/mL, o 597 μM.
- Preparare le soluzioni A e B secondo la Tabella 4. Ogni soluzione può essere preparata in lotti da 100 μL a 1 mL, aliquotata e conservata a -80 °C fino a nuovo utilizzo.
- Lasciare che le reazioni si svolgano per almeno 4 ore a 37 °C.
5. Quantificazione della proteina reporter, super cartella proteina fluorescente verde (sfGFP)
- Utilizzando una piastra di polistirene nero a 96 pozzetti a mezza area, combinare 2 μL di ciascun prodotto di reazione di sintesi proteica privo di cellule con 48 μL di tampone HEPES da 0,05 M a pH 7,2. Si raccomandano da tre a quattro repliche di ciascun tubo di reazione.
- Quantificare l'intensità di fluorescenza della sfGFP con una lunghezza d'onda di eccitazione di 485 nm e una lunghezza d'onda di emissione di 528 nm.
- Per la conversione delle unità di fluorescenza relative alla resa volumetrica (μg/mL) di sfGFP, stabilire una curva standard utilizzando pJL1-sfGFP purificato.
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Representative Results
Durante la preparazione dei mezzi CFAI, il glucosio è stato scambiato per un aumento del lattosio e del glicerolo come principale substrato energetico nel mezzo. Inoltre, è stata aumentata anche la capacità di buffering dei media CFAI. Questi componenti specifici sono riportati nella Tabella 1.
Le cellule sono state quindi coltivate sia a un OD600 di 10 che allo standard 2,5 nei mezzi CFAI per mostrare coerenza con la qualità dell'estratto nonostante le diverse quantità di estratto. Il mezzo 2.5 OD600 CFAI è stato coltivato dopo essere stato inoculato da una coltura di semi in brodo LB a 37 °C, 200 rpm, mentre la coltura OD600 10 è stata inoculata direttamente da una piastra. Ogni lotto di supporti CFAI è stato quindi monitorato e raccolto al rispettivo OD600. La crescita a un OD600 di 10 ha portato ad un aumento della maggiore quantità di pellet cellulare e dell'estratto complessivo ottenuto, in quanto ha prodotto 9,60 ml di estratto rispetto ai 2,10 ml di estratto ottenuti dalla crescita a 2,5 OD600 (Figura 2). Un'ulteriore analisi della concentrazione totale di proteine non ha dimostrato differenze significative nelle proteine complessive in ciascun estratto (Tabella 5). Anche se sono stati coltivati a diversi livelli di densità ottica, entrambi i lotti di estratto hanno dimostrato risultati simili nelle reazioni prive di cellule utilizzando sfGFP (Figura 3). Ciò suggerisce che la combinazione dell'aumento della capacità tampone, l'uso di lattosio e glicerolo come principale fonte di carbonio e l'implementazione del lattosio al posto dell'IPTG per l'induzione del T7RNAP aiutano a stabilizzare le crescite dell'estratto a qualsiasi OD600 inferiore a 10.
| Autoclaved CFAI Media: | |
| Componenti | Importo |
| Cloruro di sodio | 5,0 g |
| Triptone | 20,0 g |
| Estratto di lievito | 5,0 g |
| Fosfato di potassio monobasico | 6,0 g |
| Fosfato di potassio, bibasico | 14,0 g |
| Acqua NanopureTM | Riempimento per un totale di 960 ml |
| Filtro sterilizzato soluzione di zucchero: | |
| Componenti | Importo |
| D-Glucosio | 0,50 g |
| D-lattosio | 4,0 g |
| 80% v/v Glicerolo | 7,5 ml |
| Acqua NanopureTM | 28,0 ml |
Tabella 1: Componenti CFAI. Componenti per mezzi CFAI e soluzioni zuccherine con le rispettive quantità. Il fluido deve essere mescolato durante l'aggiunta di ciascun componente e il filtro della soluzione zuccherina sterilizzato. Ogni soluzione deve essere aggiunta a un contenitore sterile separato prima dell'inoculazione.
| S30 Buffer | |
| Componenti | Concentrazione |
| Tris Acetato pH 8,2 a temperatura ambiente | 10 mM |
| Acetato di magnesio | 14 mM |
| Acetato di potassio | 60 metri quadrati |
| Ditiotreitolo | 2 mM |
Tabella 2: Componenti del buffer S30: I componenti per il tampone S30 sono stati aggiunti con le rispettive quantità in un tubo conico sterile da 50 ml.
| Componente | Importo |
| Soluzione A | 2,20 μL |
| Soluzione B | 2,1 μL |
| Estrarre | 5 μL |
| Modello DNA | Volume per 16 μg/mL finale |
| Acqua | Riempimento totale di 15 μL |
Tabella 3: Rapporti di reazione CFPS: percentuali di volume relativo per la soluzione A, la soluzione B e l'estratto. Il volume del DNA può variare a seconda della concentrazione specifica del plasmide e potrebbe essere necessario ottimizzarlo per il plasmide specifico dell'utente utilizzato.
| Soluzione A | Soluzione B | ||
| Componenti | Concentrazione | Componenti | Concentrazione |
| ATP | 1,2 mM | Glutammato di magnesio | 10 mM |
| GTP · | 0,850 mM | Glutammato di ammonio | 10 mM |
| Utp | 0,850 mM | Glutammato di potassio | 130 mM |
| CTP · | 0,850 mM | Fosfoenolpiruvato (PEP) | 30 mM |
| Acido folinico | 31,50 μg/mL | L-Valina | 2 mM |
| Trna | 170,60 μg/mL | L-triptofano | 2 mM |
| Nicotinamide Adenina Dinucleotide (NAD) | 0,40 mM | L-Isoleucina | 2 mM |
| Coenzima A | 0,27 mM | L-Leucina | 2 mM |
| Acido ossalico | 4,00 mM | L-cisteina | 2 mM |
| Putrescina | 1,00 mM | L-metionina | 2 mM |
| Spermidina | 1,50 mM | L-Alanina | 2 mM |
| Tampone HEPES pH 7,5 | 57,33 mM | L-Arginina | 2 mM |
| L-Asparagina | 2 mM | ||
| Acido L-Aspartico | 2 mM | ||
| Acido L-glutammico | 2 mM | ||
| L-glicina | 2 mM | ||
| L-Glutammina | 2 mM | ||
| L-istidina | 2 mM | ||
| L-lisina | 2 mM | ||
| L-Prolina | 2 mM | ||
| L-Serina | 2 mM | ||
| L-Treonina | 2 mM | ||
| L-Fenilalanina | 2 mM | ||
| L-tirosina | 2 mM | ||
Tabella 4: Componenti delle soluzioni A e B. Le concentrazioni di stock per i componenti per le soluzioni A e B sono state aggiunte con le rispettive quantità, ciascuna in un tubo di microfuga da 1,5 ml.
| Estrarre | Concentrazione totale di proteine (μg/mL) | Deviazione standard |
| 2xYTPG 2,5 OD | 30617 | 3745 |
| CFAI 2,5 OD | 30895 | 2254 |
| CFAI 10,0 OD | 27905 | 3582 |
Tabella 5: Rese totali di proteine estrattive. Analisi della proteina totale delle diverse escrescenze di estratti cellulari. La concentrazione totale di proteine è stata determinata utilizzando un saggio di Bradford. Ogni concentrazione è stata determinata da triplicati usando una diluizione 1:40.
Figura 1: Confronto tra CFAI e flusso di lavoro tipico dalle celle al CFPS: confronto della sequenza temporale complessiva dalle celle alla CFPS utilizzando il flusso di lavoro CFAI (A) (a sinistra, rosso) rispetto al metodo (B) precedentemente stabilito (verde, a destra). Il confronto dimostra la ridotta supervisione e tempistica dei ricercatori durante l'esecuzione di CFPS utilizzando il flusso di lavoro CFAI. Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Figura 2: Confronto delle dimensioni del pellet CFAI. Confronto di pellet di media CFAI dopo la raccolta delle celle a diversi OD600. Il supporto cresciuto fino a un OD600 di 2,5 ha prodotto un pellet cellulare da 2,23 g (a sinistra) e il supporto è cresciuto fino a un OD600 di 10 ha prodotto un pellet cellulare da 9,49 g (a destra). Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Figura 3: Effetti della crescita sui rendimenti di reazione cfps. (A) Confronto dei rendimenti di reazione CFPS tra le crescite a 2,5 OD600 e 10 OD600, con (B) immagini di ciascuna reazione CFPS al di sopra della rispettiva resa. Le reazioni prive di cellule sono state eseguite in un tubo di microfuga da 1,5 ml e quantificate dopo 24 ore di incubazione a 37 °C utilizzando una curva standard per correlare la fluorescenza alla concentrazione di sfGFP. Il "Negativo" corrisponde all'insieme delle reazioni di controllo negative in cui non è stato aggiunto alcun modello di DNA. I tradizionali mezzi 2xYTPG (il controllo positivo) e gli estratti CFAI sono di qualità simile a quanto dimostrato attraverso le loro elevate rese CFPS. Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
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Discussion
La supervisione dei ricercatori è tradizionalmente necessaria per due azioni chiave durante la crescita cellulare: l'induzione di T7 RNAP e la raccolta di cellule a uno specifico OD600. CFAI ovvia a entrambi questi requisiti per ridurre il tempo del ricercatore e la formazione tecnica necessaria per preparare estratti cellulari di alta qualità. L'autoinduzione di T7 RNAP si ottiene sostituendo il glucosio con il lattosio come zucchero primario nel mezzo, ovviando alla precedente necessità di monitorare attivamente la crescita e quindi indurre con IPTG in un punto preciso durante la crescita cellulare. Anche la necessità di monitorare attivamente le colture cellulari da raccogliere a uno specifico OD600 è ovviata, liberando il ricercatore dalla coltura cellulare. Ciò si aggiunge al recente lavoro che ha anche dimostrato la produzione di estratti di qualità raccolti in tempi non tradizionali 13,25,26. La nuova formulazione dei mezzi migliora la capacità tampone e le fonti di carbonio per supportare il metabolismo energetico attivo anche quando la coltura cellulare si avvicina alla fase stazionaria. La capacità di ottenere robusti estratti cellulari da colture ad alto OD600 consente al ricercatore di raccogliere le colture a loro piacimento27. Il flusso di lavoro che preferiamo e raccomandiamo è quello di inoculare la coltura la sera e tornare alla raccolta la mattina successiva.
La raccolta di cellule a un OD600 più elevato si traduce anche in una quantità significativamente maggiore di cellule ottenute per la preparazione dell'estratto. Per i ricercatori esperti, vale la pena notare che il pellet cellulare è di colore molto più scuro rispetto alle cellule coltivate in supporti 2xYTPG, anche se raccolti a un OD600 di 2,5. È anche importante notare che se l'intero pellet cellulare viene elaborato contemporaneamente, la grande quantità di risospensione ottenuta per pellet cellulare durante l'esecuzione della lisi tramite sonicazione richiederà del tempo. Quindi, è importante mantenere tutte le aliquote fredde durante questo processo 11,13,14. L'aumento del volume di estratto per crescita riduce proporzionalmente i costi e supporta le applicazioni di bioproduzione. Con i miglioramenti dimostrati, il flusso di lavoro CFAI fornisce un protocollo più semplice per gli utenti nuovi ed esperti della tecnologia senza cellule per produrre estratto di E. coli riproducibile e funzionale.
Nonostante i vantaggi dei supporti CFAI forniti, ci sono limitazioni a questo metodo. La sfida principale è la natura nascente del flusso di lavoro. Mentre l'analisi metabolomica ha fatto luce sulle differenze negli estratti CFAI OD600 10 e nei prodotti di reazione rispetto a 2xYTPG, le implicazioni di queste differenze su applicazioni specifiche rimangono insolite27. Inoltre, questo flusso di lavoro è stato sviluppato per il lisato a base di BL21 E. coli. Non è chiaro se la riformulazione dei media supporterebbe una robusta preparazione dell'estratto da altri ceppi di E. coli, come i ceppi genomicamente ricodificati di E. coli28,29. È possibile che l'approccio CFAI possa essere utilizzato per generare estratti da altri organismi batterici, ma è improbabile che supporti la preparazione dell'estratto per organismi eucariotici come l'ovaio di criceto cinese o il reticolocita di coniglio; tuttavia, questi hanno i loro metodi stabiliti 30,31. Prevediamo che la semplicità del flusso di lavoro CFAI ridurrà le barriere e incentiverà la comunità senza cellule a caratterizzare e valutare la sua utilità per l'ampia gamma di applicazioni supportate da CFPS.
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Disclosures
Gli autori dichiarano di non avere conflitti di interesse finanziari concorrenti.
Acknowledgments
Gli autori desiderano ringraziare la dott.ssa Jennifer VanderKelen e Andrea Laubscher per il supporto tecnico. Gli autori desiderano anche ringraziare Nicole Gregorio, Max Levine, Alissa Mullin, Byungcheol So, August Brookwell, Elizabeth (Lizzy) Vojvoda, Logan Burrington e Jillian Kasman per le discussioni utili. Gli autori riconoscono anche il sostegno finanziario del Bill and Linda Frost Fund, del Center for Applications in Biotechnology's Chevron Biotechnology Applied Research Endowment Grant, cal Poly Research, Scholarly e della National Science Foundation (NSF-1708919).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 1.5 mL Microfuge Tubes | Phenix | MPC-425Q | |
| 1L Centrifuge Tube | Beckman Coulter | A99028 | |
| Avanti J-E Centrifuge | Beckman Coulter | 369001 | |
| CoA | Sigma-Aldrich | C3144-25MG | |
| Cytation 5 Cell Imaging Multi-Mode Reader | Biotek | BTCYT5F | |
| D-Glucose | Fisher | D16-3 | |
| D-Lactose | Alfa Aesar | J66376 | |
| DTT | ThermoFisher | 15508013 | |
| Folinic Acid | Sigma-Aldrich | F7878-100MG | |
| Glycerol | Fisher | BP229-1 | |
| Glycine | Sigma-Aldrich | G7126-100G | |
| HEPES | ThermoFisher | 11344041 | |
| IPTG | Sigma-Aldrich | I6758-1G | |
| JLA-8.1000 Rotor | Beckman Coulter | 366754 | |
| K(Glu) | Sigma-Aldrich | G1501-500G | |
| K(OAc) | Sigma-Aldrich | P1190-1KG | |
| KOH | Sigma-Aldrich | P5958-500G | |
| L-Alanine | Sigma-Aldrich | A7627-100G | |
| L-Arginine | Sigma-Aldrich | A8094-25G | |
| L-Asparagine | Sigma-Aldrich | A0884-25G | |
| L-Aspartic Acid | Sigma-Aldrich | A7219-100G | |
| L-Cysteine | Sigma-Aldrich | C7352-25G | |
| L-Glutamic Acid | Sigma-Aldrich | G1501-500G | |
| L-Glutamine | Sigma-Aldrich | G3126-250G | |
| L-Histadine | Sigma-Aldrich | H8000-25G | |
| L-Isoleucine | Sigma-Aldrich | I2752-25G | |
| L-Leucine | Sigma-Aldrich | L8000-25G | |
| L-Lysine | Sigma-Aldrich | L5501-25G | |
| L-Methionine | Sigma-Aldrich | M9625-25G | |
| L-Phenylalanine | Sigma-Aldrich | P2126-100G | |
| L-Proline | Sigma-Aldrich | P0380-100G | |
| L-Serine | Sigma-Aldrich | S4500-100G | |
| L-Threonine | Sigma-Aldrich | T8625-25G | |
| L-Tryptophan | Sigma-Aldrich | T0254-25G | |
| L-Tyrosine | Sigma-Aldrich | T3754-100G | |
| Luria Broth | ThermoFisher | 12795027 | |
| L-Valine | Sigma-Aldrich | V0500-25G | |
| Mg(Glu)2 | Sigma-Aldrich | 49605-250G | |
| Mg(OAc)2 | Sigma-Aldrich | M5661-250G | |
| Microfuge 20 | Beckman Coulter | B30134 | |
| Molecular Grade Water | Sigma-Aldrich | 7732-18-5 | |
| NaCl | Alfa Aesar | A12313 | |
| NAD | Sigma-Aldrich | N8535-15VL | |
| New Brunswick Innova 42/42R Incubator | Eppendorf | M1335-0000 | |
| NH4(Glu) | Sigma-Aldrich | 09689-250G | |
| NTPs | ThermoFisher | R0481 | |
| Oxalic Acid | Sigma-Aldrich | P0963-100G | |
| PEP | Sigma-Aldrich | 860077-250MG | |
| Potassium Phosphate Dibasic | Acros, Organics | A0382124 | |
| Potassium Phosphate Monobasic | Acros, Organics | A0379904 | |
| PureLink HiPure Plasmid Prep Kit | ThermoFisher | K210007 | |
| Putrescine | Sigma-Aldrich | D13208-25G | |
| Spermidine | Sigma-Aldrich | S0266-5G | |
| Tris(OAc) | Sigma-Aldrich | T6066-500G | |
| tRNA | Sigma-Aldrich | 10109541001 | |
| Tryptone | Fisher Bioreagents | 73049-73-7 | |
| Tunair 2.5L Baffled Shake Flask | Sigma-Aldrich | Z710822 | |
| Ultrasonic Processor | QSonica | Q125-230V/50HZ | |
| Yeast Extract | Fisher Bioreagents | 1/2/8013 |
References
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Bioingegneria Numero 173Erratum
Formal Correction: Erratum: From Cells to Cell-Free Protein Synthesis within 24 Hours using Cell-Free Autoinduction Workflow
Posted by JoVE Editors on 05/23/2022.
Citeable Link.
An erratum was issued for: From Cells to Cell-Free Protein Synthesis within 24 Hours using Cell-Free Autoinduction Workflow. The Authors section was updated.
The Authors section was updated from:
Philip E.J. Smith1,2, Taylor Slouka1,2, Javin P. Oza1,2
1Department of Chemistry and Biochemistry, California Polytechnic State University
2Center for Application in Biotechnology, California Polytechnic State University
to:
Philip E.J. Smith1,2, Taylor Slouka1,2, Mona Dabbas 1,2, Javin P. Oza1,2
1Department of Chemistry and Biochemistry, California Polytechnic State University
2Center for Application in Biotechnology, California Polytechnic State University
