Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
JoVE Journal Medicine
Click here for the English version

Medicine

En forenklet modell for heterotopisk hjerteventiltransplantasjon hos gnagere

Published: September 21, 2021 doi: 10.3791/62948
Automatic Translation
1, 1, 1, 1, *1, *1
1Department of Surgery, Medical University of South Carolina
* These authors contributed equally

Summary

Denne protokollen beskriver en enkel og effektiv metode for transplantasjon av aortaklaffbrosjyrer under nyrekapselen for å muliggjøre studier av alloreaktivitet i hjerteventiler.

Abstract

Det er et presserende klinisk behov for hjerteventil erstatninger som kan vokse hos barn. Hjerteklafftransplantasjon foreslås som en ny type transplantasjon med potensial til å levere varige hjerteklaffer som er i stand til somatisk vekst uten krav til antikoagulasjon. Imidlertid forblir immunobiologien til hjerteventiltransplantasjoner uutforsket, og fremhever behovet for dyremodeller for å studere denne nye typen transplantasjon. Tidligere rottemodeller for heterotopisk aortaklafftransplantasjon i abdominal aorta er beskrevet, selv om de er teknisk utfordrende og kostbare. For å møte denne utfordringen ble det utviklet en nyre subkapsulær transplantasjonsmodell hos gnagere som en praktisk og enklere metode for å studere immunbiologi for hjerteventiltransplantasjon. I denne modellen høstes en enkelt aortaventilbrosjyre og settes inn i det nyre subkapsulære rommet. Nyren er lett tilgjengelig, og det transplanterte vevet er sikkert inneholdt i et subkapsulært rom som er godt vaskularisert og kan romme en rekke vevstørrelser. Videre, fordi en enkelt rotte kan gi tre donor aorta brosjyrer og en enkelt nyre kan gi flere steder for transplantert vev, er det nødvendig med færre rotter for en gitt studie. Her beskrives transplantasjonsteknikken, noe som gir et betydelig skritt fremover i studiet av transplantasjonsimmunologien ved hjerteventiltransplantasjon.

Introduction

Medfødte hjertefeil er den vanligste medfødte funksjonshemmingen hos mennesker, og påvirker 7 av 1000 levendefødte barn hvert år1. I motsetning til voksne pasienter der ulike mekaniske og bioprostetiske ventiler rutinemessig implanteres, har pediatriske pasienter for tiden ingen gode alternativer for ventilutskifting. Disse konvensjonelle implantatene har ikke potensial til å vokse hos mottakerbarn. Som et resultat er det nødvendig med sykelige reoperasjoner for å bytte ut hjerteventilimplantatene for suksessivt større versjoner etter hvert som barna vokser, med berørte barn som ofte krever opptil fem eller flere åpne hjerteoperasjoner i løpet av livet 2,3. Studier har vist at friheten fra intervensjon eller død er betydelig dårlig for spedbarn enn eldre barn, med 60% av spedbarn med prostetiske hjerteventiler som står overfor reoperasjon eller død innen 3 år etter den første operasjonen4. Derfor er det et presserende behov for å levere en hjerteventil som kan vokse og opprettholde funksjonen hos pediatriske pasienter.

I flere tiår har forsøk på å levere voksende hjerteventilutskiftninger vært sentrert på vevsteknikk og stamceller. Forsøk på å oversette disse ventilene til klinikken har imidlertid vært mislykket så langt 5,6,7,8. For å løse dette foreslås en hjerteventiltransplantasjon som en mer kreativ operasjon for å levere voksende hjerteventilutskiftninger som har evnen til selvreparasjon og unngå trombogenese. I stedet for å transplantere hele hjertet, blir bare hjerteklaffen transplantert og vil da vokse med mottakerbarnet, i likhet med konvensjonelle hjertetransplantasjoner eller en Ross lungeautograf 9,10,11. Postoperativt vil mottakerbarn få immunsuppresjon inntil den transplanterte ventilen kan byttes ut med en mekanisk protese i voksen størrelse når ventilens vekst ikke lenger er nødvendig. Imidlertid er transplantasjonsbiologien til hjerteventiltransplantasjonstransplantater fortsatt uutforsket. Derfor er det behov for dyremodeller for å studere denne nye typen transplantasjon.

Flere rottemodeller er tidligere beskrevet for heterotoptransplantasjon av aortaklaffen inn i abdominal aorta 12,13,14,15,16,17,18. Imidlertid er disse modellene uoverkommelig vanskelige, og krever ofte trente kirurger for å fungere vellykket. I tillegg er de kostbare og tidkrevende19. En ny rottemodell ble utviklet for å skape en enklere dyremodell for å studere immunobiologien til hjerteventiltransplantasjoner. Enkelt aortaklaffbrosjyrer blir skåret ut og satt inn i det renale subkapsulære rommet. Nyren er spesielt egnet til å studere transplantatavstøtning, da den er svært vaskularisert med tilgang til sirkulerende immunceller20,21. Mens flere andre har benyttet en renal subkapsulær modell for å studere transplantasjonsbiologien til andre allografttransplantasjoner som bukspyttkjertel, lever, nyre og hornhinne 22,23,24,25,26,27, er dette den første beskrivelsen av transplantasjon av hjertevev i denne stillingen. Her beskrives transplantasjonsteknikken, noe som gir et betydelig skritt fremover i studiet av transplantasjonsimmunologien ved hjerteventiltransplantasjon.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

Studien ble godkjent av Komiteen for dyreforsøk etter National Institutes of Health Guide for Care and Use of Laboratory Animals.

1. Informasjon om dyremodellen (rotter)

  1. Bruk et operasjonsmikroskop (se materialtabell) med opptil 20x forstørrelse for alle kirurgiske prosedyrer.
  2. Bruk syngeneiske (som Lewis-Lewis) eller allogene (som Lewis-Brown Norway) stammer for transplantasjonene etter behov for eksperimentet.
  3. Bruk rotter i alderen mellom 5-7 uker og kroppsvekt på 100-200 g som passer for det eksperimentelle spørsmålet.

2. Fjerning av pels, forberedelse av huden og anestesi

  1. Utfør alle operasjoner under sterile forhold.
    MERK: Trinnet utføres i et dedikert kirurgisk rom og under sterile forhold.
  2. Plasser rottene i et bedøvelsesinduksjonskammer og induser anestesi med 5 % isofluran i oksygen. Opprettholde anestesi med 3,5% isofluran i oksygen gjennom hele prosedyren.
  3. For donoroperasjonen, fjern rottens pels fra navlen til sternalhakket ved hjelp av pelsklippere. For mottakeroperasjonen, klipp håret over det kirurgiske feltet på den bakre aksillære linjen fra ribbeina til bekkenet. Forbered deretter huden med et kirurgisk desinfeksjonsmiddel.
  4. Få et kirurgisk plan av anestesi før du starter prosedyren. Bekreft tilstrekkelig dybde av anestesi ved å komprimere tærne på rotten med tang. Hvis rotta trekker seg tilbake til smerte, titrer bedøvelsen etter behov.
  5. Overvåk respirasjonsfrekvensen og anestesidybden klinisk gjennom hele prosedyren; nivået av isofluran justeres etter behov for å opprettholde en pustefrekvens på 55-65 pust/min.

3. Donor drift

  1. Forbered og bedøve rotta som angitt i trinn 2. Snitt huden fra xiphoid til sternal hakk ved hjelp av dissekerende saks. Utfør en sternektomi ved å kutte ribbeina på hver side lateral til brystbenet til optimal tilgang til hjertet oppnås.
  2. Hepariniser rotta med en 100 E /100 g injeksjon i venstre atrium.
  3. Ofre giveren via exsanguination.
  4. Excise thymus for å forbedre visualiseringen av de store fartøyene. Deretter fjerner du hjertet en bloc med stigende aorta til nivået av innominate arterien.

4. Fremstilling av aortaklaffblader

  1. Plasser donorhjertet i en steril petriskål umiddelbart etter kardiektomi. Disseker donorhjertet i en iskald lagringsbuffer (se materialtabell).
  2. Ved hjelp av tang og Vannas fjærsaks, disseker donorhjertet til bare aortaroten forblir med en 1 mm ventrikulær mansjett proksimal til aortaklaffen.
  3. Åpne aortaklaffen ved å lage et langsgående kutt for å åpne Sinus av Valsalva mellom venstre og ikke-koronar bihuler for å visualisere alle tre brosjyrene.
    MERK: Kuttet skal være hele lengden på Sinus av Valsalva. De faktiske dimensjonene avhenger av størrelsen på rotten.
  4. Excise hver aortaklaffbrosjyre individuelt. Bruk spesielt stump tang for å ta tak i kanten av brosjyren og bruk Vannas vårsaks til å fjerne brosjyren ved å kutte fra en kommissur ned til ringrommet, og deretter mot neste kommissur.
    MERK: Vær spesielt forsiktig med å bare forstå kanten av pakningsvedlegget for å minimere forstyrrelse av de valvulære endotelcellene.
  5. Oppbevar prøvene etter eksisjonsvedlegg i iskald lagringsbufferløsning til de er klare til å bli implantert i mottakerrotten. Implanter alle brosjyrene innen 4 timer etter kald lagring.

5. Mottakers operasjon

  1. Forbered og bedøve rotta som angitt i trinn 2. Bruk en varmepute som holdes ved 36-38 °C for å utføre operasjonen.
  2. Administrer buprenorfin (0,03 mg/kg subkutant) til alle mottakerrotter før kirurgi og hver 6-12 timer postoperativt etter behov for å lindre smerten.
  3. Plasser rotta i en høyre lateral liggende stilling for å få tilgang til venstre nyre.
    MERK: Den venstre nyre er foretrukket på grunn av sin mer kaudale posisjon i forhold til høyre nyre.
  4. Snitt huden over flanken i lengderetningen over 1 tomme ved hjelp av saks.
    MERK: Snittet må forbli mindre enn størrelsen på nyrene for å gi nok spenning for å forhindre at nyrene trekker seg tilbake i bukhulen under prosedyren.
  5. På samme måte, snitt den underliggende bukveggen.
  6. Eksternaliser nyrene
    1. Bruk tommelen og pekefingeren, bruk lett trykk dorsalt og ventralt mens du bruker buede tang for å løfte den kaudale polen av nyrene gjennom buk- og hudinnsnittet. Eksternaliser kranialenden av nyrene på samme måte.
    2. Alternativt kan nyrene eksternaliseres ved å gripe det perirenale fettet og trekke oppover med lett spenning.
      MERK: Pass på at du ikke tar tak i nyrene eller nyrekarene direkte.
    3. Når nyrene er eksternalisert, holde den fuktig med varm saltvann sildret på nyrene.
  7. Lag en underkapsulær lomme.
    1. Påfør lett på nyrekapselen ved hjelp av ett sett med butte tang, slik at nyrekapselen tydelig kan skilles fra det underliggende parenkymet. Bruk samtidig et annet sett med butte tanger, ta forsiktig tak i kapselen og trekk forsiktig oppover for å skape et hull i kapselen.
      MERK: På grunn av kapselens delikate natur, er det nødvendig med minimal kraft for å etablere dette snittet.
    2. Fortsett å bruke stump tang for å forlenge snittet til en ~ 2mm plass er opprettet for å imøtekomme aortaklaffen brosjyren.
    3. Utvikle en grunne subkapsulær lomme som er litt større enn ventilbrosjyren mens du løfter kanten av snittet med ett sett tang og fremmer en stump sonde under nyrekapselen.
  8. Transplanter aortaklaffen i den subkapsulære lommen.
    1. Hent aortabrosjyren fra kjølelager og legg den i det kirurgiske feltet.
    2. Mens du løfter kanten fibrøs kapsel, flytt aortabrosjyren inn i den subkapsulære lommen med stumpe tang.
      MERK: Forsikre deg om at vevet er langt nok unna snittet slik at det er godt festet under kapselen. Det må utvises forsiktighet for å unngå skade på det underliggende parenchymet eller ytterligere ripping av den fibrøse kapselen.
    3. Snittet i nyrekapselen kan stå åpent.
  9. Skyv nyrene forsiktig tilbake til sin anatomiske posisjon ved hjelp av mottrekk påført snittkantene.
  10. Lukk abdominal snitt med en løpende steril kirurgisk sutur. Lukk huden med stifter.
  11. Postoperativ behandling
    1. Etter operasjonen, legg rotta i et rent bur på en varmepute med tilgang til mat og vann.
    2. Overvåk dyret daglig for å vurdere rutinemessig sårheling og tegn på smerte eller nød. Fjern stiftene etter 7-10 dager.

6. Innsamling av vev for analyse

  1. Ved utvalgte endepunkter etter transplantasjon avlives dyret ved peeling. Utfør spesielt en median laparotomi og transekte abdominal aorta under 5% isofluran i oksygen.
  2. Mobiliser nyrene og skjær den ved å kutte nyrearterien, venen og urinlederen med saks.
    MERK: Pass på at du ikke tar tak i området som inneholder det transplanterte pakningsvedlegget.
  3. Plasser nyren i formalin over natten, legg den i parafin, og del den for ønsket farging. Orienter prøven med nyrekapselen vendt fremre og nyreparenkymet vendt bakre.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

En grafisk fremstilling av det eksperimentelle designet er gitt for rottemodellen (figur 1). I tillegg er en aortarot dissekert fra donorens hjerte og en individuell aortaklaffbrosjyre fremstilt for implantasjon også vist i figur 2. Deretter vises et representativt bilde av posisjonen til aortaklaffen under nyrekapselen for implantasjon i figur 3A og etter 3, 7 og 28 dager hos mottakerrotten (figur 3B-D), noe som viser hvor enkelt det er å lokalisere og gjenopprette det transplanterte vevet.

Aortaklaffbrosjyrene beholder sin opprinnelige arkitektur etter heterotoptransplantasjon hos syngeneiske dyr, og demonstrerer nytten av denne modellen som utgangspunkt for å sammenligne immunresponsen ved allogene transplantasjoner. Spesielt viste histologi med hematoksylin- og eosinfarging (H&E) at klaffebrosjyrer ved syngeneiske transplantasjoner etter 7 dager var strukturelt intakte uten tegn til edematøs hevelse (figur 4A). Den strukturelle integriteten til ventilbrosjyren ble videre bekreftet ved immunhistokjemi for Alpha Smooth Muscle Actin (aSMA) og CD31 (figur 4B).

Figure 1
Figur 1 Eksperimentell design av heterotoptransplantasjon av aortaklaffen under nyrekapselen hos rotter. Hjertet hentes fra donorrotta (A). Aortaklaffbrosjyrene dissekeres og oppbevares på kjølelager (B) til implantasjonsprosessen under nyrekapselen hos nyrekapselen hos nyrekatten (C). Brosjyrene blir deretter eksplantert på bestemte tidspunkter og analysert mikroskopisk (D). Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.

Figure 2
Figur 2: Preparering av aortaklaffbrosjyre for implantasjon. Eksempel på aortarot dissekert fra donorhjertet (A) og videre disseksjon av aortaklaffbrosjyre for implantasjon (B). Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.

Figure 3
Figur 3: Visualisering av aortaklaffbrosjyre under nyrekapselen. Aortaklaffbrosjyren visualiseres under nyrekapselen ved implantasjon (A), etter 3 (B), 7 (C) og 28 dager (D) hos syngeneiske dyr og etter 3 (E), 7 (F) og 28 dager (G) hos allogene dyr. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.

Figure 4
Figur 4: Aortaklaffbrosjyrene forblir strukturelt intakte etter transplantasjon under nyrekapselen i 7 dager hos syngeneiske dyr. Den øverste raden viser H&E-farging og immunostaining for DAPI, aSMA og CD31 for kontrollhjerteklaffer som ble anskaffet, men ikke transplantert. Den nederste raden viser H&E-farging og immunsekker for DAPI, aSMA og CD31 i en syngeneisk ventilbrosjyre eksplantert etter 7 dager. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

Viktighet og potensielle bruksområder
Mens mekaniske og bioprostetiske hjerteklaffer rutinemessig brukes hos voksne pasienter som krever ventilutskifting, mangler disse ventilene potensialet til å vokse og er derfor suboptimale for pediatriske pasienter. Hjerteklafftransplantasjon er en eksperimentell operasjon designet for å levere voksende hjerteventil erstatninger for nyfødte og spedbarn med medfødt hjertesykdom. Imidlertid, i motsetning til transplantasjonsimmunbiologien til konvensjonelle hjertetransplantasjoner, er transplantasjonsimmunbiologien til denne nye typen transplantasjon fortsatt dårlig utforsket. Her beskrives en unik rottemodell for subkapsulær nyretransplantasjon av aortaklaffbrosjyrer, som gir et betydelig skritt fremover i studiet av transplantasjonsimmunbiologien ved hjerteventiltransplantasjon.

Det renale subkapsulære rommet gir et optimalt miljø for å studere transplantasjonsimmunbiologi av hjerteventiler. Det transplanterte vevet er sikkert inneholdt på et godt vaskularisert sted med tilgang til sirkulerende immunceller20. I tillegg har subkapsulære modeller tidligere blitt brukt til å teste allograftavstøtning i mange vev som bukspyttkjertel, lever, nyre og de andre celletypene 22,23,24,25,26,27, noe som indikerer at denne modellen er berettiget til å studere immunogenisiteten til aortaventilbrosjyrer.

Denne modellen har flere protentional applikasjoner for å studere transplantasjonsimmunologi av aortaklaffer. For det første kan modellen brukes til å bestemme nivået av systemisk immunsuppresjon som kreves for hjerteventiltransplantasjon for å forhindre avstøtning av transplantat, som takrolimus, mykofenolat og steroider. Videre har flere studier indikert at klaffevev kan være immunologisk forskjellig fra annet hjertevev, da klaffene er relativt spart under fulminant avstøtning av konvensjonelle hjertetransplantasjoner 28,29,30. Denne modellen tillater utforskning av dette konseptet, da det subkapsulære rommet kan romme ulike vevstyper, for eksempel ventilbrosjyre og myokardium, for å sammenligne immunogenisiteten til disse vevene.

Denne modellen er fordelaktig fordi den er teknisk enkel, rask og har en høy overlevelsesrate med lav risiko for komplikasjoner. Fordi hver donor kan gi tre aortaklaff brosjyrer, kan en rotte tjene som donor for tre forskjellige mottakere. I gjennomsnitt var donoroperasjonens lengde 27,2 min (n = 12), og varigheten av mottakeroperasjonen var 29,7 min (n = 36). Overlevelsen ved mottakeroperasjonen var 97,2 % (n = 35/36), med ett intraoperativt dødsfall på grunn av respirasjonsdepresjon. Minimal blødning på grunn av traume til renal parenkym under oppretting av subkapsulær lomme ble observert i 11,1 % av mottakeroperasjonene. Blødningen var imidlertid lett å kontrollere i alle tilfeller med kompresjon fra en bomullsspissapplikator. En prøve ble løsnet fra det subkapsulære rommet og ikke gjenopprettet ved forklaring selv etter 7 dager.

Tidligere ble ventilbladene eksplantert ved å fjerne dem fra det subkapsulære rommet og innebygd, seksjonert og farget uten festet aortavev. Imidlertid er denne metoden suboptimal da brosjyrene selv er ekstremt små, tynne og gjennomsiktige, noe som resulterer i tap av flere prøver i behandlingen. I stedet anbefales det å fjerne nyren en bloc og legge inn og seksjonere vevet mens det fortsatt er sikret under nyrekapselen for å sikre at ingen prøver går tapt. I tillegg minimerer denne tilnærmingen traumer og manipulering av brosjyren.

Kritiske trinn
De kritiske trinnene i prosedyren er å etablere et kirurgisk plan for anestesi, inkusere bukveggen over nyrene, eviscerere nyrene, heve den subkapsulære klaffen, sette inn det heterotopiske transplantasjonsvevet, oppnå hemostase, returnere nyren til anatomisk stilling og lukke huden.

Endringer og feilsøking
Selv om dette er den første beskrivelsen av transplantasjon av hjertevev under nyrekapselen, har flere andre beskrevet transplantasjon av andre vevstyper i nyreunderkapsulært rom 20,22,23,24,25,26,27. I denne protokollen ble det gjort mindre justeringer av tidligere subkapsulære modeller for å optimalisere teknikken og minimere komplikasjoner. Spesielt, mens andre har anbefalt å bruke Vannas vårsaks for å gjøre det første snittet i nyrekapselen20,26, er denne metoden mer sannsynlig å forårsake traumer til det underliggende parenkymet og resultere i subkapsulær hematomdannelse. For mye blødning vil resultere i oppblåsthet av kapselen og kompromittere sikkerheten til den transplanterte26. Stump tang bør derfor brukes til å åpne kapselen. I tillegg, mens noen protokoller taler for plassering av kommersielle produkter med homostatisk egenskap overkapselsnittet 26,31, er dette trinnet unødvendig så lenge vevet er avansert langt nok inn i den subkapsulære lommen.

Hos større rotter kan nyrene være dekket av perirenalt fett, og det er kanskje ikke mulig å eksternalisere nyrene via løfting med buede tang. I disse tilfellene er det best å eksternalisere nyrene ved å forsiktig trekke det perirenale fettet med tang og trekke nyrene ut av bukhulen uten å forårsake skade eller blødning.

Sammenligning med eksisterende heterotopiske transplantasjonsmodeller
Mens flere andre dyremodeller for heterotopisk aortaklafftransplantasjon tidligere er beskrevet 12,13,14,15,16,17,18, gir dagens protokoll et enkelt og mer praktisk alternativ som forbedrer tidligere modeller på flere måter. For det første, på grunn av prosedyrens teknisk enkle natur, er det nødvendig med svært lite trening for å fungere vellykket. Dette står i sterk kontrast til tidligere beskrevne heterotopiske aortaklafftransplantasjoner i abdominal aorta. Derfor gir denne modellen et mer praktisk og kostnadseffektivt alternativ til å studere aortaklafftransplantasjon samtidig som morbiditet, smerte og dødelighet hos rottene minimeres. I tillegg, fordi bare en aortaklaffbrosjyre er nødvendig for mottakeroperasjonen, og hver donorrotte gir tre brosjyrer, er det nødvendig med færre donorrotter for et gitt eksperiment. Videre kan implantering av vev i den kontralaterale nyren eller en separat subkapsulær lomme tillate intern kontroll eller sammenligning av immunresponser mot varierende vev i en enkelt rotte. I dette tilfellet er den beste tilnærmingen via et midtlinje laparotomi-snitt.

I tillegg til dyremodellene som beskriver heterotopisk aortaklafftransplantasjon i abdominal aorta, har andre studier benyttet en subkutan modell for å studere immunogenisiteten til aortaklaffer32. Selv om denne tilnærmingen utvilsomt er enklere enn transplantasjon i abdominal aorta, tyder eksisterende bevis på at subkutan implantasjon er en mindre effektiv metode for antigenpresentasjon 33,34. Den implanterte prøven er også utfordrende å finne og analysere. Derfor er det renale subkapsulære rommet foreslått som et implantasjonssted som både er forenklet, men optimalt for å studere aortaklafftransplantasjonsbiologi.

Oppsummert fungerer den nylig foreslåtte modellen som et tillegg til forskernes armamentarium for å studere hjerteventiltransplantasjon og supplere de tidligere beskrevne modellene.

Begrensninger
Selv om transplantasjon av aortaklaffbrosjyrer under nyrekapselen er en effektiv metode for å studere alloimmunity in vivo, eksisterer det noen begrensninger i denne modellen. Mens det subkapsulære rommet er godt vaskularisert, tilbyr det ikke det samme hemodynamiske miljøet som sub-koronarposisjonen. Dette kan påvirke immunresponsen mot transplantert vev. Noen har antydet at de distinkte immunegenskapene observert i ventilvev kan skyldes høytrykksblodstrømmen over aortaklaffen i subkoronar stilling, og opphever den kjemotaktiske responsen28,35. Videre er denne modellen utilstrekkelig til å studere effekten av alloreaktivitet på ventilfunksjonen, da pakningsvedleggene ikke utfører sin fysiologiske funksjon under nyrekapselen. Imidlertid finnes lignende begrensninger for heterotopiske abdominal aortatransplantasjonsmodeller, da suksessen til disse modellene er avhengig av å gjøre ventilbladene inkompetente for å unngå transplantattrombose15,36.

Begrensninger i protokollen inkluderer muligheten for at vev løsner fra det renale subkapsulære rommet og ikke kan gjenvinnes (1 av 36 dyr). En annen begrensning er dyrets død under operasjonen (1 av 36 dyr); Dødsfallet skyldtes imidlertid overdosering av buprenorfin, og andre doseringsmetoder for analgesi kan benyttes.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Forfatterne erklærer at forskningen ble utført i fravær av kommersielle eller økonomiske forhold som kan tolkes som en potensiell interessekonflikt.

Acknowledgments

Figur 1 ble opprettet med biorender.com. Dette arbeidet ble støttet delvis av AATS Foundation Surgical Investigator Program til TKR, Children's Excellence Fund holdt av Department of Pediatrics ved Medical University of South Carolina til TKR, et Emerson Rose Heart Foundation-stipend til TKR, filantropi av senator Paul Campbell til TKR, NIH-NHLBI Institutional Postdoctoral Training Grants (T32 HL-007260) til JHK og BG, og Medical University of South Carolina College of Medicine Pre-clerkship FLEX Research Fund til MAH.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
0.9% Sodium Chlordie, USP Baxter NDC 0338-0048-04
4-0 Polyglactin 910 Ethicon J415H
7.5% Povidone-Iodine CareFusion 29904-004
70% ETOH Fisher Scientific BP82031GAL
Anesthesia induction chamber Harvard Apparatus 75-2030 Air-tight inducton chamber for rats
Anesthesia machine Harvard Apparatus 75-0238 Mobile Anesthesia System with Passive Scavenging
Anesthesia Mask Harvard Apparatus 59-8255 Rat anesthesia mask
Brown Norway Rats (BN/Crl) Charles River Strain Code 091 Male, 5-7 weeks, 100-200 g
Buprenorphine Hydrochloride, 0.3 mg/mL PAR Pharmaceutical NDC 42023-179-05 0.03 mg/kg, administered subcutaneously
Electric hair clippers WAHL 79434
Electric Heating Pad Harvard Apparatus 72-0492 Maintained at 36-38 °C
Heparin Sagent Pharmaceuticals NDC 25021-400-10 100U/100g injection into the left atrium
Insulin Syringe, 1 mL Fisher Scientific 14-841-33
Iris forceps curved World Precision Instruments 15917
Iris forceps straight World Precision Instruments 15916
Isoflurane, USP Piramal Critical Care NDC 66794-017-25 Induced at 5% isoflurance in oxygen and maintained with 3.5% isoflurane in oxygen
Lewis Rats (LEW/ Crl) Charles River Strain Code 004 Male, 5-7 weeks, 100-200 g
Micro forceps World Precision Instruments 500233 Dumont #5
Micro scissors World Precision Instruments 501930 Spring-loaded Vannas Scissors
Needle Driver World Precision Instruments 500226 Ryder Needle Driver
Operating microscope AmScope SM-3BZ-80S 3.5x - 90x Stereo Microscope
Petri Dish Fisher Scientific FB0875714
Petrolatum ophthalmic ointment Dechra NDC 17033-211-38
Skin staples Ethicon PXR35 Proximate 35
Sterile cotton swabs Puritan 25-806 1WC
Sterile gauze sponges Fisher Scientific 22-037-902
Surgical Scissors World Precision Instruments 1962C Metzenbaum Scissors
University of Wisconsin Buffer (Servator B) S.A.L.F S.p.A. 6484A1 Stored at 4 °C

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Van Der Linde, D., et al. Birth prevalence of congenital heart disease worldwide: A systematic review and meta-analysis. Journal of the American College of Cardiology. 58 (21), 2241-2247 (2011).
  2. Jacobs, J. P., et al. Reoperations for pediatric and congenital heart disease: An analysis of the Society of Thoracic Surgeons (STS) congenital heart surgery database. Seminars in Thoracic and Cardiovascular Surgery: Pediatric Cardiac Surgery Annual. 17 (1), 2-8 (2014).
  3. Syedain, Z. H., et al. Pediatric tri-tube valved conduits made from fibroblast-produced extracellular matrix evaluated over 52 weeks in growing lambs. Science Translational Medicine. 13 (585), 1-16 (2021).
  4. Khan, M. S., Samayoa, A. X., Chen, D. W., Petit, C. J., Fraser, C. D. Contemporary experience with surgical treatment of aortic valve disease in children. Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 146 (3), 512-521 (2013).
  5. Boyd, R., Parisi, F., Kalfa, D. State of the art: Tissue engineering in congenital heart surgery. Seminars in Thoracic and Cardiovascular Surgery. 31 (4), 807-817 (2019).
  6. Feins, E. N., Emani, S. M. Expandable valves, annuloplasty rings, shunts, and bands for growing children. Seminars in Thoracic and Cardiovascular Surgery: Pediatric Cardiac Surgery Annual. 23, 17-23 (2020).
  7. Lintas, V., et al. TCT-795 Human cell derived off-the-shelf tissue engineered heart valves for next generation transcatheter aortic valve replacement: a proof-of-concept study in adult sheep. Journal of the American College of Cardiology. 70 (18), 271 (2017).
  8. Blum, K. M., Drews, J. D., Breuer, C. K. Tissue-engineered heart valves: A call for mechanistic studies. Tissue Engineering Part B: Reviews. 24 (3), 240-253 (2018).
  9. Bernstein, D., et al. Cardiac growth after pediatric heart transplantation. Circulation. 85 (4), 1433-1439 (1992).
  10. Delmo Walter, E. M., et al. Adaptive growth and remodeling of transplanted hearts in children. Europeon Journal of Cardiothoracic Surgery. 40 (6), 1374-1383 (2011).
  11. Simon, P., et al. Growth of the pulmonary autograft after the Ross operation in childhood. Europeon Journal of Cardiothoracic Surgery. 19 (2), 118-121 (2001).
  12. Oei, F. B. S., et al. A size-matching heterotopic aortic valve implantation model in the rat. Journal of Surgical Research. 87 (2), 239-244 (1999).
  13. Oei, F. B. S., et al. Heart valve dysfunction resulting from cellular rejection in a novel heterotopic transplantation rat model. Transplant International. 13, SUPPL. 1 (2000).
  14. El Khatib, H., Lupinetti, F. M. Antigenicity of fresh and cryopreserved rat valve allografts. Transplantation. 49 (4), 765-767 (1990).
  15. Yankah, A. C., Wottge, H. U. Allograft conduit wall calcification in a model of chronic arterial graft rejection. Journal of Cardiac Surgery. 12 (2), 86-92 (1997).
  16. Moustapha, A., et al. Aortic valve grafts in the rat: Evidence for rejection. Journal of Thoracic and Cardiovascualr Surgery. 114 (6), 891-902 (1997).
  17. Légaré, J. F., et al. Prevention of allograft heart valve failure in a rat model. Journal of Thoracic and Cardiovascualr Surgery. 122 (2), 310-317 (2001).
  18. Legare, J. F., Lee, T. D. G., Creaser, K., Ross, D. B., Green, M. T lymphocytes mediate leaflet destruction and allograft aortic valve failure in rats. The Annals of Thoracic Surgery. 70 (4), 1238-1245 (2000).
  19. Niimi, M. The technique for heterotopic cardiac transplantation in mice: Experience of 3000 operations by one surgeon. Journal of Heart and Lung Transplantation. 20 (10), 1123-1128 (2001).
  20. Burgin, M., et al. Kidney Subcapsular Allograft Transplants as a Model to Test Virus-Derived Chemokine-Modulating Proteins as Therapeutics. Methods in molecular biology. 2225, Clifton, N.J. 257-273 (2021).
  21. Foglia, R. P., DiPreta, J., Donahoe, P. K., Statter, M. B. Fetal allograft survival in immunocompetent recipients is age dependent and organ specific. Annals of Surgery. 204 (4), 402-410 (1986).
  22. Cunha, G. R., Baskin, L. Use of sub-renal capsule transplantation in developmental biology. Differentiation. 91 (4-5), 4-9 (2016).
  23. Hori, J., Joyce, N., Streilein, J. W. Epithelium-deficient corneal allografts display immune privilege beneath the kidney capsule. Investigative Opthalmology & Visual Science. 41 (2), 443-452 (2000).
  24. Mandel, T., et al. transplantation of organ cultured fetal pig pancreas in non-obese diabetic (NOD) mice and primates (Macaca fascicularis). Xenotransplantation. 2 (3), 128-132 (1995).
  25. Ricordi, C., Flye, M. W., Lacy, P. E. Renal subcapsular transplantation of clusters of hepatocytes in conjunction with pancreatic islets. Transplantation. 45 (6), 1148-1150 (1988).
  26. Shultz, L. D., et al. Subcapsular transplantation of tissue in the kidney. Cold Spring Harbor Protocols. 2014 (7), 737-740 (2014).
  27. Vanden Berg, C. W., et al. Renal subcapsular transplantation of PSC-derived kidney organoids induces neo-vasculogenesis and significant glomerular and tubular maturation in vivo. Stem Cell Reports. 10 (3), 751-765 (2018).
  28. Mitchell, R. N., Jonas, R. A., Schoen, F. J. Pathology of explanted cryopreserved allograft heart valves: Comparison with aortic valves from orthotopic heart transplants. Journal of Thoracic and Cardiovasular Surgery. 115 (1), 118-127 (1998).
  29. Valante, M., et al. The aortic valve after heart transplantation. Annals of Thoracic Surgery. 60, SUPPL. 2 (1995).
  30. O'Brien, M. F., Stafford, E. G., Gardner, M. A. H., Pohlner, P. G., McGiffin, D. C. A comparison of aortic valve replacement with viable cryopreserved and fresh allograft valves, with a note on chromosomal studies. Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 94 (6), 812-823 (1987).
  31. Ng, T. F., Osawa, H., Hori, J., Young, M. J., Streilein, J. W. Allogeneic neonatal neuronal retina grafts display partial immune privilege in the subcapsular space of the kidney. The Journal of Immunology. 169 (10), 5601-5606 (2002).
  32. Heslop, B. F., Wilson, S. E., Hardy, B. E. Antigenicity of aortic valve allografts. Annals of Surgery. 177 (3), 301-306 (1973).
  33. Steinmuller, D., Weiner, L. J. Evocation and persistence of transplantation immunity in rats. Transplantation. 1 (1), 97-106 (1963).
  34. Billingham, R. E., Brent, L., Brown, J. B., Medawar, P. B. Time of onset and duration of transplantation immunity. Plastic and Reconstructive Surgery. 24 (1), 410-413 (1959).
  35. Tector, A. J., Boyd, W. C., Korns, M. E. Aortic valve allograft rejection. Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 62 (4), 592-601 (1971).
  36. Sugimura, Y., Schmidt, A. K., Lichtenberg, A., Akhyari, P., Assmann, A. A rat model for the in vivo assessment of biological and tissue-engineered valvular and vascular grafts. Tissue Engineering Methods (Part C). 23 (12), 982-994 (2017).

Tags

Medisin utgave 175
En forenklet modell for heterotopisk hjerteventiltransplantasjon hos gnagere
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Hill, M. A., Kwon, J. H., Gerry, B., … More

Hill, M. A., Kwon, J. H., Gerry, B., Kavarana, M., Nadig, S. N., Rajab, T. K. A Simplified Model for Heterotopic Heart Valve Transplantation in Rodents. J. Vis. Exp. (175), e62948, doi:10.3791/62948 (2021).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter