Summary
Vi beskriver en preklinisk experimentell metod för att utvärdera metabolisk neuromodulering inducerad av akut djup hjärnstimulering med in vivo FDG-PET. Detta manuskript innehåller alla experimentella steg, från stereotaxisk kirurgi till tillämpning av stimuleringsbehandlingen och förvärv, bearbetning och analys av PET-bilder.
Abstract
Djup hjärnstimulering (DBS) är en invasiv neurokirurgisk teknik baserad på tillämpningen av elektriska pulser på hjärnstrukturer som är involverade i patientens patofysiologi. Trots DBS långa historia är dess verkningsmekanism och lämpliga protokoll fortfarande oklara, vilket belyser behovet av forskning som syftar till att lösa dessa gåtor. I den meningen representerar utvärdering av in vivo-effekterna av DBS med hjälp av funktionella bildtekniker en kraftfull strategi för att bestämma effekten av stimulering på hjärndynamiken. Här beskrivs ett experimentellt protokoll för prekliniska modeller (Wistar-råttor), kombinerat med en longitudinell studie [18F]-fluorodeoxyclucose positronemissionstomografi (FDG-PET), för att bedöma de akuta konsekvenserna av DBS på hjärnans ämnesomsättning. Först genomgick djur stereotaktisk kirurgi för bilateral implantation av elektroder i prefrontal cortex. En postkirurgisk datortomografi (CT) -skanning av varje djur förvärvades för att verifiera elektrodplacering. Efter en veckas återhämtning förvärvades en första statisk FDG-PET för varje opererat djur utan stimulering (D1), och två dagar senare (D2) förvärvades en andra FDG-PET medan djuren stimulerades. För det var elektroderna anslutna till en isolerad stimulator efter administrering av FDG till djuren. Således stimulerades djuren under FDG-upptagningsperioden (45 min) och registrerade de akuta effekterna av DBS på hjärnans ämnesomsättning. Med tanke på den utforskande karaktären hos denna studie analyserades FDG-PET-bilder med ett voxelmässigt tillvägagångssätt baserat på ett parat T-test mellan D1- och D2-studier. Sammantaget gör kombinationen av DBS- och bildstudier det möjligt att beskriva neuromodulationskonsekvenserna på neurala nätverk, vilket i slutändan hjälper till att avslöja gåtorna kring DBS.
Introduction
Termen neurostimulering omfattar ett antal olika tekniker som syftar till att stimulera nervsystemet med ett terapeutiskt mål1. Bland dem framträder djup hjärnstimulering (DBS) som en av de mest utbredda neurostimuleringsstrategierna i klinisk praxis. DBS består av stimulering av djupa hjärnkärnor med elektriska pulser som levereras av en neurostimulator, implanterad direkt i patientens kropp, genom elektroder placerade i hjärnmålet som ska moduleras genom stereotaktisk kirurgi. Antalet artiklar som utvärderar genomförbarheten av DBS-ansökan vid olika neurologiska och psykiatriska störningar växer kontinuerligt2, även om endast några av dem har godkänts av Food and Drug Association (FDA) (dvs. essentiell tremor, Parkinsons sjukdom, dystoni, tvångssyndrom och medicinskt eldfast epilepsi)3 . Dessutom är ett stort antal hjärnmål och stimuleringsprotokoll under forskning för DBS-behandling av många fler patologier än officiellt godkända, men ingen av dem anses vara definitiva. Dessa inkonsekvenser i DBS-forskning och kliniska förfaranden kan delvis bero på brist på fullständig förståelse för dess verkningsmekanism4. Därför görs enorma ansträngningar för att dechiffrera in vivo-effekterna av DBS på hjärndynamiken, eftersom varje framsteg, hur litet det än är, kommer att hjälpa till att förfina DBS-protokoll för större terapeutisk framgång.
I detta sammanhang öppnar molekylära avbildningstekniker ett direkt fönster för att observera in vivo neuromodulerande effekter av DBS. Dessa tillvägagångssätt ger möjlighet att inte bara bestämma effekterna av DBS medan den tillämpas utan också att avslöja arten av dess konsekvenser, förhindra oönskade biverkningar och klinisk förbättring och till och med anpassa stimuleringsparametrar till patientens behov5. Bland dessa metoder är positronemissionstomografi (PET) med användning av 2-deoxi-2-[18F] fluor-D-glukos (FDG) av särskilt intresse eftersom det ger specifik information i realtid om aktiveringstillståndet för olika hjärnregioner6. Specifikt ger FDG-PET-avbildning en indirekt utvärdering av neural aktivering baserat på den fysiologiska principen om metabolisk koppling mellan neuroner och gliaceller6. I den meningen har flera kliniska studier rapporterat DBS-modulerade hjärnaktivitetsmönster med FDG-PET (se3 för granskning). Icke desto mindre medför kliniska studier lätt flera nackdelar när man fokuserar på patienter, såsom heterogenitet eller rekryteringssvårigheter, vilket starkt begränsar deras forskningspotential6. Detta sammanhang leder forskare att använda djurmodeller av mänskliga tillstånd för att utvärdera biomedicinska tillvägagångssätt före deras kliniska översättning eller, om de redan tillämpas i klinisk praxis, för att förklara det fysiologiska ursprunget till terapeutiska fördelar eller biverkningar. Således, trots de stora avstånden mellan mänsklig patologi och det modellerade tillståndet hos laboratoriedjur, är dessa prekliniska tillvägagångssätt väsentliga för en säker och effektiv övergång till klinisk praxis.
Detta manuskript beskriver ett experimentellt DBS-protokoll för murina modeller, kombinerat med en longitudinell FDG-PET-studie, för att bedöma de akuta konsekvenserna av DBS på hjärnans ämnesomsättning. De resultat som erhålls med detta protokoll kan hjälpa till att avslöja de invecklade modulerande mönster som induceras på hjärnaktivitet av DBS. Därför tillhandahålls en lämplig experimentell strategi för att undersöka in vivo konsekvenserna av stimulering, vilket gör det möjligt för kliniker att förutse terapeutiska effekter under specifika omständigheter och sedan anpassa stimuleringsparametrar till patientens behov.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Försök på djur utfördes i enlighet med Europeiska gemenskapernas råds direktiv 2010/63/EU och godkändes av etikkommittén för djurförsök vid sjukhuset Gregorio Marañón. En grafisk sammanfattning av experimentprotokollet visas i figur 1A.
1. Lokalisering av hjärnmål genom in vivo neuroimaging
- Förberedelse av djur
OBS: Wistar-hanråttor på ~300 g användes.- Placera djuret i en anestesiinduktionslåda och försegla toppen.
- Slå på sevofluranförångaren (5% för induktion i 100%O2). När råttan är bedövad, byt gasflödet till näskotten. Bekräfta anestesitillståndet genom att klämma fast råtta tassen.
- Lägg djuret liggande på CT-bädden och bibehåll sevoflurananestesi (3% för underhåll i 100%O2).
- CT-avbildning
OBS: Val av strömstyrka, spänning, antal projektioner, antal skott och voxelupplösning beror på CT-skannern. Här användes följande parametrar: 340 mA, 40 KV, 360 utsprång, 8 skott och 200 μm upplösning 7,8,9.- Fäst ansiktsmasken eller näskonen på råttan.
- Säkra råttkroppen vid huvudet, axlarna, höfterna och svansen med silketejp för att ge tillräckligt med återhållsamhet utan skador.
- Övervaka råttan kontinuerligt.
- Leta reda på huvudet i mitten av CT-skannerns synfält.
- Fortsätt att hämta CT-bilden med hjälp av förvärvsparametrar enligt skannerns specifikationer.
- Efter 10 minuter, när in vivo CT-skanningen har slutförts, stoppa sevofluranflödet och placera råttan i MR-skannern.
- MR-avbildning
OBS: Specifikationerna för skanningsförvärv varierar mellan skannrar, inklusive olika programvarusystem och ännu viktigare, den specifika forskningsfrågan. Här användes en 7-Tesla-skanner. En T2-viktad spinnekosekvens 7,8,9 med TE = 33 ms, TR = 3732 ms och en skivtjocklek på 0,8 mm (34 skivor), matrisstorlek på 256 x 256 pixlar med ett synfält på 3,5 x 3,5 cm2 användes.- Lägg djuret liggande på MR-sängen och bibehåll sevoflurananestesi (3% för underhåll i 100% O2).
- Fäst huvudet på en stereotaktisk ram placerad på skannerbädden för att undvika huvudrörelser under MR-förvärv. Säkra också resten av råttkroppen med silkeband.
- Leta reda på huvudet i mitten av MR-skannerns synfält.
- När positionen är korrekt, fortsätt att skaffa MR-bilden.
- När MR-skanningen in vivo är klar, stoppa sevofluranflödet och placera råttan i buren.
- Leta reda på en värmelampa nära buret eftersom råttor vanligtvis sänker kroppstemperaturen under skanningen.
- Övervaka råttan tills återhämtning från anestesi.
- Atlas samlokalisering och beräkning av målkoordinater
- När CT- och MR-bilder har förvärvats och rekonstruerats enligt skannerns rekommendationer, samregistrera CT- och MR-bilderna.
- Använd en bildbehandlingsprogramvara för att rumsligt normalisera CT och MR med hjälp av en automatisk styv registreringsalgoritm baserad på ömsesidig information10.
- Lokalisera Bregma-linjen i den samregistrerade bilden och mät avståndet i den främre/bakre (AP: +3,5 mm), mittlinjen/laterala (ML: +0,6 mm) och dorsoventrala (DV: -3,4 mm) axeln från Bregma till målet (dvs. medial prefrontal cortex, mPFC), enligt Paxinos och Watson råtthjärnatlas11.
OBS: Koordinater från Bregma till målet kan skilja sig åt mellan råttor när vikt, storlek, kön och ras är olika.
2. Stereotaxisk kirurgi
VARNING: Autoklavera allt kirurgiskt material, implantat och stereotaxiska enheter före användning och desinficera det kirurgiska området för att undvika infektioner och komplikationer som kan påverka djurens välbefinnande. Använd sterila kirurgiska handskar och täck djuret med klibbiga draperier för att förhindra kontaminering.
- Djurberedning och anestesi
- Djuren administrerades 0,1 mg/kg buprenorfin intraperitonealt dagen före operationen. Placera djuret i en anestesiinduktionsboxkammare och försegla toppen.
- Slå på sevofluranförångaren (5% för induktion i 100%O2).
- När råttan är liggande, stäng av sevofluranförångaren och ta bort råttan från lådkammaren.
- Administrera intraperitonealt en blandning av ketamin (100 mg/kg) och xylazin (10 mg/kg) för att bedöva djuret.
- Vänta tills djuret är helt bedövat. Kontrollera anestesinivån genom att klämma fast det interdigitala området.
- Raka området mellan öronen och ögonen.
- Placering i stereotaktisk ram och kraniotomi
- Placera djuret i benäget läge på den stereotaktiska ramen och använd huvudhållaradaptern för råttor för att hålla djuret i rätt position under operationen.
- Säkerställ huvudets oändlighet genom att använda råttöronstängerna. Var försiktig med införandet av öronstängerna, eftersom en för djup insättning kan skada trumhinnan.
- Applicera oftalmisk smörjgel på ögonen för att förhindra torrhet under operationen och täck dem med steril gasbindning.
- Täck djuret med klibbiga draperier för att förhindra kontaminering.
- Applicera jodopovidionlösning på det rakade området och rengör det med sterilt gasbind.
- Applicera mepivakain i gel på det rakade området för att bedöva det lokala området.
- Gör ett längsgående snitt i huden som ligger över skallen mellan öronen och sträcker sig 1,5-2 cm från lambda till Bregma (dvs från kranialhörnet mot ögonen).
- Exponera skallen med hjälp av 2 eller 3 klämmor. Ta bort periosteum med en bomullsknopp och rengör blodet med saltlösning för att exponera Bregma och sagittala suturer. Ta bort överskottet av saltlösning med gasbindning.
- Skrapa skalleytan med en skalpell för att förbättra tandcementvidhäftningen. Rengör området med en bomullsknopp som blötläggs i väteperoxid.
- Elektrodplacering och fixering till skallen
- Räta ut elektroderna med plastpincett för att säkerställa rätt placering under operationen.
OBS: Koncentriska bipolära platina-iridiumelektroder med marken används i detta protokoll. - Leta reda på en elektrod på hållaren på den stereotaktiska ramens högra arm.
OBS: Det kan vara nödvändigt att anpassa hållaren till elektroden för att fixera den bättre (se figur 1B). Se till att elektroden är parallell med hållarens axel. - Flytta den högra armen som håller elektroden genom den stereotaxiska ramen och placera elektrodens spets exakt över Bregma. Försök att föra elektrodspetsen så nära skallen som möjligt men utan att röra vid den för att undvika deformation av elektroden och notera de resulterande koordinaterna för Bregma som tillhandahålls av den stereotaxiska ramen. Gör ett märke på skallen som indikerar elektrodens ursprungliga position med en kirurgisk penna.
- Flytta hållaren till AP- och ML-koordinaterna som erhållits i steg 1.4.3 och gör ett märke på skallen med en kirurgisk penna som indikerar elektrodmålets position.
- Ta bort den stereotaktiska ramens högra arm som håller elektroden. Var försiktig så att du inte rör vid något med elektroden.
- Använd en liten elektrisk borr för att göra ett hål genom skallen (ca 1-1,5 mm i diameter) i målläget tills dura är synlig. Stoppa blödningar med en bomullsknopp.
- Borra 4 hål längs skallen för att hitta 4 skruvar (helst rostfria skruvar med en längd på 2-3 mm) för att öka ytan på tandcementet och för att lokalisera marken. Fäst de 4 skruvarna.
- Leta reda på den stereotaktiska ramens högra arm med rätt elektrod. Flytta armen till det beräknade läget, vilket bör sammanfalla med hålet. Sänk sedan elektroden tills den vidrör dura mater. Denna position kommer att fungera som 0-nivå i DV-riktningen.
- Sätt i elektrodens spets i DV-riktningen med DV-läget i steg 1.4.3. Rengör blodet och cerebrospinalvätskan runt elektrodens område med en bomullsknopp.
- Fäst marken på en av skruvarna närmast elektroden.
- Applicera tandcement runt elektroden och skruvarna och var noga med att forma tandcementet och undvik skarpa kanter, vilket kan skada djuret. Tandcement appliceras i ett lager för att förhindra överhettning / termisk skada på vävnaden / skallen. Tjocka lager kräver mer tid att härda innan ytterligare lager läggs till. Se till att tandcementet är helt härdat innan du tar bort elektroden från hållaren.
VARNING: Beredningen av tandcementet ger upphov till utsläpp av giftiga ångor från blandningen, som avslutas med stelningen av cementet. Använd därför en skyddsmask som är effektiv mot kemiska gaser från denna punkt och fram till slutet av operationen. - Upprepa samma procedur från steg 2.3.2-2.3.11 för den andra hjärnhalvan.
- Applicera mer tandcement för att bilda ett lock utan att täcka elektroden. Vänta tills det härdar.
- Använd flätad naturlig silke icke-absorberbar sutur 1/0, med en triangelnål, för att suturera framför och bakom locket. Om det behövs, ta bort de icke-absorberbara suturerna vid en viss tidpunkt beroende på kroppsregionen där de är belägna. Använd en jodopovidlösning för att desinficera det kirurgiska området.
- Ta bort råttan från den stereotaktiska ramen.
- Räta ut elektroderna med plastpincett för att säkerställa rätt placering under operationen.
- CT-avbildning för bekräftelse av elektrodplacering
- Utför steg 1.2.4-1.2.5 och se figur 1C.
- När CT-skanningen in vivo är klar, placera råttan i buren.
- Följ steg 1.3.6. och 1.3.7.
- Postoperativ vård
- Administrera antibiotika (ceftriaxon, 100 mg/kg, subkutant) i 5 dagar och smärtstillande (buprenorfin, 0,1 mg/kg, intraperitoneal) i 3 dagar som postoperativ vård. Denna antibiotikabehandling kan förlängas i 5 dagar om några tecken på infektion (rodnad, svullnad och exsudat) observeras runt locket.
- Utför en visuell inspektion av varje djur dagligen, leta efter tecken på smärta eller nöd och rengör locket med jodonovidionlösning.
- Ge intensivvård i upp till 1 vecka efter operationen.
3. PET / CT-bildförvärv
OBS: Varje djur genomgår två PET / CT-studier (dvs. i frånvaro och under DBS-administrering) under inhalerad anestesi för att bedöma de akuta effekterna som induceras av den elektriska stimuleringen. Båda skanningssessionerna följer samma bildförvärvsprotokoll och utförs 1 vecka efter operationen (D1, utan stimulering) och 2 dagar senare (D2, under DBS).
- Djurberedning och anestesi
- Snabba råttan i 8-12 timmar före varje PET-skanning för att möjliggöra högre hjärnupptag av FDG, vilket förbättrar signal-brusförhållandet12.
- Placera djuret i en anestesiinduktionslåda och försegla toppen.
- Slå på sevofluranförångaren (5% för induktion i 100%O2).
- När råttan är bedövad, byt gasflödet till näskotten.
- FDG-injektion och upptagningsperiod
VARNING: FDG är en radiotracer, så överväg strålskyddsåtgärder för att undvika exponering för radioaktivitet. Bekräfta att institutionen har all tillåtelse att arbeta med radioaktiva föreningar.- Förvara injektionsflaskan med FDG inuti ett blyfodrat skåp tills det används för att undvika oönskad exponering för radioaktivitet.
- Fyll en liten mätspruta (~27G) med ~37 MBq av FDG-lösningen i mindre möjliga volym, mätt i en aktivitetsmätare.
- Placera en värmepanna under djurets svans eller använd infrarött ljus för att utvidga svansvenerna.
- När sidovenerna är uppenbara i toppen av svansen, rengör området med sanitetsalkohol (96%).
- Injicera FDG-lösningen genom en av de laterala svansvenerna, närma sig venen med en spruta parallellt med dess bana och med nålens avfasning uppåt.
- Stäng av anestesin och placera djuret tillbaka i buret för att återhämta sig helt under en värmelampa.
- Tillåt 45 minuters radiotracerupptag innan du startar bildtagningssessionen. Under denna period, håll djuret vaken och inuti en blyskärmad kammare.
- När det gäller D2-studien, leverera DBS enligt beskrivningen nedan i avsnitt 4 (Administrering av elektrisk stimulering) under FDG-upptagningsperioden.
- PET-förvärv och bildrekonstruktion
OBS: PET-bildförvärvsspecifikationer beror på skannern och skanningstiden. För detta protokoll förvärvades en statisk PET-bild i 45 minuter med en smådjurs PET / CT-skanner, med ett energifönster på 400-700 keV 7,8,9. Granska specifikationerna för PET / CT-utrustningen innan du utformar förvärvsprotokollet.- 45 min efter FDG-injektion, placera djuret i en anestesiinduktionslåda och försegla toppen.
- Slå på sevofluranförångaren (5% för induktion i 100%O2).
- Överför djuret till PET/CT-bädden och lägg det i ryggläge, säkra näsan mot anestesinoskonen och bibehåll sevoflurananestesi (3% för underhåll i 100%O2). Bekräfta anestesitillståndet genom att klämma fast råtta tassen.
- Upprepa steg 1.2.2 och 1.2.3.
- Leta reda på huvudet i mitten av PET-skannerns synfält.
- Hämta den statiska PET-bilden med hjälp av förvärvsparametrar enligt skannerns specifikationer.
- Fortsätt att rekonstruera bilden med hjälp av en 2D-OSEM (ordnad delmängdsförväntningsmaximeringsalgoritm) och tillämpa förfalls- och dödtidskorrigeringar 7,8,9.
- När PET-skanningen in vivo är klar, behåll flödet av sevofluran till råttan för att därefter fortsätta till CT-förvärvet utan att förskjuta djurets huvudposition på skannerbädden.
- CT-förvärv
- Utan att ändra djurets position i förhållande till det tidigare PET-förvärvet, fortsätt att förvärva CT-bilden.
- Upprepa steg 1.2.3-1.2.5.
- När CT-skanningen in vivo är klar, stoppa sevofluranflödet och placera råttan i respektive bur för återhämtning.
- Följ steg 1.3.6. och 1.3.7.
- Håll djuret i en blyskärmad kammare tills fullständigt radioaktivitetsförfall.
4. Administrering av elektrisk stimulering
OBS: Elektrisk stimulering levereras under FDG-upptagningsperioden i D2-bildsessionen. För detta protokoll levererades stimuleringen med en isolerad stimulator, med en högfrekvent (130 Hz) elektrisk stimulering i ett konstant strömläge, 150 μA, och en pulsbredd på 100 μs 7,13,14.
- Konfiguration av DBS-stimulator
- Förbered den isolerade stimulatorn och de nödvändiga ledningarna i ett brett och tyst rum, med tillräckligt med utrymme för djurburarna och minimal påverkan av potentiellt störande stimuli.
- Anslut stimuleringstrådarna till svivlarna så att djuren fritt kan röra sig i sina burar och till stimulatorn.
- Ställ in stimuleringsparametrarna enligt studiens behov.
- Använd ett oscilloskop för att kontrollera aktuellt läge, frekvens och pulsbredd. Bekräfta den bifasiska vågformen med en rektangulär pulsform (figur 1D).
- DBS-leverans
- Efter D1-avbildningssessionen och fram till D2-förvärvet, utsätt djuren för ett dagligt tillvänjningsprotokoll (45 min / dag) för att vänja dem vid stimuleringssystemet och operatörens hantering, för att undvika oönskade stressreaktioner i D2. Anslut stimuleringssystemet till varje djur, men utan att slå på stimuleringen.
- När stimulatorn har ställts in och djuret har injicerats med FDG, anslut sviveln till elektroderna och slå på stimulatorn.
- Efter 45 min, stäng av stimulatorn, koppla bort djuret från svängningen och överför det snabbt till en anestesiinduktionskammare för att börja steg 3.3.
Figur 1: Experimentell design . (A) Sammanfattning av de experimentella steg som följts i detta protokoll. (B) Representativa bilder av en hållaranpassning för bättre fixering av elektroden, med (vänster) och utan (höger) en elektrod. (C) Smält bild av en MR med en CT av ett opererat djur, som visar rätt elektrodplacering i den mediala prefrontala cortexen (mPFC). (D) Skärmdump av oscilloskopskärmen som visar den bifasiska stimuleringsvågformen. Klicka här för att se en större version av denna siffra.
5. PET-bildbehandling och analys
OBS: Följ samma bildbehandling på bilder från D1 och D2 för att få jämförbara data för efterföljande voxelvis statistisk analys.
- Rumslig registrering av PET-bilder
- Använd specialiserad programvara för bildbehandling. Hela registreringsarbetsflödet illustreras i figur 2.
- Centrera och beskära varje PET- och CT-bild till synfältet. Registrera PET-bilden till dess CT med hjälp av en automatisk styv registreringsalgoritm baserad på ömsesidig information15.
OBS: Styva registreringsmetoder är endast lämpliga om det inte finns några signifikanta skillnader i kroppsvikt eller storlek mellan djur. Annars kan du överväga att använda elastiska metoder. - Registrera varje CT-bild till en referens-CT rumsligt registrerad till Paxinos och Watson råtthjärnatlas11 som i steg 5.1.2. Spara de resulterande omvandlingsparametrarna.
- Använd de transformationsparametrar som erhålls i steg 5.1.3. till varje registrerad PET-bild som erhåller PET-bilden registrerad på referens-CT-bilden.
- Spara alla de slutliga PET-bilderna i Nifti-format.
- Intensitetsnormalisering och utjämning av PET-bilder
Intensitetsnormalisering och utjämning utförs med olika interna skript baserat på offentligt tillgängliga resurser.- Jämna ut PET-bilderna med en isotrop Gaussisk kärna på 2 mm Full-Width Half Maximum (FWHM) för att korrigera eventuella registreringsfel.
OBS: Storleken på utjämningsfiltret beror på upplösningen av PET-förvärvet, men det rekommenderas att använda ett filter på 2-3 gånger voxelstorleken på FWHM. - Normalisera intensiteten hos PET-voxelvärdena med hjälp av en lämplig referensklusternormaliseringsmetod16.
- Segmentera en hjärnmask från en referens-MR som är registrerad på referens-CT-bilden.
- Applicera hjärnmasken på varje PET-bild för att utesluta voxlar utanför hjärnan från den voxelvisa analysen.
- Jämna ut PET-bilderna med en isotrop Gaussisk kärna på 2 mm Full-Width Half Maximum (FWHM) för att korrigera eventuella registreringsfel.
- Voxel-vis analys
OBS: Den statistiska analysen, bestående av en voxelvis analys av PET-bilddata, utfördes med hjälp av specialiserad bildanalysprogramvara17.- Jämför D1- och D2 PET-bilder med hjälp av ett parat T-test och ställ in adekvata statistiska signifikanta tröskelvärden.
- Betrakta som definitiva resultat av analysen endast de kluster som är större än 50 intilliggande voxlar för att minska typ I-fel.
- Representera resultaten i T-kartor överlagrade på en T2 MRI, som visar förändringarna i glukoshjärnans metabolism inducerad av DBS (kalla färger för FDG-reduktion och varma färger för FDG-ökning).
Bild 2: Arbetsflöde för registrering av mikro-PET/CT-avbildning. Detaljerade steg i PET-bildens rumsliga normaliseringsbehandling för efterföljande voxel-analys med programvara för statistisk parametrisk kartläggning (SPM). Klicka här för att se en större version av denna siffra.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Djuren offrades med hjälp av CO2 i slutet av studien eller när djurets välbefinnande äventyrades. Ett exempel på en fullständig PET/CT-studie från ett opererat djur visas i figur 3. Således kan elektroden som sätts in i råtthjärnan tydligt observeras i CT-bilden som visas i figur 3A. Denna bildmodalitet ger god anatomisk information och underlättar registreringen av FDG-PET-bilder, med tanke på att funktionella modaliteter tenderar att vara suddigare än strukturella bilder (figur 3A, B). Dessutom visas en sammanslagen bild av FDG-PET- och CT-bilderna av samma djur i figur 3C.
Figur 3: Micro PET / CT-avbildning av råtthjärnan med DBS-elektroder implanterade i mPFC . (A) Sagittal sektion av en CT-bild. (B) Sagittal sektion av en FDG-PET-bild av samma djur som i A. (C) En smält PET/CT-bild var resultatet av överlagring av A- och B-bilder som rumsligt registrerats i samma stereotaxiska utrymme. Klicka här för att se en större version av denna siffra.
Den voxelvisa analysen utförd med SPM12-programvara och som tillhandahålls här som exempel bestod av ett parat T-test mellan D1 (frånvaro av DBS) och D2 (DBS under FDG-upptag) studier, som faktiskt tillhör en tidigare publicerad studie8. Därför visar figur 4 hjärnans metaboliska skillnader mellan båda PET-sessionerna eftersom T-kartor läggs på sekventiella 1 mm tjocka hjärnskivor från en MR-registrering till referens-CT-bilden (CTref). Dessa skillnader bestod av ökningar och minskningar i FDG-upptag visade sig som varma respektive kalla färger. En detaljerad sammanfattning av de statistiska resultaten från analysen visas också i tabell 1. Här indikerar vi den modulerade hjärnregionen, hjärnhalvan där moduleringen observeras, T-statistiken, storleken på klustret i antalet voxlar (k), moduleringsriktningen (dvs hypermetaboliska eller hypometaboliska förändringar) och p-värdena erhållna vid topp- och klusternivåer. Denna typ av tabell fungerar som en detaljerad beskrivning av de modulerande förändringar som observerats i skivöverläggsfiguren.
Figur 4: Parkopplade T-testresultat. T-kartor som härrör från den voxelvisa analysen överlagrad på en T2 MRI registrerad på samma CTref, som visar de metaboliska förändringar som induceras av ett akut DBS-protokoll (D2 vs. D1). Färgfälten längst ned i bilden representerar T-värden som motsvarar regionala ökningar (varma färger) och minskningar (kalla färger) av FDG-upptag (p < 0,005; k > 50 voxlar). Förkortat: AHiPM / AL - Amygdalohippocampal område posteromedial / anterolateral del, Au - Auditory Cortex, Bstm - Brainstem, Cpu - Caudate-putamen, HTh - Hypotalamus, L - Vänster halvklot, PMCo - Posteromedial kortikal amygdaloid kärna, R - Höger halvklot, S1 - Primär somatosensorisk cortex. Denna siffra har modifierats med tillstånd från Casquero-Veiga et al.8. Klicka här för att se en större version av denna siffra.
| D1 vs D2: Stimuleringseffekt | |||||||
| Roi | Sida | T | k | ↓/↑ | p unc. toppnivå | FWE | FWE |
| toppnivå | Klusternivå | ||||||
| Bstm | R & L | 18.39 | 1549 | ↓ | <0.001 | 0.432 | <0.001 |
| AHiPM/AL-PMCo - HTh | L | 10.39 | ↓ | <0.001 | 0.949 | ||
| Processor | L | 37.56 | 738 | ↑ | <0.001 | 0.025 | <0.001 |
| S1-AU | 10.53 | ↑ | <0.001 | 0.947 | |||
| CPu-Pir | R | 17.74 | 695 | ↑ | <0.001 | 0.497 | <0.001 |
| S1-AU | 10.45 | ↑ | <0.001 | 0.948 | |||
Tabell 1: Förändringar i hjärnans metabolism efter akut DBS i mPFC. D1 vs D2: Stimuleringseffekt. Strukturer: AHiPM / AL: Amygdalohippocampal område posterommedial / anterolateral del, Au: Auditory Cortex, Bstm: Brainstem, CPu: Caudate-putamen, HTh: Hypotalamus, Pir: Piriform cortex, PMCo: Posteromedial kortikal amygdaloid kärna, S1: Primär somatosensorisk cortex. ROI: Region av intresse. Sida: Höger (R) och Vänster (L). T: t värde, k: klusterstorlek. Glukosmetabolism: Öka (↑) och minska (↓). p: p-värde, unc.: okorrigerat, FWE: Familjevis felkorrigering. Denna tabell har ändrats med tillstånd från Casquero-Veiga et al.8.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Med tanke på framstegen i förståelsen av hjärnans funktion och de neurala nätverk som är involverade i patofysiologin för neuropsykiatriska störningar, erkänner mer och mer forskning potentialen för DBS i ett brett spektrum av neurologiskt baserade patologier2. Verkningsmekanismen för denna terapi är emellertid fortfarande oklar. Flera teorier har försökt förklara effekterna som erhållits under specifika patologiska och stimuleringsförhållanden, men heterogeniteten i de föreslagna studierna gör det mycket svårt att nå definitiva slutsatser4. Därför, trots stora ansträngningar, finns det ingen verklig konsensus, men antalet patienter som genomgår DBS-intervention fortsätter att växa18. Att förstå DBS-konsekvenserna i hjärnan in vivo gör det möjligt att avslöja vilka stimuleringsparametrar och stimuleringsprotokoll som är mer adekvata för varje patients behov och därmed få en bättre framgångsgrad. I detta sammanhang är icke-invasiva funktionella neuroimaging-modaliteter, såsom FDG-PET, viktiga för att belysa vad som verkligen händer under direkt påverkan av elektrisk stimulering i hjärnan. Till exempel, i det longitudinella protokollet som förklaras här, levereras DBS under radiotracerupptagningsperioden för D2 PET-bilden. Således möjliggör jämförelse av D2 (DBS-ON) och D1 (DBS-OFF) PET-studierna visualisering av hjärnregionerna som moduleras av den elektriska stimuleringen in vivo, eftersom FDG: s "metaboliska fångstegenskaper" tillåter registrering av de kumulativa förändringar som inträffar direkt under stimuleringen13,19.
Sammantaget beskriver detta protokoll en genomförbar strategi för att utvärdera de akuta konsekvenserna av DBS i hjärnan in vivo, men de olika DBS-parameterkombinationerna och protokollen som finns tillgängliga är enorma (t.ex. kontinuerliga kontra intermittenta behandlingar 20, hög kontra lågfrekvent stimulering21), och till och med effekterna av DBS kan skilja sig åt tillsammans med behandlingen på grund av att man drar slutsatsen om direkta förändringar i hjärnnätverket under stimuleringspåverkan22 . Dessutom blir antalet möjligheter ännu större med tanke på det ökande antalet patologier för vilka DBS rekommenderas23. Därför är longitudinella neuroimaging-studier som syftar till att avslöja de neurala aktiveringsmönstren som gör det möjligt att förutsäga det potentiella svaret på DBS-behandling av särskild klinisk relevans24,25. I detta avseende finns det ett stort antal kliniska och prekliniska studier som har utvärderat de terapeutiska effekterna av olika DBS-protokoll av FDG-PET (se3 för granskning). Således finns det flera exempel där det studerade DBS-protokollet motverkar hjärnans metaboliska mönster associerat med patologin under behandling, inducerar en förbättring av patientens symtom och bevisar den kliniska användbarheten av DBS-PET-metoder. Ett exempel på detta finns i stimuleringen av den subcallosala cingulära regionen (SCC) för patienter med behandlingsresistent depression. SCC är metaboliskt hyperaktivt hos omedicinerade patienter med depression26, och denna hyperaktivering normaliseras efter remission av depression genom farmakologisk, psykoterapeutisk eller DBS-behandling27,28,29. Av betydelse var SCC-metabolismen högre hos de patienter som svarade på DBS innan stimuleringen påbörjades jämfört med icke-responders. Denna studie visade en 80% noggrannhet i förutsägelsen av svaret på SCC-DBS29, vilket belyser vikten av avbildning av biomarkörer för att välja potentiella patienter för DBS. Därför återspeglar det förklarade sammanhanget en historia av klinisk framgång för FDG-PET-studier som syftar till att kartlägga hjärnans metaboliska mönster av depression med de terapeutiska resultaten som erhållits med SCC-DBS, vilket bör ligga till grund för liknande tillvägagångssätt med fokus på andra neuropsykiatriska störningar och DBS-protokoll i framtiden.
I den meningen är det särskilt relevant att noggrant överväga den specifika tidpunkten för DBS-protokollet som ska skannas för att observera de fysiologiska effekterna av DBS med hjälp av FDG-PET. Således, trots att samma DBS-parametrar och samma protokoll tillämpas, kommer tidpunkten för bildförvärvet tydligt att bestämma ursprunget till den observerade moduleringen, vilket kan leda till potentiella missförstånd genom att inte beakta alla faktorer som är involverade i det slutliga svaretsom erhållits 8. Därför, medan planeringen av kirurgi är avgörande för att lägga grunden för den efterföljande behandlingen, är utformningen av ett bildförvärvsprotokoll som är lämpligt för konsekvenserna av den stimulering som studeras avgörande för att fullt ut förstå den molekylära mekanismen som ligger till grund för den tillämpade stimuleringsbehandlingen. I linje med detta kan flera faktorer drastiskt ändra svaret på ett specifikt DBS-protokoll (t.ex. stimuleringsparametrar, elektrodinsättning, riktad hjärnstruktur, patologi under behandling, varaktighet och frekvens av DBS-sessioner etc.) 7,8,30. De fenomen som återspeglas av de data som samlats in i FDG-PET-studien beror på den specifika tiden under behandlingen vid vilken bilderna förvärvas. Sedan öppnar alla dessa punkter olika forskningsmöjligheter för att utforska DBS-inducerad modulering och bidra till att förklara mekanismerna bakom denna terapi.
Således, trots de stora skillnaderna som skiljer gnagare och mänskliga hjärnor, bör adekvata metoder genomföras på alla nivåer i syfte att utveckla translationella protokoll. I den meningen bör det inte ignoreras att DBS kräver en mycket invasiv operation baserad på en kraniotomi så att elektroder kan komma åt djupa hjärnstrukturer31. Vid denna tidpunkt finns det två viktiga källor till infektion och inflammatorisk reaktion: å ena sidan den direkta exponeringen av hjärnvävnad under operationen och å andra sidan införandet av två exogena element i ett inre organ, vilket skapar ett insättningsärr genom deras bana mot stimuleringsmålet32. Därför är sterilisering av den kirurgiska utrustningen, upprätthållande av ett rent operationsområde och adekvat postoperativ vård baserad på antibiotika och smärtstillande behandlingar33 avgörande för att säkerställa att ämnet får största möjliga nytta av ingreppet och under de hälsosammaste förhållandena. Dessutom är detta särskilt relevant i FDG-PET-avbildningsstudier, eftersom förekomsten av postkirurgiska komplikationer kan modifiera mönstret för radiotracerupptag med tanke på att inflammatoriska och infektiösa processer tydligt ses som hypermetaboliska signaler34, vilket kan leda till ett modifierat svar på behandlingen eller en överskattning av moduleringen som produceras av DBS.
Denna experimentella metod utsätts dock för vissa begränsningar: För det första är DBS-protokoll vanligtvis långsiktiga, kontinuerliga och kroniska behandlingar. Här visas ett neuroimaging-protokoll för att utvärdera de akuta effekterna av DBS i realtid. Således skulle den tidpunkt som föreslås för neuroimaging-studier inte vara tillräcklig för att få information om DBS-inducerad långsiktig modulering i nära realtid. Det kan dock lägga grunden för att utveckla olika longitudinella metoder för att fungera som grundläggande kunskap för att förstå DBS-härledda svar. För det andra, eftersom friska djur har använts för att illustrera denna metod, kan tillämpningen av de förklarade teknikerna på olika patologiska tillstånd kräva att de anpassas för att säkerställa bättre resultat och optimala djurskyddsförhållanden. Slutligen kräver voxelvisa analyser stora urvalsstorlekar och/eller starka korrektionsfaktorer för att få tillförlitliga resultat, eftersom de alltid påverkas av ett problem med flera statistiska jämförelser. Icke desto mindre är bedömningen av konsekvenserna av DBS på hjärnans metabolism med FDG-PET med ett voxelmässigt tillvägagångssätt en stor fördel på grund av den inneboende utforskande karaktären hos denna metod, vilket möjliggör omfattande analyser av hela hjärnan utan behov av några tidigare antaganden.
Trots de förklarade nackdelarna med att kombinera DBS och FDG-PET ger dessa tillvägagångssätt ett stort fönster av möjligheter. Således är det en stor fördel att få hjärnmetabolisk information icke-invasivt i den meningen att neurofysiologiska data kan samlas in från ämnet under stimulering och vid många olika tillfällen tillsammans med DBS-behandlingen. Dessutom är FDG-PET en neuroimaging-teknik i klinisk miljö, vilket förstärker det translationella tillvägagångssättet som motiverar denna metod. På samma sätt är användningen av FDG-PET ett särskilt lämpligt alternativ eftersom den erhållna signalen, till skillnad från andra bildmetoder, inte påverkas av sekundära snedvridningar i de elektriska eller magnetiska fälten som härrör från neurostimuleringssystemet, vilket kan försämra både bildkvaliteten och systemets prestanda24. Å andra sidan är forskningsintresset för att utvärdera de modulerande konsekvenserna av DBS inte begränsat till terapeutiska fördelar. Faktum är att eftersom DBS är en fokal, modulerande och icke-permanent neurostimuleringsterapi, kan det också hjälpa till att avslöja de neurofunktionella aktivitetsvägarna som utvärderas av molekylära avbildningstekniker och som svar på elektriska stimuli som tillhandahålls av syste35. Denna information kan vara särskilt värdefull för att dechiffrera olösta neurofysiologiska gåtor vid friska och patologiska tillstånd. Slutligen ger metoden som förklaras i detta manuskript förmågan att observera effekterna av DBS-inducerad neuromodulering in vivo, vilket är en kraftfull strategi för att bestämma effekten av stimulering under dess tillämpning. Kort sagt, att förstå in vivo-effekten av DBS hjälper till att förstå de önskade och oönskade effekterna av denna behandling, förutsäga klinisk förbättring och i slutändan anpassa stimuleringsprotokollen till varje patients behov.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Författarna förklarar att det inte finns några intressekonflikter i samband med denna artikel.
Acknowledgments
Vi tackar prof. Christine Winter, Julia Klein, Alexandra de Francisco och Yolanda Sierra för deras ovärderliga stöd i optimeringen av den metod som beskrivs här. MLS stöddes av Ministerio de Ciencia e Innovación, Instituto de Salud Carlos III (projektnummer PI17/01766 och bidragsnummer BA21/0030) som medfinansierades av Europeiska regionala utvecklingsfonden (ERUF), "Ett sätt att skapa Europa". CIBERSAM (projektnummer CB07/09/0031). Delegación del Gobierno para el Plan Nacional sobre Drogas (projektnummer 2017/085); Fundación Mapfre; och Fundación Alicia Koplowitz. MCV stöddes av Fundación Tatiana Pérez de Guzmán el Bueno som stipendiat för denna institution och EU: s gemensamma program - Neurodegenerativ sjukdomsforskning (JPND). DRM stöddes av Consejería de Educación e Investigación, Comunidad de Madrid, medfinansierat av Europeiska socialfonden "Investing in your future" (bidragsnummer PEJD-2018-PRE/BMD-7899). NLR stöddes av Instituto de Investigación Sanitaria Gregorio Marañón, "Programa Intramural de Impulso a la I+D+I 2019". MD-arbetet stöddes av Ministerio de Ciencia e Innovación (MCIN) och Instituto de Salud Carlos III (ISCIII) (PT20/00044). CNIC stöds av Instituto de Salud Carlos III (ISCIII), Ministerio de Ciencia e Innovación (MCIN) och Pro CNIC Foundation, och är ett Severo Ochoa Center of Excellence (SEV-2015-0505).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 7-Tesla Biospec 70/20 scanner | Bruker, Germany | SN0021 | MRI scanner for small animal imaging |
| Betadine | Meda Pharma S.L., Spain | 644625.6 | Iodine solution (iodopovidone) |
| Beurer IL 11 | Beurer | SN87318 | Infra-red light |
| Bipolar cable 50 cm w/50 cm mesh covering up to 100 cm | Plastics One, USA | 305-305 (CM) | |
| Bipolar cable TT2 50 cm up to 100 cm | Plastics One, USA | 305-340/2 | Bipolar cable TT2 50 cm up to 100 cm |
| Buprex | Schering-Plough, S.A | 961425 | Buprenorphine (analgesic) |
| Ceftriaxona Reig Jofré 1g IM | Laboratorio Reig Jofré S.A., Spain | 624239.1 | Ceftriaxone (antibiotic) |
| Commutator | Plastics One, USA | SL2+2C | 4 Channel Commutator for DBS |
| Concentric bipolar platinum-iridium electrodes | Plastics One, USA | MS303/8-AIU/Spc | Electrodes for DBS |
| Driller | Bosh | T58704 | Driller |
| FDG | Curium Pharma Spain S.A., Spain | ----- | 2-[18F]fluoro-2-deoxy-D-glucose (PET radiotracer) |
| Heating pad | DAGA, Spain | 23115 | Heating pad |
| Ketolar | Pfizer S.L., Spain | 776211.9 | Ketamine (anesthetic drug) |
| Lipolasic 2 mg/g | Bausch & Lomb S.A, Spain | 65277 | Ophthalmic lubricating gel |
| MatLab R2021a | The MathWorks, Inc | Support software for SPM12 | |
| MRIcro | McCausland Center for Brain Imaging, University of South Carolina, USA | v2.1.58-0 | Software for imaging preprocessing and analysis |
| Multimodality Workstation (MMWKS) | BiiG, Spain | Software for imaging processing and analysis | |
| Omicrom VISION VET | RGB Medical Devices, Spain | 731100 ReV B | Cardiorrespiratory monitor for small imaging |
| Prevex Cotton buds | Prevex, Finland | ----- | Cotton buds |
| Sevorane | AbbVie Spain, S.L.U, Spain | 673186.4 | Sevoflurane (inhalatory anesthesia) |
| Small screws | Max Witte GmbH | 1,2 x 2 DIN 84 A2 | Small screws |
| Standard U-Frame Stereotaxic Instrument for Rat, 18° Ear Bar | Harvard Apparatus, USA | 75-1801 | Two-arms Stereotactic frame for rat |
| Statistical Parametric Mapping (SPM12) | The Wellcome Center for Human Neuroimaging, UCL Queen Square Institute of Neurology, UK | SPM12 | Software for voxel-wise imaging analysis |
| STG1004 | Multi Channel Systems GmbH, Germany | STG1004 | Isolated stimulator |
| SuperArgus PET/CT scanner | Sedecal, Spain | S0026403 | NanoPET/CT scanner for small animal imaging |
| Suture thread with needle, 1/º | Lorca Marín S.A., Spain | 55325 | Braided natural silk non-absorbable suture 1/0, with triangle needle |
| Technovit 4004 (powder and liquid) | Kulzer Technique, Germany | 64708471; 64708474 | Acrylic dental cement for craniotomy tap |
| Wistar rats (Rattus norvergicus) | Charles River, Spain | animal facility | Animal model used |
| Xylagesic | Laboratorios Karizoo, A.A, Spain | 572599-4 | Xylazine (anesthetic drug) |
| Normon S.A., Spain | 602910 | Mepivacaine in gel for topical use |
References
- Gildenberg, P. L.
- Lee, D. J., Lozano, C. S., Dallapiazza, R. F., Lozano, A. M. Current and future directions of deep brain stimulation for neurological and psychiatric disorders. Journal of Neurosurgery. 131 (2), 333-342 (2019).
- Casquero-Veiga, M. Preclinical molecular neuroimaging in deep brain stimulation. Complutense University of Madrid. , Faculty of Medicine, Department of Pharmacology (2021).
- Blaha, C. D. Theories of deep brain stimulation mechanisms. Deep Brain Stimulation: Indictions and Applications. , Jenny Stanford Publishing. New York. 314-338 (2016).
- Fins, J. J. Deep brain stimulation: Ethical issues in clinical practice and neurosurgical research. Neuromodulation. 1, 81-91 (2009).
- Desmoulin-Canselier, S., Moutaud, B. Animal models and animal experimentation in the development of deep brain stimulation: From a specific controversy to a multidimensional debate. Frontiers in Neuroanatomy. 13, 51 (2019).
- Casquero-Veiga, M., Hadar, R., Pascau, J., Winter, C., Desco, M., Soto-Montenegro, M. L. Response to deep brain stimulation in three brain targets with implications in mental disorders: A PET study in rats. PLOS One. 11 (12), 0168689 (2016).
- Casquero-Veiga, M., García-García, D., Desco, M., Soto-Montenegro, M. L. Understanding deep brain stimulation: In vivo metabolic consequences of the electrode insertional effect. BioMed Research International. 2018, 1-6 (2018).
- Casquero-Veiga, M., García-García, D., Pascau, J., Desco, M., Soto-Montenegro, M. L. Stimulating the nucleus accumbens in obesity: A positron emission tomography study after deep brain stimulation in a rodent model. PLOS One. 13 (9), 0204740 (2018).
- Pascau, J., Vaquero, J. J., Abella, M., Cacho, R., Lage, E., Desco, M. Multimodality workstation for small animal image visualization and analysis. Scientific Papers. Molecular Imaging and Biology. 8, 97-98 (2006).
- Paxinos, G., Watson, C. The Rat Brain in Stereotaxic Coordinates. , Academic Press. Sydney. (1998).
- Roy, M., et al. A dual tracer PET-MRI protocol for the quantitative measure of regional brain energy substrates uptake in the rat. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (82), e50761 (2013).
- Klein, J., et al. A novel approach to investigate neuronal network activity patterns affected by deep brain stimulation in rats. Journal of Psychiatric Research. 45 (7), 927-930 (2011).
- Soto-Montenegro, M. L., Pascau, J., Desco, M. Response to deep brain stimulation in the lateral hypothalamic area in a rat model of obesity: In vivo assessment of brain glucose metabolism. Molecular Imaging and Biology. , 830-837 (2014).
- Pascau, J., et al. Automated method for small-animal PET image registration with intrinsic validation. Molecular Imaging and Biology. 11 (2), 107-113 (2009).
- Andersson, J. L. R. How to estimate global activity independent of changes in local activity. Neuroimage. 244 (60), 237-244 (1997).
- Wellcome Trust Centre for Neuroimaging SPM12-Statitstical Parametric Mapping. , Available from: https://www.fil.ion.ucl.ac.uk/spm/software/spm12/ (2022).
- Lozano, A. M., et al. Deep brain stimulation: current challenges and future directions. Nature Reviews Neurology. 15 (3), (2019).
- Boecker, H., Drzezga, A. A perspective on the future role of brain pet imaging in exercise science. NeuroImage. 131, (2016).
- Sprengers, M., et al. Deep brain stimulation reduces evoked potentials with a dual time course in freely moving rats: Potential neurophysiological basis for intermittent as an alternative to continuous stimulation. Epilepsia. 61 (5), 903-913 (2020).
- Middlebrooks, E. H., et al. Acute brain activation patterns of high- versus low-frequency stimulation of the anterior nucleus of the thalamus during deep brain stimulation for epilepsy. Neurosurgery. 89 (5), 901-908 (2021).
- Ashkan, K., Rogers, P., Bergman, H., Ughratdar, I. Insights into the mechanisms of deep brain stimulation. Nature Reviews Neurology. 13 (9), 548-554 (2017).
- Williams, N. R., Taylor, J. J., Lamb, K., Hanlon, C. A., Short, E. B., George, M. S. Role of functional imaging in the development and refinement of invasive neuromodulation for psychiatric disorders. World Journal of Radiology. 6 (10), 756-778 (2014).
- Rodman, A. M., Dougherty, D. D. Nuclear medicine in neuromodulation. Neuromodulation in Psychiatry. , John Wiley & Sons. West Sussex, UK. 81-99 (2016).
- Albaugh, D. L., Shih, Y. -Y. I. Neural circuit modulation during deep brain stimulation at the subthalamic nucleus for Parkinson's disease: what have we learned from neuroimaging studies. Brain Connectivity. 4 (1), 1-14 (2014).
- Mayberg, H. S., et al. Reciprocal limbic-cortical function and negative mood: Converging PET findings in depression and normal sadness. Neurology, and Radiology. 156 (5), 675-682 (1999).
- Kennedy, S. H., et al. Differences in brain glucose metabolism between responders to CBT and Venlafaxine in a 16-week randomized controlled trial. American Journal of Psychiatry. 164 (5), 778-788 (2007).
- Kennedy, S. H., et al. Changes in regional brain glucose metabolism measured with positron emission tomography after paroxetine treatment of major depression. American Journal of Psychiatry. 158 (6), 899-905 (2001).
- Brown, E. C., Clark, D. L., Forkert, N. D., Molnar, C. P., Kiss, Z. H. T., Ramasubbu, R. Metabolic activity in subcallosal cingulate predicts response to deep brain stimulation for depression. Neuropsychopharmacology. 45, 1681-1688 (2020).
- Klooster, D. C. W., et al. Technical aspects of neurostimulation: Focus on equipment, electric field modeling, and stimulation protocols. Neuroscience & Biobehavioral Reviews. 65, 113-141 (2016).
- Kasoff, W., Gross, R. E. Deep brain stimulation: Introduction and Technical Aspects. Neuromodulation in Psychiatry. , John Wiley & Sons. West Sussex, UK. 245-275 (2016).
- Perez-Caballero, L., et al. Early responses to deep brain stimulation in depression are modulated by anti-inflammatory drugs. Molecular Psychiatry. 19, 607-614 (2014).
- Solera Ruiz, I., UñaOrejón, R., Valero, I., Laroche, F. Craniotomy in the conscious patient. Considerations in special situations. Spanish Journal of Anesthesiology and Resuscitation. 60 (7), 392-398 (2013).
- Casali, M., et al. State of the art of 18F-FDG PET/CT application in inflammation and infection: a guide for image acquisition and interpretation. Clinical and Translational Imaging. 9 (4), 299-339 (2021).
- Gonzalez-Escamilla, G., Muthuraman, M., Ciolac, D., Coenen, V. A., Schnitzler, A., Groppa, S. Neuroimaging and electrophysiology meet invasive neurostimulation for causal interrogations and modulations of brain states. NeuroImage. 220, 117144 (2020).
