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Medicine

Un modèle simplifié pour la transplantation valvulaire cardiaque hétérotopique chez les rongeurs

Published: September 21, 2021 doi: 10.3791/62948
Automatic Translation
1, 1, 1, 1, *1, *1
1Department of Surgery, Medical University of South Carolina
* These authors contributed equally

Summary

Ce protocole décrit une méthode simple et efficace pour la transplantation de feuillets valvulaires aortiques sous la capsule rénale afin de permettre l’étude de l’alloréactivité des valves cardiaques.

Abstract

Il existe un besoin clinique urgent de remplacements valvulaires cardiaques qui peuvent se développer chez les enfants. La transplantation valvulaire cardiaque est proposée comme un nouveau type de greffe avec le potentiel de fournir des valves cardiaques durables capables de croissance somatique sans avoir besoin d’anticoagulation. Cependant, l’immunobiologie des greffes de valve cardiaque reste inexplorée, soulignant la nécessité pour des modèles animaux d’étudier ce nouveau type de greffe. Des modèles antérieurs chez le rat pour la transplantation de valve aortique hétérotopique dans l’aorte abdominale ont été décrits, bien qu’ils soient techniquement difficiles et coûteux. Pour relever ce défi, un modèle de greffe sous-capsulaire rénale a été développé chez les rongeurs comme une méthode pratique et plus simple pour étudier l’immunobiologie de la transplantation valvulaire cardiaque. Dans ce modèle, une seule feuillet valvulaire aortique est récoltée et insérée dans l’espace sous-capsulaire rénal. Le rein est facilement accessible et le tissu transplanté est solidement contenu dans un espace sous-capsulaire bien vascularisé et pouvant accueillir une variété de tailles de tissus. De plus, comme un seul rat peut fournir trois folioles aortiques de donneur et qu’un seul rein peut fournir plusieurs sites pour les tissus transplantés, moins de rats sont nécessaires pour une étude donnée. Ici, la technique de transplantation est décrite, offrant une étape importante dans l’étude de l’immunologie de la transplantation de valve cardiaque.

Introduction

Les malformations cardiaques congénitales sont l’incapacité congénitale la plus courante chez l’homme, touchant 7 enfants nés sur 1 000 chaque année1. Contrairement aux patients adultes chez lesquels diverses valves mécaniques et bioprothétiques sont systématiquement implantées, les patients pédiatriques n’ont actuellement pas de bonnes options pour le remplacement de la valve. Ces implants conventionnels n’ont pas le potentiel de grandir chez les enfants receveurs. En conséquence, des réopérations morbides sont nécessaires pour échanger les implants valvulaires cardiaques contre des versions successivement plus grandes à mesure que les enfants grandissent, les enfants affectés nécessitant souvent jusqu’à cinq chirurgies à cœur ouvert ou plus au cours de leur vie 2,3. Des études ont montré que l’absence d’intervention ou de décès est significativement plus faible pour les nourrissons que pour les enfants plus âgés, avec 60% des nourrissons avec des valves cardiaques prothétiques faisant face à une nouvelle opération ou à la mort dans les 3 ans suivant leur opération initiale4. Par conséquent, il est urgent de délivrer une valve cardiaque capable de se développer et de maintenir sa fonction chez les patients pédiatriques.

Pendant des décennies, les tentatives de remplacement des valves cardiaques en croissance ont été centrées sur l’ingénierie tissulaire et les cellules souches. Cependant, les tentatives de traduction de ces valves à la clinique ont été infructueuses jusqu’à présent 5,6,7,8. Pour résoudre ce problème, une transplantation de valve cardiaque est proposée comme une opération plus créative pour fournir des remplacements valvulaires cardiaques en croissance ayant la capacité de s’auto-réparer et d’éviter la thrombogenèse. Au lieu de transplanter tout le cœur, seule la valve cardiaque est transplantée et grandira ensuite avec l’enfant receveur, semblable aux transplantations cardiaques conventionnelles ou à un autographe pulmonaire Ross 9,10,11. Après l’opération, les enfants receveurs recevront une immunosuppression jusqu’à ce que la valve transplantée puisse être échangée contre une prothèse mécanique de taille adulte lorsque la croissance de la valve n’est plus nécessaire. Cependant, la biologie de la transplantation des greffes de valve cardiaque reste inexplorée. Par conséquent, des modèles animaux sont nécessaires pour étudier ce nouveau type de greffe.

Plusieurs modèles de rats ont déjà été décrits pour la transplantation hétérotopique de la valve aortique dans l’aorte abdominale 12,13,14,15,16,17,18. Cependant, ces modèles sont extrêmement délicats, nécessitant souvent des chirurgiens formés pour opérer avec succès. De plus, ils sont coûteux et prennent beaucoup de temps19. Un nouveau modèle de rat a été développé pour créer un modèle animal plus simple pour étudier l’immunobiologie des greffes de valve cardiaque. Des feuillets valvulaires aortiques simples sont excisés et insérés dans l’espace sous-capsulaire rénal. Le rein est particulièrement adapté à l’étude du rejet de greffe car il est fortement vascularisé avec un accès aux cellules immunitaires circulantes20,21. Alors que plusieurs autres ont utilisé un modèle sous-capsulaire rénal pour étudier la biologie de la transplantation d’autres greffes telles que le pancréas, le foie, les reins et la cornée 22,23,24,25,26,27, il s’agit de la première description de la transplantation de tissu cardiaque dans cette position. Ici, la technique de transplantation est décrite, offrant une étape importante dans l’étude de l’immunologie de la transplantation de valve cardiaque.

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Protocol

L’étude a été approuvée par le Comité de recherche animale à la suite du Guide des nationals de santé pour les soins et l’utilisation des animaux de laboratoire.

1. Informations sur le modèle animal (rats)

  1. Utilisez un microscope opératoire (voir tableau des matériaux) avec un grossissement jusqu’à 20x pour toutes les interventions chirurgicales.
  2. Utilisez des souches syngéniques (telles que Lewis-Lewis) ou allogéniques (telles que Lewis-Brown Norway) pour les greffes au besoin de l’expérience.
  3. Utilisez des rats âgés de 5 à 7 semaines et d’un poids corporel de 100 à 200 g appropriés pour la question expérimentale.

2. Enlèvement de la fourrure, préparation de la peau et anesthésie

  1. Effectuer toutes les opérations dans des conditions stériles.
    REMARQUE: L’étape est effectuée dans un espace chirurgical dédié et dans des conditions stériles.
  2. Placez les rats dans une chambre d’induction anesthésique et induisez une anesthésie avec 5% d’isoflurane dans l’oxygène. Maintenir l’anesthésie avec 3,5% d’isoflurane dans l’oxygène tout au long de la procédure.
  3. Pour l’opération du donneur, retirez la fourrure du rat de l’ombilic à l’encoche sternale à l’aide de tondeuses à fourrure. Pour l’opération receveuse, clipser les cheveux sur le champ chirurgical à la ligne axillaire postérieure des côtes au bassin. Ensuite, préparez la peau avec un désinfectant chirurgical.
  4. Obtenir un plan chirurgical d’anesthésie avant de commencer la procédure. Confirmez une profondeur d’anesthésie adéquate en comprimant fermement les orteils du rat avec une pince. Si le rat se retire à cause de la douleur, titrez l’anesthésique au besoin.
  5. Surveiller cliniquement la fréquence respiratoire et la profondeur de l’anesthésie tout au long de la procédure; le niveau d’isoflurane est ajusté au besoin pour maintenir un rythme respiratoire de 55 à 65 respirations / min.

3. Opération du donateur

  1. Préparez et anesthésiquez le rat comme indiqué à l’étape 2. Inciser la peau du xiphoïde à l’encoche sternale à l’aide de ciseaux disséquants. Effectuez une sternectomie en coupant les côtes de chaque côté latéral au sternum jusqu’à ce qu’un accès optimal au cœur soit obtenu.
  2. Hépariniser le rat avec une injection de 100 U/100 g dans l’oreillette gauche.
  3. Sacrifiez le donneur par exsanguination.
  4. Excisez le thymus pour améliorer la visualisation des grands vaisseaux. Ensuite, retirez le cœur en bloc avec l’aorte ascendante jusqu’au niveau de l’artère nominale.

4. Préparation des feuillets de la valve aortique

  1. Placez le cœur du donneur dans une boîte de Petri stérile immédiatement après la cardiectomie. Disséquez le cœur du donneur dans un tampon d’entreposage frigorifique glacé (voir tableau des matériaux).
  2. À l’aide de pinces et de ciseaux à ressort Vannas, disséquez le cœur du donneur jusqu’à ce qu’il ne reste que la racine aortique avec un brassard ventriculaire de 1 mm proximal à la valve aortique.
  3. Ouvrez la valve aortique en faisant une coupe longitudinale pour ouvrir le sinus de Valsalva entre les sinus gauche et non coronaire pour visualiser les trois folioles.
    REMARQUE: La coupe doit être sur toute la longueur du sinus de Valsalva. Les dimensions réelles dépendent de la taille du rat.
  4. Exciser chaque notice de valve aortique individuellement. Plus précisément, utilisez une pince émoussée pour saisir le bord de la feuillet et utilisez des ciseaux à ressort Vannas pour exciser la feuillette en coupant d’une commissure jusqu’à l’anneau, puis vers la commissure suivante.
    REMARQUE: Prenez des précautions particulières pour ne saisir que le bord de la foliole afin de minimiser la perturbation des cellules endothéliales valvulaires.
  5. Conservez les échantillons après l’excision de la notice dans une solution tampon de stockage glacé jusqu’à ce qu’ils soient prêts à être implantés chez le rat receveur. Implantez toutes les notices dans les 4 h suivant le stockage frigorifique.

5. Opération du destinataire

  1. Préparez et anesthésiquez le rat comme indiqué à l’étape 2. Utilisez un coussin chauffant maintenu à 36-38 °C pour effectuer la chirurgie.
  2. Administrer la buprénorphine (0,03 mg/kg par voie sous-cutanée) à tous les rats receveurs avant la chirurgie et toutes les 6 à 12 heures après l’opération, au besoin, pour soulager la douleur.
  3. Placez le rat dans une position couchée latérale droite pour accéder au rein gauche.
    REMARQUE: Le rein gauche est préféré en raison de sa position plus caudale par rapport au rein droit.
  4. Inciser la peau sur le flanc longitudinalement sur 1 pouce à l’aide de ciseaux.
    REMARQUE: L’incision doit rester plus petite que la taille du rein pour fournir suffisamment de tension pour empêcher le rein de se rétracter dans la cavité abdominale pendant la procédure.
  5. De même, inciser la paroi abdominale sous-jacente.
  6. Extérioriser le rein
    1. À l’aide du pouce et de l’index, appliquez une légère pression dorsale et ventrale tout en utilisant une pince incurvée pour soulever le pôle caudal du rein à travers l’incision abdominale et cutanée. Extérioriser l’extrémité crânienne du rein de la même manière.
    2. Alternativement, le rein peut être extériorisé en saisissant la graisse périrénale et en tirant vers le haut avec une légère tension.
      REMARQUE: Veillez à ne pas saisir directement le rein ou les vaisseaux rénaux.
    3. Une fois le rein extériorisé, gardez-le humide avec une solution saline chaude ruisselée sur le rein.
  7. Créez une poche sous-capsulaire.
    1. Appliquez légèrement une pression sur la capsule rénale à l’aide d’un ensemble de pinces contondantes afin que la capsule rénale puisse être clairement distinguée du parenchyme sous-jacent. Simultanément, à l’aide d’un autre ensemble de pinces contondantes, saisissez soigneusement la capsule et tirez doucement vers le haut pour créer un trou dans la capsule.
      REMARQUE: En raison de la nature délicate de la capsule, une force minimale est nécessaire pour établir cette incision.
    2. Continuez à utiliser des pinces contondantes pour prolonger l’incision jusqu’à ce qu’un espace d’environ 2 mm ait été créé pour accueillir le feuillet de la valve aortique.
    3. Développez une poche sous-capsulaire peu profonde légèrement plus grande que le feuillet valvulaire tout en soulevant le bord de l’incision avec un ensemble de pinces et en avançant une sonde contondante sous la capsule rénale.
  8. Transplantez la valve aortique dans la poche sous-capsulaire.
    1. Récupérez la notice aortique de l’entrepôt frigorifique et placez-la dans le champ chirurgical.
    2. Tout en soulevant la capsule fibreuse de bord, avancez la foliole aortique dans la poche sous-capsulaire avec une pince émoussée.
      REMARQUE: Assurez-vous que le tissu est suffisamment éloigné de l’incision pour qu’il soit fermement fixé sous la capsule. Des précautions doivent être prises pour éviter d’endommager le parenchyme sous-jacent ou de déchirer davantage la capsule fibreuse.
    3. L’incision dans la capsule rénale peut être laissée ouverte.
  9. Repoussez doucement le rein à sa position anatomique en utilisant une contre-traction appliquée sur les bords de l’incision.
  10. Fermez l’incision abdominale avec une suture chirurgicale stérile courante. Fermez la peau avec des agrafes.
  11. Soins postopératoires
    1. Après l’opération, placez le rat dans une cage propre sur un coussin chauffant avec accès à la nourriture et à l’eau.
    2. Surveillez l’animal quotidiennement pour évaluer la cicatrisation de routine des plaies et les signes de douleur ou de détresse. Retirez les agrafes après 7-10 jours.

6. Prélèvement de tissus à des fins d’analyse

  1. Aux critères d’évaluation sélectionnés après la transplantation, euthanasier l’animal par exsanguination. Plus précisément, effectuez une laparotomie médiane et transectez l’aorte abdominale sous 5% d’isoflurane en oxygène.
  2. Mobilisez le rein et excisez-le en coupant l’artère rénale, la veine et l’uretère avec des ciseaux.
    REMARQUE: Veillez à ne pas saisir la zone contenant la feuillet transplantée.
  3. Placez le rein dans le formol pendant la nuit, incorporez-le dans de la paraffine et coupez-le pour la coloration souhaitée. Orienter l’échantillon avec la capsule rénale orientée vers l’avant et le parenchyme rénal vers l’arrière.

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Representative Results

Une représentation graphique de la conception expérimentale est fournie pour le modèle de rat (Figure 1). De plus, une racine aortique disséquée du cœur du donneur et une feuillet valvulaire aortique individuelle préparée pour l’implantation sont également montrées à la figure 2. Ensuite, une image représentative de la position de la feuillet valvulaire aortique sous la capsule rénale pour l’implantation est montrée à la figure 3A et après 3, 7 et 28 jours chez le rat receveur (figures 3B-D), démontrant la facilité de localisation et de récupération du tissu transplanté.

Les feuillets valvulaires aortiques conservent leur architecture native après une transplantation hétérotopique chez des animaux syngéniques, démontrant l’utilité de ce modèle comme base de référence pour comparer la réponse immunitaire dans les greffes allogéniques. Plus précisément, l’histologie avec coloration à l’hématoxyline et à l’éosine (H & E) a révélé que les feuillets valvulaires dans les greffes syngéniques après 7 jours étaient structurellement intacts sans aucun signe de gonflement œdémateux (Figure 4A). L’intégrité structurelle de la notice valvulaire a également été confirmée par immunohistochimie pour l’actine musculaire lisse alpha (aSMA) et CD31 (figure 4B).

Figure 1
Figure 1 : Plan expérimental de la transplantation hétérotopique de la valve aortique sous la capsule rénale chez le rat. Le cœur est prélevé sur le rat donneur (A). Les feuillets valvulaires aortiques sont disséqués et conservés dans un entrepôt frigorifique (B) jusqu’au processus d’implantation sous la capsule rénale chez le rat receveur (C). Les folioles sont ensuite explantées à des moments fixes et analysées au microscope (D). Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Figure 2
Figure 2 : Préparation de la notice valvulaire aortique pour l’implantation. Exemple d’une racine aortique disséquée du cœur du donneur (A) et dissection ultérieure d’une notice valvulaire aortique pour l’implantation (B). Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Figure 3
Figure 3 : Visualisation de la notice valvulaire aortique sous la capsule rénale. Le feuillet valvulaire aortique est visualisé sous la capsule rénale à l’implantation (A), après 3 (B), 7 (C) et 28 jours (D) chez les animaux syngéniques et après 3 (E), 7 (F) et 28 jours (G) chez les animaux allogéniques. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Figure 4
Figure 4 : Les folioles valvulaires aortiques restent structurellement intactes après la transplantation sous la capsule rénale pendant 7 jours chez les animaux syngéniques. La rangée du haut montre la coloration H & E et l’immunocoloration pour DAPI, aSMA et CD31 pour les valves cardiaques de contrôle qui ont été achetées mais non transplantées. La rangée du bas montre la coloration H & E et l’immunocoloration pour DAPI, aSMA et CD31 dans une notice valvulaire syngénique explantée après 7 jours. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

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Discussion

Importance et applications potentielles
Alors que les valves cardiaques mécaniques et bioprothétiques sont couramment utilisées chez les patients adultes nécessitant un remplacement valvulaire, ces valves n’ont pas le potentiel de croissance et, par conséquent, sont sous-optimales pour les patients pédiatriques. La transplantation valvulaire cardiaque est une opération expérimentale conçue pour fournir des remplacements valvulaires cardiaques en croissance aux nouveau-nés et aux nourrissons atteints de cardiopathie congénitale. Cependant, contrairement à l’immunobiologie de transplantation des transplantations cardiaques conventionnelles, l’immunobiologie de transplantation de ce nouveau type de greffe reste peu explorée. Ici, un modèle de rat unique pour la transplantation rénale sous-capsulaire de feuillets valvulaires aortiques est décrit, offrant une avancée significative dans l’étude de l’immunobiologie de transplantation de valve cardiaque.

L’espace sous-capsulaire rénal fournit un environnement optimal pour étudier l’immunobiologie de transplantation des valves cardiaques. Le tissu transplanté est solidement contenu dans un endroit bien vascularisé avec accès aux cellules immunitaires circulantes20. De plus, des modèles sous-capsulaires ont déjà été utilisés avec succès pour tester le rejet d’allogreffe dans de nombreux tissus tels que le pancréas, le foie, les reins et les autres types de cellules 22,23,24,25,26,27, ce qui indique que ce modèle est justifié dans l’étude de l’immunogénicité des feuillets valvulaires aortiques.

Ce modèle a plusieurs applications protétionnelles pour l’étude de l’immunologie de transplantation des valves aortiques. Tout d’abord, le modèle peut être utilisé pour déterminer le niveau de suppression immunitaire systémique requis pour la transplantation de valve cardiaque afin de prévenir le rejet du greffon, comme le tacrolimus, le mycophénolate et les stéroïdes. En outre, plusieurs études ont indiqué que le tissu valvulaire peut être immunologiquement distinct des autres tissus cardiaques, car les valves sont relativement épargnées lors du rejet fulminant des transplantations cardiaques conventionnelles 28,29,30. Ce modèle permet d’explorer ce concept car l’espace sous-capsulaire peut accueillir différents types de tissus, tels que la feuillet valvulaire et le myocarde, pour comparer l’immunogénicité de ces tissus.

Ce modèle est avantageux car il est techniquement simple, rapide et a un taux de survie élevé avec un faible risque de complications. Parce que chaque donneur peut fournir trois feuillets valvulaires aortiques, un rat peut servir de donneur pour trois receveurs différents. En moyenne, la durée de l’opération du donneur était de 27,2 min (n = 12), et la durée de l’opération du receveur était de 29,7 min (n = 36). Le taux de survie de l’opération receveuse était de 97,2 % (n = 35/36), avec un décès peropératoire dû à une dépression respiratoire. Un saignement minimal dû à un traumatisme du parenchyme rénal lors de la création de la poche sous-capsulaire a été noté dans 11,1% des opérations du receveur. Cependant, le saignement était facilement contrôlé dans tous les cas avec la compression d’un applicateur de pointe en coton. Un échantillon a été délogé de l’espace sous-capsulaire et n’a pas été récupéré après explication, même après 7 jours.

Auparavant, les feuillets valvulaires étaient explantés en les retirant de l’espace sous-capsulaire et incorporés, sectionnés et colorés sans aucun tissu aortique attaché. Cependant, cette méthode est sous-optimale car les feuillets eux-mêmes sont extrêmement petits, minces et transparents, ce qui entraîne la perte de plusieurs échantillons lors du traitement. Au lieu de cela, il est recommandé d’enlever le rein en bloc et d’incorporer et de sectionner le tissu tout en restant fixé sous la capsule rénale pour s’assurer qu’aucun échantillon n’est perdu. De plus, cette approche minimise le traumatisme et la manipulation de la notice.

Étapes critiques
Les étapes critiques de la procédure sont d’établir un plan chirurgical d’anesthésie, d’inciser la paroi abdominale sur les reins, d’éviscérer le rein, de soulever le lambeau sous-capsulaire, d’insérer le tissu de transplantation hétérotopique, d’obtenir une hémostase, de ramener le rein en position anatomique et de fermer la peau.

Modifications et dépannage
Bien qu’il s’agisse de la première description de la transplantation de tissu cardiaque sous la capsule rénale, plusieurs autres ont décrit la transplantation d’autres types de tissus dans l’espace sous-capsulaire rénal 20,22,23,24,25,26,27. Dans ce protocole, des ajustements mineurs ont été apportés aux modèles sous-capsulaires précédents afin d’optimiser la technique et de minimiser les complications. Plus précisément, alors que d’autres ont recommandé d’utiliser des ciseaux à ressort Vannas pour faire l’incision initiale dans la capsule rénale20,26, cette méthode est plus susceptible de causer un traumatisme au parenchyme sous-jacent et d’entraîner la formation d’hématome sous-capsulaire. Trop de saignements entraîneront une distension de la capsule et compromettront la sécurité du26 transplanté. Par conséquent, des pinces contondantes doivent être utilisées pour ouvrir la capsule. De plus, alors que certains protocoles préconisent le placement de produits commerciaux ayant des propriétés homostatiques sur l’incision capsulaire26,31, cette étape est inutile tant que le tissu est suffisamment avancé dans la poche sous-capsulaire.

Chez les rats plus gros, le rein peut être recouvert de graisse périrénale et l’extériorisation du rein par levage avec une pince incurvée peut ne pas être réalisable. Dans ces cas, il est préférable d’extérioriser le rein en tirant doucement la graisse périrénale avec une pince et en tirant le rein hors de la cavité abdominale sans causer de dommages ou de saignements.

Comparaison avec des modèles de transplantation hétérotopiques existants
Alors que plusieurs autres modèles animaux pour la transplantation de valve aortique hétérotopique ont déjà été décrits 12,13,14,15,16,17,18, le protocole actuel fournit une alternative simple et plus pratique qui améliore les modèles précédents de plusieurs façons. Tout d’abord, en raison de la simplicité technique de la procédure, très peu de formation est nécessaire pour fonctionner avec succès. Ceci est en contraste frappant avec les greffes de valve aortique hétérotopique décrites précédemment dans l’aorte abdominale. Par conséquent, ce modèle fournit une alternative plus pratique et rentable pour étudier la transplantation valvulaire aortique tout en minimisant la morbidité, la douleur et la mortalité des rats. De plus, étant donné qu’une seule feuillet valvulaire aortique est nécessaire pour l’opération du receveur et que chaque rat donneur fournit trois folioles, moins de rats donneurs sont nécessaires pour une expérience donnée. De plus, l’implantation de tissu dans le rein controlatéral ou dans une poche sous-capsulaire séparée peut permettre un contrôle interne ou une comparaison des réponses immunitaires à divers tissus chez un seul rat. Dans ce cas, la meilleure approche consiste à pratiquer une incision par laparotomie médiane.

En plus des modèles animaux décrivant la transplantation de valve aortique hétérotopique dans l’aorte abdominale, d’autres études ont utilisé un modèle sous-cutané pour étudier l’immunogénicité des valves aortiques32. Bien que cette approche soit sans aucun doute plus simple que la transplantation dans l’aorte abdominale, les preuves existantes suggèrent que l’implantation sous-cutanée est une méthode moins efficace de présentation de l’antigène33,34. L’échantillon implanté est également difficile à trouver et à analyser. Par conséquent, l’espace sous-capsulaire rénal est proposé comme site d’implantation à la fois simplifié et optimal pour étudier la biologie de la greffe valvulaire aortique.

En résumé, le modèle nouvellement proposé sert d’ajout à l’armamentarium des scientifiques pour étudier la transplantation valvulaire cardiaque et complète les modèles décrits précédemment.

Limitations
Bien que la transplantation de feuillets valvulaires aortiques sous la capsule rénale soit une méthode efficace pour étudier l’alloimmunity in vivo, certaines limites de ce modèle existent. Bien que l’espace sous-capsulaire soit bien vascularisé, il n’offre pas le même environnement hémodynamique que la position sous-coronaire. Cela peut affecter la réponse immunitaire aux tissus transplantés. Certains ont émis l’hypothèse que les propriétés immunitaires distinctes observées dans le tissu valvulaire peuvent résulter du flux sanguin à haute pression sur la valve aortique en position sous-coronaire, annulant la réponse chimiotactique28,35. De plus, ce modèle est insuffisant pour étudier l’effet de l’alloréactivité sur la fonction valvulaire car les folioles ne remplissent pas leur fonction physiologique sous la capsule rénale. Cependant, des limites similaires existent pour les modèles de greffe d’aorte abdominale hétérotopique, car le succès de ces modèles repose sur le fait de rendre les feuillets valvulaires incompétents pour éviter la thrombose du greffon15,36.

Les limites du protocole comprennent la possibilité que les tissus soient délogés de l’espace sous-capsulaire rénal et non récupérables (1 animal sur 36). Une autre limite est la mort de l’animal pendant la chirurgie (1 animal sur 36); cependant, le décès a été causé par le surdosage de buprénorphine, et d’autres méthodes pour doser l’analgésie peuvent être utilisées.

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Disclosures

Les auteurs déclarent que la recherche a été menée en l’absence de relations commerciales ou financières qui pourraient être interprétées comme un conflit d’intérêts potentiel.

Acknowledgments

La figure 1 a été créée avec biorender.com. Ce travail a été soutenu en partie par le programme de recherche chirurgicale de la Fondation AATS à TKR, le Fonds d’excellence pour les enfants détenu par le Département de pédiatrie de l’Université médicale de Caroline du Sud à TKR, une subvention de la Fondation Emerson Rose Heart à TKR, la philanthropie du sénateur Paul Campbell à TKR, les subventions de formation postdoctorale institutionnelle NIH-NHLBI (T32 HL-007260) à JHK et BG, et le Medical University of South Carolina College of Medicine Pre-clerkship FLEX Research Fund to MAH.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
0.9% Sodium Chlordie, USP Baxter NDC 0338-0048-04
4-0 Polyglactin 910 Ethicon J415H
7.5% Povidone-Iodine CareFusion 29904-004
70% ETOH Fisher Scientific BP82031GAL
Anesthesia induction chamber Harvard Apparatus 75-2030 Air-tight inducton chamber for rats
Anesthesia machine Harvard Apparatus 75-0238 Mobile Anesthesia System with Passive Scavenging
Anesthesia Mask Harvard Apparatus 59-8255 Rat anesthesia mask
Brown Norway Rats (BN/Crl) Charles River Strain Code 091 Male, 5-7 weeks, 100-200 g
Buprenorphine Hydrochloride, 0.3 mg/mL PAR Pharmaceutical NDC 42023-179-05 0.03 mg/kg, administered subcutaneously
Electric hair clippers WAHL 79434
Electric Heating Pad Harvard Apparatus 72-0492 Maintained at 36-38 °C
Heparin Sagent Pharmaceuticals NDC 25021-400-10 100U/100g injection into the left atrium
Insulin Syringe, 1 mL Fisher Scientific 14-841-33
Iris forceps curved World Precision Instruments 15917
Iris forceps straight World Precision Instruments 15916
Isoflurane, USP Piramal Critical Care NDC 66794-017-25 Induced at 5% isoflurance in oxygen and maintained with 3.5% isoflurane in oxygen
Lewis Rats (LEW/ Crl) Charles River Strain Code 004 Male, 5-7 weeks, 100-200 g
Micro forceps World Precision Instruments 500233 Dumont #5
Micro scissors World Precision Instruments 501930 Spring-loaded Vannas Scissors
Needle Driver World Precision Instruments 500226 Ryder Needle Driver
Operating microscope AmScope SM-3BZ-80S 3.5x - 90x Stereo Microscope
Petri Dish Fisher Scientific FB0875714
Petrolatum ophthalmic ointment Dechra NDC 17033-211-38
Skin staples Ethicon PXR35 Proximate 35
Sterile cotton swabs Puritan 25-806 1WC
Sterile gauze sponges Fisher Scientific 22-037-902
Surgical Scissors World Precision Instruments 1962C Metzenbaum Scissors
University of Wisconsin Buffer (Servator B) S.A.L.F S.p.A. 6484A1 Stored at 4 °C

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Van Der Linde, D., et al. Birth prevalence of congenital heart disease worldwide: A systematic review and meta-analysis. Journal of the American College of Cardiology. 58 (21), 2241-2247 (2011).
  2. Jacobs, J. P., et al. Reoperations for pediatric and congenital heart disease: An analysis of the Society of Thoracic Surgeons (STS) congenital heart surgery database. Seminars in Thoracic and Cardiovascular Surgery: Pediatric Cardiac Surgery Annual. 17 (1), 2-8 (2014).
  3. Syedain, Z. H., et al. Pediatric tri-tube valved conduits made from fibroblast-produced extracellular matrix evaluated over 52 weeks in growing lambs. Science Translational Medicine. 13 (585), 1-16 (2021).
  4. Khan, M. S., Samayoa, A. X., Chen, D. W., Petit, C. J., Fraser, C. D. Contemporary experience with surgical treatment of aortic valve disease in children. Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 146 (3), 512-521 (2013).
  5. Boyd, R., Parisi, F., Kalfa, D. State of the art: Tissue engineering in congenital heart surgery. Seminars in Thoracic and Cardiovascular Surgery. 31 (4), 807-817 (2019).
  6. Feins, E. N., Emani, S. M. Expandable valves, annuloplasty rings, shunts, and bands for growing children. Seminars in Thoracic and Cardiovascular Surgery: Pediatric Cardiac Surgery Annual. 23, 17-23 (2020).
  7. Lintas, V., et al. TCT-795 Human cell derived off-the-shelf tissue engineered heart valves for next generation transcatheter aortic valve replacement: a proof-of-concept study in adult sheep. Journal of the American College of Cardiology. 70 (18), 271 (2017).
  8. Blum, K. M., Drews, J. D., Breuer, C. K. Tissue-engineered heart valves: A call for mechanistic studies. Tissue Engineering Part B: Reviews. 24 (3), 240-253 (2018).
  9. Bernstein, D., et al. Cardiac growth after pediatric heart transplantation. Circulation. 85 (4), 1433-1439 (1992).
  10. Delmo Walter, E. M., et al. Adaptive growth and remodeling of transplanted hearts in children. Europeon Journal of Cardiothoracic Surgery. 40 (6), 1374-1383 (2011).
  11. Simon, P., et al. Growth of the pulmonary autograft after the Ross operation in childhood. Europeon Journal of Cardiothoracic Surgery. 19 (2), 118-121 (2001).
  12. Oei, F. B. S., et al. A size-matching heterotopic aortic valve implantation model in the rat. Journal of Surgical Research. 87 (2), 239-244 (1999).
  13. Oei, F. B. S., et al. Heart valve dysfunction resulting from cellular rejection in a novel heterotopic transplantation rat model. Transplant International. 13, SUPPL. 1 (2000).
  14. El Khatib, H., Lupinetti, F. M. Antigenicity of fresh and cryopreserved rat valve allografts. Transplantation. 49 (4), 765-767 (1990).
  15. Yankah, A. C., Wottge, H. U. Allograft conduit wall calcification in a model of chronic arterial graft rejection. Journal of Cardiac Surgery. 12 (2), 86-92 (1997).
  16. Moustapha, A., et al. Aortic valve grafts in the rat: Evidence for rejection. Journal of Thoracic and Cardiovascualr Surgery. 114 (6), 891-902 (1997).
  17. Légaré, J. F., et al. Prevention of allograft heart valve failure in a rat model. Journal of Thoracic and Cardiovascualr Surgery. 122 (2), 310-317 (2001).
  18. Legare, J. F., Lee, T. D. G., Creaser, K., Ross, D. B., Green, M. T lymphocytes mediate leaflet destruction and allograft aortic valve failure in rats. The Annals of Thoracic Surgery. 70 (4), 1238-1245 (2000).
  19. Niimi, M. The technique for heterotopic cardiac transplantation in mice: Experience of 3000 operations by one surgeon. Journal of Heart and Lung Transplantation. 20 (10), 1123-1128 (2001).
  20. Burgin, M., et al. Kidney Subcapsular Allograft Transplants as a Model to Test Virus-Derived Chemokine-Modulating Proteins as Therapeutics. Methods in molecular biology. 2225, Clifton, N.J. 257-273 (2021).
  21. Foglia, R. P., DiPreta, J., Donahoe, P. K., Statter, M. B. Fetal allograft survival in immunocompetent recipients is age dependent and organ specific. Annals of Surgery. 204 (4), 402-410 (1986).
  22. Cunha, G. R., Baskin, L. Use of sub-renal capsule transplantation in developmental biology. Differentiation. 91 (4-5), 4-9 (2016).
  23. Hori, J., Joyce, N., Streilein, J. W. Epithelium-deficient corneal allografts display immune privilege beneath the kidney capsule. Investigative Opthalmology & Visual Science. 41 (2), 443-452 (2000).
  24. Mandel, T., et al. transplantation of organ cultured fetal pig pancreas in non-obese diabetic (NOD) mice and primates (Macaca fascicularis). Xenotransplantation. 2 (3), 128-132 (1995).
  25. Ricordi, C., Flye, M. W., Lacy, P. E. Renal subcapsular transplantation of clusters of hepatocytes in conjunction with pancreatic islets. Transplantation. 45 (6), 1148-1150 (1988).
  26. Shultz, L. D., et al. Subcapsular transplantation of tissue in the kidney. Cold Spring Harbor Protocols. 2014 (7), 737-740 (2014).
  27. Vanden Berg, C. W., et al. Renal subcapsular transplantation of PSC-derived kidney organoids induces neo-vasculogenesis and significant glomerular and tubular maturation in vivo. Stem Cell Reports. 10 (3), 751-765 (2018).
  28. Mitchell, R. N., Jonas, R. A., Schoen, F. J. Pathology of explanted cryopreserved allograft heart valves: Comparison with aortic valves from orthotopic heart transplants. Journal of Thoracic and Cardiovasular Surgery. 115 (1), 118-127 (1998).
  29. Valante, M., et al. The aortic valve after heart transplantation. Annals of Thoracic Surgery. 60, SUPPL. 2 (1995).
  30. O'Brien, M. F., Stafford, E. G., Gardner, M. A. H., Pohlner, P. G., McGiffin, D. C. A comparison of aortic valve replacement with viable cryopreserved and fresh allograft valves, with a note on chromosomal studies. Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 94 (6), 812-823 (1987).
  31. Ng, T. F., Osawa, H., Hori, J., Young, M. J., Streilein, J. W. Allogeneic neonatal neuronal retina grafts display partial immune privilege in the subcapsular space of the kidney. The Journal of Immunology. 169 (10), 5601-5606 (2002).
  32. Heslop, B. F., Wilson, S. E., Hardy, B. E. Antigenicity of aortic valve allografts. Annals of Surgery. 177 (3), 301-306 (1973).
  33. Steinmuller, D., Weiner, L. J. Evocation and persistence of transplantation immunity in rats. Transplantation. 1 (1), 97-106 (1963).
  34. Billingham, R. E., Brent, L., Brown, J. B., Medawar, P. B. Time of onset and duration of transplantation immunity. Plastic and Reconstructive Surgery. 24 (1), 410-413 (1959).
  35. Tector, A. J., Boyd, W. C., Korns, M. E. Aortic valve allograft rejection. Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 62 (4), 592-601 (1971).
  36. Sugimura, Y., Schmidt, A. K., Lichtenberg, A., Akhyari, P., Assmann, A. A rat model for the in vivo assessment of biological and tissue-engineered valvular and vascular grafts. Tissue Engineering Methods (Part C). 23 (12), 982-994 (2017).

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Médecine numéro 175
Un modèle simplifié pour la transplantation valvulaire cardiaque hétérotopique chez les rongeurs
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Hill, M. A., Kwon, J. H., Gerry, B., … More

Hill, M. A., Kwon, J. H., Gerry, B., Kavarana, M., Nadig, S. N., Rajab, T. K. A Simplified Model for Heterotopic Heart Valve Transplantation in Rodents. J. Vis. Exp. (175), e62948, doi:10.3791/62948 (2021).

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