Summary
Este protocolo descreve um método simples e eficiente para o transplante de folhetos de válvulas aórticas sob a cápsula renal para permitir o estudo da aoreatividade das válvulas cardíacas.
Abstract
Há uma necessidade clínica urgente de substituição de válvulas cardíacas que podem crescer em crianças. O transplante de válvula cardíaca é proposto como um novo tipo de transplante com potencial para fornecer válvulas cardíacas duráveis capazes de crescimento somático sem necessidade de anticoagulação. No entanto, a imunobiologia dos transplantes de válvulas cardíacas permanece inexplorada, destacando a necessidade de modelos animais estudarem esse novo tipo de transplante. Modelos anteriores de ratos para transplante de válvula aórtica heterotópica na aorta abdominal foram descritos, embora sejam tecnicamente desafiadores e caros. Para enfrentar esse desafio, um modelo de transplante subcapsular renal foi desenvolvido em roedores como um método prático e mais simples para estudar a imunobiologia do transplante de válvula cardíaca. Neste modelo, um único folheto de válvula aórtica é colhido e inserido no espaço subcapsular renal. O rim é facilmente acessível, e o tecido transplantado está firmemente contido em um espaço subcapsular que é bem vascularizado e pode acomodar uma variedade de tamanhos de tecido. Além disso, como um único rato pode fornecer três folhetos aórticos doadores e um único rim pode fornecer vários locais para tecido transplantado, menos ratos são necessários para um determinado estudo. Aqui, a técnica de transplante é descrita, proporcionando um avanço significativo no estudo da imunologia do transplante de válvulas cardíacas.
Introduction
Os defeitos cardíacos congênitos são a incapacidade congênita mais comum em humanos, afetando 7 em cada 1.000 crianças nascidas a cadaano 1. Ao contrário de pacientes adultos em que várias válvulas mecânicas e bioprótesas são rotineiramente implantadas, pacientes pediátricos atualmente não têm boas opções para substituição de válvulas. Esses implantes convencionais não têm potencial para crescer em crianças beneficiárias. Como resultado, as re-operações mórbidas são necessárias para trocar os implantes da válvula cardíaca por versões sucessivamente maiores à medida que as crianças crescem, com crianças afetadas muitas vezes exigindo até cinco ou mais cirurgias de coração aberto em sua vida 2,3. Estudos têm demonstrado que a liberdade de intervenção ou morte é significativamente ruim para bebês do que crianças mais velhas, com 60% dos bebês com válvulas cardíacas protéticas enfrentando a re-operação ou morte dentro de 3 anos após sua operação inicial4. Portanto, há uma necessidade urgente de entregar uma válvula cardíaca que possa crescer e manter a função em pacientes pediátricos.
Durante décadas, as tentativas de fornecer substituições crescentes de válvulas cardíacas foram centradas na engenharia de tecidos e células-tronco. No entanto, as tentativas de traduzir essas válvulas para a clínica não foram bem sucedidas até agora 5,6,7,8. Para lidar com isso, um transplante de válvula cardíaca é proposto como uma operação mais criativa para fornecer substituições crescentes de válvulas cardíacas com a capacidade de auto-reparar e evitar trombogênese. Em vez de transplantar todo o coração, apenas a válvula cardíaca é transplantada e crescerá com a criança receptora, semelhante a transplantes convencionais de coração ou um autógrafo pulmonarde Ross 9,10,11. Após o funcionamento, as crianças receptoras receberão imunossupressão até que a válvula transplantada possa ser trocada por uma prótese mecânica de tamanho adulto quando o crescimento da válvula não for mais necessário. No entanto, a biologia do transplante de válvulas cardíacas permanece inexplorada. Portanto, modelos animais são necessários para estudar esse novo tipo de transplante.
Vários modelos de ratos foram descritos anteriormente para transplante heterotópico da válvula aórtica na aorta abdominal 12,13,14,15,16,17,18. No entanto, esses modelos são proibitivamente complicados, muitas vezes exigindo cirurgiões treinados para operar com sucesso. Além disso, são19 caros e demorados. Um novo modelo de rato foi desenvolvido para criar um modelo animal mais simples para estudar a imunobiologia dos transplantes de válvulas cardíacas. Folhetos de válvula aórtica simples são excisados e inseridos no espaço subcapsular renal. O rim é especialmente adequado para estudar a rejeição de transplantes, pois é altamente vascularizado com acesso a células imunes circulantes20,21. Enquanto vários outros utilizaram um modelo subcapsular renal para estudar a biologia do transplante de outros transplantes de aloenxerto, como pâncreas, fígado, rim e córnea 22,23,24,25,26,27, esta é a primeira descrição do transplante de tecido cardíaco nesta posição. Aqui, a técnica de transplante é descrita, proporcionando um avanço significativo no estudo da imunologia do transplante de válvulas cardíacas.
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Protocol
O estudo foi aprovado pelo Comitê de Pesquisa Animal, seguindo o Guia Nacional de Atenção e Uso de Animais de Laboratório.
1. Informações sobre o modelo animal (Ratos)
- Use um microscópio operacional (ver Tabela de Materiais) com ampliação de até 20x para todos os procedimentos cirúrgicos.
- Use cepas síngênicas (como Lewis-Lewis) ou aogenéricas (como Lewis-Brown Noruega) para os transplantes, conforme necessário para o experimento.
- Use ratos de idade entre 5-7 semanas e peso corporal de 100-200 g que são apropriados para a questão experimental.
2. Remoção de pele, preparação da pele e anestesia
- Realizar todas as operações em condições estéreis.
NOTA: A etapa é realizada em um espaço cirúrgico dedicado e em condições estéreis. - Coloque os ratos em uma câmara de indução anestésico e induza a anestesia com 5% de isoflurano em oxigênio. Mantenha a anestesia com 3,5% de isoflurane em oxigênio durante todo o procedimento.
- Para a operação do doador, remova a pele do rato do umbigo para o entalhe severo usando cortadores de pele. Para a operação do receptor, corte o cabelo sobre o campo cirúrgico na linha axilar posterior das costelas até a pélvis. Em seguida, prepare a pele com um desinfetante cirúrgico.
- Obtenha um plano cirúrgico de anestesia antes de iniciar o procedimento. Confirme a profundidade adequada da anestesia comprimindo firmemente os dedos do rato com fórceps. Se o rato se retirar para a dor, titula o anestésico conforme necessário.
- Monitorar a taxa respiratória e a profundidade da anestesia clinicamente durante todo o procedimento; o nível de isoflurane é ajustado conforme necessário para manter uma taxa de respiração de 55-65 respirações/min.
3. Operação de doadores
- Prepare-se e anestesia o rato como indicado na etapa 2. Incise a pele do xifoide ao entalhe severo usando tesouras dissecando. Realize uma esteectomia cortando as costelas de cada lado lateralmente para o esterno até que o acesso ideal ao coração seja alcançado.
- Heparinize o rato com 100 U/100 g de injeção no átrio esquerdo.
- Sacrifique o doador através da hemorragia.
- Extite o timo para melhorar a visualização dos grandes vasos. Em seguida, remova o coração em bloco com a aorta ascendente até o nível da artéria innominada.
4. Preparação de folhetos de válvula aórtica
- Coloque o coração doador em uma placa de Petri estéril imediatamente após a cardiectomia. Dissecar o coração do doador em um tampão de armazenamento frio e frio (ver Tabela de Materiais).
- Usando fórceps e tesouras de mola Vannas, disseca o coração doador até que apenas a raiz aórtica permaneça com um manguito ventricular de 1 mm proximal à válvula aórtica.
- Abra a válvula aórtica fazendo um corte longitudinal para abrir o Seio de Valsalva entre os seios esquerdo e não-coronário para visualizar os três folhetos.
NOTA: O corte deve ser todo o comprimento do Sinus de Valsalva. As dimensões reais dependem do tamanho do rato. - Extir nosso imposto cada folheto de válvula aórtica individualmente. Especificamente, use fórceps contundentes para agarrar a borda do folheto e use a tesoura de mola Vannas para extirir o folheto cortando de um comissure até o anulo e, em seguida, em direção à próxima comissura.
NOTA: Tome cuidado especial para apenas agarrar a borda do folheto para minimizar a interrupção das células endoteliais valvulares. - Armazene as amostras após a excisão do folheto na solução de tampão de armazenamento gelado até que estejam prontas para serem implantadas no rato receptor. Implante todos os folhetos dentro de 4h de armazenamento frio.
5. Operação do destinatário
- Prepare-se e anestesia o rato como indicado na etapa 2. Use uma almofada de aquecimento mantida a 36-38 °C para realizar a cirurgia.
- Administre buprenorfina (0,03 mg/kg subcutâneamente) a todos os ratos receptores antes da cirurgia e a cada 6-12 h pós-operatório conforme necessário para aliviar a dor.
- Coloque o rato em posição lateral direita para acessar o rim esquerdo.
NOTA: O rim esquerdo é preferido devido à sua posição mais caudal em relação ao rim direito. - Incise a pele sobre o flanco longitudinalmente mais de 1 polegada usando tesouras.
NOTA: A incisão deve permanecer menor do que o tamanho do rim para proporcionar tensão suficiente para evitar que o rim volte para a cavidade abdominal durante o procedimento. - Da mesma forma, inciso a parede abdominal subjacente.
- Externalizar o rim
- Usando o polegar e o indicador, aplique pressão leve dorsal e ventrally ao usar fórceps curvos para levantar o polo caudal do rim através da incisão abdominal e da pele. Externalize a extremidade craniana do rim da mesma forma.
- Alternativamente, o rim pode ser externalizado agarrando a gordura perirenal e puxando para cima com a tensão da luz.
NOTA: Tome cuidado para não compreender diretamente o rim ou os vasos renais. - Uma vez que o rim é externalizado, mantenha-o úmido com soro fisiológico quente escorrendo sobre o rim.
- Crie um bolso subcapsular.
- Aplique levemente pressão na cápsula renal usando um conjunto de fórceps contundentes para que a cápsula renal possa ser claramente distinguida do parenchyma subjacente. Simultaneamente usando outro conjunto de fórceps contundentes, segure cuidadosamente a cápsula e puxe suavemente para cima para criar um orifício na cápsula.
NOTA: Devido à natureza delicada da cápsula, é necessária força mínima para estabelecer esta incisão. - Continue usando fórceps contundentes para estender a incisão até que um espaço ~2mm tenha sido criado para acomodar o folheto da válvula aórtica.
- Desenvolva um bolso subcapsular raso que é ligeiramente maior que o folheto da válvula enquanto levanta a borda da incisão com um conjunto de fórceps e avança uma sonda sem corte sob a cápsula renal.
- Aplique levemente pressão na cápsula renal usando um conjunto de fórceps contundentes para que a cápsula renal possa ser claramente distinguida do parenchyma subjacente. Simultaneamente usando outro conjunto de fórceps contundentes, segure cuidadosamente a cápsula e puxe suavemente para cima para criar um orifício na cápsula.
- Transplante da válvula aórtica no bolso subcapsular.
- Recupere o folheto aórtico do armazenamento frio e coloque-o no campo cirúrgico.
- Ao levantar a cápsula fibrosa da borda, avance o folheto aórtico para o bolso subcapsular com fórceps contundentes.
NOTA: Certifique-se de que o tecido está longe o suficiente da incisão para que esteja firmemente fixado sob a cápsula. Deve-se tomar cuidado para evitar danos ao parenchyma subjacente ou posterior rasgo da cápsula fibrosa. - A incisão na cápsula renal pode ser deixada aberta.
- Empurre o rim suavemente de volta para sua posição anatômica usando tração contrária aplicada nas bordas de incisão.
- Feche a incisão abdominal com uma sutura cirúrgica estéril. Feche a pele com grampos.
- Cuidados pós-operatórios
- Após a operação, coloque o rato em uma gaiola limpa em uma almofada de aquecimento com acesso a comida e água.
- Monitore o animal diariamente para avaliar a cicatrização de feridas de rotina e sinais de dor ou angústia. Remova os grampos após 7-10 dias.
6. Coleta de tecido para análise
- Em pontos finais selecionados após o transplante, eutanize o animal por exsanguinação. Especificamente, realize uma laparotomia mediana e transecte a aorta abdominal sob 5% de isoflurane em oxigênio.
- Mobilize o rim e extite-o cortando a artéria renal, veia e ureter com uma tesoura.
NOTA: Tome cuidado para não entender a área que contém o folheto transplantado. - Coloque o rim em formalina durante a noite, incorpore-o em parafina, e se section-o para a coloração desejada. Oriente a amostra com a cápsula renal voltada anteriormente e o parênquim renal voltado posteriormente.
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Representative Results
Uma representação gráfica do design experimental é fornecida para o modelo de rato (Figura 1). Além disso, uma raiz aórtica dissecada do coração do doador e um folheto de válvula aórtica individual preparado para implantação também é mostrado na Figura 2. Em seguida, uma imagem representativa da posição do folheto da válvula aórtica sob a cápsula renal para implantação é mostrada na Figura 3A e após 3, 7 e 28 dias dentro do rato receptor (Figuras 3B-D), demonstrando a facilidade de localizar e recuperar o tecido transplantado.
Os folhetos de válvulas aórticas mantêm sua arquitetura nativa após o transplante heterotópico em animais síndicos, demonstrando a utilidade deste modelo como linha de base para comparar a resposta imune em transplantes aogenóicos. Especificamente, a histologia com hematoxilina e eosina (H&E) de coloração revelou que folhetos de válvulas em transplantes síngênicos após 7 dias estavam estruturalmente intactos sem sinais de inchaço edematoso (Figura 4A). A integridade estrutural do folheto da válvula foi confirmada ainda pela imunohistoquímica para Alpha Smooth Muscle Actin (aSMA) e CD31 (Figura 4B).
Figura 1: Projeto experimental do transplante heterotópico da válvula aórtica sob a cápsula renal em ratos. O coração é coletado do rato doador (A). Os folhetos da válvula aórtica são dissecados e mantidos em armazenamento a frio (B) até o processo de implantação sob a cápsula renal no rato receptor (C). Os folhetos são então explantados em pontos de tempo definidos e analisados microscopicamente (D). Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 2: Preparação de folheto de válvula aórtica para implantação. Exemplo de raiz aórtica dissecada do coração doador (A) e dissecção adicional de um folheto de válvula aórtica para implantação (B). Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 3: Visualização do folheto da válvula aórtica sob a cápsula renal. O folheto da válvula aórtica é visualizado sob a cápsula renal na implantação (A), após 3 (B), 7 (C) e 28 dias (D) em animais síndicos e após 3 (E), 7 (F) e 28 dias (G) em animais aogenéticos. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 4: Os folhetos da válvula aórtica permanecem estruturalmente intactos após o transplante sob a cápsula renal por 7 dias em animais síndicos. A linha superior mostra a coloração e imunostenção de H&E para DAPI, aSMA e CD31 para válvulas cardíacas de controle que foram adquiridas, mas não transplantadas. A linha inferior mostra a coloração e a imunostenção de H&E para DAPI, aSMA e CD31 em um folheto de válvulas síndica explantado após 7 dias. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
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Discussion
Importância e aplicações potenciais
Embora as válvulas cardíacas mecânicas e bioprotéticas sejam rotineiramente usadas em pacientes adultos que necessitam de substituição de válvulas, essas válvulas não têm potencial para crescer e, portanto, são subótimas para pacientes pediátricos. O transplante de válvula cardíaca é uma operação experimental projetada para fornecer substituições crescentes de válvulas cardíacas para recém-nascidos e bebês com doença cardíaca congênita. No entanto, ao contrário da imunobiologia de transplantes convencionais de transplantes de coração, a imunobiologia transplantada desse novo tipo de transplante permanece pouco explorada. Aqui, é descrito um modelo único de rato para transplante renal subcapsular de folhetos de válvulas aórticas, fornecendo um avanço significativo no estudo da imunobiologia do transplante de válvulas cardíacas.
O espaço subcapsular renal fornece um ambiente ideal para estudar a imunobiologia do transplante de válvulas cardíacas. O tecido transplantado está contido em um local bem vascularizado com acesso a células imunes circulantes20. Além disso, modelos subcapsulares foram utilizados com sucesso para testar a rejeição de aloenxerto em muitos tecidos, como pâncreas, fígado, rim e outros tipos de células 22,23,24,25,26,27, indicando que este modelo se justifica no estudo da imunogenicidade dos folhetos de válvulas aórticas.
Este modelo possui várias aplicações protencionais para o estudo da imunologia do transplante de válvulas aórticas. Primeiro, o modelo pode ser usado para determinar o nível de supressão imunológica sistêmica necessária para o transplante de válvulas cardíacas para evitar a rejeição do enxerto, como tacrolimus, micofenolato e esteroides. Além disso, vários estudos indicaram que o tecido da válvula pode ser imunologicamente distinto de outros tecidos cardíacos, uma vez que as válvulas são relativamente poupadas durante a rejeição fulminante de transplantes cardíacos convencionais 28,29,30. Este modelo permite a exploração desse conceito, pois o espaço subcapsular pode acomodar vários tipos de tecidos, como folheto de válvula e miocárdio, para comparar a imunogenicidade desses tecidos.
Este modelo é vantajoso porque é tecnicamente simples, rápido e tem uma alta taxa de sobrevivência com baixo risco de complicações. Como cada doador pode fornecer três folhetos de válvula aórtica, um rato pode servir como doador para três receptores diferentes. Em média, o tempo de operação do doador foi de 27,2 min (n = 12), e a duração da operação do receptor foi de 29,7 min (n = 36). A taxa de sobrevivência da operação do receptor foi de 97,2% (n = 35/36), com um óbito intraoperatório por depressão respiratória. Sangramento mínimo devido ao trauma no parênquim renal enquanto criava o bolso subcapsular foi observado em 11,1% das operações do receptor. No entanto, o sangramento foi facilmente controlado em todos os casos com compressão de um aplicador de ponta de algodão. Uma amostra foi desalojada do espaço subcapsular e não recuperada após explicação mesmo após 7 dias.
Anteriormente, os folhetos da válvula eram explanados removendo-os do espaço subcapsular e incorporados, seccionados e manchados sem qualquer tecido aórtico anexado. No entanto, este método é subótimo, pois os folhetos em si são extremamente pequenos, finos e transparentes, resultando na perda de várias amostras no processamento. Em vez disso, recomenda-se remover o rim em bloco e incorporar e secionar o tecido enquanto ainda está preso sob a cápsula renal para garantir que nenhuma amostra seja perdida. Além disso, essa abordagem minimiza o trauma e a manipulação do folheto.
Passos críticos
As etapas críticas do procedimento são estabelecer um plano cirúrgico de anestesia, incisando a parede abdominal sobre os rins, eviscerando o rim, levantando o retalho subcapsular, inserção do tecido transplantado heterotópico, obtendo hemostase, devolvendo o rim à posição anatômica e fechando a pele.
Modificações e solução de problemas
Embora esta seja a primeira descrição do transplante de tecido cardíaco sob a cápsula renal, vários outros descreveram o transplante de outros tipos de tecido no espaço subcapsular renal 20,22,23,24,25,26,27. Neste protocolo, foram feitos pequenos ajustes em modelos subcapsulares anteriores para otimizar a técnica e minimizar complicações. Especificamente, enquanto outros recomendaram o uso da tesoura de mola Vannas para fazer a incisão inicial na cápsula renal20,26, este método é mais provável que cause traumas no parenchyma subjacente e resulte em formação de hematoma subcapsular. Sangramento demais resultará em distensão da cápsula e comprometerá a segurança do26 transplantado. Portanto, os fórceps contundentes devem ser usados para abrir a cápsula. Além disso, enquanto alguns protocolos defendem a colocação de produtos comerciais com propriedade homostática sobre a incisão capsular26,31, este passo é desnecessário desde que o tecido seja avançado o suficiente para o bolso subcapsular.
Em ratos maiores, o rim pode estar coberto de gordura perirenal, e externalizar o rim através do levantamento com fórceps curvos pode não ser viável. Nestes casos, é melhor externalizar o rim puxando suavemente a gordura perirenal com fórceps e puxando o rim para fora da cavidade abdominal sem causar danos ou sangramento.
Comparação com modelos de transplante heterotópicos existentes
Embora vários outros modelos animais para transplante de válvula aórtica heterotópica tenham sido descritos anteriormente 12,13,14,15,16,17,18, o protocolo atual fornece uma alternativa simples e mais prática que melhora os modelos anteriores de várias maneiras. Primeiro, devido à natureza tecnicamente simples do procedimento, muito pouco treinamento é necessário para operar com sucesso. Isso contrasta com os transplantes de válvula aórtica heterotópica descritos anteriormente na aorta abdominal. Portanto, este modelo fornece uma alternativa mais prática e econômica para estudar o transplante de válvulas aórticas, minimizando a morbidade, dor e mortalidade dos ratos. Além disso, como apenas um folheto de válvula aórtica é necessário para a operação do receptor e cada rato doador fornece três folhetos, menos ratos doadores são necessários para qualquer experimento. Além disso, a implantação de tecido no rim contralateral ou em um bolso subcapsular separado pode permitir o controle interno ou comparação de respostas imunes a tecidos variados dentro de um único rato. Neste caso, a melhor abordagem é através de uma incisão de laparotomia midline.
Além dos modelos animais que descrevem o transplante de válvula aórtica heterotópica na aorta abdominal, outros estudos utilizaram um modelo subcutâneo para estudar a imunogenicidade das válvulas aórticas32. Embora essa abordagem seja, sem dúvida, mais simples do que o transplante na aorta abdominal, as evidências existentes sugerem que a implantação subcutânea é um método menos eficaz de apresentação de antígeno33,34. O espécime implantado também é desafiador para encontrar e analisar. Portanto, o espaço subcásular renal é proposto como um local de implantação que é simplificado, mas ideal para estudar biologia do transplante de válvula aórtica.
Em resumo, o modelo recém-proposto serve como uma adição ao armamento dos cientistas para estudar o transplante de válvulas cardíacas e complementa os modelos descritos anteriormente.
Limitações
Embora o transplante de folhetos de válvulas aórticas sob a cápsula renal seja um método eficiente para estudar a alloimmunidade in vivo, existem algumas limitações desse modelo. Embora o espaço subcapsular seja bem vascularizado, ele não oferece o mesmo ambiente hemodinâmico que a posição sub-coronária. Isso pode afetar a resposta imune ao tecido transplantado. Alguns têm a hipótese de que as distintas propriedades imunológicas observadas no tecido da válvula podem resultar do fluxo sanguíneo de alta pressão sobre a válvula aórtica na posição sub-coronária, anulando a resposta quimotactica28,35. Além disso, este modelo é insuficiente para estudar o efeito da aloreatividade na função da válvula, pois os folhetos não estão realizando sua função fisiológica sob a cápsula renal. No entanto, existem limitações semelhantes para os modelos heterotópicos de transplante de aorta abdominal, pois o sucesso desses modelos depende de tornar os folhetos de válvula incompetentes para evitar trombose do enxerto15,36.
As limitações ao protocolo incluem a possibilidade de o tecido ser desalojado do espaço subcapsular renal e não recuperável (1 em cada 36 animais). Outra limitação é a morte do animal durante a cirurgia (1 em cada 36 animais); no entanto, a morte foi causada pela overdose de buprenorfina, e outros métodos para dosagem de analgesia podem ser empregados.
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Disclosures
Os autores declaram que a pesquisa foi conduzida na ausência de relações comerciais ou financeiras que pudessem ser interpretadas como um potencial conflito de interesses.
Acknowledgments
A Figura 1 foi criada com biorender.com. Este trabalho foi apoiado em parte pelo Programa de Investigação Cirúrgica da Fundação AATS para a TKR, o Fundo de Excelência infantil realizado pelo Departamento de Pediatria da Universidade Médica da Carolina do Sul para a TKR, uma bolsa da Emerson Rose Heart Foundation à TKR, Filantropia pelo Senador Paul Campbell à TKR, NIH-NHLBI Bolsas de Pós-Doutorado Institucional (T32 HL-007260) à JHK e à BG, e a Faculdade de Medicina da Universidade de Medicina da Carolina do Sul Pré-escriturária flex Research Fund para MAH.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 0.9% Sodium Chlordie, USP | Baxter | NDC 0338-0048-04 | |
| 4-0 Polyglactin 910 | Ethicon | J415H | |
| 7.5% Povidone-Iodine | CareFusion | 29904-004 | |
| 70% ETOH | Fisher Scientific | BP82031GAL | |
| Anesthesia induction chamber | Harvard Apparatus | 75-2030 | Air-tight inducton chamber for rats |
| Anesthesia machine | Harvard Apparatus | 75-0238 | Mobile Anesthesia System with Passive Scavenging |
| Anesthesia Mask | Harvard Apparatus | 59-8255 | Rat anesthesia mask |
| Brown Norway Rats (BN/Crl) | Charles River | Strain Code 091 | Male, 5-7 weeks, 100-200 g |
| Buprenorphine Hydrochloride, 0.3 mg/mL | PAR Pharmaceutical | NDC 42023-179-05 | 0.03 mg/kg, administered subcutaneously |
| Electric hair clippers | WAHL | 79434 | |
| Electric Heating Pad | Harvard Apparatus | 72-0492 | Maintained at 36-38 °C |
| Heparin | Sagent Pharmaceuticals | NDC 25021-400-10 | 100U/100g injection into the left atrium |
| Insulin Syringe, 1 mL | Fisher Scientific | 14-841-33 | |
| Iris forceps curved | World Precision Instruments | 15917 | |
| Iris forceps straight | World Precision Instruments | 15916 | |
| Isoflurane, USP | Piramal Critical Care | NDC 66794-017-25 | Induced at 5% isoflurance in oxygen and maintained with 3.5% isoflurane in oxygen |
| Lewis Rats (LEW/ Crl) | Charles River | Strain Code 004 | Male, 5-7 weeks, 100-200 g |
| Micro forceps | World Precision Instruments | 500233 | Dumont #5 |
| Micro scissors | World Precision Instruments | 501930 | Spring-loaded Vannas Scissors |
| Needle Driver | World Precision Instruments | 500226 | Ryder Needle Driver |
| Operating microscope | AmScope | SM-3BZ-80S | 3.5x - 90x Stereo Microscope |
| Petri Dish | Fisher Scientific | FB0875714 | |
| Petrolatum ophthalmic ointment | Dechra | NDC 17033-211-38 | |
| Skin staples | Ethicon | PXR35 | Proximate 35 |
| Sterile cotton swabs | Puritan | 25-806 1WC | |
| Sterile gauze sponges | Fisher Scientific | 22-037-902 | |
| Surgical Scissors | World Precision Instruments | 1962C | Metzenbaum Scissors |
| University of Wisconsin Buffer (Servator B) | S.A.L.F S.p.A. | 6484A1 | Stored at 4 °C |
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