Summary
Wild Caenorhabditis nematoder er forbundet med mange mikrober, ofte i tarmen lumen eller inficere tarmen. Denne protokol beskriver en metode til at berige uoverskuelige mikrober kolonisere tarmen, drage fordel af modstanden af dauer kutikula.
Abstract
Caenorhabditis elegans (C. elegans) har vist sig at være en fremragende model til at studere værtsmikrobeinteraktioner og mikrobiomet, især i forbindelse med tarmene. For nylig har økologisk prøveudtagning af vilde Caenorhabditis nematoder opdaget en bred vifte af tilknyttede mikrober, herunder bakterier, vira, svampe og mikrosporidi. Mange af disse mikrober har interessante kolonisering eller infektion fænotyper, der berettiger yderligere undersøgelse, men de er ofte uoverskuelige. Denne protokol præsenterer en metode til at berige de ønskede tarmmikrober i C. eleganer og relaterede nematoder og reducere tilstedeværelsen af de mange forurenende mikrober, der klæber til neglebånd. Denne protokol indebærer at tvinge dyr ind i dauer-udviklingsstadiet og bruge en række antibiotika- og vaskemiddelvaske til at fjerne ekstern forurening. Da dauer dyr har fysiologiske ændringer, der beskytter nematoder mod barske miljøforhold, vil eventuelle tarmmikrober blive beskyttet mod disse forhold. Men for at berigelse skal virke, skal mikroben af interesse opretholdes, når dyr udvikler sig til dauers. Når dyrene forlader dauer-scenen, formeres de enkeltvis til individuelle linjer. F1 populationer er derefter udvalgt til ønskede mikrober eller infektion fænotyper og mod synlig forurening. Disse metoder vil gøre det muligt for forskere at berige uoverskuelige mikrober i tarm lumen, som udgør en del af det naturlige mikrobiom af C. elegans og intracellulære tarmpatogener. Disse mikrober kan derefter studeres for kolonisering eller infektion fænotyper og deres virkninger på værten fitness.
Introduction
Den genetiske model organisme C. elegans er en fremragende in vivo system til at studere vært-mikrobe interaktioner1,2. De har relativt enkel fysiologi sammenlignet med andre dyr, men meget af deres cellebiologi svarer grundlæggende til pattedyr, hvilket gør dem til en god model for biologisk forskning1,3,4. Derudover er de mikroskopiske, nemme at vedligeholde og forbliver gennemsigtige i hele deres korte levetid. Disse egenskaber muliggør hurtige undersøgelser af mekanismerne for værtsmikrobeinteraktioner og visualisering af in vivoinfektion og kolonisering af de genetisk bøjelige værter5,6. Endelig, C. elegans hurtigt reagerer på bakterielle, svampe, og virusinfektioner, hvilket gør dem til en fremragende model til at studere host-mikrobe interaktioner og tarmen mikrobiom7,8,9.
En stigning i prøveudtagningen af vilde C. eleganer og andre nematoder har givet mulighed for forskning i økologi af fritlevende nematoder og naturlig genetisk variation10,11. Samtidig har prøveudtagning også øget opdagelsen af naturligt forekommende biologiske patogener og mikrober, der interagerer med C. elegans12,13,14,15, hvilket fører til etablering af mange værtsmikrobemodelsystemer, der studerer interaktioner med vira, bakterier, mikrosporidi, oomyceter eller svampe16,17,18,19,20 . Typisk findes vilde C. elegans i rådnende stængler og frugter, ofte i mere tempererede klimaer, og for det meste er de selvforsørerende21. Når disse prøver bringes ind i laboratoriet, isoleres vilde nematoder i kloniske populationer, der bærer en række tilknyttede mikrobiota. Når man opdager nye mikrober af interesse for Caenorhabditis nematoder, er dyr ofte direkte screenet for infektion eller kolonisering ved mikroskopi ved hjælp af let visualiserede fænotyper. For eksempel kan virusinfektion visualiseres som en opløsning af tarmstrukturer, og mikrosporidiske stadier kan ses inde i værtsceller som sporer eller meronter14,22. Når en mikrobe af interesse opdages til fremtidig undersøgelse, skal den adskilles fra de andre forurenende mikrober, der findes i de vilde nematoder, så den kan studeres isoleret. I mange tilfælde kan mikroben af interesse ikke dyrkes in vitro, hvilket gør det vigtigt at berige mikroben i værts nematoden.
For eksempel beskriver denne protokol en vild isolate af C. tropicalis , der indeholder en bakterie, der koloniserer i tarm lumen af nematoder, klæber til tarm epitelcellerne på en retningsbestemt måde. Fænotypisk vokser bakterien vinkelret langs tarm lumens indre sider, hvilket giver det et børstelignende udseende, visualiseret på et standard Normarski-mikroskop i alle stadier af dyret, herunder dauer-scenen. Nematode vækstmedium (NGM) plade, hvorpå denne vilde C. tropicalis stamme blev dyrket indeholdt synlig forurening med andre mikrober. Denne protokol blev udviklet for at reducere yderligere forurenende mikrobiel vækst på pladerne til at studere denne ukendte klæbende bakterie. Nematoderne blev tvunget ind i dauer-scenen for at beskytte bakterierne i lumen og derefter renset ved hjælp af en række vaske. Derefter blev den ukendte bakterieart identificeret ved dissektion af tarmene og PCR-forstærkning af 16S ribosomal DNA til sekventering.
Samlet set kan denne protokol potentielt berige enhver mikrobe af interesse forbundet med en vildtfanget nematode. Bagefter, forskere vil identificere målet mikrobe, visualisere in vivo infektion eller kolonisering fænotyper via mikroskopi, og undersøgelse effekter på vært fitness eller andre aspekter af vært-mikrobe interaktioner. Isolation og undersøgelse af nye mikrobielle arter, der interagerer med Caenorhabditis nematoder, kan afdække de genetiske mekanismer i værtsimmunitet og nye paradigmer af værtsmikrobeinteraktioner, der er relevante for mikrobiel patogenese og mikrobiomundersøgelser.
Protocol
1. Inducerende dauer dannelse for vilde nematoder på NGM plader
- Dyrk den vilde Caenorhabditis stamme på standard NGM plader med OP50-1 E. coli som fødekilde efter at have fået ormene med en uoverskuelig mikrobe af interesse. Inkuberes nematoderne ved 20 °C.
BEMÆRK: Standardtemperaturen for at dyrke Caenorhabditis nematoder er mellem 15-25 °C, men bør bestemmes empirisk for at forhindre tab af mikrobe af interesse. - Sult dyrenes plade ved 20 °C i 4-5 dage, indtil hele OP50-1 indtages, og de fleste har nået dauer-stadiet.
BEMÆRK: Dauers er langlivede larver, der udvikler sig på grund af fraværet af ernæring og har beskyttende neglebånd.
2. Vask nematoderne
- Tilføj 5 mL M9 minimal salte medier (42 mM Na2HPO4, 22 mM KH2PO4, 8,6 mM NaCl, 19 mM NH4Cl) til en 6 cm plade af udsultede orme.
- Ved hjælp af en steril glaspipette og pære, pipette op M9 og orme fra pladen og overføre dem til en steril 15 mL centrifuge rør.
- Ved hjælp af en klinisk centrifuge, spinde ned ormene i røret ved 1000 x g for 30 s ved stuetemperatur.
- Brug en steril 15 mL pipette, fjerne og kassere M9 supernatant over pellet af orme. Forstyr ikke de levende orme i bunden af røret ved at lade ca. 50 μL M9 være over ormene.
- Tilsæt 10 mL M9 + 0,05% af Triton X-100 til samme centrifugerør og stram rørets hætte tilstrækkeligt.
- Inkuber røret på en nutator i 20 minutter ved stuetemperatur for at fjerne de eksterne mikrober. Fjern røret fra nutator og spinde ormene ved 1000 x g for 30 s.
- Brug en steril pipette, fjern og kassér M9 supernatanten over ormenes pellet. Forstyr ikke de levende orme i bunden af røret ved at lade ca. 50 μL M9 være over ormene.
- Følg og gentag trin 2.5-2.8 tre gange mere.
3. Desinfektion af nematoderne
- Der fremstilles en antibiotisk og SDS-opløsning i 10 mL M9-buffer ved tilsætning af 0,25 % SDS (250 μL på 10 % SDS), 50 μg/mL carbenicillin, 25 μg/mL kanamycin, 12,5 μg/mL tetracyklin, 100 μg/mL gentamycin, 50 μg/mL streptomycin, 37,5 μg/mL chloramphenicol og 200 μg/mL cefotaxime (se materialetabel).
- Inkuber røret indeholdende nematoder i antibiotikum og SDS-opløsning på en nutator ved stuetemperatur natten over.
BEMÆRK: Alle ikke-dauer orme og embryoner vil dø, men mange af dauer ormene vil overleve denne rengøringsproces.
4. Fjernelse af antibiotika- og SDS-opløsningen
- Drej ormene ned i røret ved 1000 x g i 1 min ved stuetemperatur. Brug en steril pipette, fjern supernatanten fra centrifugerøret uden at forstyrre ormene i bunden af røret.
- Tilsæt 10 mL M9 + 0,05% Triton X-100 og stram rørets hætte tilstrækkeligt. Inkuber røret på en nutator i 20 minutter ved stuetemperatur.
- Fjern røret fra nutatoren og drej ormene ned ved 1000 x g i 1 min. Følg og gentag trin 4.2-4.3 tre gange.
- Efter den sidste vask skal ormepillen være uforstyrret i bunden i 100 μL af opløsningen og kassere resten.
5. Formere en ren nematode stamme
- Ved hjælp af en steril glaspipette overføres 100 μL af supernatanten og pelleten til midten af en 10 cm NGM plade sået med OP50-1. Lad pladen tørre uden at forstyrre væsken i midten.
- Lad dauers at kravle ud af midten og gennem OP50-1 græsplænen i 5-10 min.
- Saml forsigtigt en enkelt dauer op og plade den på en 6 cm NGM seedet plade. I alt skal du plukke mindst 10 dauers og plade dem i individuelle 6 cm NGM plader sået med OP50-1 (10 plader i alt).
- Pladerne inkuberes i 4-5 dage ved 20 °C, indtil dauers er vokset, og den følgende generation (F1) har nået voksenstadiet. Visuelt kontrollere for forurening på alle pladerne, ses som ikke-OP50-1 mikrobielle vækst.
- For hver ren plade kontrolleres udbredelsen af mikroben af interesse via Normarski eller fluorescerende mikroskopi, såsom fluorescerende in situ hybridisering (FISH)12, afhængigt af fænotypen af interesse.
6. Tarm dissektion og PCR identifikation af mikrobielle arter
- Dyr vokser ved 20 °C i 3-4 dage, så de kan sulte og reducere mængden af OP50-1-bakterier. Tilføj 5 mL M9 medier til pladen af udsultede orme.
- Ved hjælp af en steril glaspipette og pære pipettes M9 + ormene fra pladen og overfør dem til et sterilt 15 mL centrifugerør.
- Ved hjælp af en klinisk centrifuge, spinde ned ormene i røret ved 1000 x g for 30 s ved stuetemperatur.
- Brug en steril 15 mL pipette, fjern supernatanten fra centrifugerøret uden at forstyrre de levende orme i bunden af røret.
- Tilsæt 10 mL M9 + 0,05% Triton X-100 og inkuber røret på en nutator i 20 minutter for at fjerne eksterne mikrober. Gentag fire gange for at vaske ormene.
- Efter den sidste vask, ved hjælp af en steril pipettespids, fjernes supernatanten uden at forstyrre pelleten i bunden i 100 μL af opløsningen.
- Brug en steril pipettespids, overfør M9 og ormene til en useedet NGM-plade og lad pladen tørre, mens ormene kryber rundt i 20 minutter for at hjælpe med at fjerne OP50-1 fra neglebånd og tarmen.
- Tilsæt 250 μL M9 til den tørrede plade og brug en glaspipette til at overføre M9 + orme til en ny useedet NGM-plade. Igen, lad denne plade tørre og lad ormene til at kravle rundt i 20 min.
- Tilsæt 250 μL M9 til pladen og overfør 100 μL af M9 + ormene til et rent urglas.
- Brug to sterile 26 G sprøjtenåle, halshugge nematoderne ved at holde ormen nede med en nål og bruge den anden nål til at skære ormen. Efter halshugning, tarmen (granulær) og gonad (gennemsigtig) fra kroppen vil naturligt komme ud af kroppen.
- Skær et stykke af den udsatte tarm ved at holde tarmen med den ene nål og skære den med den anden.
BEMÆRK: Hvis det er muligt, skal du kontrollere, at mikroben af interesse stadig er til stede i everted tarme ved hjælp af Normarski mikroskopi, FISK, eller immunohistochemistry23. - Overfør en enkelt dissekeret tarm til et 0,5 mL PCR-rør, der indeholder 10 μL sterilt vand. Gentag for i alt mindst 5 PCR-rør, der indeholder tarme fra forskellige dyr.
- Fastfrys PCR-rørene ved -80 °C i mindst 5 min. Fjern PCR-rørene fra fryseren, og optø prøverne.
- Pipette væsken op og ned et par gange for at adskille bakterierne fra tarmen.
- Udfør PCR ved hjælp af universelle primer par mod DNA-sekvensen af den lille ribosomale underenhed af bakterier, gær, eller mikrosporidi, afhængigt af den formodede type mikrobe.
BEMÆRK: For eksempel er en prøveprotokol ved hjælp af universelle bakterielle 16S primere præsenteret i tabel 1. - Rense forstærkeren ved hjælp af et filterbaseret DNA-rengørings- og koncentrationssæt (se Materialetabel) og udfør Sanger sekventering.
Representative Results
En vild C. tropicalis stamme (JU1848) blev isoleret fra rådne palmefrugter i Nouragues Forest i Fransk Guyana (Figur 1A)24. Denne stamme viste sig at have tynde mikrober, der koloniserer tarmens lumen på en retningsbestemt måde (Figur 1B). Denne mikrobe blev let overført til C. elegans stamme N2 via co-kultur med stamme JU1848, hvor det koloniserede lumen af tarmen på samme måde.
Udbredelse af JU1848 på standard NGM plader sået med E. coli OP50-1 over flere generationer konstant resulterede i synlig forurening, ses som forskellige mørke, slimhinde kolonier på og uden for OP50-1 græsplæne (Figur 2A). En plade af vilde JU1848 blev udsultet for at tvinge dyr ind i dauer og rengøres som beskrevet. Enkelt dauer dyr, der overlevede rengøring blev belagt på individuelle 6 cm NGM plader sået med OP50-1 og lov til at vokse i 4 dage ved 20 °C. Flere plader af F1-afkom blev observeret uden synlig mikrobiel forurening (figur 2B). F1 afkom blev verificeret til stadig at indeholde klæbende bakterier i lumen af tarmen (se nedenfor).
Rene JU1848 dyr blev vasket og halshugget for at isolere tarmstykker som beskrevet i protokollen (trin 6.1-6.12). Ved at klæbe bakterier i lumen i den dissekerede tarm blev verificeret via Nomarski-mikroskopi (figur 3). Mikroben i lumen af JU1848 var mistænkt for at være en bakterie, så dissekerede tarme blev brugt som en skabelon for PCR ved hjælp af universelle bakterielle 16S primere, 27F, og 1492R. Fra i alt seks individuelle dissekeret tarme blev PCR-produkterne sekventeret via Sanger, og rene kromatografer viste, at alle seks sekvenser var identiske. Baseret på disse sekvenser blev denne bakterie identificeret som en ny art i klassen Alphaproteobacteria, men kunne ikke klassificeres i en kendt rækkefølge eller slægt (supplerende fil 1).
Figur 1: Overholdelse af bakterier koloniserer lumen af en vild C. tropicalis. (A) Felt prøve billede af rådne Euterpe sp. (Familie: Arecaceae) palme frugt i Nouragues skoven i Fransk Guyana. (B) Nomarski billede af stamme JU1848 set med tusindvis af lange, tynde bakterier, der danner en børste-lignende udseende i lumen (lu) af værts tarmen (i). De bakterielle (ba) lag belægning tarmen er angivet med beslag ([). Klik her for at se en større version af dette tal.
Figur 2: Kontaminerende mikrobiel vækst går tabt efter nematoderensning. (A) Vild stamme JU1848 formerer mærkbar mikrobiel vækst på standard 6 cm NGM plader sået med E. coli OP50-1 bakterier. (B) Efter rengøring viser en plade af F1-afkom fra en enkelt dauer ingen synlig mikrobiel forurening efter 4 dages inkubation ved 20 °C. Klik her for at se en større version af dette tal.
Figur 3: Klæbende bakterier ses i lumen af dissekeret tarm. Nomarski billede af en ren JU1848 dyr, der blev halshugget, så tarmene spilde ud. De koloniserende bakterier (ba) er indiceret med et beslag ([) og ses i lumen (lu) af et stykke af tarmen (i), der er uden for nematode kroppen (nb). Klik her for at se en større version af dette tal.
| Reagens | Koncentration | Beløb |
| 27F primer (5'-AGAGTTTGATCMTGGCTCAG-3') | 20 mM | 2,5 μL |
| 1492R primer (5'-GGTTACCTTGTTACGACTT-3') | 20 mM | 2,5 μL |
| Dissekeret tarm i vand | NIELSEN | 3 μL |
| 10x PCR-buffer | 10x | 5 μL |
| dNTP | 10 mM | 1 μL |
| Taq Polymerase | 5 U/μL | 0,5 μL |
| Vand | NIELSEN | 35,5 μL |
Tabel 1: Prøve PCR-protokol ved hjælp af universelle bakterie primere og dissekeret tarm.
Supplerende fil 1: MUSKEL tilpasning af bakterielle 16S rDNA sekvenser stammer fra PCR af seks dissekeret JU1848 tarme. Klik her for at downloade denne fil.
Discussion
Denne protokol beskriver isolering og identifikation af mikrober fra vildt isolerede Caenorhabditis nematoder ved hjælp af en række rengøringsprocedurer. Talrige mikrober er forbundet med vildt isolerede nematoder, og nogle af dem har spændende fænotyper, der kan bruges til fremtidige undersøgelser i værtsmikrobeinteraktioner og medfødt immunitet. Mange dyrkelige mikrobiom og patogene bakterier er blevet isoleret fra vilde Caenorhabditis nematoder ved hjælp af standard teknikker til in vitro bakterievækst25,26. Det er dog ikke alle mikrober, der kan dyrkes in vitro, og det bliver nødvendigt at berige dem i vilde nematoder. Nogle mikrober har en resistent spore fase, såsom mikrosporidi, og høje koncentrationer af SDS kan bruges til at dræbe de fleste bakterier og svampe, giver mulighed for specifik berigelse af sporer12. Denne protokol præsenterer en metode til at berige uoverskuelige tarmmikrober, der ikke er resistente over for SDS og antibiotikabehandling.
Den teknik, der præsenteres her, udnytter den miljøresistens, der ses hos dauerdyr på grund af fysiologiske ændringer som styrkelse af neglebånd, undertrykkelse af svælgpumpning og dækker munden med en buccal plug27. Et kritisk skridt i denne protokol er natten inkubation med forskellige antibiotika og 0,25% SDS. Dette trin bruges til at dræbe alle eksterne mikrober, mens interne mikrober forbliver intakte. Mens C. elegans dauers har vist sig at overleve SDS koncentrationer så højt på 10% for 30 min27, denne protokol bruger en moderat, men langvarig inkubation til ikke kun at dræbe mikrober, men yderligere udsætte bakterier for antibiotika. Desuden kan en moderat koncentration af SDS bidrage til at sikre, at dauers fra andre Caenorhabditis arter overlever, da eksponering af C. tropicalis til 1% SDS natten resulterede i død af alle dauer dyr. Hvis alle dauers dør, skal koncentrationen af SDS og/eller længden af eksponeringen for SDS reduceres. Omvendt, hvis F1-generationspladerne stadig har synlig forurening efter rengøring, skal SDS-koncentrationen og inkubationstiden øges.
Et andet kritisk skridt er isoleringen af enkelte dauer dyr efter rengøring. Dette trin er afgørende, da ikke alle dyr er rene efter SDS og antibiotikabehandling. Derfor placeres dyrene i midten af en 10 cm NGM plade med OP50-1 og får lov til at krybe radialt udad. Ofte er det bedst at vælge mere distale dyr, da udvidet krybe gennem OP50-1 ser ud til at hjælpe med at fjerne eventuelle overlevende mikrober fastgjort til neglebånd. Dette fører dog til en begrænsning af protokollen, da det vil være mere udfordrende at berige for en mikrobe af interesse, hvis den ikke er til stede i befolkningen med høj frekvens. Her var den klæbende Alphaproteobacteria til stede i 90%-95% af befolkningen; derfor havde de fleste rene plader mikrobiombakterien. Men hvis en mikrobe af interesse er til stede på en meget lavere frekvens i befolkningen, kan det være nødvendigt at screene mange flere F1 plader.
Denne protokol kan sandsynligvis bruges til at isolere et vilkårligt antal ikke-dyrkelige mikrober af interesse, der findes i vilde nematoder. Mikroberen skal dog være i et væv, der er beskyttet af dauer-kutikulaet, der er i stand til at overleve hos dauer-dyr, og have en observerbar fænotype hos værten. Som sådan kan denne teknik bruges til at berige andre mikrobiombakterier i tarm lumen udover Alfaproteobacteria arter beskrevet her, herunder bakterier, der ikke klæber. Protokollen blev også brugt til at berige for en fakultetsintercellulær bakterie, Bordetella atropi, som inficerer nematoden Oscheius tipulae28. Efter berigelse blev B. atropi fundet at danne kolonier på NGM-plader, hvilket viser, at en mikrobe af interesse kan opdages at være kultbar in vitro, når hurtigere voksende forurenende stoffer fjernes. Denne teknik vil sandsynligvis arbejde for mikrosproidere og vira, herunder Orsay virus, da denne evne til at berige en intracellulær bakterie. Disse mikrober skal dog være i stand til at overleve overgangen til og fra dauer.
Det er vigtigt at huske, at mens denne protokol kan udføres i et biosikkerhedsniveau 1-laboratorium, skal der opretholdes en steril teknik hele vejen igennem for at forhindre yderligere mikrobiel forurening. Protokollen kan ændres i henhold til forskerens behov, herunder typer / koncentrationer af antibiotika, procentdelen af SDS, og / eller tilsætning af svampemidler såsom nystatin. Ofte kan antallet af forurenende mikrober, der findes i en vildtisoleret nematode, variere dramatisk. Her blev det tilsyneladende tab af ikke-OP50-1 E. coli-vækst på NGM-plader brugt som udlæsning for en ren nematodestamme. Men der kan være ikke-kultable populationer af forurenende mikrober til stede, så det er vigtigt at gennemføre en metagenomics metode som 16S rRNA amplicon sekventering for at se omfanget af forurening26. Når ormen stamme er renset, det kan fryses og opbevares væk til fremtidige undersøgelser. Samlet set denne protokol giver forskerne mulighed for at berige uoverskuelige mikrober i vilde nematoder, så de kan studere effekter på vært fitness, karakterisere fænotyper af kolonisering eller infektion, og drage fordel af genetiske værktøjer til at forstå de mekanismer, der ligger til grund for vært-mikrobe interaktioner.
Disclosures
Forfatterne erklærer ingen interessekonflikter.
Acknowledgments
Tak til Dr. Christian Braendle og Centre Nationale de la Recherche Scientifique (CNRS) Nouragues Field Station.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Agarose | Fisher Scientific | BP1356 | |
| 10% SDS | Invitrogen | AM9822 | |
| BD PrecisionGlide Needle - 26 G | Fisher Scientific | 305115 | |
| Carbenicillin | Millipore-Sigma | C1389-1G | |
| Cefotaxime | Millipore-Sigma | C7039-500mg | |
| Chloramphenicol | Millipore-Sigma | C0378-25G | |
| DNA Clean and Concentrator Kit | Zymo Research | 11-303C | |
| DreamTaq Polymerase | Fisher Scientific | EP0711 | |
| Gentamycin | Millipore-Sigma | G1264-250mg | |
| Kanamycin | Millipore-Sigma | K1876-1G | |
| KH2PO4 | Fisher Scientific | P-286 | |
| NaCl | Fisher Scientific | S-671 | |
| NH4Cl | Fisher Scientific | A-661 | |
| Streptomycin | Millipore-Sigma | S6501-50G | |
| Tetracyclin | Millipore-Sigma | T7660-5G | |
| Triton X-100 | Fisher Scientific | BP-151 | |
| Watch glasses | VWR | 470144-850 |
References
- Balla, K. M., Troemel, E. R. Caenorhabditis elegans as a model for intracellular pathogen infection. Cellular Microbiology. 15, 1313-1322 (2013).
- Pukkila-Worley, R., Ausubel, F. M. Immune defense mechanisms in the Caenorhabditis elegans intestinal epithelium. Current Opinion in Immunology. 24, 3-9 (2012).
- Bossinger, O., Fukushige, T., Claeys, M., Borgonie, G., McGhee, J. D. The apical disposition of the Caenorhabditis elegans intestinal terminal web is maintained by LET-413. Developmental Biology. 268, 448-456 (2004).
- Dimov, I., Maduro, M. F. The C. elegans intestine: organogenesis, digestion, and physiology. Cell and Tissue Research. 377, 383-396 (2019).
- Zhang, F., et al. Caenorhabditis elegans as a model for microbiome research. Frontiers in Microbiology. 8, 485 (2017).
- Szumowski, S. C., Botts, M. R., Popovich, J. J., Smelkinson, M. G., Troemel, E. R. The small GTPase RAB-11 directs polarized exocytosis of the intracellular pathogen N. parisii for fecal-oral transmission from C. elegans. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 111, 8215-8220 (2014).
- Bakowski, M. A., et al. Ubiquitin-mediated response to microsporidia and virus infection in C. elegans. PLoS Pathogens. 10, 1004200 (2014).
- Sowa, J. N., et al. The Caenorhabditis elegans RIG-I Homolog DRH-1 Mediates the Intracellular Pathogen Response upon Viral Infection. Journal of Virology. 94, 01173 (2020).
- Zugasti, O., et al. Activation of a G protein-coupled receptor by its endogenous ligand triggers the innate immune response of Caenorhabditis elegans. Nature Immunology. 15, 833-838 (2014).
- Félix, M. -A., Duveau, F. Population dynamics and habitat sharing of natural populations of Caenorhabditis elegans and C. briggsae. BMC Biology. 10, 59 (2012).
- Lee, D., et al. Balancing selection maintains hyper-divergent haplotypes in Caenorhabditis elegans. Nature Ecology and Evolution. 5, 794-807 (2021).
- Luallen, R. J., et al. Discovery of a natural microsporidian pathogen with a broad tissue tropism in Caenorhabditis elegans. PLOS Pathogens. 12, 1005724 (2016).
- Osman, G. A., et al. Natural infection of C. elegans by an oomycete reveals a new pathogen-specific immune response. Current Biology. 28, 640-648 (2018).
- Felix, M. A., et al. Natural and experimental infection of Caenorhabditis nematodes by novel viruses related to nodaviruses. PLoS Biology. 9, 1000586 (2011).
- Zhang, G., et al. A large collection of novel nematode-infecting microsporidia and their diverse interactions with Caenorhabditis elegans and other related nematodes. PLoS Pathogens. 12, 1006093 (2016).
- Félix, M. -A., Wang, D.
- Grover, M., Barkoulas, M. C. elegans as a new tractable host to study infections by animal pathogenic oomycetes. PLoS Pathogens. 17, 1009316 (2021).
- Bakowski, M. A., Luallen, R. J., Troemel, E. R. Microsporidia Infections in Caenorhabditis Elegans and Other Nematodes. Microsporidia: Pathogens of Opportunity: First Edition. , (2014).
- Taffoni, C., Pujol, N. Mechanisms of innate immunity in C. elegans epidermis. Tissue Barriers. 3, 1078432 (2015).
- Dirksen, P., et al. CeMbio - The Caenorhabditis elegans microbiome resource. G3: Genes, Genomes, Genetics. 10, 3025-3039 (2020).
- Frézal, L., Félix, M. -A. C. elegans outside the Petri dish. eLife. 4, 05849 (2015).
- Troemel, E. R., Félix, M. -A., Whiteman, N. K., Barrière, A., Ausubel, F. M. Microsporidia are natural intracellular parasites of the nematode Caenorhabditis elegans. PLoS Biology. 6, 2736-2752 (2008).
- Luallen, R. J., Bakowski, M. A., Troemel, E. R. Characterization of microsporidia-induced developmental arrest and a transmembrane leucine-rich repeat protein in Caenorhabditis elegans. PLoS One. 10, 0124065 (2015).
- Félix, M. -A., et al. Species richness, distribution and genetic diversity of Caenorhabditis nematodes in a remote tropical rainforest. BMC Evolutionary Biology. 13, 10 (2013).
- Samuel, B. S., Rowedder, H., Braendle, C., Félix, M. -A., Ruvkun, G. Caenorhabditis elegans responses to bacteria from its natural habitats. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 113, 3941-3949 (2016).
- Berg, M., et al. Assembly of the Caenorhabditis elegans gut microbiota from diverse soil microbial environments. ISME Journal. 10, 1998-2009 (2016).
- Androwski, R. J., Flatt, K. M., Schroeder, N. E. Phenotypic plasticity and remodeling in the stress-induced C. elegans dauer. Wiley Interdisciplinary Reviews: Developmental Biology. 6, 278 (2017).
- Tran, T. D., Ali, M. A., Lee, D., Félix, M. -A., Luallen, R. J. Bacterial filamentation is an in vivo mechanism for cell-to-cell spreading. bioRxiv. , (2021).
