Summary
このプロトコルは、心臓弁のアロア活性の研究を可能にするために、腎嚢の下に大動脈弁小葉を移植するための簡単で効率的な方法を記載している。
Abstract
小児で成長することができる心臓弁置換術のための緊急の臨床的必要性があります。心臓弁移植は、抗凝固を必要とせずに体細胞成長が可能な耐久性のある心臓弁を提供する可能性を秘めた新しいタイプの移植として提案されている。しかし、心臓弁移植の免疫生物学は未踏のままであり、この新しいタイプの移植を研究するための動物モデルの必要性を強調している。腹部大動脈への異所性大動脈弁移植のための以前のラットモデルが記載されているが、技術的に困難で費用がかかる。この課題に対処するために、心臓弁移植免疫生物学を研究するための実用的でより直接的な方法として、げっ歯類における腎嚢下移植モデルが開発された。このモデルでは、単一の大動脈弁小葉が収穫され、腎嚢下腔に挿入される。腎臓は容易にアクセスでき、移植された組織は、血管新生され、様々な組織サイズを収容することができる嚢下空間に確実に収容される。さらに、1匹のラットが3つのドナー大動脈小葉を提供することができ、1つの腎臓が移植組織に複数の部位を提供できるため、所与の研究に必要なラットは少なくて済みます。ここで、移植技術が記載されており、心臓弁移植の移植免疫学の研究において重要な一歩を踏み出した。
Introduction
先天性心不全は、ヒトにおいて最も一般的な先天性障害であり、毎年1,000人の生児のうち7人が罹患しています1。様々な機械的および生体補綴弁が日常的に移植される成人患者とは異なり、小児患者は現在、弁置換のための良い選択肢がない。これらの従来のインプラントは、レシピエント小児において成長する可能性を有さない。その結果、心臓弁インプラントを子供が成長するにつれて連続して大きなバージョンと交換するために病的な再手術が必要であり、罹患した子供はしばしば生涯に最大5回以上の開心手術を必要とする2,3。研究によると、介入や死亡からの自由度は、年長の子供よりも乳児にとって著しく貧弱であり、人工心臓弁を有する乳児の60%が最初の手術から3年以内に再手術または死亡に直面していることが示されています4。したがって、小児患者において機能を成長させ維持することができる心臓弁を送達することが緊急に必要とされている。
何十年もの間、成長する心臓弁置換術を提供する試みは、組織工学と幹細胞に集中してきました。しかしながら、これらの弁を診療所に翻訳する試みは、これまでのところ失敗している5、6、7、8。これに対処するために、心臓弁移植は、自己修復および血栓形成を回避する能力を有する成長する心臓弁置換術を提供するためのより創造的な操作として提案されている。心臓全体を移植する代わりに、心臓弁のみが移植され、従来の心臓移植またはロス肺サイン9,10,11と同様に、レシピエント小児と共に成長する。術後、レシピエントの子供は、弁の成長が不要になったときに移植された弁を成人サイズの機械的補綴物と交換できるようになるまで、免疫抑制を受ける。しかしながら、心臓弁移植移植片の移植生物学は未踏のままである。したがって、この新しいタイプの移植を研究するためには、動物モデルが必要である。
腹部大動脈への大動脈弁の異所性移植について、いくつかのラットモデルが以前に記載されている12、13、14、15、16、17、18。しかし、これらのモデルは非常にトリッキーであり、多くの場合、訓練を受けた外科医が正常に手術する必要があります。さらに、彼らは高価で時間がかかります19。心臓弁移植の免疫生物学を研究するためのより単純な動物モデルを作成するために、新しいラットモデルが開発されました。単一の大動脈弁小葉を摘出し、腎嚢下腔に挿入する。腎臓は、循環免疫細胞へのアクセスで高度に血管新生されているため、移植拒絶反応の研究に特に適している20,21。他の何人かは、膵臓、肝臓、腎臓、角膜などの他の同種移植片移植の移植生物学を研究するために腎嚢下モデルを利用しているが、これはこの位置での心臓組織の移植の最初の記述である。ここで、移植技術が記載されており、心臓弁移植の移植免疫学の研究において重要な一歩を踏み出した。
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Protocol
この研究は、国立衛生研究所の実験動物のケアと使用に関するガイドに従って、動物研究委員会によって承認されました。
1. モデル動物(ラット)に関する情報
- すべての外科的処置に最大20倍の倍率を有する手術用顕微鏡( 材料表を参照)を使用してください。
- 実験の必要に応じて、同系株(ルイス・ルイスなど)または同種異系株(ルイス・ブラウン・ノルウェーなど)を移植に使用します。
- 実験的な質問に適した5〜7週齢および体重100〜200gのラットを使用する。
2.毛皮の除去、皮膚の準備、麻酔
- すべての操作を無菌条件下で実行します。
注:このステップは、専用の外科的スペースで、滅菌条件下で行われます。 - ラットを麻酔誘導室に入れ、酸素中の5%イソフルランで麻酔を誘導する。手順全体を通して酸素中の3.5%イソフルランで麻酔を維持します。
- ドナー手術のために、毛皮バリカンを使用してラットの毛皮を臍から胸骨の切り込みまで取り外します。レシピエント手術のために、肋骨から骨盤までの後腋窩線の手術野にわたって毛をクリップする。次に、外科用消毒剤で皮膚を準備する。
- 処置を開始する前に麻酔の外科的平面を得る。ラットのつま先を鉗子でしっかりと圧縮して、麻酔の十分な深さを確認してください。ラットが痛みに後退した場合は、必要に応じて麻酔薬を滴定します。
- 呼吸数と麻酔の深さを臨床的に手順を通して監視します;イソフルランのレベルは、55〜65呼吸/分の呼吸数を維持するために必要に応じて調整される。
3. ドナーの運営
- ステップ2で述べたようにラットを準備して麻酔をかけます。剣状突起から胸骨の切り欠きまで、解剖はさみを使用して皮膚を切開する。心臓への最適なアクセスが達成されるまで、胸骨の両側の肋骨を切断して胸骨摘出術を行う。
- 左心房に100U / 100gの注射でラットをヘパリン化する。
- 放血 によって ドナーを犠牲にする。
- 胸腺を切除して、大きな血管の視覚化を改善します。次に、上行大動脈で心臓を無名動脈のレベルまで取り除きます。
4. 大動脈弁リーフレットの作成
- ドナー心臓を、心臓切除術の直後に滅菌ペトリ皿に入れる。ドナー心臓を氷冷冷保存バッファーで解剖します( 材料表を参照)。
- 鉗子およびVannasスプリングはさみを使用して、大動脈根のみが大動脈弁に近位にある1mmの心室袖口で残るまでドナー心臓を解剖する。
- 左副鼻腔と非冠状動脈洞の間にバルサルバの洞を開くために縦方向に切断して大動脈弁を開き、3つの小葉すべてを視覚化します。
注:カットはバルサルバの洞の全長でなければなりません。実際の寸法はラットのサイズに依存する。 - 各大動脈弁リーフレットを個別に切除する。具体的には、鈍い鉗子を使用してリーフレットの端をつかみ、Vannasスプリングはさみを使用して、1つのコミスシュアから環状まで切り取り、次に次のコミスアシュアに向かって切り取ることによってリーフレットを切除します。
注:弁膜内皮細胞の破壊を最小限に抑えるために、小葉の端だけをつかむように特に注意してください。 - リーフレット切除後のサンプルを、レシピエントラットに移植する準備ができるまで氷冷保存バッファー溶液に保存します。冷蔵保管の4時間以内にすべての小葉を埋め込む。
5. 受取人の操作
- ステップ2で述べたようにラットを準備して麻酔をかけます。手術を行うには、36-38°Cに維持された加熱パッドを使用してください。
- ブプレノルフィン(0.03mg/kg)をすべてのレシピエントラットに手術前および術後6〜12時間ごとに投与し、痛みを緩和する。
- ラットを右側方リカンベント位置に置き、左腎臓にアクセスします。
注:左腎臓は、右腎臓に対して尾の位置が高いため、好ましい。 - はさみを使用して、側面の皮膚を縦方向に1インチ以上切開します。
注:切開部は、腎臓が処置中に腹腔内に後退するのを防ぐために十分な張力を提供するために、腎臓のサイズよりも小さく保たなければならない。 - 同様に、下にある腹壁を切開する。
- 腎臓を外部化する
- 親指と人差し指を使用して、湾曲した鉗子を使用して腹部と皮膚の切開部を通して腎臓の尾極を持ち上げながら、背側および腹側に軽い圧力をかけます。同様に腎臓の頭蓋端を外在化させる。
- あるいは、腎周囲脂肪を掴み、軽い張力で上に引っ張ることによって腎臓を外在化してもよい。
注:腎臓や腎血管を直接つかまないように注意してください。 - 腎臓が外在化したら、温かい生理食塩水を腎臓に流して湿らせてください。
- 水嚢下ポケットを作成します。
- 腎嚢が根底にある実質と明確に区別できるように、1組の鈍い鉗子を使用して腎嚢に軽く圧力をかける。同時に別の鈍い鉗子を使用して、カプセルを慎重につかみ、静かに上に引っ張ってカプセルに穴を開けます。
注:カプセルの繊細な性質のために、この切開を確立するために最小限の力が必要である。 - 鈍い鉗子を使用して、大動脈弁リーフレットを収容するために〜2mmのスペースが作成されるまで切開部を延長し続ける。
- 1組の鉗子で切開部の端を持ち上げ、鈍いプローブを腎嚢の下に進めながら、弁小葉よりわずかに大きい浅い嚢下ポケットを発達させる。
- 腎嚢が根底にある実質と明確に区別できるように、1組の鈍い鉗子を使用して腎嚢に軽く圧力をかける。同時に別の鈍い鉗子を使用して、カプセルを慎重につかみ、静かに上に引っ張ってカプセルに穴を開けます。
- 大動脈弁を嚢下ポケットに移植する。
- 冷蔵保管から大動脈小葉を取り出し、手術野に置きます。
- 縁の線維性カプセルを持ち上げながら、鈍い鉗子で大動脈小葉を嚢下ポケットに進める。
メモ:組織が切開部から十分に離れていることを確認し、カプセルの下にしっかりと固定してください。根底にある実質の損傷または繊維状カプセルのさらなる裂け目を避けるために注意が必要である。 - 腎嚢の切開部は開いたままにしておくことができます。
- 切開端に適用されるカウンタートラクションを使用して、腎臓を解剖学的位置に静かに押し戻します。
- 実行中の滅菌外科用縫合糸で腹部切開部を閉じる。ステープルで皮膚を閉じます。
- 術後ケア
- 手術後、ラットを食物と水にアクセスできる加熱パッド上の清潔なケージに入れます。
- 日常的な創傷治癒および痛みまたは苦痛の徴候を評価するために動物を毎日監視する。7〜10日後にホッチキスを取り外します。
6. 分析のための組織の収集
- 移植後の選択されたエンドポイントで、放血によって動物を安楽死させる。具体的には、中央値開腹術を行い、酸素中の5%イソフルラン下で腹部大動脈をトランセクトする。
- 腎臓を動員し、はさみで腎動脈、静脈、尿管を切除して切除します。
注:移植したリーフレットを含む領域を把握しないように注意してください。 - 腎臓をホルマリンに一晩置き、パラフィンに埋め込み、所望の染色のためにそれを切除する。腎臓嚢を前方に向き、腎臓実質を後方に向けるように標本を配向させる。
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Representative Results
実験計画のグラフィカルな描写がラットモデルのために提供される(図1)。さらに、ドナーの心臓から解剖された大動脈根および移植用に準備された個々の大動脈弁リーフレットも図2に示す。次に、移植用腎嚢下の大動脈弁小葉の位置の代表的な画像を図3Aに示し、レシピエントラット内の3、7、および28日後(図3B〜D)に、移植組織の位置特定および回収の容易さを実証する。
大動脈弁小葉は、同系動物における異所性移植後も本来のアーキテクチャを保持しており、同種異系移植における免疫応答を比較するためのベースラインとしてのこのモデルの有用性を実証している。具体的には、ヘマトキシリンとエオジン(H&E)染色による組織学により、7日後の同系移植における弁小葉は構造的に無傷であり、浮腫性腫脹の徴候はないことが明らかになった(図4A)。バルブリーフレットの構造的完全性は、アルファ平滑筋アクチン(aSMA)およびCD31の免疫組織化学によってさらに確認された(図4B)。
図1:ラットにおける腎嚢下の大動脈弁の異所性移植の実験計画。心臓はドナーラット(A)から収集される。大動脈弁小葉は解剖され、レシピエントラット(C)の腎嚢の下に移植プロセスまで冷蔵保存(B)に保管される。次いで、小葉を設定された時点で外植し、顕微鏡的に分析する(D)。この図の拡大版を表示するには、ここをクリックしてください。
図2:移植用大動脈弁リーフレットの調製 ドナー心臓から解剖した大動脈根の例(A)および移植用の大動脈弁リーフレットのさらなる郭清(B)。 この図の拡大版を表示するには、ここをクリックしてください。
図3:腎嚢下の大動脈弁小葉の可視化。 大動脈弁小葉は、同系動物では移植後(A)、3日後(B)、7日後(C)、および28日後(D)、同種異系動物では3日後(E)、7日後(F)、および28日後(G)に腎嚢下で可視化される。 この図の拡大版を表示するには、ここをクリックしてください。
図4:大動脈弁小葉は、同系動物において腎嚢下に7日間移植した後、構造的に無傷のままである。 一番上の行は、調達されたが移植されなかった対照心臓弁のDAPI、aSMA、およびCD31のH&E染色および免疫染色を示しています。一番下の行は、7日後に植え付けた同系バルブリーフレットにおけるDAPI、aSMA、およびCD31のH&E染色および免疫染色を示しています。 この図の拡大版を表示するには、ここをクリックしてください。
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Discussion
重要性と潜在的なアプリケーション
機械的および生体補綴式心臓弁は、弁置換を必要とする成人患者において日常的に使用されているが、これらの弁は成長する可能性を欠いており、したがって、小児患者にとって最適ではない。心臓弁移植は、先天性心疾患の新生児および乳児に心臓弁置換術を成長させるように設計された実験的手術である。しかし、従来の心臓移植の移植免疫生物学とは異なり、この新しいタイプの移植の移植免疫生物学は、まだほとんど探求されていない。ここでは、大動脈弁小葉の嚢下腎移植のためのユニークなラットモデルが記載されており、心臓弁移植の移植免疫生物学の研究において重要な一歩を踏み出した。
腎嚢下腔は、心臓弁の移植免疫生物学を研究するのに最適な環境を提供する。移植された組織は、循環免疫細胞20へのアクセスを有する十分に血管化された場所に確実に収容される。さらに、膵臓、肝臓、腎臓、および他の細胞型22、23、24、25、26、27などの多くの組織における同種移植片拒絶反応を試験するために、嚢下モデルは以前に首尾よく利用されており、このモデルが大動脈弁小葉の免疫原性を研究する上で正当化されることを示している。
このモデルには、大動脈弁の移植免疫学を研究するためのいくつかのプロテンショナルアプリケーションがあります。まず、このモデルは、タクロリムス、ミコフェノール酸塩、ステロイドなどの移植片拒絶反応を予防するための心臓弁移植に必要な全身免疫抑制のレベルを決定するために使用され得る。さらに、いくつかの研究は、弁が従来の心臓移植の劇症拒絶反応の間に比較的免れるので、弁組織が他の心臓組織と免疫学的に異なる可能性があることを示している28、29、30。このモデルは、嚢下空間が弁小葉や心筋などの様々な組織タイプを収容して、これらの組織の免疫原性を比較することができるので、この概念の探求を可能にする。
このモデルは、技術的に単純で迅速であり、合併症のリスクが低い高い生存率を有するため、有利である。各ドナーは3つの大動脈弁リーフレットを提供することができるので、1匹のラットは3つの異なるレシピエントのドナーとして役立つことができる。平均して、ドナー手術の長さは27.2分(n = 12)であり、レシピエント手術の持続時間は29.7分(n = 36)であった。レシピエント手術の生存率は97.2%(n = 35/36)であり、呼吸抑制による術中死亡が1回あった。嚢下ポケットの作成中の腎実質の外傷による出血の最小化は、レシピエント手術の11.1%で認められた。しかし、出血は、綿先端アプリケーターからの圧縮により、すべての場合において容易に制御された。1つのサンプルは嚢下腔から取り除かれ、7日後でさえ説明しても回収されなかった。
以前は、弁小葉を嚢下腔から取り除いて外植し、大動脈組織を付着させずに包埋、切片化、染色していた。しかし、この方法は、リーフレット自体が非常に小さく、薄く、透明であり、処理中にいくつかのサンプルが失われるため、最適ではありません。代わりに、腎臓をブロックから取り除き、腎臓カプセルの下に固定したまま組織を埋め込んで切除し、サンプルが失われないようにすることをお勧めします。さらに、このアプローチは、リーフレットの外傷と操作を最小限に抑えます。
重要なステップ
この処置の重要なステップは、麻酔の外科的平面を確立し、腎臓の腹壁を切開し、腎臓を内臓化し、嚢下フラップを上げ、異所性移植組織を挿入し、止血を得て、腎臓を解剖学的位置に戻して、皮膚を閉じることである。
変更とトラブルシューティング
これは腎嚢下の心臓組織の移植の最初の説明であるが、他のいくつかは腎嚢下腔における他の組織型の移植を記載している20、22、23、24、25、26、27。このプロトコルでは、技術を最適化し、合併症を最小限に抑えるために、以前の嚢下モデルにわずかな調整が加えられました。具体的には、他の人はVannasスプリングはさみを使用して腎嚢20,26への最初の切開を行うことを推奨していますが、この方法は根底にある実質に外傷を引き起こし、嚢下血腫の形成をもたらす可能性が高くなります。出血が多すぎると、カプセルが膨張し、移植された26の安全性が損なわれます。したがって、鈍い鉗子を使用してカプセルを開く必要があります。さらに、いくつかのプロトコルは、莢膜切開部26,31の上にホモスタティック特性を有する市販製品を配置することを提唱しているが、組織が嚢下ポケットに十分に進んでいる限り、このステップは不要である。
より大きなラットでは、腎臓は腎周囲脂肪で覆われている可能性があり、湾曲した鉗子 で持ち上げることによって 腎臓を外在化することは実現不可能である可能性がある。これらの場合、腎周囲脂肪を鉗子で優しく引っ張り、損傷や出血を引き起こすことなく腎臓を腹腔から引き抜くことによって腎臓を外在化させるのが最善です。
既存の異所性移植モデルとの比較
ヘテロトピック大動脈弁移植のためのいくつかの他の動物モデルが以前に記載されているが、12、13、14、15、16、17、18、現在のプロトコルは、いくつかの方法で以前のモデルを改善する簡単でより実用的な代替手段を提供する。まず、手順の技術的に単純な性質のため、正常に動作するために必要なトレーニングはほとんどありません。これは、以前に説明した異所性大動脈弁の腹部大動脈への移植とはまったく対照的である。したがって、このモデルは、ラットの罹患率、疼痛、および死亡率を最小限に抑えながら、大動脈弁移植を研究するためのより実用的で費用対効果の高い代替手段を提供する。さらに、レシピエント手術に必要な大動脈弁リーフレットは1つだけで、各ドナーラットは3枚のリーフレットを提供するため、任意の実験に必要なドナーラットは少なくて済みます。さらに、組織を対側腎臓または別個の嚢下ポケットに移植することは、単一のラット内の様々な組織に対する免疫応答の内部制御または比較を可能にし得る。この場合、最良のアプローチは、正中線開腹切開術によるものである。
腹部大動脈への異所性大動脈弁移植を記述する動物モデルに加えて、他の研究は、大動脈弁の免疫原性を研究するために皮下モデルを利用している32。このアプローチは間違いなく腹部大動脈への移植よりも簡単ですが、既存の証拠は、皮下移植が抗原提示のあまり効果的でない方法であることを示唆しています33,34。移植された標本は、発見と分析も困難です。したがって、腎嚢下腔は、大動脈弁移植生物学を研究するための単純化された、しかも最適な移植部位として提案されている。
要約すると、新しく提案されたモデルは、心臓弁移植を研究するための科学者の武装に追加され、前述のモデルを補完するのに役立つ。
制限
腎嚢の下に大動脈弁小葉を移植することは、インビボで同種免疫を研究するための効率的な方法であるが、このモデルにはいくつかの限界が存在する。嚢下腔は十分に血管化されているが、冠状動脈下位置と同じ血行力学的環境を提供しない。これは、移植組織に対する免疫応答に影響を及ぼす可能性がある。弁組織で観察される明確な免疫特性は、冠状動脈下位置の大動脈弁上の高圧血流に起因する可能性があり、走化性応答を無効にするという仮説を立てる者もいる28,35。さらに、このモデルは、小葉が腎嚢の下で生理学的機能を果たしていないため、弁機能に対するアロア活性の影響を研究するには不十分である。しかし、異所性腹部大動脈移植モデルにも同様の制限があり、これらのモデルの成功は、移植片血栓症を回避するために弁小葉を無能にすることに依存している15,36。
プロトコルの制限には、組織が腎嚢下腔から外れて回復不能になる可能性が含まれる(36匹に1匹)。もう一つの制限は、手術中の動物の死です(動物の36人に1人)。しかし、死はブプレノルフィンの過剰摂取によって引き起こされ、鎮痛薬の投与のための他の方法が採用され得る。
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Disclosures
著者らは、この研究は、潜在的な利益相反と解釈される可能性のある商業的または財政的関係がない場合に実施されたことを宣言する。
Acknowledgments
図 1 は biorender.com を使用して作成されました。この研究は、AATS財団のTKRへの外科的研究者プログラム、サウスカロライナ医科大学の小児科がTKRに保有する小児エクセレンス基金、TKRへのエマーソンローズハート財団の助成金、ポールキャンベル上院議員によるTKRへの慈善事業、JHKとBGへのNIH-NHLBBI機関ポスドクトレーニング助成金(T32 HL-007260)によって部分的に支援されました。 サウスカロライナ医科大学医学部プレクラークシップFLEX研究基金をMAHに提供。
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 0.9% Sodium Chlordie, USP | Baxter | NDC 0338-0048-04 | |
| 4-0 Polyglactin 910 | Ethicon | J415H | |
| 7.5% Povidone-Iodine | CareFusion | 29904-004 | |
| 70% ETOH | Fisher Scientific | BP82031GAL | |
| Anesthesia induction chamber | Harvard Apparatus | 75-2030 | Air-tight inducton chamber for rats |
| Anesthesia machine | Harvard Apparatus | 75-0238 | Mobile Anesthesia System with Passive Scavenging |
| Anesthesia Mask | Harvard Apparatus | 59-8255 | Rat anesthesia mask |
| Brown Norway Rats (BN/Crl) | Charles River | Strain Code 091 | Male, 5-7 weeks, 100-200 g |
| Buprenorphine Hydrochloride, 0.3 mg/mL | PAR Pharmaceutical | NDC 42023-179-05 | 0.03 mg/kg, administered subcutaneously |
| Electric hair clippers | WAHL | 79434 | |
| Electric Heating Pad | Harvard Apparatus | 72-0492 | Maintained at 36-38 °C |
| Heparin | Sagent Pharmaceuticals | NDC 25021-400-10 | 100U/100g injection into the left atrium |
| Insulin Syringe, 1 mL | Fisher Scientific | 14-841-33 | |
| Iris forceps curved | World Precision Instruments | 15917 | |
| Iris forceps straight | World Precision Instruments | 15916 | |
| Isoflurane, USP | Piramal Critical Care | NDC 66794-017-25 | Induced at 5% isoflurance in oxygen and maintained with 3.5% isoflurane in oxygen |
| Lewis Rats (LEW/ Crl) | Charles River | Strain Code 004 | Male, 5-7 weeks, 100-200 g |
| Micro forceps | World Precision Instruments | 500233 | Dumont #5 |
| Micro scissors | World Precision Instruments | 501930 | Spring-loaded Vannas Scissors |
| Needle Driver | World Precision Instruments | 500226 | Ryder Needle Driver |
| Operating microscope | AmScope | SM-3BZ-80S | 3.5x - 90x Stereo Microscope |
| Petri Dish | Fisher Scientific | FB0875714 | |
| Petrolatum ophthalmic ointment | Dechra | NDC 17033-211-38 | |
| Skin staples | Ethicon | PXR35 | Proximate 35 |
| Sterile cotton swabs | Puritan | 25-806 1WC | |
| Sterile gauze sponges | Fisher Scientific | 22-037-902 | |
| Surgical Scissors | World Precision Instruments | 1962C | Metzenbaum Scissors |
| University of Wisconsin Buffer (Servator B) | S.A.L.F S.p.A. | 6484A1 | Stored at 4 °C |
References
- Van Der Linde, D., et al. Birth prevalence of congenital heart disease worldwide: A systematic review and meta-analysis. Journal of the American College of Cardiology. 58 (21), 2241-2247 (2011).
- Jacobs, J. P., et al. Reoperations for pediatric and congenital heart disease: An analysis of the Society of Thoracic Surgeons (STS) congenital heart surgery database. Seminars in Thoracic and Cardiovascular Surgery: Pediatric Cardiac Surgery Annual. 17 (1), 2-8 (2014).
- Syedain, Z. H., et al. Pediatric tri-tube valved conduits made from fibroblast-produced extracellular matrix evaluated over 52 weeks in growing lambs. Science Translational Medicine. 13 (585), 1-16 (2021).
- Khan, M. S., Samayoa, A. X., Chen, D. W., Petit, C. J., Fraser, C. D. Contemporary experience with surgical treatment of aortic valve disease in children. Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 146 (3), 512-521 (2013).
- Boyd, R., Parisi, F., Kalfa, D. State of the art: Tissue engineering in congenital heart surgery. Seminars in Thoracic and Cardiovascular Surgery. 31 (4), 807-817 (2019).
- Feins, E. N., Emani, S. M. Expandable valves, annuloplasty rings, shunts, and bands for growing children. Seminars in Thoracic and Cardiovascular Surgery: Pediatric Cardiac Surgery Annual. 23, 17-23 (2020).
- Lintas, V., et al. TCT-795 Human cell derived off-the-shelf tissue engineered heart valves for next generation transcatheter aortic valve replacement: a proof-of-concept study in adult sheep. Journal of the American College of Cardiology. 70 (18), 271 (2017).
- Blum, K. M., Drews, J. D., Breuer, C. K. Tissue-engineered heart valves: A call for mechanistic studies. Tissue Engineering Part B: Reviews. 24 (3), 240-253 (2018).
- Bernstein, D., et al. Cardiac growth after pediatric heart transplantation. Circulation. 85 (4), 1433-1439 (1992).
- Delmo Walter, E. M., et al. Adaptive growth and remodeling of transplanted hearts in children. Europeon Journal of Cardiothoracic Surgery. 40 (6), 1374-1383 (2011).
- Simon, P., et al. Growth of the pulmonary autograft after the Ross operation in childhood. Europeon Journal of Cardiothoracic Surgery. 19 (2), 118-121 (2001).
- Oei, F. B. S., et al. A size-matching heterotopic aortic valve implantation model in the rat. Journal of Surgical Research. 87 (2), 239-244 (1999).
- Oei, F. B. S., et al. Heart valve dysfunction resulting from cellular rejection in a novel heterotopic transplantation rat model. Transplant International. 13, SUPPL. 1 (2000).
- El Khatib, H., Lupinetti, F. M. Antigenicity of fresh and cryopreserved rat valve allografts. Transplantation. 49 (4), 765-767 (1990).
- Yankah, A. C., Wottge, H. U. Allograft conduit wall calcification in a model of chronic arterial graft rejection. Journal of Cardiac Surgery. 12 (2), 86-92 (1997).
- Moustapha, A., et al. Aortic valve grafts in the rat: Evidence for rejection. Journal of Thoracic and Cardiovascualr Surgery. 114 (6), 891-902 (1997).
- Légaré, J. F., et al. Prevention of allograft heart valve failure in a rat model. Journal of Thoracic and Cardiovascualr Surgery. 122 (2), 310-317 (2001).
- Legare, J. F., Lee, T. D. G., Creaser, K., Ross, D. B., Green, M. T lymphocytes mediate leaflet destruction and allograft aortic valve failure in rats. The Annals of Thoracic Surgery. 70 (4), 1238-1245 (2000).
- Niimi, M. The technique for heterotopic cardiac transplantation in mice: Experience of 3000 operations by one surgeon. Journal of Heart and Lung Transplantation. 20 (10), 1123-1128 (2001).
- Burgin, M., et al. Kidney Subcapsular Allograft Transplants as a Model to Test Virus-Derived Chemokine-Modulating Proteins as Therapeutics. Methods in molecular biology. 2225, Clifton, N.J. 257-273 (2021).
- Foglia, R. P., DiPreta, J., Donahoe, P. K., Statter, M. B. Fetal allograft survival in immunocompetent recipients is age dependent and organ specific. Annals of Surgery. 204 (4), 402-410 (1986).
- Cunha, G. R., Baskin, L. Use of sub-renal capsule transplantation in developmental biology. Differentiation. 91 (4-5), 4-9 (2016).
- Hori, J., Joyce, N., Streilein, J. W. Epithelium-deficient corneal allografts display immune privilege beneath the kidney capsule. Investigative Opthalmology & Visual Science. 41 (2), 443-452 (2000).
- Mandel, T., et al. transplantation of organ cultured fetal pig pancreas in non-obese diabetic (NOD) mice and primates (Macaca fascicularis). Xenotransplantation. 2 (3), 128-132 (1995).
- Ricordi, C., Flye, M. W., Lacy, P. E. Renal subcapsular transplantation of clusters of hepatocytes in conjunction with pancreatic islets. Transplantation. 45 (6), 1148-1150 (1988).
- Shultz, L. D., et al. Subcapsular transplantation of tissue in the kidney. Cold Spring Harbor Protocols. 2014 (7), 737-740 (2014).
- Vanden Berg, C. W., et al. Renal subcapsular transplantation of PSC-derived kidney organoids induces neo-vasculogenesis and significant glomerular and tubular maturation in vivo. Stem Cell Reports. 10 (3), 751-765 (2018).
- Mitchell, R. N., Jonas, R. A., Schoen, F. J. Pathology of explanted cryopreserved allograft heart valves: Comparison with aortic valves from orthotopic heart transplants. Journal of Thoracic and Cardiovasular Surgery. 115 (1), 118-127 (1998).
- Valante, M., et al. The aortic valve after heart transplantation. Annals of Thoracic Surgery. 60, SUPPL. 2 (1995).
- O'Brien, M. F., Stafford, E. G., Gardner, M. A. H., Pohlner, P. G., McGiffin, D. C. A comparison of aortic valve replacement with viable cryopreserved and fresh allograft valves, with a note on chromosomal studies. Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 94 (6), 812-823 (1987).
- Ng, T. F., Osawa, H., Hori, J., Young, M. J., Streilein, J. W. Allogeneic neonatal neuronal retina grafts display partial immune privilege in the subcapsular space of the kidney. The Journal of Immunology. 169 (10), 5601-5606 (2002).
- Heslop, B. F., Wilson, S. E., Hardy, B. E. Antigenicity of aortic valve allografts. Annals of Surgery. 177 (3), 301-306 (1973).
- Steinmuller, D., Weiner, L. J. Evocation and persistence of transplantation immunity in rats. Transplantation. 1 (1), 97-106 (1963).
- Billingham, R. E., Brent, L., Brown, J. B., Medawar, P. B. Time of onset and duration of transplantation immunity. Plastic and Reconstructive Surgery. 24 (1), 410-413 (1959).
- Tector, A. J., Boyd, W. C., Korns, M. E. Aortic valve allograft rejection. Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 62 (4), 592-601 (1971).
- Sugimura, Y., Schmidt, A. K., Lichtenberg, A., Akhyari, P., Assmann, A. A rat model for the in vivo assessment of biological and tissue-engineered valvular and vascular grafts. Tissue Engineering Methods (Part C). 23 (12), 982-994 (2017).
