Summary
Vild caenorhabditis nematoder är associerade med många mikrober, ofta i tarmlumen eller infekterar tarmarna. Detta protokoll beskriver en metod för att berika okulära mikrober kolonisera tarmarna, dra nytta av motståndet hos dauer nagelband.
Abstract
Caenorhabditis elegans (C. elegans) har visat sig vara en utmärkt modell för att studera värd-mikrobinteraktioner och mikrobiomet, särskilt i samband med tarmarna. Nyligen har ekologisk provtagning av vilda Caenorhabditis nematoder upptäckt en mängd associerade mikrober, inklusive bakterier, virus, svampar och mikrosporidia. Många av dessa mikrober har intressant kolonisering eller infektion fenotyper som motiverar ytterligare studier, men de är ofta okulturerbara. Detta protokoll presenterar en metod för att berika de önskade intestinala mikroberna i C. elegans och relaterade nematoder och minska förekomsten av de många förorenande mikrober som följer nagelbandet. Detta protokoll innebär att tvinga djur in i det dauer utvecklingsstadiet och använda en serie antibiotika- och tvättmedelstvättar för att avlägsna extern förorening. Eftersom dauer djur har fysiologiska förändringar som skyddar nematoder från hårda miljöförhållanden, kommer alla tarmmikrober att skyddas från dessa förhållanden. Men för att berikning ska fungera måste mikroben av intresse bibehållas när djur utvecklas till dauers. När djuren lämnar dauerstadiet sprids de enskilt till enskilda linjer. F1-populationer väljs sedan ut för önskade mikrober eller infektionsfenotyper och mot synlig kontaminering. Dessa metoder kommer att göra det möjligt för forskare att berika okulturerbara mikrober i tarmlumen, som utgör en del av det naturliga mikrobiomet av C. elegans och intracellulära tarmpatogener. Dessa mikrober kan sedan studeras för kolonisering eller infektion fenotyper och deras effekter på värden fitness.
Introduction
Den genetiska modellorganismen C. elegans är ett utmärkt in vivo-system för att studera värdmikroberinteraktioner1,2. De har relativt enkel fysiologi jämfört med andra djur, men mycket av deras cellbiologi är i grunden lik däggdjur vilket gör dem till en bra modell för biologisk forskning1,3,4. Dessutom är de mikroskopiska, lätta att underhålla och förblir transparenta under hela sin korta livslängd. Dessa egenskaper möjliggör snabba studier av mekanismerna som styr värd-mikrob interaktioner och visualisering av in vivo infektion och kolonisering av genetiskt följsamma värdar5,6. Slutligen svarar C. elegans snabbt på bakteriella, svamp- och virusinfektioner, vilket gör dem till en utmärkt modell för att studera värdmikroberinteraktioner och tarmfloran7,8,9.
En ökning av provtagningen av vilda C. elegans och andra nematoder har möjliggjort forskning om ekologin hos frilevande nematoder och naturlig genetisk variation10,11. Samtidigt har provtagningen också ökat upptäckten av naturligt förekommande biologiska patogener och mikrober som interagerar med C. elegans12,13,14,15, vilket leder till inrättandet av många värdmikrobmodellsystem som studerar interaktioner med virus, bakterier, mikrosporidia, oomyceter eller svampar16,17,18,19,20 . Vanligtvis finns vild C. elegans i ruttande stjälkar och frukter, ofta i mer tempererade klimat, och mestadels är de självreproducerande21. När dessa prover förs in i labbet isoleras vilda nematoder till klonpopulationer, med en rad associerade mikrobiota. När man upptäcker nya mikrober av intresse för Caenorhabditis nematoder, djur ofta direkt screenas för infektion eller kolonisering genom mikroskopi med hjälp av lätt visualiserade fenotyper. Till exempel kan virusinfektion visualiseras som en upplösning av tarmstrukturer, och mikrosporidiska stadier kan ses inuti värdceller som sporer eller meronter14,22. När en mikrob av intresse upptäcks för framtida undersökning måste den separeras från de andra förorenande mikrober som finns i de vilda nematoderna så att den kan studeras isolerat. I många fall kan den mikrob av intresse inte odlas in vitro, vilket gör det viktigt att berika mikroben i värdnematoden.
Till exempel beskriver detta protokoll ett vilt isolat av C. tropicalis som innehåller en bakterie som koloniserar inom tarmlumen av nematoder, som följer tarmepitellancellerna på ett riktat sätt. Fenotypiskt växer bakterien vinkelrätt längs tarmlumens inre sidor, vilket ger den ett borstliknande utseende, visualiserat på ett standard Normarski-mikroskop i alla stadier av djuret, inklusive dauer-scenen. Nematod tillväxt medium (NGM) plattan där denna vilda C. tropicalis stam odlades innehöll synlig förorening med andra mikrober. Detta protokoll utvecklades för att minska ytterligare förorenande mikrobiell tillväxt på plattorna för att studera denna okända vidhäftande bakterie. Nematoderna tvingades in i dauerstadiet för att skydda bakterierna i lumen och rengjordes sedan med hjälp av en serie tvättar. Efteråt identifierades den okända bakteriella arten genom dissekering av tarmarna och PCR förstärkning av 16S ribosomal DNA för sekvensering.
Sammantaget kan detta protokoll potentiellt berika alla mikrober av intresse som är associerade med en vildfångad nematod. Efteråt kommer forskare att identifiera målmikroben, visualisera in vivo-infektion eller koloniseringsfenotyper via mikroskopi och studera effekter på värdkondition eller andra aspekter av värdmikroberinteraktioner. Isolering och undersökning av nya mikrobiella arter som interagerar med Caenorhabditis nematoder kan avslöja de genetiska mekanismerna för värdimmunitet och nya paradigm för värd-mikrobinteraktioner som är relevanta för mikrobiell patogenes och mikrobiomstudier.
Protocol
1. Inducera dauer bildas för vilda nematoder på NGM plattor
- Odla den vilda Caenorhabditis-stammen på vanliga NGM-plattor med OP50-1 E. coli som matkälla efter att ha fått maskarna med en okulär mikrob av intresse. Inkubera nematoderna vid 20 °C.
OBS: Standardtemperaturen för att odla Caenorhabditis nematoder är mellan 15-25 °C, men bör bestämmas empiriskt för att förhindra förlust av den mikrob av intresse. - Svälta plattan av djur vid 20 °C i 4-5 dagar tills alla OP50-1 konsumeras och majoriteten har nått dauerstadiet.
OBS: Dauers är långlivade larver som utvecklas på grund av frånvaron av näring och har skyddande nagelband.
2. Tvätta nematoderna
- Tillsätt 5 mL M9 minimala salter media (42 mM Na2HPO4, 22 mM KH2PO4, 8,6 mM NaCl, 19 mM NH4Cl) till en 6 cm tallrik svälta maskar.
- Använd en steril glaspipetter och glödlampa, pipettera upp M9 och maskar från plattan och överför dem till ett sterilt 15 ml centrifugrör.
- Använd en klinisk centrifug och snurra ner maskarna i röret vid 1000 x g i 30 s vid rumstemperatur.
- Använd en steril 15 ml pipett och ta bort och kassera M9-supernatanten ovanför maskarnas pellet. Stör inte de levande maskarna längst ner i röret genom att lämna cirka 50 μL M9 ovanför maskarna.
- Tillsätt 10 ml M9 + 0,05 % Triton X-100 i samma centrifugrör och dra åt rörets lock på ett tillfredsställande sätt.
- Inkubera röret på en mutterare i 20 minuter vid rumstemperatur för att ta bort de yttre mikroberna. Ta bort röret från muttern och snurra ner maskarna vid 1000 x g i 30 s.
- Använd en steril pipett och ta bort och kassera M9-supernatanten ovanför maskarnas pellet. Stör inte de levande maskarna längst ner i röret genom att lämna cirka 50 μL M9 ovanför maskarna.
- Följ och upprepa steg 2,5-2,8 tre gånger till.
3. Desinficera nematoderna
- Förbered en antibiotikum- och SDS-lösning i 10 ml M9-buffert genom att tillsätta 0,25 % SDS (250 μL 10 % SDS), 50 μg/ml kardiodiillin, 25 μg/ml kanamycin, 12,5 μg/ml tetracyklin, 100 μg/ml gentamycin, 50 μg/ml streptomycin, 37,5 μg/ml kloramfenicol och 200 μg/ml cefotaxime (se Tabell över material).
- Inkubera röret som innehåller nematoder i antibiotikumet och SDS-lösningen på en mutterator vid rumstemperatur över natten.
OBS: Alla icke-dauer maskar och embryon kommer att dö, men många av dauer maskarna kommer att överleva denna rengöringsprocess.
4. Ta bort antibiotika- och SDS-lösningen
- Snurra ner maskarna i röret vid 1000 x g i 1 min vid rumstemperatur. Använd en steril pipett och ta bort supernatanten från centrifugröret utan att störa maskarna längst ner i röret.
- Tillsätt 10 ml M9 + 0,05% Triton X-100 och dra åt rörets lock på ett tillfredsställande sätt. Inkubera röret på en mutterator i 20 min vid rumstemperatur.
- Ta bort röret från muttern och snurra ner maskarna vid 1000 x g i 1 min. Följ och upprepa steg 4.2-4.3 tre gånger.
- Efter den sista tvätten, lämna maskpellet ostört i botten i 100 μL av lösningen och kassera resten.
5. Föröka en ren nematodstam
- Överför 100 μL av supernatanten och pelleten till mitten av en 10 cm NGM-platta sådd med OP50-1. Låt plattan torka utan att störa vätskan i mitten.
- Låt dauers krypa ut ur mitten och genom OP50-1 gräsmattan i 5-10 min.
- Plocka försiktigt upp en enda dauer och plätera den på en 6 cm NGM-sådd tallrik. Totalt plocka minst 10 dauers och plätera dem i enskilda 6 cm NGM-plattor sådda med OP50-1 (10 plattor totalt).
- Inkubera plattorna i 4-5 dagar vid 20 °C tills dauers har vuxit och följande generation (F1) har nått vuxenstadiet. Kontrollera visuellt om det finns kontaminering på alla plattor, sett som icke-OP50-1 mikrobiell tillväxt.
- För varje ren platta, kontrollera förökningen av den mikrob av intresse via Normarski eller fluorescerande mikroskopi, såsom fluorescerande in situ hybridisering (FISH)12, beroende på fenotyp av intresse.
6. Intestinal dissekering och PCR-identifiering av mikrobiella arter
- Odla djur vid 20 °C i 3-4 dagar så att de kan svälta och minska mängden OP50-1-bakterier. Tillsätt 5 ml M9-media till plattan av svälta maskar.
- Använd en steril glaspipetter och glödlampa, pipettera upp M9 + maskarna från plattan och överför dem till ett sterilt 15 ml centrifugrör.
- Använd en klinisk centrifug och snurra ner maskarna i röret vid 1000 x g i 30 s vid rumstemperatur.
- Använd en steril 15 mL-pipett och ta bort supernatanten från centrifugröret utan att störa de levande maskarna längst ner på röret.
- Tillsätt 10 ml M9 + 0,05% Triton X-100 och inkubera röret på en mutterare i 20 minuter för att ta bort externa mikrober. Upprepa fyra gånger för att tvätta maskarna.
- Efter den sista tvätten, med hjälp av en steril pipettspets, ta bort supernatanten utan att störa pelleten i botten i 100 μL av lösningen.
- Använd en steril pipettspets, överför M9 och maskarna till en osedd NGM-platta och låt plattan torka medan maskarna kryper runt i 20 minuter för att hjälpa till att ta bort OP50-1 från nagelbandet och tarmarna.
- Tillsätt 250 μL M9 på den torkade plattan och använd en glaspipett för att överföra M9 + maskar till en ny osedd NGM-platta. Återigen, låt den plattan torka och låt maskarna krypa runt i 20 min.
- Tillsätt 250 μL M9 på plattan och överför 100 μL av M9 + maskarna till ett rent klockglas.
- Använd två sterila 26 G sprutnålar, halshugg nematoderna genom att hålla masken ner med en nål och använda den andra nålen för att skära masken. Efter halshuggning kommer tarmarna (granulära) och gonad (transparenta) från kroppen naturligt att komma ut ur kroppen.
- Skär av en bit av den exponerade tarmen genom att hålla ner tarmen med en nål och skära den med den andra.
OBS: Kontrollera om möjligt att den mikrob som är av intresse fortfarande finns i hela tarmen med Normarski-mikroskopi, FISH eller immunohistokemi23. - Överför en enda dissekerad tarm till ett 0,5 ml PCR-rör som innehåller 10 μL sterilt vatten. Upprepa för totalt minst 5 PCR-rör som innehåller tarmar från olika djur.
- Frys PCR-rören vid -80 °C i minst 5 minuter. Ta ut PCR-rören ur frysen och tina upp proverna.
- Pipettera vätskan upp och ner några gånger för att separera bakterierna från tarmen.
- Utför PCR med universella primerpar mot DNA-sekvensen hos den lilla ribosomala underenheten av bakterier, jäst eller mikrosporidia, beroende på den misstänkta typen av mikrob.
OBS: Till exempel presenteras ett provprotokoll med universella bakteriella 16S-primers i tabell 1. - Rena ampliconen med hjälp av ett filterbaserat DNA-rengörings- och koncentrationskit (se Tabell över material) och utför Sanger-sekvensering.
Representative Results
En vild C. tropicalis stam (JU1848) isolerades från ruttna palmfrukter i Nouraguesskogen i Franska Guyana (figur 1A)24. Denna stam konstaterades ha tunna mikrober som koloniserar tarmens lumen på ett riktat sätt (figur 1B). Denna mikrob överfördes lätt till C. elegans stam N2 via samkultur med stam JU1848, där den koloniserade lumen i tarmen på samma sätt.
Förökning av JU1848 på standard NGM-plattor sådda med E. coli OP50-1 under flera generationer resulterade kontinuerligt i synlig förorening, sett som olika mörka, mucoidkolonier på och utanför OP50-1 gräsmattan (figur 2A). En tallrik med vild JU1848 svalt för att tvinga djur till dauer och rengjordes enligt beskrivningen. Enstaka dauer djur som överlevde rengöring pläterades på enskilda 6 cm NGM plattor sådd med OP50-1 och tillåtet att växa i 4 dagar vid 20 °C. Flera plattor av F1 avkomma observerades utan synlig mikrobiell förorening (figur 2B). F1-avkomman verifierades för att fortfarande innehålla vidhäftande bakterier i tarmens lumen (se nedan).
Rena JU1848 djur tvättades och halshöggs för att isolera intestinala bitar enligt beskrivningen i protokollet (steg 6.1-6.12). Vidhäftande bakterier i lumen i den dissekerade tarmen verifierades via Nomarski-mikroskopi (figur 3). Mikroben i lumen av JU1848 misstänktes vara en bakterie, så de dissekerade tarmarna användes som en mall för PCR med universella bakteriella 16S primers, 27F och 1492R. Från totalt sex enskilda dissekerade tarmar, PCR produkter var sekvenserade via Sanger, och rena kromatografer visade att alla sex sekvenser var identiska. Baserat på dessa sekvenser identifierades denna bakterie som en ny art i klassen Alphaproteobacteria men kunde inte klassificeras i en känd ordning eller släkte (Kompletterande fil 1).
Figur 1: Vidhäftande bakterier som koloniserar lumen hos en vild C. tropicalis. (A) Fältprovbild av ruttna Euterpe sp. (Familj: Arecaceae) palmfrukter i Nouraguesskogen i Franska Guyana. (B) Nomarski bild av stam JU1848 sett med tusentals långa, tunna bakterier som bildar ett penselliknande utseende i lumen (lu) i värdtarmen (in). De bakteriella (ba) skikten som täcker tarmarna indikeras med parenteser ([). Klicka här för att se en större version av den här figuren.
Figur 2: Förorenande mikrobiell tillväxt går förlorad efter nematodrengöring. (A) Vild stam JU1848 förökar märkbar mikrobiell tillväxt på standard 6 cm NGM-plattor sådda med E. coli OP50-1 bakterier. (B) Efter rengöring visar en platta med F1-avkomma från en enda dauer ingen synlig mikrobiell förorening efter 4 dagars inkubation vid 20 °C. Klicka här för att se en större version av denna siffra.
Figur 3: Vidhäftande bakterier ses i lumen i den dissekerade tarmen. Nomarski bild av ett rent JU1848 djur som halshöggs så att tarmarna spiller ut. Koloniserande bakterier (ba) är indicerade med en parentes ([) och ses i lumen (lu) i en bit av tarmen (in) som ligger utanför nematodens kropp (nb). Klicka här för att se en större version av den här figuren.
| Reagens | Koncentration | Belopp |
| 27F primer (5'-AGAGTTTGATCMTGGCTCAG-3') | 20 mM | 2,5 μL |
| 1492R primer (5'-GGTTACCTTGTTACGACTT-3') | 20 mM | 2,5 μL |
| Dissekerad tarm i vatten | Ej tillämpligt | 3 μL |
| 10x PCR-buffert | 10x | 5 μL |
| dNTP | 10 mM | 1 μL |
| Taq polymeras | 5 U/μL | 0,5 μL |
| Vatten | Ej tillämpligt | 35,5 μL |
Tabell 1: Prova PCR-protokoll med universella bakteriella primers och dissekerade tarmar.
Kompletterande fil 1: MUSKEL justering av bakteriella 16S rDNA sekvenser härrör från PCR av sex dissekerade JU1848 tarmar. Klicka här för att ladda ner denna fil.
Discussion
Detta protokoll beskriver isolering och identifiering av mikrober från vild-isolerade Caenorhabditis nematoder med hjälp av en serie rengöring förfaranden. Många mikrober är associerade med vildisolerade nematoder, och några av dem har spännande fenotyper som kan användas för framtida studier i värdmikroberinteraktioner och medfödd immunitet. Många odlingsbara mikrobiom och patogena bakterier har isolerats från vilda Caenorhabditis nematoder med hjälp av standardtekniker för in vitro bakteriell tillväxt25,26. Men inte alla mikrober kan odlas in vitro, och det blir nödvändigt att berika dem i vilda nematoder. Vissa mikrober har ett resistent sporstadium, såsom mikrosporidia, och höga koncentrationer av SDS kan användas för att döda de flesta bakterier och svampar, vilket möjliggör specifik anrikning av sporer12. Detta protokoll presenterar en metod för att berika okulär intestinala mikrober som inte är resistenta mot SDS och antibiotikabehandling.
Tekniken som presenteras här drar nytta av den miljöbeständighet som ses hos dauer djur på grund av fysiologiska förändringar som förstärkning av nagelband, undertrycka faryngala pumpning och täcka munnen med en buccal plugg27. Ett kritiskt steg i detta protokoll är inkubation över natten med olika antibiotika och 0,25% SDS. Detta steg används för att döda alla externa mikrober samtidigt som interna mikrober lämnas intakta. Medan C. elegans dauers har visat sig överleva SDS koncentrationer så höga vid 10% för 30 min27, använder detta protokoll en måttlig men långvarig inkubation för att inte bara döda mikrober utan ytterligare utsätta bakterier för antibiotika. Dessutom kan en måttlig koncentration av SDS bidra till att dauers från andra Caenorhabditis arter överlever, eftersom exponering av C. tropicalis till 1% SDS över natten resulterade i döden av alla dauer djur. Om alla dauers dör, bör koncentrationen av SDS och/eller exponeringstiden för SDS minskas. Omvänt, om F1-generationens plattor fortfarande har synlig förorening efter rengöring, bör SDS-koncentrationen och inkubationstiden ökas.
Ett annat kritiskt steg är isoleringen av enskilda dauerdjur efter rengöring. Detta steg är avgörande eftersom inte alla djur är rena efter SDS och antibiotikabehandling. Därför placeras djuren i mitten av en 10 cm NGM-platta med OP50-1 och får krypa radiellt utåt. Ofta är det bäst att plocka fler distala djur, eftersom utökad krypning genom OP50-1 verkar hjälpa till att ta bort eventuella överlevande mikrober som är fästa vid nagelbandet. Detta leder dock till en begränsning av protokollet, eftersom det kommer att bli svårare att berika för en mikrob av intresse om det inte finns i befolkningen med hög frekvens. Här var den vidhäftande Alphaproteobacteria närvarande i 90%-95% av befolkningen; Därför hade de flesta rena plattor mikrobiomets bakterie. Men om en mikrob av intresse finns med en mycket lägre frekvens i befolkningen, kan det vara nödvändigt att screena många fler F1-plattor .
Detta protokoll kan sannolikt användas för att isolera ett antal icke-odlingsbara mikrober av intresse som finns i vilda nematoder. Mikroben skall dock vara i en vävnad som skyddas av nagelbanden dauer, som kan överleva hos dauerdjur, och ha en observerbar fenotyp i värden. Som sådan kan denna teknik användas för att berika andra mikrobiombakterier i tarmlumen förutom Alphaproteobacteria-arten som beskrivs här, inklusive bakterier som inte klibbar. Protokollet användes också för att berika för en fakultets intracellulär bakterie, Bordetella atropi, som infekterar nematoden Oscheius tipulae28. Efter berikning, B. atropi konstaterades bilda kolonier på NGM plattor, visar att en mikrob av intresse kan upptäckas vara odlingsbar in vitro när snabbare växande föroreningar tas bort. Denna teknik skulle sannolikt fungera för mikrosproider och virus, inklusive Orsay-viruset, med tanke på denna förmåga att berika en intracellulär bakterie. Dessa mikrober måste dock kunna överleva övergången till och från dauer.
Det är viktigt att komma ihåg att även om detta protokoll kan utföras i ett Biosafety Level 1-laboratorium, måste en steril teknik upprätthållas hela tiden för att förhindra ytterligare mikrobiell förorening. Protokollet kan ändras efter forskarens behov, inklusive typer/koncentrationer av antibiotika, procentandelen SDS och/eller tillsats av svampdödande medel som nystatin. Ofta kan antalet förorenande mikrober som finns i en vildisolerad nematod variera dramatiskt. Här användes den uppenbara förlusten av icke-OP50-1 E. coli tillväxt på NGM plattor som en avläsning för en ren nematod stam. Men det kan finnas icke-odlingsbara populationer av kontaminerande mikrober närvarande, så det är viktigt att genomföra en metagenomik metod såsom 16S rRNA amplicon sekvensering för att se omfattningen av förorening26. När maskstammen har rengjorts kan den frysas och lagras bort för framtida studier. Sammantaget tillåter detta protokoll forskare att berika okulturerbara mikrober i vilda nematoder, så att de kan studera effekter på värd fitness, karakterisera fenotyper av kolonisering eller infektion och dra nytta av genetiska verktyg för att förstå mekanismerna bakom värd-mikrob interaktioner.
Disclosures
Författarna förklarar inga intressekonflikter.
Acknowledgments
Tack till Dr. Christian Braendle och Centre Nationale de la Recherche Scientifique (CNRS) Nouragues Field Station.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Agarose | Fisher Scientific | BP1356 | |
| 10% SDS | Invitrogen | AM9822 | |
| BD PrecisionGlide Needle - 26 G | Fisher Scientific | 305115 | |
| Carbenicillin | Millipore-Sigma | C1389-1G | |
| Cefotaxime | Millipore-Sigma | C7039-500mg | |
| Chloramphenicol | Millipore-Sigma | C0378-25G | |
| DNA Clean and Concentrator Kit | Zymo Research | 11-303C | |
| DreamTaq Polymerase | Fisher Scientific | EP0711 | |
| Gentamycin | Millipore-Sigma | G1264-250mg | |
| Kanamycin | Millipore-Sigma | K1876-1G | |
| KH2PO4 | Fisher Scientific | P-286 | |
| NaCl | Fisher Scientific | S-671 | |
| NH4Cl | Fisher Scientific | A-661 | |
| Streptomycin | Millipore-Sigma | S6501-50G | |
| Tetracyclin | Millipore-Sigma | T7660-5G | |
| Triton X-100 | Fisher Scientific | BP-151 | |
| Watch glasses | VWR | 470144-850 |
References
- Balla, K. M., Troemel, E. R. Caenorhabditis elegans as a model for intracellular pathogen infection. Cellular Microbiology. 15, 1313-1322 (2013).
- Pukkila-Worley, R., Ausubel, F. M. Immune defense mechanisms in the Caenorhabditis elegans intestinal epithelium. Current Opinion in Immunology. 24, 3-9 (2012).
- Bossinger, O., Fukushige, T., Claeys, M., Borgonie, G., McGhee, J. D. The apical disposition of the Caenorhabditis elegans intestinal terminal web is maintained by LET-413. Developmental Biology. 268, 448-456 (2004).
- Dimov, I., Maduro, M. F. The C. elegans intestine: organogenesis, digestion, and physiology. Cell and Tissue Research. 377, 383-396 (2019).
- Zhang, F., et al. Caenorhabditis elegans as a model for microbiome research. Frontiers in Microbiology. 8, 485 (2017).
- Szumowski, S. C., Botts, M. R., Popovich, J. J., Smelkinson, M. G., Troemel, E. R. The small GTPase RAB-11 directs polarized exocytosis of the intracellular pathogen N. parisii for fecal-oral transmission from C. elegans. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 111, 8215-8220 (2014).
- Bakowski, M. A., et al. Ubiquitin-mediated response to microsporidia and virus infection in C. elegans. PLoS Pathogens. 10, 1004200 (2014).
- Sowa, J. N., et al. The Caenorhabditis elegans RIG-I Homolog DRH-1 Mediates the Intracellular Pathogen Response upon Viral Infection. Journal of Virology. 94, 01173 (2020).
- Zugasti, O., et al. Activation of a G protein-coupled receptor by its endogenous ligand triggers the innate immune response of Caenorhabditis elegans. Nature Immunology. 15, 833-838 (2014).
- Félix, M. -A., Duveau, F. Population dynamics and habitat sharing of natural populations of Caenorhabditis elegans and C. briggsae. BMC Biology. 10, 59 (2012).
- Lee, D., et al. Balancing selection maintains hyper-divergent haplotypes in Caenorhabditis elegans. Nature Ecology and Evolution. 5, 794-807 (2021).
- Luallen, R. J., et al. Discovery of a natural microsporidian pathogen with a broad tissue tropism in Caenorhabditis elegans. PLOS Pathogens. 12, 1005724 (2016).
- Osman, G. A., et al. Natural infection of C. elegans by an oomycete reveals a new pathogen-specific immune response. Current Biology. 28, 640-648 (2018).
- Felix, M. A., et al. Natural and experimental infection of Caenorhabditis nematodes by novel viruses related to nodaviruses. PLoS Biology. 9, 1000586 (2011).
- Zhang, G., et al. A large collection of novel nematode-infecting microsporidia and their diverse interactions with Caenorhabditis elegans and other related nematodes. PLoS Pathogens. 12, 1006093 (2016).
- Félix, M. -A., Wang, D.
- Grover, M., Barkoulas, M. C. elegans as a new tractable host to study infections by animal pathogenic oomycetes. PLoS Pathogens. 17, 1009316 (2021).
- Bakowski, M. A., Luallen, R. J., Troemel, E. R. Microsporidia Infections in Caenorhabditis Elegans and Other Nematodes. Microsporidia: Pathogens of Opportunity: First Edition. , (2014).
- Taffoni, C., Pujol, N. Mechanisms of innate immunity in C. elegans epidermis. Tissue Barriers. 3, 1078432 (2015).
- Dirksen, P., et al. CeMbio - The Caenorhabditis elegans microbiome resource. G3: Genes, Genomes, Genetics. 10, 3025-3039 (2020).
- Frézal, L., Félix, M. -A. C. elegans outside the Petri dish. eLife. 4, 05849 (2015).
- Troemel, E. R., Félix, M. -A., Whiteman, N. K., Barrière, A., Ausubel, F. M. Microsporidia are natural intracellular parasites of the nematode Caenorhabditis elegans. PLoS Biology. 6, 2736-2752 (2008).
- Luallen, R. J., Bakowski, M. A., Troemel, E. R. Characterization of microsporidia-induced developmental arrest and a transmembrane leucine-rich repeat protein in Caenorhabditis elegans. PLoS One. 10, 0124065 (2015).
- Félix, M. -A., et al. Species richness, distribution and genetic diversity of Caenorhabditis nematodes in a remote tropical rainforest. BMC Evolutionary Biology. 13, 10 (2013).
- Samuel, B. S., Rowedder, H., Braendle, C., Félix, M. -A., Ruvkun, G. Caenorhabditis elegans responses to bacteria from its natural habitats. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 113, 3941-3949 (2016).
- Berg, M., et al. Assembly of the Caenorhabditis elegans gut microbiota from diverse soil microbial environments. ISME Journal. 10, 1998-2009 (2016).
- Androwski, R. J., Flatt, K. M., Schroeder, N. E. Phenotypic plasticity and remodeling in the stress-induced C. elegans dauer. Wiley Interdisciplinary Reviews: Developmental Biology. 6, 278 (2017).
- Tran, T. D., Ali, M. A., Lee, D., Félix, M. -A., Luallen, R. J. Bacterial filamentation is an in vivo mechanism for cell-to-cell spreading. bioRxiv. , (2021).
