Summary
Detta protokoll beskriver en enkel och effektiv metod för transplantation av aortaklaffblad under njurkapseln för att möjliggöra studier av alloreaktivitet hos hjärtklaffar.
Abstract
Det finns ett akut kliniskt behov av hjärtklaffsersättningar som kan växa hos barn. Hjärtklaffstransplantation föreslås som en ny typ av transplantation med potential att leverera hållbara hjärtklaffar som kan somatisk tillväxt utan krav på antikoagulation. Immunobiologin för hjärtklafftransplantationer förblir dock outforskad, vilket belyser behovet av djurmodeller för att studera denna nya typ av transplantation. Tidigare råttmodeller för heterotopisk aortaklafftransplantation i bukaorta har beskrivits, även om de är tekniskt utmanande och kostsamma. För att ta itu med denna utmaning utvecklades en renal subkapsulär transplantationsmodell hos gnagare som en praktisk och enklare metod för att studera hjärtklafftransplantationsimmunbiologi. I denna modell skördas en enda aortaklaffbroschyr och sätts in i njursubkapsulärt utrymme. Njuren är lättillgänglig och den transplanterade vävnaden finns säkert i ett subkapsulärt utrymme som är väl vaskulärt och rymmer en mängd olika vävnadsstorlekar. Dessutom, eftersom en enda råtta kan ge tre donator aorta broschyrer och en enda njure kan ge flera platser för transplanterad vävnad, krävs färre råttor för en given studie. Här beskrivs transplantationstekniken, vilket ger ett betydande steg framåt i att studera transplantationsimmunologin vid hjärtklafftransplantation.
Introduction
Medfödda hjärtfel är den vanligaste medfödda funktionsnedsättningen hos människor och drabbar 7 av 1 000 levande födda barn varje år1. Till skillnad från vuxna patienter där olika mekaniska och bioprostetiska ventiler rutinmässigt implanteras, har pediatriska patienter för närvarande inga bra alternativ för ventilbyte. Dessa konventionella implantat har inte potential att växa hos mottagande barn. Som ett resultat krävs sjukliga omoperationer för att byta ut hjärtklaffimplantaten mot successivt större versioner när barnen växer, med drabbade barn som ofta kräver upp till fem eller fler öppna hjärtoperationer under sin livstid 2,3. Studier har visat att friheten från intervention eller död är signifikant dålig för spädbarn än äldre barn, med 60% av spädbarn med protetiska hjärtklaffar som står inför återoperation eller död inom 3 år efter deras första operation4. Därför finns det ett akut behov av att leverera en hjärtklaff som kan växa och upprätthålla funktion hos pediatriska patienter.
I årtionden har försök att leverera växande hjärtklaffsersättningar varit centrerade på vävnadsteknik och stamceller. Försök att översätta dessa ventiler till kliniken har dock hittills misslyckats 5,6,7,8. För att ta itu med detta föreslås en hjärtklafftransplantation som en mer kreativ operation för att leverera växande hjärtklaffsersättningar som har förmågan att själv reparera och undvika trombogenes. Istället för att transplantera hela hjärtat transplanteras bara hjärtklaffen och kommer sedan att växa med mottagarbarnet, liknande konventionella hjärttransplantationer eller en Ross lungaugraf 9,10,11. Postoperativt kommer mottagarbarn att få immunsuppression tills den transplanterade ventilen kan bytas ut mot en mekanisk protes i vuxenstorlek när ventilens tillväxt inte längre krävs. Transplantationsbiologin för hjärtklafftransplantationstransplantat förblir dock outforskad. Därför behövs djurmodeller för att studera denna nya typ av transplantation.
Flera råttmodeller har tidigare beskrivits för heterotopisk transplantation av aortaklaffen i bukaorta 12,13,14,15,16,17,18. Dessa modeller är dock oöverkomligt knepiga och kräver ofta utbildade kirurger för att fungera framgångsrikt. Dessutom är de kostsamma och tidskrävande19. En ny råttmodell utvecklades för att skapa en enklare djurmodell för att studera immunbiologin vid hjärtklaffstransplantationer. Enstaka aortaklaffblad skärs ut och sätts in i njursubkapsulärt utrymme. Njuren är särskilt lämpad för att studera transplantationsavstötning eftersom den är mycket vaskulär med tillgång till cirkulerande immunceller 20,21. Medan flera andra har använt en renal subkapsulär modell för att studera transplantationsbiologin för andra allografttransplantationer som bukspottkörtel, lever, njure och hornhinna 22,23,24,25,26,27, är detta den första beskrivningen av transplantation av hjärtvävnad i denna position. Här beskrivs transplantationstekniken, vilket ger ett betydande steg framåt i att studera transplantationsimmunologin vid hjärtklafftransplantation.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Studien godkändes av kommittén för djurförsök efter National Institutes of Health Guide for Care and Use of Laboratory Animals.
1. Information om djurmodellen (råttor)
- Använd ett operationsmikroskop (se materialtabell) med upp till 20x förstoring för alla kirurgiska ingrepp.
- Använd syngena (som Lewis-Lewis) eller allogena (som Lewis-Brown Norge) stammar för transplantationerna efter behov för experimentet.
- Använd råttor i åldern mellan 5-7 veckor och kroppsvikt på 100-200 g som är lämpliga för experimentfrågan.
2. Avlägsnande av päls, beredning av huden och anestesi
- Utför alla operationer under sterila förhållanden.
OBS: Steget utförs i ett dedikerat kirurgiskt utrymme och under sterila förhållanden. - Placera råttorna i en bedövningskammare och inducera anestesi med 5% isofluran i syre. Behåll anestesi med 3,5% isofluran i syre under hela proceduren.
- För givaroperationen, ta bort råttans päls från naveln till sternalskåran med pälsklippare. För mottagaroperationen, klipp håret över det kirurgiska fältet vid den bakre axillära linjen från revbenen till bäckenet. Förbered sedan huden med ett kirurgiskt desinfektionsmedel.
- Skaffa ett kirurgiskt anestesiplan innan proceduren påbörjas. Bekräfta tillräckligt djup av anestesi genom att komprimera tårna på råttan ordentligt med pincett. Om råttan drar sig tillbaka till smärta, titrera bedövningsmedlet efter behov.
- Övervaka andningsfrekvensen och anestesidjupet kliniskt under hela proceduren; nivån av isofluran justeras efter behov för att upprätthålla en andningsfrekvens på 55-65 andetag/min.
3. Givarens verksamhet
- Förbered och bedöva råttan enligt steg 2. Snitta huden från xiphoid till sternalskåran med dissekerande sax. Utför en sternektomi genom att skära revbenen på varje sida i sidled till bröstbenet tills optimal tillgång till hjärtat uppnås.
- Heparinera råttan med en 100 U/100 g injektion i vänster förmak.
- Offra givaren via exsanguination.
- Skär ut tymus för att förbättra visualiseringen av de stora kärlen. Ta sedan bort hjärtat en bloc med den stigande aortan tills nivån av innominatartären.
4. Beredning av aortaklaffblad
- Placera donatorhjärtat i en steril petriskål omedelbart efter kardektomi. Dissekera donatorhjärtat i en iskall kylförvaringsbuffert (se materialtabell).
- Använd pincett och Vannas fjädersax, dissekera donatorhjärtat tills endast aortaroten kvarstår med en 1 mm ventrikulär manschett proximal mot aortaklaffen.
- Öppna aortaklaffen genom att göra ett längsgående snitt för att öppna Sinus av Valsalva mellan vänster och icke-koronar bihålor för att visualisera alla tre broschyrerna.
OBS: Snittet ska vara hela längden på Sinus i Valsalva. De faktiska dimensionerna beror på råttans storlek. - Skär varje aortaklaffbroschyr individuellt. Använd specifikt trubbiga pincett för att ta tag i kanten på broschyren och använd Vannas fjädersax för att skära ut broschyren genom att klippa från en kommission ner till annulusen och sedan mot nästa kommission.
OBS: Var särskilt noga med att bara ta tag i kanten på bipacksedeln för att minimera störningar i de klaffiga endotelcellerna. - Förvara proverna efter excision i buffertlösning för iskyltförvaring tills de är redo att implanteras i mottagarråttan. Implantera alla broschyrer inom 4 timmar efter kylförvaring.
5. Mottagarens verksamhet
- Förbered och bedöva råttan enligt steg 2. Använd en värmedyna som hålls vid 36-38 °C för att utföra operationen.
- Administrera buprenorfin (0,03 mg/kg subkutant) till alla mottagarråttor före operationen och varje 6-12 h postoperativt efter behov för att lindra smärtan.
- Placera råttan i en höger lateral liggande position för att komma åt vänster njure.
OBS: Den vänstra njuren föredras på grund av dess mer kaudala position i förhållande till den högra njuren. - Snitta huden över flanken i längdriktningen över 1 tum med sax.
OBS: Snittet måste förbli mindre än njurens storlek för att ge tillräckligt med spänning för att förhindra att njuren drar sig tillbaka in i bukhålan under proceduren. - På samma sätt snitta den underliggande bukväggen.
- Externalisera njuren
- Använd tummen och pekfingret och applicera lätt tryck dorsalt och ventralt medan du använder böjda pincett för att lyfta njurens kaudala pol genom buk- och hudsnittet. Externalisera kranialänden av njuren på samma sätt.
- Alternativt kan njuren externaliseras genom att ta tag i perirenalfettet och dra uppåt med lätt spänning.
OBS: Var försiktig så att du inte tar tag i njuren eller njurkärlen direkt. - När njuren är externaliserad, håll den fuktig med varm saltlösning som sipprar på njuren.
- Skapa en subkapselficka.
- Applicera lätt tryck på njurkapseln med en uppsättning trubbiga pincett så att njurkapseln tydligt kan särskiljas från det underliggande parenkymet. Samtidigt som du använder en annan uppsättning trubbiga pincett, ta försiktigt tag i kapseln och dra försiktigt uppåt för att skapa ett hål i kapseln.
OBS: På grund av kapselns känsliga natur krävs minimal kraft för att fastställa detta snitt. - Fortsätt använda trubbiga pincett för att förlänga snittet tills ett ~ 2 mm utrymme har skapats för att rymma aortaklaffbroschyren.
- Utveckla en grund subkapsulär ficka som är något större än ventilbroschyren medan du lyfter snittets kant med en uppsättning pincett och för fram en trubbig sond under njurkapseln.
- Applicera lätt tryck på njurkapseln med en uppsättning trubbiga pincett så att njurkapseln tydligt kan särskiljas från det underliggande parenkymet. Samtidigt som du använder en annan uppsättning trubbiga pincett, ta försiktigt tag i kapseln och dra försiktigt uppåt för att skapa ett hål i kapseln.
- Transplantera aortaklaffen i subkapselfickan.
- Hämta aortabroschyren från kylförvaring och placera den i det kirurgiska fältet.
- Medan du lyfter den främre fibrösa kapseln, föra aortabroschyren in i subkapselfickan med trubbiga pincett.
OBS: Se till att vävnaden är tillräckligt långt borta från snittet så att den är ordentligt fastsatt under kapseln. Försiktighet bör vidtas för att undvika skador på det underliggande parenkymet eller ytterligare rippning av den fibrösa kapseln. - Snittet i njurkapseln kan lämnas öppet.
- Tryck njuren försiktigt tillbaka till sitt anatomiska läge med hjälp av motdragning applicerad på snittkanterna.
- Stäng buksnittet med en löpande steril kirurgisk sutur. Stäng huden med häftklamrar.
- Postoperativ vård
- Efter operationen placerar du råttan i en ren bur på en värmedyna med tillgång till mat och vatten.
- Övervaka djuret dagligen för att bedöma för rutinmässig sårläkning och tecken på smärta eller nöd. Ta bort häftklamrarna efter 7-10 dagar.
6. Insamling av vävnad för analys
- Vid utvalda slutpunkter efter transplantation, avliva djuret genom exsanguination. Specifikt utföra en median laparotomi och transekt buken aorta under 5% isofluran i syre.
- Mobilisera njuren och skär ut den genom att skära njurartären, venen och urinledaren med sax.
OBS: Var försiktig så att du inte tar tag i området som innehåller den transplanterade bipacksedeln. - Placera njuren i formalin över natten, bädda in den i paraffin och sektionera den för önskad färgning. Orientera provet med njurkapseln vänd framåt och njurparenkymen vänd bakåt.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
En grafisk avbildning av den experimentella designen tillhandahålls för råttmodellen (figur 1). Dessutom visas en aortarot som dissekeras från donatorns hjärta och en individuell aortaklaffbroschyr som är förberedd för implantation i figur 2. Därefter visas en representativ bild av positionen för aortaklaffbroschyren under njurkapseln för implantation i figur 3A och efter 3, 7 och 28 dagar inom mottagarråttan (figur 3B-D), vilket visar hur lätt det är att lokalisera och återställa den transplanterade vävnaden.
Aortaklaffbladen behåller sin ursprungliga arkitektur efter heterotopisk transplantation hos syngena djur, vilket visar nyttan av denna modell som baslinje för att jämföra immunsvaret vid allogena transplantationer. Specifikt avslöjade histologi med hematoxylin och eosin (H&E) färgning att ventilblad i syngena transplantationer efter 7 dagar var strukturellt intakta utan tecken på edematös svullnad (figur 4A). Den strukturella integriteten hos ventilbroschyren bekräftades ytterligare av immunohistokemi för Alpha Smooth Muscle Actin (aSMA) och CD31 (Figur 4B).
Figur 1: Experimentell design av heterotopisk transplantation av aortaklaffen under njurkapseln hos råttor. Hjärtat samlas in från donatorråttan (A). Aortaklaffbladen dissekeras och förvaras i kylförvaring (B) tills implantationsprocessen under njurkapseln i mottagarråttan (C). Broschyrerna explanteras sedan vid bestämda tidpunkter och analyseras mikroskopiskt (D). Klicka här för att se en större version av denna siffra.
Figur 2: Beredning av bipacksedel för aortaklaff för implantation. Exempel på en aortarot dissekerad från donatorhjärtat (A) och ytterligare dissektion av en aortaklaffbroschyr för implantation (B). Klicka här för att se en större version av denna siffra.
Figur 3: Visualisering av bipacksedeln för aortaklaffen under njurkapseln. Bipacksedeln för aortaklaffen visualiseras under njurkapseln vid implantation (A), efter 3 (B), 7 (C) och 28 dagar (D) hos syngena djur och efter 3 (E), 7 (F) och 28 dagar (G) hos allogena djur. Klicka här för att se en större version av denna siffra.
Figur 4: Aortaklaffbladen förblir strukturellt intakta efter transplantation under njurkapseln i 7 dagar hos syngena djur. Den översta raden visar H&E-färgning och immunfärgning för DAPI, aSMA och CD31 för kontrollhjärtklaffar som anskaffades men inte transplanterades. Den nedre raden visar H&E-färgning och immunfärgning för DAPI, aSMA och CD31 i en syngeneisk ventilbroschyr som explanteras efter 7 dagar. Klicka här för att se en större version av denna siffra.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Betydelse och potentiella tillämpningar
Medan mekaniska och bioprostetiska hjärtklaffar rutinmässigt används hos vuxna patienter som behöver ventilbyte, saknar dessa ventiler potential att växa och är därför suboptimala för pediatriska patienter. Hjärtklaffstransplantation är en experimentell operation som är utformad för att leverera växande hjärtklaffersättningar för nyfödda och spädbarn med medfödd hjärtsjukdom. Men till skillnad från transplantationsimmunbiologin för konventionella hjärttransplantationer är transplantationsimmunbiologin för denna nya typ av transplantation fortfarande dåligt utforskad. Här beskrivs en unik råttmodell för subkapsulär njurtransplantation av aortaklaffblad, vilket ger ett betydande steg framåt i att studera transplantationsimmunologin vid hjärtklaffstransplantation.
Det renala subkapsulära utrymmet ger en optimal miljö för att studera transplantationsimmunbiologi av hjärtklaffar. Den transplanterade vävnaden finns säkert på en väl vaskulariserad plats med tillgång till cirkulerande immunceller20. Dessutom har subkapsulära modeller tidigare framgångsrikt använts för att testa allograftavstötning i många vävnader såsom bukspottkörteln, levern, njuren och de andra celltyperna 22,23,24,25,26,27, vilket indikerar att denna modell är motiverad för att studera immunogeniciteten hos aortaklaffblad.
Denna modell har flera protentionella applikationer för att studera transplantationsimmunologin hos aortaklaffar. För det första kan modellen användas för att bestämma nivån av systemisk immunsuppression som krävs för hjärtklafftransplantation för att förhindra transplantatavstötning, såsom takrolimus, mykofenolat och steroider. Dessutom har flera studier indikerat att klaffvävnad kan vara immunologiskt skild från annan hjärtvävnad, eftersom klaffarna är relativt skonade vid fulminant avstötning av konventionella hjärttransplantationer 28,29,30. Denna modell möjliggör utforskning av detta koncept eftersom det subkapsulära utrymmet kan rymma olika vävnadstyper, såsom ventilbroschyr och myokardium, för att jämföra immunogeniciteten hos dessa vävnader.
Denna modell är fördelaktig eftersom den är tekniskt enkel, snabb och har en hög överlevnad med låg risk för komplikationer. Eftersom varje donator kan tillhandahålla tre aortaklaffblad kan en råtta fungera som donator för tre olika mottagare. I genomsnitt var givaroperationens längd 27,2 min (n = 12) och varaktigheten av mottagaroperationen var 29,7 min (n = 36). Överlevnadsgraden för mottagaroperationen var 97,2% (n = 35/36), med en intraoperativ död på grund av andningsdepression. Minimal blödning på grund av trauma mot njurparenkymen medan du skapade den subkapsulära fickan noterades i 11,1% av mottagaroperationerna. Blödningen kontrollerades dock lätt i alla fall med kompression från en bomullsspetsapplikator. Ett prov lossnade från det subkapsulära utrymmet och återhämtades inte efter förklaring även efter 7 dagar.
Tidigare explanterades ventilbladen genom att ta bort dem från det subkapsulära utrymmet och inbäddade, sektionerade och färgade utan någon fäst aortavävnad. Denna metod är emellertid suboptimal eftersom broschyrerna själva är extremt små, tunna och transparenta, vilket resulterar i förlust av flera prover vid bearbetning. Istället rekommenderas att ta bort njuren en bloc och bädda in och sektionera vävnaden medan den fortfarande är säkrad under njurkapseln för att säkerställa att inga prover går förlorade. Dessutom minimerar detta tillvägagångssätt trauma och manipulation av bipacksedeln.
Kritiska steg
De kritiska stegen i proceduren är att upprätta ett kirurgiskt anestesiplan, skära bukväggen över njurarna, ta ut njuren, höja den subkapsulära klaffen, införa den heterotopiska transplantationsvävnaden, erhålla hemostas, återföra njuren till anatomisk position och stänga huden.
Ändringar och felsökning
Även om detta är den första beskrivningen av transplantation av hjärtvävnad under njurkapseln, har flera andra beskrivit transplantation av andra vävnadstyper i det renala subkapsulära utrymmet 20,22,23,24,25,26,27. I detta protokoll gjordes mindre justeringar av tidigare subkapsulära modeller för att optimera tekniken och minimera komplikationer. Specifikt, medan andra har rekommenderat att använda Vannas fjädersax för att göra det första snittet i njurkapseln20,26, är det mer troligt att denna metod orsakar trauma mot det underliggande parenkymet och resulterar i subkapsulär hematombildning. För mycket blödning kommer att resultera i distans av kapseln och äventyra säkerheten för den transplanterade26. Därför bör trubbiga pincett användas för att öppna kapseln. Dessutom, medan vissa protokoll förespråkar placering av kommersiella produkter med homostatisk egenskap över kapselsnittet26,31, är detta steg onödigt så länge vävnaden är tillräckligt avancerad i subkapselfickan.
Hos större råttor kan njuren vara täckt av perirenalt fett, och externalisering av njuren via lyft med böjda pincett kanske inte är genomförbart. I dessa fall är det bäst att externalisera njuren genom att försiktigt dra perirenalfettet med pincett och dra njuren ur bukhålan utan att orsaka skador eller blödningar.
Jämförelse med befintliga heterotopiska transplantationsmodeller
Medan flera andra djurmodeller för heterotopisk aortaklafftransplantation tidigare har beskrivits 12,13,14,15,16,17,18, ger det nuvarande protokollet ett enkelt och mer praktiskt alternativ som förbättrar tidigare modeller på flera sätt. För det första, på grund av procedurens tekniskt enkla karaktär, krävs mycket lite utbildning för att fungera framgångsrikt. Detta står i bjärt kontrast till tidigare beskrivna heterotopiska aortaklafftransplantationer i bukaorta. Därför ger denna modell ett mer praktiskt och kostnadseffektivt alternativ för att studera aortaklafftransplantation samtidigt som råttornas sjuklighet, smärta och dödlighet minimeras. Dessutom, eftersom endast en aortaklaffbroschyr behövs för mottagaroperationen och varje donatorråtta tillhandahåller tre broschyrer, krävs färre donatorråttor för ett visst experiment. Dessutom kan implantering av vävnad i den kontralaterala njuren eller en separat subkapsulär ficka möjliggöra intern kontroll eller jämförelse av immunsvar mot olika vävnader inom en enda råtta. I det här fallet är det bästa tillvägagångssättet via ett mittlinje laparotomi snitt.
Förutom de djurmodeller som beskriver heterotopisk aortaklafftransplantation i bukaorta, har andra studier använt en subkutan modell för att studera immunogeniciteten hos aortaklaffar32. Även om detta tillvägagångssätt utan tvekan är enklare än transplantation i bukaorta, tyder befintliga bevis på att subkutan implantation är en mindre effektiv metod för antigenpresentation33,34. Det implanterade provet är också utmanande att hitta och analysera. Därför föreslås det renala subkapsulära utrymmet som ett implantationsställe som både förenklat men ändå optimalt för att studera aortaklafftransplantationsbiologi.
Sammanfattningsvis fungerar den nyligen föreslagna modellen som ett tillägg till forskarnas armamentarium för att studera hjärtklafftransplantation och kompletterar de tidigare beskrivna modellerna.
Begränsningar
Även om transplantation av aortaklaffblad under njurkapseln är en effektiv metod för att studera alloimmunity in vivo, finns det vissa begränsningar i denna modell. Medan det subkapsulära utrymmet är väl vaskulariserat, erbjuder det inte samma hemodynamiska miljö som sub-koronarpositionen. Detta kan påverka immunsvaret mot transplanterad vävnad. Vissa har antagit att de distinkta immunegenskaperna som observerats i ventilvävnad kan bero på högtrycksblodflödet över aortaklaffen i sub-koronarpositionen, vilket upphäver det kemotaktiska svaret 28,35. Dessutom är denna modell otillräcklig för att studera effekten av alloreaktivitet på ventilfunktionen eftersom broschyrerna inte utför sin fysiologiska funktion under njurkapseln. Liknande begränsningar finns dock för de heterotopiska transplantationsmodellerna för bukaorta eftersom framgången för dessa modeller är beroende av att göra ventilbladen inkompetenta för att undvika transplantattrombos15,36.
Begränsningar av protokollet inkluderar möjligheten att vävnad lossnar från det renala subkapsulära utrymmet och inte kan återvinnas (1 av 36 djur). En annan begränsning är djurets död under operationen (1 av 36 djur); Dödsfallet orsakades dock av överdosering av buprenorfin, och andra metoder för dosering av analgesi kan användas.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Författarna förklarar att forskningen genomfördes i avsaknad av kommersiella eller finansiella relationer som kan tolkas som en potentiell intressekonflikt.
Acknowledgments
Bild 1 skapades med biorender.com. Detta arbete stöddes delvis av AATS Foundation Surgical Investigator Program till TKR, Children's Excellence Fund som innehas av Institutionen för pediatrik vid Medical University of South Carolina till TKR, ett Emerson Rose Heart Foundation-bidrag till TKR, Filantropi av senator Paul Campbell till TKR, NIH-NHLBI Institutional Postdoctoral Training Grants (T32 HL-007260) till JHK och BG, och Medical University of South Carolina College of Medicine Pre-clerkship FLEX Research Fund till MAH.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 0.9% Sodium Chlordie, USP | Baxter | NDC 0338-0048-04 | |
| 4-0 Polyglactin 910 | Ethicon | J415H | |
| 7.5% Povidone-Iodine | CareFusion | 29904-004 | |
| 70% ETOH | Fisher Scientific | BP82031GAL | |
| Anesthesia induction chamber | Harvard Apparatus | 75-2030 | Air-tight inducton chamber for rats |
| Anesthesia machine | Harvard Apparatus | 75-0238 | Mobile Anesthesia System with Passive Scavenging |
| Anesthesia Mask | Harvard Apparatus | 59-8255 | Rat anesthesia mask |
| Brown Norway Rats (BN/Crl) | Charles River | Strain Code 091 | Male, 5-7 weeks, 100-200 g |
| Buprenorphine Hydrochloride, 0.3 mg/mL | PAR Pharmaceutical | NDC 42023-179-05 | 0.03 mg/kg, administered subcutaneously |
| Electric hair clippers | WAHL | 79434 | |
| Electric Heating Pad | Harvard Apparatus | 72-0492 | Maintained at 36-38 °C |
| Heparin | Sagent Pharmaceuticals | NDC 25021-400-10 | 100U/100g injection into the left atrium |
| Insulin Syringe, 1 mL | Fisher Scientific | 14-841-33 | |
| Iris forceps curved | World Precision Instruments | 15917 | |
| Iris forceps straight | World Precision Instruments | 15916 | |
| Isoflurane, USP | Piramal Critical Care | NDC 66794-017-25 | Induced at 5% isoflurance in oxygen and maintained with 3.5% isoflurane in oxygen |
| Lewis Rats (LEW/ Crl) | Charles River | Strain Code 004 | Male, 5-7 weeks, 100-200 g |
| Micro forceps | World Precision Instruments | 500233 | Dumont #5 |
| Micro scissors | World Precision Instruments | 501930 | Spring-loaded Vannas Scissors |
| Needle Driver | World Precision Instruments | 500226 | Ryder Needle Driver |
| Operating microscope | AmScope | SM-3BZ-80S | 3.5x - 90x Stereo Microscope |
| Petri Dish | Fisher Scientific | FB0875714 | |
| Petrolatum ophthalmic ointment | Dechra | NDC 17033-211-38 | |
| Skin staples | Ethicon | PXR35 | Proximate 35 |
| Sterile cotton swabs | Puritan | 25-806 1WC | |
| Sterile gauze sponges | Fisher Scientific | 22-037-902 | |
| Surgical Scissors | World Precision Instruments | 1962C | Metzenbaum Scissors |
| University of Wisconsin Buffer (Servator B) | S.A.L.F S.p.A. | 6484A1 | Stored at 4 °C |
References
- Van Der Linde, D., et al. Birth prevalence of congenital heart disease worldwide: A systematic review and meta-analysis. Journal of the American College of Cardiology. 58 (21), 2241-2247 (2011).
- Jacobs, J. P., et al. Reoperations for pediatric and congenital heart disease: An analysis of the Society of Thoracic Surgeons (STS) congenital heart surgery database. Seminars in Thoracic and Cardiovascular Surgery: Pediatric Cardiac Surgery Annual. 17 (1), 2-8 (2014).
- Syedain, Z. H., et al. Pediatric tri-tube valved conduits made from fibroblast-produced extracellular matrix evaluated over 52 weeks in growing lambs. Science Translational Medicine. 13 (585), 1-16 (2021).
- Khan, M. S., Samayoa, A. X., Chen, D. W., Petit, C. J., Fraser, C. D. Contemporary experience with surgical treatment of aortic valve disease in children. Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 146 (3), 512-521 (2013).
- Boyd, R., Parisi, F., Kalfa, D. State of the art: Tissue engineering in congenital heart surgery. Seminars in Thoracic and Cardiovascular Surgery. 31 (4), 807-817 (2019).
- Feins, E. N., Emani, S. M. Expandable valves, annuloplasty rings, shunts, and bands for growing children. Seminars in Thoracic and Cardiovascular Surgery: Pediatric Cardiac Surgery Annual. 23, 17-23 (2020).
- Lintas, V., et al. TCT-795 Human cell derived off-the-shelf tissue engineered heart valves for next generation transcatheter aortic valve replacement: a proof-of-concept study in adult sheep. Journal of the American College of Cardiology. 70 (18), 271 (2017).
- Blum, K. M., Drews, J. D., Breuer, C. K. Tissue-engineered heart valves: A call for mechanistic studies. Tissue Engineering Part B: Reviews. 24 (3), 240-253 (2018).
- Bernstein, D., et al. Cardiac growth after pediatric heart transplantation. Circulation. 85 (4), 1433-1439 (1992).
- Delmo Walter, E. M., et al. Adaptive growth and remodeling of transplanted hearts in children. Europeon Journal of Cardiothoracic Surgery. 40 (6), 1374-1383 (2011).
- Simon, P., et al. Growth of the pulmonary autograft after the Ross operation in childhood. Europeon Journal of Cardiothoracic Surgery. 19 (2), 118-121 (2001).
- Oei, F. B. S., et al. A size-matching heterotopic aortic valve implantation model in the rat. Journal of Surgical Research. 87 (2), 239-244 (1999).
- Oei, F. B. S., et al. Heart valve dysfunction resulting from cellular rejection in a novel heterotopic transplantation rat model. Transplant International. 13, SUPPL. 1 (2000).
- El Khatib, H., Lupinetti, F. M. Antigenicity of fresh and cryopreserved rat valve allografts. Transplantation. 49 (4), 765-767 (1990).
- Yankah, A. C., Wottge, H. U. Allograft conduit wall calcification in a model of chronic arterial graft rejection. Journal of Cardiac Surgery. 12 (2), 86-92 (1997).
- Moustapha, A., et al. Aortic valve grafts in the rat: Evidence for rejection. Journal of Thoracic and Cardiovascualr Surgery. 114 (6), 891-902 (1997).
- Légaré, J. F., et al. Prevention of allograft heart valve failure in a rat model. Journal of Thoracic and Cardiovascualr Surgery. 122 (2), 310-317 (2001).
- Legare, J. F., Lee, T. D. G., Creaser, K., Ross, D. B., Green, M. T lymphocytes mediate leaflet destruction and allograft aortic valve failure in rats. The Annals of Thoracic Surgery. 70 (4), 1238-1245 (2000).
- Niimi, M. The technique for heterotopic cardiac transplantation in mice: Experience of 3000 operations by one surgeon. Journal of Heart and Lung Transplantation. 20 (10), 1123-1128 (2001).
- Burgin, M., et al. Kidney Subcapsular Allograft Transplants as a Model to Test Virus-Derived Chemokine-Modulating Proteins as Therapeutics. Methods in molecular biology. 2225, Clifton, N.J. 257-273 (2021).
- Foglia, R. P., DiPreta, J., Donahoe, P. K., Statter, M. B. Fetal allograft survival in immunocompetent recipients is age dependent and organ specific. Annals of Surgery. 204 (4), 402-410 (1986).
- Cunha, G. R., Baskin, L. Use of sub-renal capsule transplantation in developmental biology. Differentiation. 91 (4-5), 4-9 (2016).
- Hori, J., Joyce, N., Streilein, J. W. Epithelium-deficient corneal allografts display immune privilege beneath the kidney capsule. Investigative Opthalmology & Visual Science. 41 (2), 443-452 (2000).
- Mandel, T., et al. transplantation of organ cultured fetal pig pancreas in non-obese diabetic (NOD) mice and primates (Macaca fascicularis). Xenotransplantation. 2 (3), 128-132 (1995).
- Ricordi, C., Flye, M. W., Lacy, P. E. Renal subcapsular transplantation of clusters of hepatocytes in conjunction with pancreatic islets. Transplantation. 45 (6), 1148-1150 (1988).
- Shultz, L. D., et al. Subcapsular transplantation of tissue in the kidney. Cold Spring Harbor Protocols. 2014 (7), 737-740 (2014).
- Vanden Berg, C. W., et al. Renal subcapsular transplantation of PSC-derived kidney organoids induces neo-vasculogenesis and significant glomerular and tubular maturation in vivo. Stem Cell Reports. 10 (3), 751-765 (2018).
- Mitchell, R. N., Jonas, R. A., Schoen, F. J. Pathology of explanted cryopreserved allograft heart valves: Comparison with aortic valves from orthotopic heart transplants. Journal of Thoracic and Cardiovasular Surgery. 115 (1), 118-127 (1998).
- Valante, M., et al. The aortic valve after heart transplantation. Annals of Thoracic Surgery. 60, SUPPL. 2 (1995).
- O'Brien, M. F., Stafford, E. G., Gardner, M. A. H., Pohlner, P. G., McGiffin, D. C. A comparison of aortic valve replacement with viable cryopreserved and fresh allograft valves, with a note on chromosomal studies. Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 94 (6), 812-823 (1987).
- Ng, T. F., Osawa, H., Hori, J., Young, M. J., Streilein, J. W. Allogeneic neonatal neuronal retina grafts display partial immune privilege in the subcapsular space of the kidney. The Journal of Immunology. 169 (10), 5601-5606 (2002).
- Heslop, B. F., Wilson, S. E., Hardy, B. E. Antigenicity of aortic valve allografts. Annals of Surgery. 177 (3), 301-306 (1973).
- Steinmuller, D., Weiner, L. J. Evocation and persistence of transplantation immunity in rats. Transplantation. 1 (1), 97-106 (1963).
- Billingham, R. E., Brent, L., Brown, J. B., Medawar, P. B. Time of onset and duration of transplantation immunity. Plastic and Reconstructive Surgery. 24 (1), 410-413 (1959).
- Tector, A. J., Boyd, W. C., Korns, M. E. Aortic valve allograft rejection. Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 62 (4), 592-601 (1971).
- Sugimura, Y., Schmidt, A. K., Lichtenberg, A., Akhyari, P., Assmann, A. A rat model for the in vivo assessment of biological and tissue-engineered valvular and vascular grafts. Tissue Engineering Methods (Part C). 23 (12), 982-994 (2017).
